Summary
Este protocolo descreve um modelo suíno juvenil de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo projetado para uso com pesquisa de PSLF. O foco é feito em técnicas anestésicas e cirúrgicas, bem como etapas críticas e solução de problemas.
Abstract
O transplante pulmonar é o tratamento padrão-ouro para doenças pulmonares em estágio terminal, com mais de 4.600 transplantes pulmonares realizados anualmente em todo o mundo. No entanto, o transplante pulmonar é limitado pela escassez de órgãos de doadores disponíveis. Como tal, há alta mortalidade na lista de espera. A perfusão pulmonar ex situ (PESS) aumentou as taxas de utilização de pulmões de doadores em alguns centros em 15%-20%. A ESLP tem sido aplicada como um método para avaliar e recondicionar pulmões de doadores marginais e tem demonstrado resultados aceitáveis a curto e longo prazo após o transplante de pulmões de doadores com critério estendido (DCE). Modelos de transplante de animais de grande porte (in vivo) são necessários para validar os resultados da pesquisa in vitro em andamento. As diferenças anatômicas e fisiológicas entre humanos e suínos representam desafios técnicos e anestésicos significativos. Um modelo de transplante facilmente reprodutível permitiria a validação in vivo das estratégias atuais de PELP e a avaliação pré-clínica de várias intervenções destinadas a melhorar a função pulmonar do doador. Este protocolo descreve um modelo porcino de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo. Isso inclui técnicas anestésicas e cirúrgicas, uma lista de verificação cirúrgica personalizada, solução de problemas, modificações e os benefícios e limitações da abordagem.
Introduction
O transplante pulmonar é o principal tratamento a longo prazo para a doença pulmonar terminal. Mais de 4.600 transplantes pulmonares são realizados anualmenteno mundo 1. No entanto, o transplante pulmonar atualmente apresenta limitações significativas. Por um lado, a necessidade de órgãos continua a ofuscar os doadores disponíveis. Apesar das taxas de transplante pulmonar aumentarem a cada ano desde 2012 devido aos efeitos combinados de mais candidatos sendo listados para transplante, um aumento no número de doadores e melhor uso de órgãos recuperados, a mortalidade na lista de espera para transplante não diminuiu significativamente2. A preocupação com a qualidade dos órgãos representa outra grande limitação, com taxas relatadas de utilização de órgãos tão baixas quanto 20%-30%3,4,5. Finalmente, as tendências nos resultados pós-operatórios do transplante pulmonar são menos do que satisfatórias, com os resultados a longo prazo do enxerto e do paciente ainda aquém dos de outros transplantes de órgãossólidos2.
Uma tecnologia emergente, a perfusão pulmonar ex situ (PESS), tem o potencial de atenuar essas limitações. A PSLP tem sido cada vez mais aplicada como método para avaliar e recondicionar pulmões de doadores marginais e tem demonstrado resultados aceitáveis a curto e longo prazo após o transplante de pulmões de doadores com critério estendido (DCE) 6,7,8,9,10. Consequentemente, a AESP aumentou as taxas de utilização em alguns centros em 15%-20%6,7,8,9,10,11.
A pesquisa adequada de ESLP requer a validação in vivo dos achados in vitro; no entanto, a literatura sobre modelos de transplante pulmonar suíno para PSLVé limitada12,13,14,15. Além disso, a literatura disponível fornece detalhes inadequados sobre o manuseio anestésico de porcos Yorkshire para transplante pulmonar, que pode ser altamente instável hemodinamicamente12,13,14,15. O estabelecimento de um modelo facilmente reprodutível permitiria a validação in vivo das estratégias atuais de PELP e a avaliação pré-clínica de várias intervenções para reduzir a lesão de isquemia-reperfusão pulmonar. O objetivo do presente estudo é descrever um modelo porcino de alotransplante ortotópico de pulmão esquerdo para uso com PESS. O protocolo inclui descrições das técnicas anestésica e cirúrgica, uma lista de verificação cirúrgica personalizada e detalhes sobre a experiência de solução de problemas e modificações no protocolo. As limitações e benefícios do modelo de transplante porcino de pulmão esquerdo também foram discutidos neste trabalho. Este manuscrito não descreve o processo de recuperação de pulmões suínos em porcos Yorkshire de 35-50 kg, nem cobre o estabelecimento e término da ESLP. Este protocolo aborda exclusivamente a operação de transplante do receptor.
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Protocol
Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as diretrizes do Conselho Canadense de Cuidados com Animais e o guia para cuidados e uso de animais de laboratório. Os protocolos foram aprovados pelo comitê institucional de cuidados com animais da Universidade de Alberta. Este protocolo foi aplicado em fêmeas juvenis de porcos Yorkshire entre 35-50 kg. Os porcos são espécimes livres de patógenos e de grau alimentício. Eles são comprados do Centro de Pesquisa e Tecnologia de Suínos em Edmonton, AB, Canadá (https://srtc.ualberta.ca). Todos os indivíduos envolvidos nos procedimentos de ESLP receberam treinamento adequado em biossegurança.
1. Preparos pré-cirúrgicos e anestesia
NOTA: Os porcos são jejuados durante a noite antes da cirurgia por uma duração máxima de 12 h.
- Administrar injeções intramusculares de cetamina (20 mg/kg) e atropina (0,05 mg/kg) como pré-medicação para o porco receptor na sala de cirurgia.
- Coloque o porco em decúbito dorsal em uma mesa cirúrgica aquecida para manter a normotermia e prossiga com a indução da máscara.
- Titular o fluxo de oxigênio de acordo com o peso do animal e o sistema anestésico.
NOTA: O fluxo de oxigênio deve ser de 20-40 mL/kg. - Administrar isoflurano a 4%-5% e reduzir para 3% após 1-2 min.
- Avalie a profundidade da anestesia, certifique-se de que o porco não tenha reflexo de retirada em resposta a um estímulo nocivo. Repita a cada 5 min.
NOTA: Se houver resposta à dor, aumente a porcentagem de administração de isoflurano até que a profundidade adequada da anestesia seja alcançada. Consulte o passo 10 desta seção para obter mais detalhes sobre a analgesia de manutenção com cetamina e hidromorfona. Não são administrados paralíticos. Isso permite avaliar um reflexo de retirada. Uma pinça no nariz é usada como um estímulo nocivo. - Intubar o porco assim que a profundidade correta da anestesia for confirmada. Use um laringoscópio personalizado de lâmina plana de 10 polegadas e tubos endotraqueais tamanho 9 ou 10 para porcos de 40 a 50 kg.
- Coloque uma sonda de oxímetro de pulso na língua (preferencialmente) ou no ouvido e direcione uma saturação de oxigênio acima de 90%.
NOTA: A temperatura é monitorada através de uma sonda nasal. Uma almofada de aquecimento é usada para manter a normotermia. - Para manter a anestesia, ajustar o fluxo de oxigênio (20-40 mL/kg) e a taxa de gás inalatório (1%-3%).
