Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

In vivo Positronemissionstomografi for at afsløre aktivitetsmønstre induceret af dyb hjernestimulering hos rotter

Published: March 23, 2022 doi: 10.3791/63478
Automatic Translation
1, 2,3, 2,3, 1,2,3,4, 2,4,5
1Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC), 2Laboratorio de Imagen Médica, Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, 3Departamento de Bioingeniería e Ingeniería Aeroespacial, Universidad Carlos III de Madrid, 4CIBER de Salud Mental (CIBERSAM), 5High Performance Research Group in Physiopathology and Pharmacology of the Digestive System (NeuGut), Universidad Rey Juan Carlos

Summary

Vi beskriver en præklinisk eksperimentel metode til at evaluere metabolisk neuromodulation induceret af akut dyb hjernestimulering med in vivo FDG-PET. Dette manuskript omfatter alle eksperimentelle trin, fra stereotaxisk kirurgi til anvendelse af stimuleringsbehandling og erhvervelse, behandling og analyse af PET-billeder.

Abstract

Dyb hjernestimulering (DBS) er en invasiv neurokirurgisk teknik baseret på anvendelse af elektriske impulser på hjernestrukturer involveret i patientens patofysiologi. På trods af DBS's lange historie forbliver dens virkningsmekanisme og passende protokoller uklare, hvilket understreger behovet for forskning, der sigter mod at løse disse gåder. I denne forstand repræsenterer evaluering af in vivo-virkningerne af DBS ved hjælp af funktionelle billeddannelsesteknikker en stærk strategi til at bestemme virkningen af stimulering på hjernens dynamik. Her beskrives en eksperimentel protokol for prækliniske modeller (Wistar-rotter) kombineret med en langsgående undersøgelse [18F] -fluorodeoxyclucose positronemissionstomografi (FDG-PET) for at vurdere de akutte konsekvenser af DBS på hjernens metabolisme. For det første gennemgik dyr stereotaktisk kirurgi til bilateral implantation af elektroder i den præfrontale cortex. En postkirurgisk computertomografi (CT) scanning af hvert dyr blev erhvervet for at verificere elektrodeplacering. Efter en uges bedring blev der erhvervet en første statisk FDG-PET for hvert opereret dyr uden stimulering (D1), og to dage senere (D2) blev en anden FDG-PET erhvervet, mens dyr blev stimuleret. Til det blev elektroderne forbundet til en isoleret stimulator efter administration af FDG til dyrene. Således blev dyr stimuleret i løbet af FDG-optagelsesperioden (45 min), hvilket registrerede de akutte virkninger af DBS på hjernens metabolisme. I betragtning af denne undersøgelses sonderende karakter blev FDG-PET-billeder analyseret ved en voxel-klog tilgang baseret på en parret T-test mellem D1- og D2-undersøgelser. Samlet set tillader kombinationen af DBS og billeddannelsesundersøgelser at beskrive neuromodulationskonsekvenserne på neurale netværk, hvilket i sidste ende hjælper med at opklare gåderne omkring DBS.

Introduction

Udtrykket neurostimulering omfatter en række forskellige teknikker, der sigter mod at stimulere nervesystemet med et terapeutisk mål1. Blandt dem skiller dyb hjernestimulering (DBS) sig ud som en af de mest udbredte neurostimuleringsstrategier i klinisk praksis. DBS består af stimulering af dybe hjernekerner med elektriske impulser leveret af en neurostimulator, implanteret direkte i patientens krop, gennem elektroder placeret i hjernemålet, der skal moduleres ved stereotaktisk kirurgi. Antallet af artikler, der evaluerer gennemførligheden af DBS-anvendelse i forskellige neurologiske og psykiatriske lidelser, vokser kontinuerligt2, selvom kun nogle af dem er blevet godkendt af Food and Drug Association (FDA) (dvs. essentiel tremor, Parkinsons sygdom, dystoni, obsessiv-kompulsiv lidelse og medicinsk ildfast epilepsi)3 . Desuden er et stort antal hjernemål og stimuleringsprotokoller under forskning til DBS-behandling af mange flere patologier end officielt godkendt, men ingen af dem betragtes som endelige. Disse uoverensstemmelser i DBS-forskning og kliniske procedurer kan til dels skyldes manglende fuld forståelse af dens virkningsmekanisme4. Derfor gøres der en enorm indsats for at dechiffrere in vivo-virkningerne af DBS på hjernens dynamik, da ethvert fremskridt, uanset hvor lille, vil hjælpe med at forfine DBS-protokoller for større terapeutisk succes.