- Manter as configurações do ventilador em uma frequência respiratória de 12-30 ciclos/min, VC de 6-10 mL/kg, PEEP de 5 cm H 2 O epressão de pico de 20 cm H2O.
NOTA: Um ventilador de pressão positiva padrão estilo UTI é usado para criar um sistema fechado para anestesia e ventilação. Os sinais vitais são continuamente monitorados e registrados em intervalos de 15 minutos. Os ABG's são sorteados a cada 15-60 min, dependendo da estabilidade do animal. Embora os VCs sejam direcionados até 10 mL/kg, 6-8 mL/kg são alcançados. A Figura 1 fornece uma visão geral esquemática da ventilação com pressão negativa (VPN)-ESLP para o protocolo de transplante aplicado no laboratório. - Raspar, lavar e preparar assepticamente o local da incisão usando iodopovidona.
NOTA: Após a sedação com cetamina/atropina, o regime analgésico envolve a administração de 3mg/kg de cetamina IV q 1 h (intervalo de 1-3 mg/kg dependendo dos parâmetros do paciente) e hidromorfona 0,05 mg/kg IM q 2 h através de uma linha IV inserida perifericamente em uma veia auricular. Qualquer duração mais longa entre as doses resulta em resposta de dor de ruptura, como frequência cardíaca elevada e padrões respiratórios anormais / movimento muscular abdominal.
2. Inserção de linhas venosas e arteriais centrais
- Inserir uma linha central para administração de fluidos e heparina.
NOTA: A administração total de fluidos IV é calculada para 1 mL/kg/h, e bolus de fluidos são administrados PRN para manter uma PAM >60 mmHg. A linha central também é usada para administrar esteroides, antibióticos, vasopressores e inotrópicos. Consulte a Figura 2A para obter o posicionamento da linha.- Prepare a pele usando uma solução de preparação de iodo povidona e deixe secar completamente. Use o eletrocautério para fazer uma incisão mediana de 5-8 cm centrada sobre a traqueia e se estender cranialmente a partir da fúrcula esternal.
- Divida a pele e a gordura subcutânea usando cautério.
- Divida o plano da linha média entre os músculos da cinta e, em seguida, divida as camadas de tecido conjuntivo para identificar o feixe intravascular carotídeo esquerdo ou direito lateral à traqueia.
- Obter controle proximal e distal da veia jugular utilizando laços de seda (tamanho 2-0) como alças vasculares.
- Amarre o laço cranial e retraia para cima no laço proximal para controlar o fluxo sanguíneo.
- Faça uma pequena incisão na veia usando uma tesoura de Metzenbaum (ver Tabela de Materiais) para acomodar uma linha central de 7 Fr de duas portas (~1/3 da circunferência do navio).
- Simultaneamente, solte a tensão na alça proximal do vaso, canule a veia e, em seguida, amarre para fixar a cânula na veia a uma profundidade de 10 cm.
- Lave a linha com heparina, conecte-se a uma linha IV de soro fisiológico a 0,9% e administre líquido se o porco estiver esgotado intravascularmente devido à desidratação.
NOTA: A heparina bloqueia todas as portas não utilizadas. - Administrar 500 mg de metilprednisona e 1 g de cefazolina IV.
- Siga as mesmas técnicas para canular a artéria carótida comum usando uma linha arterial de 7 Fr para controle preciso da pressão arterial.
3. Aquisição do pulmão esquerdo
- Posicione o porco em decúbito lateral direito.
- Realizar toracotomia ântero-lateral esquerda (Figura 2).
- Prepare a pele usando uma solução de preparação de iodo povidona e deixe secar completamente. Marque a incisão da toracotomia (20 cm) utilizando os seguintes pontos de referência: utilizar a palpação para identificar a ponta da escápula esquerda; da mesma forma, identificar o processo xifoide inferior ao esterno à palpação. Conecte os dois conforme mostrado na Figura 2B.
- Injetar um total de 10 mL de bupivacaína a 0,25% na linha incisional e em dois espaços costais acima e abaixo da incisão.
- Use o eletrocautério para dissecar a pele, as camadas subcutâneas e as camadas musculares. O grande dorsal deve ser dividido. Identificar a costela imediatamente abaixo da incisão e cauterizar em cima da costela para expor os músculos intercostais, evitando o feixe neurovascular intercostal.
- Use um hemostático de mosquito para puncionar os músculos intercostais imediatamente acima da costela e, em seguida, sinta dentro do peito para aderências usando um dedo. Empurre o pulmão para longe usando uma sucção Yankauer ou dedo (ver Tabela de Materiais) enquanto cauteriza ao longo da borda superior da costela para estender a toracotomia.
- Estender a toracotomia anteriormente até 1 centímetro de distância do esterno. Estender a toracotomia posteriormente aos músculos paravertebrais.
- Inserir um afastador esternal Cooley (ver Tabela de Materiais) para abrir a toracotomia de largura (10 cm) (Figura 2C). Retrair o pulmão para expor a veia hemi-ázigótica esquerda (Figura 2D).
- Dissecar circunferencialmente a veia hemiázigos esquerda com tesoura de Metzenbaum e Lauer fino. Circundar o vaso com laços de seda e, em seguida, ligá-lo e transeccioná-lo (Figura 2E). Mantenha uma gravata de seda no coto proximal para maior controle.
NOTA: Lauer é uma pinça de ângulo reto ou uma pinça celíaca usada para dissecção de tecido. - Dissecar a artéria pulmonar esquerda (AP) e as veias pulmonares esquerdas (VP). Circundar as veias em laços de seda para controle (Figura 2F).
OBS: As VPs superiores são muito pequenas e são ligadas por sutura em seus pontos de ramo ou tronco comum, dependendo da anatomia individual. O brônquio principal esquerdo é profundo ao AP e ao AE (átrio esquerdo), de modo que, ocasionalmente, não pode ser dissecado facilmente até que a artéria e as veias tenham sido pinçadas e transeccionadas (Figura 2G). - Administrar 5000 unidades de heparina IV 5 min antes de clampear o AP.
NOTA: Heparina 5000 unidades IV também é administrada 5 minutos antes de desapertar o AP. Para cada hora após isso, 1000 unidades de heparina IV são administradas. - Apertar o PA (pinça cruzada de DeBakey), a veia pulmonar inferior esquerda (pinça de Satinsky) e o brônquio esquerdo (pinça de Spoon Potts) individualmente (ver Tabela de Materiais). Diminuir o volume corrente para 5 mL/kg uma vez que o brônquio esquerdo é pinçado.
- Transeccionar AP, veia pulmonar inferior esquerda e brônquio esquerdo. Deixe pelo menos 0,5 cm de manguito de tecido para costurar. Divida o ligamento pulmonar inferior esquerdo e remova o pulmão esquerdo.
NOTA: O pulmão esquerdo pode ser descartado ou mantido para histologia de controle.
4. Término da PESS, divisão do pulmão esquerdo e lavagem com solução eletrolítica
- Aperte a tubulação de ventilação na inspiração máxima, termine a perfusão e a ventilação e desconecte os pulmões do dispositivo de ESLP.
- Pesar os pulmões para determinar a quantidade de formação de edema.
NOTA: Edema é o inchaço do tecido devido ao acúmulo de líquido em excesso. - Faça uma biópsia de tecido do lóbulo acessório, divida em três partes iguais e coloque uma peça em cada uma das seguintes opções: gel de temperatura de corte ideal (OCT), formalina e congelamento instantâneo em nitrogênio líquido.
Observação : esta etapa é normalmente seguida no laboratório do autor. As amostras são então armazenadas para análises futuras: as amostras de OCT e de congelamento instantâneo são mantidas em um freezer de -80 °C, e as amostras armazenadas em formalina são colocadas em um recipiente devidamente selado e armazenadas em refrigeradores de 4 °C. Detalhes do protocolo específico de PSLP e análise tecidual são publicados em outra publicação16. - Divida o pulmão doador esquerdo do pulmão direito. Deixar 1 cm de AP do doador, 1 cm de brônquio do doador e manguito de AE do doador adequado (~0,5 cm circunferencialmente) para costurar no AE do receptor (Figura 2H). Deixar as VVPP inferiores esquerdas e as VVPPs superiores esquerdas em continuidade com a parede do AE doador para facilitar as anastomoses posteriores.
- Pesar o pulmão esquerdo.
- Cânular o PA esquerdo do doador com um sugador de gotas conectado a uma linha IV e lavar 500 mL de solução de preservação de eletrólitos extracelular, com baixo potássio, à base de dextrana anterógrada através da vasculatura pulmonar. Fixe a cânula no PA com uma gravata de seda durante a descarga e solte quando a descarga estiver completa.
NOTA: As etapas mencionadas referem-se ao dispositivo ESLP específico utilizado para este trabalho e podem não ser diretamente aplicáveis a outros dispositivos.
5. Transplante de pulmão esquerdo
- Insira o pulmão do doador no tórax do receptor, começando pelo lobo inferior. Não force o pulmão no lugar.
NOTA: A caixa torácica inferior pode precisar ser levantada para cima para acomodar o pulmão doador torcendo o afastador esternal. O ideal é que o receptor seja alguns quilos maior que o doador para facilitar uma correspondência de tamanho. - Primeiramente realizar a anastomose brônquica com prolene 4-0 em agulha TF (Figura 2I).
NOTA: Uma anastomose de ponta a ponta funciona bem. Aparar qualquer excesso de comprimento das duas extremidades anastomóticas antes de costurar para evitar o tormento causado por tecido redundante. - Realizar a segunda anastomose do AE com prolene 6-0 em agulhas BV-1 usando uma anastomose término-terminal em execução. Novamente, corte o excesso de tecido para evitar acotovelamento.
NOTA: O LA é friável e se beneficia da pequena agulha BV-1. Mordidas horizontais no doador podem ser necessárias para comprar tecido adequado e corrigir o tamanho incompatível causado pela costura da VPI e VPP do doador à abertura da VPI/AE do receptor. - Incorporar os VPS do doador nas anastomoses das VVPP e AE inferiores para permitir a drenagem venosa do lobo pulmonar superior esquerdo (Figura 2J).
NOTA: As veias pulmonares superiores do ramo (VPS) têm menos de 0,5 cm de diâmetro. O tronco comum da VPS tem comprimento variável e não está presente rotineiramente, tornando a anastomose direta entre as VPS doadora e receptora uma opção pobre. - Completar a anastomose AP com prolene 6-0 em agulhas BV-1 usando uma anastomose término-terminal em execução. Novamente, corte o excesso de tecido para evitar acotovelamento.
- Remova a pinça brônquica e aumente os VCs para atingir 10 mL/kg.
- Confirmar heparinização, administrar desvio de potássio (40 mg de furosemida, 10 unidades de insulina, 100 mL de solução de dextrose a 25%), abrir parcialmente a pinça de AP, retirar o ar e amarrar a sutura de PA. Solte completamente a pinça PA após 10 min.
- Enquanto isso, retire o ar do AE, amarre as suturas e remova a pinça do AE.
- Pegue uma gasometria de reperfusão da linha central e uma biópsia de tecido de reperfusão do lobo médio esquerdo.
NOTA: Para fazer uma biópsia de tecido, use uma gravata de seda tamanho 0 para circundar uma porção de 1 cm do ápice do lobo médio, amarre para prender o tecido e, em seguida, corte a porção isolada com tesoura de Metzenbaum. Divida a biópsia em três porções iguais e maneje conforme descrito anteriormente. - Realizar broncoscopia pulmonar esquerda e direita para avaliar a anastomose brônquica e aspirar secreções. Insira um broncoscópio no tubo endotraqueal usando uma conexão adaptadora.
- Conecte o escopo à sucção. Avançar o broncoscópio para o brônquio esquerdo. Inspecionar a anastomose brônquica (Figura 2N). Avançar o escopo para baixo dos bronquíolos e sugar qualquer fluido. Repita no lado direito.
NOTA: Não permita que a saturação de oxigênio caia abaixo de 90%. Se as saturações caírem abaixo desse nível, remova o escopo e permita que o porco alguns minutos de ventilação ininterrupta se recupere.
- Conecte o escopo à sucção. Avançar o broncoscópio para o brônquio esquerdo. Inspecionar a anastomose brônquica (Figura 2N). Avançar o escopo para baixo dos bronquíolos e sugar qualquer fluido. Repita no lado direito.
- Inserir um dreno torácico maleável de 20 Fr (Figura 2L), fechar a toracotomia em três camadas (Figura 2M) e prover o porco assim que a gasometria arterial (gasometria) estiver estável (Figura 2O).
- Monitorar o porco por mais de 4 h na posição prona. Realizar uma análise de gasometria a cada 30 min. Administrar 1000 unidades de heparina a cada hora após a reperfusão.
- Colher uma amostra de 10 mL de sangue a cada hora para centrifugação e análise de marcadores inflamatórios por ensaio imunoenzimático (ELISA)16.
NOTA: Os parâmetros de centrifugação são detalhados posteriormente.
- Colher uma amostra de 10 mL de sangue a cada hora para centrifugação e análise de marcadores inflamatórios por ensaio imunoenzimático (ELISA)16.
6. Avaliação do pulmão esquerdo isolado
- Posicionar o porco em decúbito dorsal e repreparar o esterno usando solução de preparação de iodopovidona. Realizar esternotomia mediana para avaliação final isolada do pulmão esquerdo (Figura 2P).