I denne sammenhæng åbner molekylære billeddannelsesteknikker et direkte vindue til at observere in vivo neuromodulerende virkninger af DBS. Disse tilgange giver mulighed for ikke kun at bestemme virkningen af DBS, mens den anvendes, men også at opklare arten af dens konsekvenser, forhindre uønskede bivirkninger og klinisk forbedring og endda tilpasse stimuleringsparametre til patientens behov5. Blandt disse metoder er positronemissionstomografi (PET) ved hjælp af 2-deoxy-2-[18F] fluor-D-glucose (FDG) af særlig interesse, fordi den giver specifik og realtidsinformation om aktiveringstilstanden for forskellige hjerneområder6. Specifikt giver FDG-PET-billeddannelse en indirekte evaluering af neural aktivering baseret på det fysiologiske princip om metabolisk kobling mellem neuroner og gliaceller6. I denne forstand har flere kliniske undersøgelser rapporteret DBS-modulerede hjerneaktivitetsmønstre ved hjælp af FDG-PET (se3 for gennemgang). Ikke desto mindre pådrager kliniske undersøgelser sig let flere ulemper, når de fokuserer på patienter, såsom heterogenitet eller rekrutteringsvanskeligheder, hvilket stærkt begrænser deres forskningspotentiale6. Denne sammenhæng fører forskere til at bruge dyremodeller af menneskelige tilstande til at evaluere biomedicinske tilgange før deres kliniske oversættelse eller, hvis de allerede anvendes i klinisk praksis, til at forklare den fysiologiske oprindelse af terapeutiske fordele eller bivirkninger. På trods af de store afstande mellem menneskelig patologi og den modellerede tilstand hos forsøgsdyr er disse prækliniske tilgange således afgørende for en sikker og effektiv overgang til klinisk praksis.

Dette manuskript beskriver en eksperimentel DBS-protokol for murinemodeller kombineret med en langsgående FDG-PET-undersøgelse for at vurdere de akutte konsekvenser af DBS på hjernens metabolisme. De resultater, der opnås med denne protokol, kan bidrage til at opklare de indviklede modulerende mønstre induceret af hjerneaktivitet af DBS. Derfor tilvejebringes en passende eksperimentel strategi til in vivo konsekvenserne af stimulering, så klinikere kan forudse terapeutiske virkninger under specifikke omstændigheder og derefter tilpasse stimuleringsparametre til patientens behov.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Forsøg med forsøgsdyr blev udført i overensstemmelse med De Europæiske Fællesskabers rådsdirektiv 2010/63/EU og godkendt af Den Etiske Komité for Dyreforsøg på Hospital Gregorio Marañón. En grafisk oversigt over forsøgsprotokollen er vist i figur 1A.