- Abra a pleura esquerda com uma tesoura de Metzenbaum e faça uma biópsia de tecido do lobo inferior esquerdo, conforme descrito anteriormente (NOTA para o passo 5.9).
- Abra a pleura do lóbulo acessório e disseque a veia comum usando uma tesoura de Metzenbaum.
NOTA: Isso será grampeado mais tarde. - Colher uma amostra de sangue da anastomose do AL usando uma agulha 21G. Direcione a agulha em direção às veias pulmonares esquerdas e para longe do átrio esquerdo comum ou tronco do lobo acessório.
- Abra a pleura direita para criar espaço para as braçadeiras hilares certas (consulte Tabela de Materiais). Dissecar o ligamento pulmonar inferior direito até o hilo. Certifique-se de que uma pinça possa ser colocada ao redor do hilo superior, inferior e anteriormente.
NOTA: Isso garante que o hilo seja ocluído, e toda a oxigenação seja dependente do pulmão esquerdo. O pulmão direito não ventilará neste momento, o que deve ser evidenciado pela falta de insuflação/deinsuflação com as respirações do ventilador. O lobo inferior direito pode ser levantado para fora do peito para conseguir isso. - Apertar a veia do lobo acessório usando uma pinça cruzada aórtica de DeBakey (ver Tabela de Materiais) para ocluir qualquer drenagem do lobo acessório para o AE (Figura 2Q).
- Aperte o hilo direito e colete as seguintes amostras seriadas de sangue da anastomose PV esquerda com uma agulha 21G direcionada para o pulmão esquerdo: 0 min, 1 min, 2 min, 5 min e 10 min após o pinçamento.
NOTA: Cinco amostras são colhidas para monitorar qualquer tendência na pressão parcial de oxigênio (PaO2) (Figura 2R). A PaO2 deve permanecer relativamente estável para representar função pulmonar esquerda adequada. Cinco amostras também fornecem seguro de uma avaliação de qualidade se houver um problema com a coagulação de quaisquer amostras ou um problema surgir com a análise de gasometria arterial. - Transeccionar as anastomoses e remover o pulmão esquerdo. Transeccionar a VCI para agilizar a eutanásia sob anestesia via exsanguinação.
NOTA: O tempo total de anestesia para o porco receptor é de 8 h. - Pesar o pulmão doador para avaliar a formação de edema e inspecioná-lo quanto à aparência geral. Inspecione o PA, o brônquio e o manguito do AE em busca de sinais de coágulo ou outra patologia no pulmão do doador e no mediastino do receptor.
- Executar as análises finais de gás, centrifugar as amostras de perfusato e armazenar as biópsias de tecido conforme descrito anteriormente (NOTA para o passo 4.3).
NOTA: As configurações de centrifugação são: 112 x g, 9 aceleração, 9 desaceleração, 4 °C e 15 min de duração.
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Representative Results
Todos os resultados estão no contexto de 4 h de reperfusão após 12 h de VPN-ESLP16. Durante o explante pulmonar, há vários desfechos clínicos a serem antecipados (Figura 3). Normalmente, o porco permanecerá hemodinamicamente estável após um explante pulmonar esquerdo bem-sucedido, mas pode exigir uma infusão de baixa dose de fenilefrina (intervalo de dose: 2-10 mg/h) devido a uma resposta vasodilatadora à cirurgia. A frequência cardíaca deve atingir aproximadamente 100-120 bpm, a frequência respiratória (FR) 8-30 para SpO 2 > 90%, a pressão arterial média (PAM) > 60 mmHg, normotérmica (38 °C) e os volumes correntes (VCs) são direcionados para 5 mL/kg enquanto em ventilação de um pulmão com pressões de pico de 20-24 cm H2 O. Durante a ventilação seletiva, os volumes ventilatórios foram reduzidos pela metade para proteger o pulmão esquerdo da hiperinsuflação. A frequência respiratória foi aumentada para atingir um nível fisiológico de dióxido de carbono expirado (Figura 3). Assim, a Figura 3 apresenta parâmetros hemodinâmicos e ventilatórios típicos durante os pontos críticos do transplante.
Durante o implante pulmonar, os seguintes resultados são típicos. O pulmão esquerdo terá absorvido líquido durante a corrida de PSL e parece mais pesado e maior do que o pulmão explantado. Por esta razão, o receptor deve ser ligeiramente maior do que o doador (2-4 kg), para que o tórax possa acomodar o pulmão um pouco edematoso. O pulmão exigirá uma pressão suave para inserir no tórax através da toracotomia. É mais fácil inserir primeiro o lobo inferior, seguido pelo lobo superior. O brônquio é uma anastomose direta término-terminal e deve ser realizado primeiro. 4-0 prolene em uma agulha TF é recomendado. Os manguitos LA são altamente friáveis, mas não muito difíceis de costurar devido à redundância e maleabilidade do tecido. O prolene 6-0 em agulhas BV-1 funciona bem para as anastomoses do AL. A AP é a última anastomose realizada. Este vaso pode rasgar facilmente com pouca tração. Se rasgar, é possível abrir o pericárdio e mover a pinça proximalmente em direção ao tecido saudável para costura. Novamente, um prolene 6-0 em agulhas BV-1 funciona bem para esta anastomose.
No momento da reperfusão, observaram-se as seguintes tendências. Uma vez que o brônquio é despinçado e os VCs são aumentados de volta para 10 mL/kg, o pulmão esquerdo começará a inflar. Embora o alvo fosse de 10 mL/kg para volumes correntes, geralmente 6-8 mL/kg foi atingido, o que é alcançado gradualmente ao longo das primeiras 2-3 h de reperfusão, dependendo do protocolo de PSL utilizado e da qualidade do pulmão implantado. Raramente, pode haver um pequeno vazamento de ar, e isso pode ser remediado com um simples ponto na parede anterior. A parede posterior é mais difícil de reparar e necessitará de tamponamento. Grande esforço deve ser feito para evitar vazamentos de ar da anastomose brônquica. À broncoscopia, o pulmão direito parece normal e o esquerdo é tipicamente edematoso. A linha de sutura é inspecionada e aproximadamente 50-100 mL de líquido claro são aspirados das vias aéreas. O televisor cairá significativamente durante a sucção de 300 s a 20 s, por isso esta ação deve ser realizada rapidamente para permitir que o porco se recupere. Se a saturação arterial cair abaixo de 90%, a broncoscopia deve ser interrompida, e o porco pode se recuperar ao longo de 1-2 minutos de ventilação. A primeira gasometria arterial (gasometria arterial) é tipicamente normal porque o pulmão direito está funcionando bem à medida que o pulmão esquerdo se recupera.