1. Hjernemållokalisering ved in vivo neuroimaging

  1. Forberedelse af dyr
    BEMÆRK: Der blev brugt Wistar-hanrotter på ~300 g.
    1. Placer dyret i en anæstesiinduktionsboks og forsegl toppen.
    2. Tænd for sevofluranfordamperen (5% til induktion i 100% O2). Når rotten bedøves, skal du skifte gasstrømmen til næsekeglen. Bekræft bedøvelsestilstanden ved at klemme rottepoten.
    3. Læg dyret liggende på CT-sengen, og oprethold sevofluranbedøvelse (3% til vedligeholdelse i 100% O2).
  2. CT-billeddannelse
    BEMÆRK: Valg af strømstyrke, spænding, antal fremspring, antal skud og voxelopløsning afhænger af CT-scanneren. Her blev følgende parametre: 340 mA, 40 KV, 360 fremskrivninger, 8 skud og 200 μm opløsning brugt 7,8,9.
    1. Fastgør ansigtsmasken eller næsekeglen til rotten.
    2. Fastgør rottekroppen ved hoved, skuldre, hofter og hale med silketape for at give tilstrækkelig tilbageholdenhed uden skader.
    3. Overvåg rotten kontinuerligt.
    4. Find hovedet i midten af CT-scannerens synsfelt.
    5. Fortsæt med at erhverve CT-billedet ved hjælp af anskaffelsesparametre i henhold til scannerens specifikationer.
    6. Efter 10 min, når in vivo CT-scanningen er afsluttet, skal du stoppe sevofluranstrømmen og placere rotten i MR-scanneren.
  3. MR-billeddannelse
    BEMÆRK: Specifikationerne for scanningsanskaffelse varierer mellem scannere, herunder forskellige softwaresystemer og endnu vigtigere, det specifikke forskningsspørgsmål. Her blev der brugt en 7-Tesla scanner. Der blev anvendt en T2-vægtet spin-echo-sekvens 7,8,9 med TE = 33 ms, TR = 3732 ms og en skivetykkelse på 0,8 mm (34 skiver), matrixstørrelse på 256 x 256 pixels med en FOV på 3,5 x 3,5 cm2.
    1. Læg dyret liggende på MR-sengen, og oprethold sevofluranbedøvelse (3% til vedligeholdelse i 100% O2).
    2. Fastgør hovedet til en stereotaktisk ramme placeret på scannerens seng for at undgå hovedbevægelser under MR-erhvervelse. Fastgør også resten af rottekroppen med silketape.
    3. Find hovedet i midten af MR-scannerens synsfelt.
    4. Når positionen er korrekt, skal du fortsætte med at erhverve MR-billedet.
    5. Når in vivo MR-scanningen er afsluttet, skal du stoppe sevofluranstrømmen og placere rotten i sit bur.
    6. Find en varmelampe i nærheden af buret, fordi rotter normalt reducerer deres kropstemperatur under scanningen.
    7. Overvåg rotten indtil genopretning fra anæstesi.
  4. Beregning af atlas-samlokalisering og målkoordinater
    1. Når CT- og MR-billeder er erhvervet og rekonstrueret efter scannerens anbefalinger, skal du medregistrere CT- og MR-billederne.
    2. Brug en billedbehandlingssoftware til rumligt at normalisere CT og MR ved hjælp af en automatisk stiv registreringsalgoritme baseret på gensidig information10.
    3. Lokalisere Bregma-linjen i det samregistrerede billede, og mål afstanden i den forreste / bageste (AP: +3,5 mm), midterlinje / lateral (ML: + 0,6 mm) og dorsoventral (DV: -3,4 mm) akse fra Bregma til målet (dvs. medial præfrontal cortex, mPFC), ifølge Paxinos og Watson rotte hjerne atlas11.
      BEMÆRK: Koordinater fra Bregma til målet kan variere mellem rotter, når vægt, størrelse, køn og race er forskellige.

2. Stereotaxisk kirurgi

FORSIGTIG: Autoklave alt kirurgisk materiale, implantater og stereotaxiske enheder før brug, og desinficere det kirurgiske område for at undgå infektioner og komplikationer, der kan påvirke dyrevelfærden. Brug sterile kirurgiske handsker og dæk dyret med klæbrige gardiner for at forhindre forurening.

  1. Dyreforberedelse og anæstesi
    1. Dyrene fik 0,1 mg/kg buprenorphin intraperitonealt dagen før operationen. Placer dyret i et anæstesiinduktionsbokskammer og forsegl toppen.
    2. Tænd for sevofluranfordamperen (5% til induktion i 100% O2).
    3. Når rotten er liggende, skal du slukke for sevofluranfordamperen og fjerne rotten fra kassekammeret.
    4. Intraperitoneally administrere en blanding af ketamin (100 mg/kg) og xylazin (10 mg/kg) for at bedøve dyret.
    5. Vent, indtil dyret er helt bedøvet. Kontroller niveauet af anæstesi ved at klemme det interdigitale område.
    6. Barber området mellem ørerne og øjnene.
  2. Placering i stereotaktisk ramme og kraniotomi
    1. Placer dyret i den udsatte position på den stereotaktiske ramme, og brug hovedadapteren til rotter for at holde dyret i den rigtige position under operationen.
    2. Sørg for hovedets immobilitet ved hjælp af rotteørestængerne. Vær forsigtig med indsættelsen af ørestængerne, da en for dyb indsættelse kan beskadige trommehinden.
    3. Påfør oftalmisk smøregel på øjnene for at forhindre tørhed under operationen, og dæk dem med sterilt gasbind.
    4. Dæk dyret ved hjælp af klæbrige gardiner for at forhindre forurening.
    5. Påfør iodopovidonopløsning på det barberede område og rengør det med sterilt gasbind.
    6. Påfør mepivacain i gel på det barberede område for at bedøve lokalområdet.
    7. Lav et langsgående snit i huden, der ligger over kraniet mellem ørerne, der strækker sig 1,5-2 cm fra lambda til Bregma (dvs. fra kraniale toppunkt mod øjnene).
    8. Udsæt kraniet ved hjælp af 2 eller 3 klemmer. Fjern periosteum med en bomuldsknop og rengør blodet med saltopløsning for at udsætte Bregma og sagittale suturer. Fjern overskydende saltopløsning med gasbind.
    9. Ridse kraniets overflade med en skalpel for at forbedre tandcementadhæsionen. Rengør området med en bomuldsknop gennemblødt i hydrogenperoxid.
  3. Elektrodeplacering og fiksering til kraniet
    1. Ret elektroderne med plastikpincet for at sikre den korrekte placering under operationen.
      BEMÆRK: Koncentriske bipolære platin-iridiumelektroder med jorden anvendes i denne protokol.
    2. Find en elektrode på holderen af højre arm af den stereotaktiske ramme.
      BEMÆRK: Det kan være nødvendigt at tilpasse holderen til elektroden for at fikse den bedre (se figur 1B). Sørg for, at elektroden er parallel med holderens akse.
    3. Flyt højre arm, der holder elektroden, gennem den stereotaxiske ramme, og placer spidsen af elektroden nøjagtigt over Bregma. Prøv at bringe elektrodespidsen så tæt som muligt på kraniet, men uden at røre ved det for at undgå deformation af elektroden, og bemærk de resulterende koordinater for Bregma, der leveres af den stereotaxiske ramme. Lav et mærke på kraniet, der angiver elektrodens startposition med en kirurgisk pen.
    4. Flyt holderen til AP- og ML-koordinaterne opnået i trin 1.4.3, og lav et mærke på kraniet med en kirurgisk pen, der angiver placeringen af elektrodemålet.
    5. Fjern højre arm af den stereotaktiske ramme, der holder elektroden. Pas på ikke at røre ved noget med elektroden.
    6. Brug en lille elektrisk boremaskine til at lave et hul gennem kraniet (ca. 1-1,5 mm i diameter) i målpositionen, indtil duraen er synlig. Stop enhver blødning ved hjælp af en vatpind.
    7. Bor 4 huller langs kraniet for at lokalisere 4 skruer (helst skruer i rustfrit stål med en længde på 2-3 mm) for at øge tandcementens overfladeareal og for at lokalisere jorden. Fastgør de 4 skruer.
    8. Find højre arm af den stereotaktiske ramme med den rigtige elektrode. Flyt armen til den beregnede position, som skal falde sammen med hullet. Sænk derefter elektroden, indtil den rører dura mater. Denne position vil fungere som 0 niveau i DV-retningen.
    9. Indsæt spidsen af elektroden i DV-retningen ved hjælp af DV-positionen i trin 1.4.3. Rengør blodet og cerebrospinalvæsken omkring elektrodens område med en bomuldsknop.
    10. Fastgør jorden til en af skruerne tættest på elektroden.
    11. Påfør tandcement omkring elektroden og skruerne, og sørg for at forme tandcementen for at undgå skarpe kanter, som kan skade dyret. Tandcement påføres i et lag for at forhindre overophedning / termisk skade på vævet / kraniet. Tykke lag kræver mere tid til at hærde, før yderligere lag tilføjes. Sørg for, at tandcementen er helt hærdet, før elektroden fjernes fra holderen.
      FORSIGTIG: Fremstillingen af tandcementen frembringer udstråling af giftige dampe fra blandingen, som afsluttes med størkningen af cementen. Brug derfor en beskyttelsesmaske, der er effektiv mod kemiske gasser fra dette tidspunkt og indtil afslutningen af operationen.
    12. Gentag den samme procedure fra trin 2.3.2-2.3.11 for den anden hjernehalvdel.
    13. Påfør mere tandcement for at danne en hætte uden at dække elektroden. Vent, indtil det hærder.
    14. Brug flettet naturlig silke ikke-absorberbar sutur 1/0 med en trekantnål til at suturere foran og bag hætten. Fjern om nødvendigt de ikke-absorberbare suturer på et bestemt tidspunkt i henhold til kropsområdet, hvor de er placeret. Brug en iodopovidonopløsning til at desinficere det kirurgiske område.
    15. Fjern rotten fra den stereotaktiske ramme.
  4. CT-billeddannelse til bekræftelse af elektrodeplacering
    1. Udfør trin 1.2.4-1.2.5, og se figur 1C.
    2. Når in vivo CT-scanningen er afsluttet, skal du placere rotten i sit bur.
    3. Følg trin 1.3.6. og 1.3.7.
  5. Postoperativ pleje
    1. Administrer antibiotika (ceftriaxon, 100 mg/kg, subkutan) i 5 dage og smertestillende (buprenorphin, 0,1 mg/kg, intraperitoneal) i 3 dage som postoperativ pleje. Dette antibiotikum regime kan forlænges i 5 dage, hvis der observeres tegn på infektion (rødme, hævelse og ekssudat) omkring hætten.
    2. Udfør en visuel inspektion af hvert dyr dagligt, søg efter tegn på smerte eller nød, og rengør hætten med iodopovidonopløsning.
    3. Giv intensiv pleje i op til 1 uge efter operationen.