A administração proativa de furosemida, dextrose e insulina no momento da reperfusão serve para atenuar um aumento dramático do potássio por meio do deslocamento intracelular. O potássio previsivelmente aumentará durante 60-120 min de reperfusão (Tabela 1). A Tabela 1 demonstra uma amostra de gasometria arterial durante o transplante com reperfusão de 4 h após 12 horas de PSL com pressão negativa normotérmica (VOL). Aproximadamente dois a quatro turnos são necessários durante 4 h de reperfusão para manter o potássio < 5 mmol/L. Se a tendência for ascendente e aparecer como uma mudança rápida entre dois gases extraídos em intervalos de 30 min, o alvo é K+< 4,5 mmol/L. Os deslocamentos incluem 40 mg de furosemida, 100 mL de dextrose a 25% (D25) e 10 unidades de insulina regular administradas como impulso IV através da linha central. Ocasionalmente, o porco necessitará de uma infusão de dobutamina em dose baixa (1,5-5 mcg/kg/min) juntamente com fenilefrina (2-10 mg/h) após 30-60 minutos de reperfusão para tratar uma resposta vasoplégica em desenvolvimento. É preferível usar fenilefrina nesta situação exclusivamente. No entanto, a dobutamina pode ser um inotrópico suplementar útil para manter uma pressão arterial média maior que 60 mmHg, particularmente se a frequência cardíaca for bradicárdica.
Após o fechamento da toracotomia e a pronação do porco, demonstra-se melhora da ventilação e da hemodinâmica. A modificação pode ser drástica e ocorrer ao longo de 5-10 min, mas ocasionalmente a resposta leva 1 h. Os volumes correntes aumentam à medida que a pressão/peso é retirada do pulmão direito, e o pulmão esquerdo continua a ventilar com melhor complacência e recrutamento. Uma broncoscopia repetida pode ser realizada ainda mais para desobstruir as vias aéreas após uma mudança de posição. Nas 4 horas seguintes, as necessidades de fenilefrina diminuem, os VCs se aproximam da meta de 10 mL/kg e as gasometrias se estabilizam (Tabela 1). Reiterando, se forem direcionados VCs de 10 mL/kg, tipicamente VTs na faixa de 6-8 mL/kg são alcançados (Figura 3).
No momento da avaliação final isolada do pulmão esquerdo, observou-se um padrão estável de comportamento. O porco é menos tolerante hemodinamicamente na posição supina para esternotomia e pode necessitar de suporte vasopressor adicional. A inspeção do pulmão esquerdo revela graus variáveis de hiperemia leve por lesão de reperfusão isquêmica (IRI). O pulmão direito parece normal. Ao pinçar o hilo direito, o porco torna-se taquicárdico sinusal (120-140 bpm), e 100% do débito cardíaco é desviado para o pulmão esquerdo. Os volumes correntes direcionados não são diminuídos neste momento, pois todo o processo leva 10 minutos. O porco permanece estável até a marca de 5 min, mas o coração pode desenvolver fibrilação ventricular entre 5-10 min e a massagem cardíaca manual é potencialmente necessária para continuar a perfundir o pulmão esquerdo. O pulmão esquerdo é explantado, pesado e as anastomoses são inspecionadas quanto à perviedade. O porco expira rapidamente no momento da exsanguinação, que coincide com o explante do pulmão previamente transplantado.
Um transplante bem-sucedido tem achados previsíveis após o experimento (Tabela 1 e Figura 4). A Figura 4 mostra as alterações típicas da relação P:F e a formação de edema durante o protocolo de transplante. Normalmente, o pulmão esquerdo experimentará um ganho de peso aproximado de 35% (+/-15%); no entanto, o sangue residual na circulação contribui para esse peso. Os índices de FP diminuem em aproximadamente 100 na reperfusão, pois o pulmão esquerdo não é imediatamente efetivo na oxigenação, mas essa discrepância melhora ao longo de 2-3 h. Após a avaliação isolada do pulmão esquerdo em 4 h, a relação FP permanecerá estável ou diminuirá ligeiramente. Geralmente, o gás isolado do pulmão esquerdo aos 10 min será semelhante à análise final dos gases após a PSLV de 12 h (Tabela 1). No entanto, isso depende inteiramente do protocolo ESLP empregado e da extensão da IRI incorrida. Um transplante malsucedido pode ser causado pela coagulação do APL, que resulta em um pulmão infartado que não oxigena. Da mesma forma, a duração da cirurgia de transplante pode afetar a qualidade da função pulmonar reperfundida. Uma cirurgia de implante deve levar entre 30-60 min. Operações mais longas expõem o pulmão do doador a um tempo de isquemia quente lesivo, que exacerba a lesão de reperfusão isquêmica e pode confundir os resultados do protocolo experimental de PSLP. O protocolo específico de LSP de um determinado experimento pode produzir um pulmão não funcionante que não consegue oxigenar após o transplante, apesar das anastomoses pérvias. Esses gases isolados do pulmão esquerdo serão de cor muito escura (desoxigenados) com baixa pressão parcial de oxigênio (PaO2).