3. Anskaffelse af PET/CT-billeddannelse

BEMÆRK: Hvert dyr gennemgår to PET / CT-undersøgelser (dvs. i fravær og under DBS-administration) under inhaleret anæstesi for at vurdere de akutte virkninger induceret af den elektriske stimulering. Begge scanningssessioner følger den samme billeddannelsesprotokol, der udføres 1 uge efter operationen (D1, uden stimulering) og 2 dage senere (D2, under DBS).

  1. Dyreforberedelse og anæstesi
    1. Hurtig rotten i 8-12 timer før hver PET-scanning for at muliggøre højere hjerneoptagelse af FDG, hvilket forbedrer signal-støj-forholdet12.
    2. Placer dyret i en anæstesiinduktionsboks og forsegl toppen.
    3. Tænd for sevofluranfordamperen (5% til induktion i 100% O2).
    4. Når rotten er bedøvet, skal du skifte gasfluxen til næsekeglen.
  2. FDG injektion og optagelsesperiode
    FORSIGTIG: FDG er en radiotracer, så overvej radiobeskyttelsesforanstaltninger for at undgå radioaktivitetseksponering. Bekræft, at institutionen har al tilladelse til at arbejde med radioaktive forbindelser.
    1. Opbevar FDG-hætteglasset inde i et blyforet skab, indtil det bruges til at undgå uønsket radioaktivitetseksponering.
    2. Fyld en lille målersprøjte (~27 G) med ~37 MBq af FDG-opløsningen i det mindre mulige volumen, målt i et aktivimeter.
    3. Placer en varmepude under dyrets hale eller brug infrarødt lys til at udvide halevenerne.
    4. Når lateralvenerne er tydelige i toppen af halen, skal du rense området med sanitetsalkohol (96%).
    5. Injicer FDG-opløsningen gennem en af de laterale haleårer, og nærkontakt venen med en sprøjte parallelt med dens bane og med nålens skråning opad.
    6. Sluk for anæstesien og læg dyret tilbage i buret for at komme sig helt under en varmelampe.
    7. Tillad 45 minutters optagelse af radiotracer, før du starter billedoptagelsessessionen. I løbet af denne periode skal du holde dyret vågent og inde i et blyafskærmet kammer.
    8. I tilfælde af D2-undersøgelsen leveres DBS som forklaret nedenfor i afsnit 4 (Administration af elektrisk stimulering) i FDG-optagelsesperioden.
  3. PET's anskaffelse og rekonstruktion af billeddannelse
    BEMÆRK: Specifikationerne for erhvervelse af PET-billeder afhænger af scanneren og scanningstiden. Til denne protokol blev der erhvervet et statisk PET-billede i 45 minutter med en PET/CT-scanner til små dyr ved hjælp af et energivindue på 400-700 keV 7,8,9. Gennemgå specifikationerne for PET/CT-udstyret, inden anskaffelsesprotokollen udformes.
    1. 45 min efter FDG injektion, læg dyret i en anæstesi induktionskasse og forsegl toppen.
    2. Tænd for sevofluranfordamperen (5% til induktion i 100% O2).
    3. Overfør dyret til PET/CT-sengen, og læg det i liggende stilling, fastgør næsen til anæstesinæsekeglen og opretholdelse af sevofluranbedøvelse (3 % til vedligeholdelse i 100 %O2). Bekræft bedøvelsestilstanden ved at klemme rottepoten.
    4. Gentag trin 1.2.2 og 1.2.3.
    5. Find hovedet i midten af PET-scannerens synsfelt.
    6. Anskaf det statiske PET-billede ved hjælp af anskaffelsesparametre i henhold til scannerens specifikationer.
    7. Fortsæt med at rekonstruere billedet ved hjælp af en 2D-OSEM (bestilt delmængdeforventningsmaksimeringsalgoritme) og anvend henfald og dødtidskorrektioner 7,8,9.
    8. Når in vivo PET-scanningen er afsluttet, skal du opretholde strømmen af sevofluran til rotten for efterfølgende at fortsætte til CT-erhvervelsen uden at forskyde dyrets hovedposition på scannerlejet.
  4. CT-erhvervelse
    1. Uden at ændre dyrets position i forhold til den tidligere PET-erhvervelse, fortsæt med at erhverve CT-billedet.
    2. Gentag trin 1.2.3-1.2.5.
    3. Når in vivo CT-scanningen er afsluttet, skal du stoppe sevofluranstrømmen og placere rotten i sit respektive bur for genopretning.
    4. Følg trin 1.3.6. og 1.3.7.
    5. Hold dyret i et blyafskærmet kammer indtil fuldstændig radioaktivitetsforfald.

4. Administration af elektrisk stimulering

BEMÆRK: Elektrisk stimulering leveres i FDG-optagelsesperioden i D2-billeddannelsessessionen. Til denne protokol blev stimuleringen leveret med en isoleret stimulator med en højfrekvent (130 Hz) elektrisk stimulering i konstant strømtilstand, 150 μA og en pulsbredde på 100 μs 7,13,14.

  1. DBS stimulator konfiguration
    1. Forbered den isolerede stimulator og de nødvendige ledninger i et bredt og stille rum med plads nok til dyreburene og minimal indflydelse af potentielt forstyrrende stimuli.
    2. Tilslut stimuleringsledningerne til drejningerne for at give dyrene mulighed for frit at bevæge sig inden for deres bure og til stimulatoren.
    3. Indstil stimuleringsparametrene i henhold til undersøgelsens behov.
    4. Brug et oscilloskop til at kontrollere den aktuelle tilstand, frekvens og pulsbredde. Bekræft den bifasiske bølgeform med en rektangulær pulsform (figur 1D).
  2. DBS levering
    1. Efter D1-billeddannelsessessionen og indtil D2-erhvervelsen skal dyrene udsættes for en daglig tilvænningsprotokol (45 min/dag) for at vænne dem til stimuleringssystemet og operatørens håndtering og undgå uønskede stressresponser i D2. Tilslut stimuleringssystemet til hvert dyr, men uden at tænde stimuleringen.
    2. Når stimulatoren er sat op, og dyret er blevet injiceret med FDG, skal du forbinde drejningen til elektroderne og tænde stimulatoren.
    3. Efter 45 minutter skal du slukke for stimulatoren, afbryde dyret fra drejningen og hurtigt overføre det til et anæstesiinduktionskammer for at starte trin 3.3.

Figure 1
Figur 1: Eksperimentelt design . (A) Resumé af de eksperimentelle trin, der følges i denne protokol. (B) Repræsentative billeder af en holdertilpasning for bedre fiksering af elektroden, med (venstre) og uden (højre) en elektrode. (C) Smeltet billede af en MR med en CT af et opereret dyr, der viser den korrekte elektrodeplacering i den mediale præfrontale cortex (mPFC). (D) Skærmbillede af oscilloskopskærmen, der viser den bifasiske stimuleringsbølgeform. Klik her for at se en større version af denne figur.

5. Behandling og analyse af PET-billeder

BEMÆRK: Følg den samme billedbehandling på billeder fra D1 og D2 for at få sammenlignelige data til efterfølgende statistisk analyse.