Figura 1: Esquema do protocolo de transplante de pulmão esquerdo suíno. Representação esquemática de 12 h de corrida VPN-ESLP seguida de transplante de pulmão esquerdo em porco de Yorkshire. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Fotos do protocolo de cirurgia de transplante de pulmão esquerdo porcino . (A) Colocação da jugular interna e da linha carotídea comum. (B) Incisão por toracotomia. (C) Toracotomia. (D) Veia hemi-ázigótica esquerda. (E) Veia hemi-ázigótica esquerda ligada. (F) Isolamento das veias pulmonares. (G) Manguito atrial esquerdo grampeado, brônquio esquerdo e artéria pulmonar esquerda. (H) Pulmão doador esquerdo com veia pulmonar, manguitos brônquicos e PA. (I) Anastomose de artéria pulmonar. (J) Pulmão esquerdo transplantado e não pinçado. (K) Pulmão reposicionado. (L) Dreno torácico posicionado. (M) Fechamento de toracotomia. (N) Anastomose brônquica. (O) Porco em decúbito ventral. (P) Esternotomia. (Q) Lobo acessório pinçado (pulmão direito pinçado, mas não mostrado). (R) Amostras de sangue da veia pulmonar esquerda foram colhidas de anastomose de veia pulmonar (sangramento de sítio de punção prévio). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Monitorização e parâmetros ventilatórios para cirurgia de transplante pulmonar esquerdo porcino. (A) Parâmetros típicos para receptores pré-transplante. (B) Parâmetros típicos no explante do pulmão esquerdo do receptor. (C) Parâmetros típicos 4 h após o transplante do doador de pulmão esquerdo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Relação P:F e ganho de peso pré e pós-transplante. (A) PaO 2:FiO2 ao longo do transplante. (B) Ganho de peso do pulmão esquerdo ao longo do transplante após 12 h de VPN-ESLP. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Gasometria Arterial (100% FiO2) | In vivo Destinatário | Reperfusão T0 | Reperfusão T1 | Reperfusão T2 | Reperfusão T3 | Reperfusão T4 | Pré-pinçamento do pulmão esquerdo isolado | Pulmão esquerdo isolado pós-pinçamento (0 min) | Pulmão esquerdo isolado pós-pinçamento (1 min) | Pós-pinçamento do pulmão esquerdo isolado (5 min) | Pulmão esquerdo isolado pós-pinçamento (10 min) |
| Valores de gasometria arterial | |||||||||||
| ph | 7.402 | 7.327 | 7.284 | 7.402 | 7.421 | 7.479 | 7.504 | 7.399 | 7.371 | 7.423 | 7.435 |
| pCO2 (mmHg) | 47.7 | 57.3 | 56.4 | 36.9 | 35.3 | 35.6 | 34.2 | 45.6 | 48.1 | 40.6 | 36.6 |
| pO2 (mmHg) | 299 | 184 | 165 | 355 | 358 | 300 | 327 | 287 | 207 | 335 | 249 |
| Valores de oximetria | |||||||||||
| Hb (g/dL) | 11.2 | 12.5 | 11.3 | 11.6 | 10.3 | - | 17.1 | 11.7 | 13.5 | 16.3 | 13.8 |
| sO2 (%) | 100.1 | 99.2 | 99 | 99.8 | 99.8 | - | 99.9 | 100.2 | 99.7 | 99.8 | 99.9 |
| Valores de eletrólitos | |||||||||||
| K+ (mmol/L) | 4.5 | 6.2 | 4.4 | 4 | 4.1 | 4.6 | 5.2 | 5.4 | 5.3 | 6.9 | 7.4 |
| Na+ (mmol/L) | 141 | 143 | 140 | 245 | 145 | 144 | 140 | 141 | 139 | 137 | 136 |
| Ca2+ (mmol/L) | 0.99 | 0.88 | 0.81 | 0.74 | 0.66 | 0.61 | 0.36 | 0.98 | 0.42 | 0.36 | 0.38 |
| Cl- (mmol/L) | 97 | 97 | 95 | 101 | 100 | 96 | 91 | 102 | 94 | 91 | 94 |
| Osm (mmol/kg) | 287 | 287.9 | 293.7 | 292.4 | 297.5 | 293.5 | 284.7 | 287.1 | 282.9 | 278.2 | 277.1 |
| Valores de metabolitos | |||||||||||
| Glicose (mmol/L) | 4,2 | 2.7 | 13.4 | 2.8 | 8.3 | 5 | 5.1 | 4.9 | 4.5 | 4.6 | 4.2 |
| Lactato (mmol/L) | 1.2 | 1.3 | 3.8 | 2.5 | 1.3 | 1.2 | 1.4 | 1.8 | 1.4 | 1.9 | 2.7 |
| Status da Base Ácida | |||||||||||
| HCO-3 (mmol/L) | 29 | 29.1 | 25.9 | 22.4 | 22.5 | 26.1 | 26.7 | 27.6 | 27.1 | 26.1 | 24.1 |
Tabela 1: Gasometria realizada após transplante de pulmão esquerdo após 12 h de PSLV. Ca+, íon cálcio; Cl-, íon cloreto; Hb, hemoglobina; HCO3-, íon bicarbonato; K+, íon potássio; Na+, íon sódio; Osm, osmolaridade; paCO2, pressão arterial parcial de dióxido de carbono; PaO2, pressão parcial arterial de oxigênio; sO2, saturação de oxigênio; pré-pinça do pulmão esquerdo isolado, hilo direito aberto; Pulmão esquerdo isolado pós-pinçamento, 1 min após pinçamento do hilo direito.
Arquivo Suplementar 1: Lista de verificação de segurança cirúrgica para transplante de pulmão esquerdo. Clique aqui para baixar este arquivo.
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Discussion
Várias etapas cirúrgicas críticas estão envolvidas neste protocolo, e a solução de problemas é necessária para garantir o sucesso do transplante e da avaliação pulmonar. Os pulmões suínos juvenis são incrivelmente delicados em comparação com os pulmões humanos adultos, por isso o cirurgião cirúrgico deve ser cauteloso ao manusear pulmões suínos. Isso é especialmente verdadeiro após uma corrida de 12 horas de ESLP, pois o órgão terá assumido volume de líquido e estará suscetível a lesões por manipulação excessiva. Qualquer pressão indevida causará atelectasia ou trauma no pulmão experimental que afetará os resultados da avaliação. Da mesma forma, as estruturas vasculares são muito delicadas no porco juvenil. É fundamental evitar a torção da pinça PA, pois isso pode causar uma ruptura ou dissecção das camadas de tecido. Uma ruptura no AP necessitará da abertura do pericárdio para acessar uma porção mais proximal do AP esquerdo que pode ser anastomosada ao pulmão implante. Uma pinça vascular DeBakey tem um perfil baixo que se encaixa bem no campo cirúrgico, mas este instrumento pode causar lesão ao delicado AP se o cirurgião não for cuidadoso. É útil fixar a braçadeira na posição usando uma gravata de seda que é encaixada nas cortinas para evitar deslocamento ou torção. A broncoscopia do pulmão transplantado após o despinçamento da anastomose brônquica também é fundamental. Muitas vezes há líquido dentro da via aérea do pulmão do doador após 12 h de PSLP e transplante. A aspiração desse líquido é vital para garantir a recuperação ideal da função pulmonar esquerda e, assim, a avaliação após 4 h de reperfusão. Após a broncoscopia e o primeiro retorno da gasometria arterial com níveis satisfatórios de potássio, é fundamental inserir um dreno torácico, fechar a incisão e prover o porco. A hemodinâmica e a ventilação do porco são consideravelmente mais estáveis na posição prona, com a caixa torácica reaproximada. A elevação do potássio > 5,5 mmol/L nessa fase corre o risco de parada bradicárdica e exigirá reabertura emergente e massagem cardíaca manual para apoiar a perfusão, o que é melhor evitar. Devido ao risco significativo de hiperpotassemia e parada bradicárdica na reperfusão, é fundamental a realização de gasometrias gasométricas seriadas iniciando-se na reperfusão e recorrendo a cada 30 min até a exsanguinação de 4 h. As gasometrias fornecem leituras essenciais de oxigenação, pressão parcial de dióxido de carbono (PCO2), potássio e glicose. Monitorar esses quatro componentes de perto e tratá-los adequadamente é vital para um experimento bem-sucedido. Uma leitura contínua de telemetria também é fundamental para monitorar o pico de ondas T associadas à hipercalemia e à antecipação de bradicardia. Na fase final do experimento, é crucial pinçar o hilo pulmonar direito e o lobo acessório antes de colher amostras finais de sangue da anastomose do AE. O hilo direito fornece sangue para o lobo pulmonar acessório e o lobo acessório drena adjacente à veia pulmonar inferior esquerda, muitas vezes através de um tronco comum. O hilo direito e o lobo acessório precisam ser pinçados separadamente para garantir que nenhuma função pulmonar direita contribua para os gases do AE da amostra através da mistura de sangue. Sugere-se o desenho da amostra de gasometria pulmonar esquerda a partir da anastomose com PV ou logo após ela.
Várias modificações foram feitas neste protocolo, juntamente com a solução de problemas significativa dos métodos descritos. Inicialmente, tentou-se realizar o implante via esternotomia mediana; no entanto, a exposição foi subótima devido à orientação do PA, brônquio e AE do suíno. A abordagem foi realizada com sucesso, mas uma toracotomia foi tentada em cirurgias subsequentes para melhorar a exposição. Esta demonstrou ser uma abordagem cirúrgica superior do ponto de vista visual e técnico. Outra modificação essencial foi o desenvolvimento e implementação de um checklist de segurança/protocolo cirúrgico (Arquivo Suplementar 1). Houve uma curva de aprendizado significativa para todos os membros da equipe envolvidos, e esses experimentos consomem muitos recursos. Um checklist foi desenvolvido para orientar a comunicação e a elaboração do protocolo de documentos (Arquivo Suplementar 1). O checklist permitiu sistematizar e simplificar o protocolo para um aprendizado mais rápido. O protocolo de heparinização também foi modificado. Dois dos dez primeiros transplantes realizados sofreram isquemia pulmonar esquerda devido à formação de coágulos no AP esquerdo. Inicialmente, 5000 unidades de heparina IV foram administradas 5 minutos antes do clampeamento da AP e outras 5000 unidades foram administradas 5 minutos antes do despinçamento da AP. A frequência de dosagem foi aumentada para incluir 5000 unidades a cada hora após o despinçamento do AP, e não houve problemas com sangramento ou coagulação do AP desde a adoção dessa abordagem. Uma estratégia que utiliza menos heparina foi desenvolvida para controlar os gastos, com uma dose de 5000 unidades de heparina IV 5 min antes do pinçamento da AP e 5 min antes do despinçamento parcial da AP. Seguem-se bolus de heparina IV de 1000 unidades a cada hora durante o resto do caso. Não houve acesso à análise do TCA, que seria o meio mais preciso de acesso à adequação da heparinização.
O despinçamento do PA também foi modificado de um despinçamento súbito para uma abordagem que gradualmente reintroduz fluxo total para o pulmão transplantado ao longo de 10 min. O manguito PV e AE inferiores esquerdos permanecem pinçados no despinçamento do AP para permitir o desaire anterógrado. O fluxo total de AP produziu pressão significativa nas delicadas linhas de sutura do AE e considerável pressão dentro da vasculatura pulmonar, que parecia prejudicial. O despinçamento prolongado do PA permite a desarejamento anterógrado do AE com um aumento gradual do fluxo, em oposição ao despinçamento súbito e um aumento súbito do fluxo. O despinçamento prolongado protege as linhas de sutura e o endotélio pulmonar do aumento súbito da pressão. Mesmo com a ESLP, um insulto isquêmico ao pulmão transplantado e morte celular contribui para uma liberação significativa de potássio na circulação do porco após a reperfusão isquêmica. Para o manejo proativo da hiperpotassemia, o protocolo foi modificado para deslocar preventivamente o potássio no momento da reperfusão, administrando-se furosemida 40 mg EV, 100 mL de dextrose a 25% (D25) e 10 unidades de insulina regular. Isso mantém o potássio alvo nas gasometrias gasosas na primeira hora de reperfusão, e o porco pode ser pronado com segurança no início do experimento, o que ajuda na função do enxerto. Do ponto de vista hemodinâmico, o protocolo é modificado para utilizar fenilefrina como suporte vasopressor predominante. A vasopressina mostrou-se menos eficaz. Uma dose baixa de gotejamento de dobutamina foi ocasionalmente executada para aumentar o débito cardíaco, juntamente com uma infusão de fenilefrina para manter a pressão arterial. Ainda assim, a dobutamina é usada com moderação devido às suas propriedades arritmogênicas. Finalmente, a avaliação do pulmão esquerdo isolado foi modificada. Após o pinçamento do hilo pulmonar direito, os gases do AE foram inicialmente retirados do corpo do AE após a elevação da cefálica cardíaca; no entanto, a mistura de gás da drenagem do lobo acessório para o AE produziu leituras de PaO2 falsamente altas. Agora, as amostras são colhidas distal à linha de anastomose do AE após pinçamento individual do pulmão direito e do lobo acessório. Essas amostras são coletadas 0, 1, 2, 5 e 10 min após o pinçamento do hilo direito e representam com mais precisão a função pulmonar esquerda isolada. A massagem cardíaca manual pode ser necessária entre a marca de 5-10 minutos. O aprimoramento mais recente do protocolo refere-se às anastomoses da veia pulmonar superior (VPS). Inicialmente, as VPS receptoras eram supercosturadas devido ao seu pequeno calibre e propensão a coagular. Ainda assim, o lobo superior do doador ocasionalmente sofria congestão, pois a drenagem colateral era variável e inadequada entre os porcos. Para remediar isso, a VPS e a VPI do doador foram incorporadas à anastomose VPI/AE do receptor, eliminando qualquer problema com drenagem venosa e congestão pulmonar. Este protocolo continuará a beneficiar de novas modificações à medida que a experiência cresce.
Existem várias limitações com este método de transplante de pulmão esquerdo. O modelo só foi avaliado com um período de 4 h, que considera apenas a função pulmonar transplantada no pós-operatório agudo após 12 h de PSLV. Este protocolo foi elaborado pensando na recuperação do animal; no entanto, ainda precisa ser testado nessa capacidade. A operação técnica requer considerável habilidade cirúrgica e requer um cirurgião treinado ou estagiário cirúrgico altamente independente para executar. Há muitas oportunidades para que erros fatais ocorram que comprometeriam todo o experimento, e a técnica cirúrgica adequada é necessária para evitar ou corrigir tais riscos. A única avaliação verdadeira do pulmão transplantado ocorre no final da reperfusão. O pulmão direito nativo é capaz de suprir as necessidades de oxigênio do suíno e produzir gasometrias gasométricas satisfatórias. Quando o pulmão direito é completamente pinçado no hilo, ele é impedido de receber oxigênio fresco, suprimento de sangue fresco desoxigenado e drenagem sanguínea oxigenada. Este é um momento crucial para determinar a função do pulmão esquerdo transplantado, pois 100% do débito cardíaco é redirecionado para o pulmão transplantado, que passa a ser o único responsável pela oxigenação sistêmica.
Os benefícios desse método são múltiplos em relação aos métodos existentes/alternativos. Após revisão da literatura12,13,14,15, este método é o mais detalhado e reprodutível após uma curva de aprendizado inicial de 1 ou 2 porcos nas mãos de um estagiário júnior de cirurgia cardíaca ou cirurgião totalmente qualificado. A operação é simples; No entanto, a hemodinâmica do porco (incluindo sua suscetibilidade a arritmias letais) cria uma oportunidade de aprendizado para aqueles acostumados a operar em humanos adultos, que são mais robustos do ponto de vista cardiopulmonar. Os métodos de avaliação funcional isolada do pulmão esquerdo, embora breves, são de fácil execução e altamente reprodutíveis. Em particular, essa metodologia fornece mais detalhes sobre o manuseio anestésico do que o disponível atualmente na literatura.
O transplante in vivo é essencial para a pesquisa em ESLP e transplante pulmonar. A LSP é o desenvolvimento mais crucial no transplante pulmonar desde a introdução da medicação anti-rejeição, com alguns centros já se beneficiando do aumento das taxas de utilização de órgãos proporcionadas por essa tecnologia 6,7,8,9,10,11,12. Mais avanços neste campo de pesquisa são necessários para diminuir a mortalidade na lista de espera e expandir a acessibilidade das plataformas ESLP. A análise in vitro com ESLP se beneficia da avaliação in vivo e confirmação de um modelo animal de grande porte. Modelos animais de grande porte que confirmam achados in vitro são frequentemente necessários para a aprovação de ensaios clínicos para laboratórios em desenvolvimento. Este método fornece um método de transplante confiável e relativamente simples para laboratórios que realizam pesquisas de ESLP.
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Disclosures
A DHF detém patentes sobre a tecnologia e métodos de perfusão de órgãos ex situ . DHF e JN são fundadores e principais acionistas da Tevosol, Inc.
Acknowledgments
Esta pesquisa é financiada em nome da Fundação Hospital Universitário.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer | Radiometer | 989-963 | |
| Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small | Covidien | 352/5877 | |
| Allison Lung Retractor | Pilling | 341679 | |
| Arterial Filter | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Backhaus Towel Clamp | Pilling | 454300 | |
| Bovine Serum Albumin | MP biomedicals | 218057791 | |
| Biomedicus Pump | Maquet | BPX-80 | |
| Bronchoscope | |||
| Cable Ties – White 12” | HUASU International | HS4830001 | |
| Calcium Chloride | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Sternal Retractor | Pilling | 341162 | |
| CUSHING Gutschdressing Forceps | Pilling | 466200 | |
| Debakey-Metzenbaum Dissecting | Pilling | 342202 | |
| Scissors | Pilling | 342202 | |
| DeBakey Peripheral Vascular Clamp | Pilling | 353535 | |
| Debakey Straight Vascular Tissue Forceps | Pilling | 351808 | |
| D-glucose | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| Drop sucker | |||
| Endotracheal Tube 9.0mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | |
| Flow Transducer | BIO-PROBE | TX 40 | |
| Infusion Pump | Baxter | AS50 | |
| Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator | SORIN GROUP | K190690 | |
| Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2" | Medtronic | 6013 | |
| Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8' | Medtronic | 3108 | |
| Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6' | Medtronic | 3506 | |
| Laryngoscope | N/A | N/A | Custom-made with 10-inch blade |
| Metzenbaum Dissecting Scissors | Pilling | 460420 | |
| Medical Carbon Dioxide Tank | Praxair | 5823115 | |
| Medical Oxygen Tank | Praxair | 2014408 | |
| Medical Nitrogen Tank | Praxair | NI M-K | |
| Mosquito Clamp | Pilling | 181816 | |
| Harken Auricle Clamp | |||
| Organ Chamber | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Suction Tube | Pilling | 162212 | |
| Potassium Phosphate | Fischer Scientific | P285-500G | |
| PERFADEX Plus | XVIVO | 19811 | |
| Satinsky Clamp | Pilling | 354002 | |
| Scale | TANITA | KD4063611 | |
| Silicon Support Membrane | Tevosol | ||
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Sodium Chloride 0.9% | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Sternal Saw | Stryker | 6207 | |
| Surgical Electrocautery Device | Kls Martin | ME411 | |
| TruWave Pressure Transducer | Edwards | VSYPX272 | |
| Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr X2 | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Vorse Tubing Clamp | Pilling | 351377 | |
| Willauer-Deaver Retractor | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Suction Tube | Pilling | 162300 | |
| 0 ETHIBOND Green 1X36" Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 0 PDS II CP-1 2x27” | ETHICON | Z467H | |
| 1 VICRYL MO-4 1x18” | ETHICON | J702D | |
| 2-0 SILK Black 12" x 18" Strands | ETHICON | SA77G | |
| 4-0 PROLENE Blue TF 1x24” | ETHICON | 8204H | |
| 6-0 PROLENE Blue BV 2x30” | ETHICON | M8776 | |
| 21-Gauge Needle |
References
- Chambers, D. C., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; focus theme: Multiorgan transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2017 annual data report: Lung. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 19, Suppl 2 404-484 (2019).
- Klein, A. S., et al. Organ donation and utilization in the united states, 1999-2008. American Journal of Transplantation: Official Journal of the American Society of Transplantation and the American Society of Transplant Surgeons. 10 (4), Pt 2 973-986 (2010).
- Kotecha, S., et al. Continued successful evolution of extended criteria donor lungs for transplantation. The Annals of Thoracic Surgery. 104 (5), 1702-1709 (2017).
- Singh, E., et al. Sequence of refusals for donor quality, organ utilization, and survival after lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 35-42 (2019).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery: Official Journal of the European Association for Cardio-Thoracic Surgery. 45 (1), 40-44 (2014).
- Sage, E., et al. Lung transplantation from initially rejected donors after ex vivo lung reconditioning: The french experience. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery: Official Journal of the European Association for Cardio-Thoracic Surgery. 46 (5), 794-799 (2014).
- Valenza, F., et al. Extracorporeal lung perfusion and ventilation to improve donor lung function and increase the number of organs available for transplantation. Transplantation Proceedings. 44 (7), 1826-1829 (2012).
- Fildes, J. E., et al. Clinical outcome of patients transplanted with marginal donor lungs via ex vivo lung perfusion compared to standard lung transplantation. Transplantation. 99 (5), 1078-1083 (2015).
- Cypel, M., et al. Experience with the first 50 ex vivo lung perfusions in clinical transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 144 (5), 1200-1206 (2012).
- Clark, S. C., et al. A new porcine model of reperfusion injury after lung transplantation. Laboratory Animals. 33, 135-142 (1999).
- Karimi, A., et al. Technical pearls for swine lung transplantation. Journal of Surgical Research. 171, 107-111 (2011).
- Kruger, M., et al. Porcine pulmonary auto-transplantation for ex vivo therapy as a model for new treatment strategies. Interactive CardioVascular and Thoracic Surgery. 23, 358-366 (2016).
- Mariscal, A., et al. Pig lung transplant survival model. Nature Protocols. 13, 1814-1828 (2018).
- Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