  1. Rumlig registrering af PET-billeder
    1. Brug specialiseret billedbehandlingssoftware. Hele registreringsarbejdsgangen er illustreret i figur 2.
    2. Centrer og beskær hvert PET- og CT-billede til synsfeltet. Registrer PET-billedet til dets CT ved hjælp af en automatisk stiv registreringsalgoritme baseret på gensidige oplysninger15.
      BEMÆRK: Stive registreringsmetoder er kun hensigtsmæssige, hvis der ikke er væsentlige forskelle i kropsvægt eller størrelse mellem dyr. Ellers kan du overveje at bruge elastiske metoder.
    3. Registrer hvert CT-billede til en reference CT rumligt registreret til Paxinos og Watson rottehjerneatlas11 som i trin 5.1.2. Gem de resulterende transformationsparametre.
    4. Anvende de transformationsparametre, der er opnået i trin 5.1.3. til hvert registreret PET-billede, der får det PET-billede, der er registreret til CT-referencebilledet.
    5. Gem alle de endelige PET-billeder i Nifti-format.
  2. Intensitetsnormalisering og udjævning af PET-billeder
    BEMÆRK: Intensitetsnormalisering og udjævning udføres med forskellige interne scripts baseret på offentligt tilgængelige ressourcer.
    1. Udjævn PET-billederne med en isotrop gaussisk kerne på 2 mm FWHM (Full-Width Half Maximum) for at rette eventuelle registreringsfejl.
      BEMÆRK: Størrelsen på udjævningsfilteret afhænger af opløsningen af PET-erhvervelsen, men det anbefales at bruge et filter på 2-3 gange voxelstørrelsen af FWHM.
    2. Normaliser intensiteten af PET-voxelværdierne ved hjælp af en passende referenceklyngenormaliseringsmetode16.
    3. Segmentér en hjernemaske fra en reference-MR, der er registreret til reference-CT-billedet.
    4. Anvend hjernemasken på hvert PET-billede for at udelukke voxels uden for hjernen fra voxel-wise-analysen.
  3. Voxel-klog analyse
    BEMÆRK: Den statistiske analyse, der består af en voxel-klog analyse af PET-billeddataene, blev udført ved hjælp af specialiseret billedanalysesoftware17.
    1. Sammenlign D1- og D2 PET-billeder ved hjælp af en parret T-test, der fastsætter passende statistiske signifikante tærskler.
    2. Overvej som endelige resultater af analysen kun de klynger, der er større end 50 tilstødende voxels for at reducere type I-fejl.
    3. Repræsenter resultaterne i T-kort overlejret på en T2 MR, der viser ændringerne i glukosehjernemetabolisme induceret af DBS (kolde farver til FDG-reduktion og varme farver til FDG-stigning).

Figure 2
Figur 2: Arbejdsgang for registrering af mikro-PET/CT-billeddannelse. Detaljerede trin i PET-billedrumlig normaliseringsbehandling til efterfølgende voxel-klog analyse med Statistical Parametric Mapping (SPM) software. Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Dyrene blev ofret ved hjælp af CO2 i slutningen af undersøgelsen, eller når dyrets velfærd blev kompromitteret. Et eksempel på en komplet PET/CT-undersøgelse fra et opereret dyr er vist i figur 3. Således kan elektroden indsat i rottehjernen tydeligt observeres på CT-billedet vist i figur 3A. Denne billedbehandlingsmetode giver god anatomisk information og letter registreringen af FDG-PET-billeder, da funktionelle modaliteter har tendens til at være sløret end strukturelle billeder (figur 3A, B). Derudover er et sammenskrevet billede af FDG-PET- og CT-billederne af det samme dyr vist i figur 3C.

Figure 3
Figur 3: Mikro PET/CT-billeddannelse af rottehjernen med DBS-elektroder implanteret i mPFC . (A) Sagittal sektion af et CT-billede. (B) Sagittal sektion af et FDG-PET-billede af det samme dyr som i A. (C) Et sammensmeltet PET/CT-billede var resultatet af overlejring af A- og B-billeder, der rumligt var registreret til det samme stereotaxiske rum. Klik her for at se en større version af denne figur.

Den voxel-kloge analyse udført med SPM12-software og leveret her som et eksempel bestod af en parret T-test mellem D1 (fravær af DBS) og D2 (DBS under FDG-optagelse) undersøgelser, som faktisk tilhører en tidligere offentliggjort undersøgelse8. Derfor viser figur 4 hjernens metaboliske forskelle mellem begge PET-sessioner som T-kort overlejret på sekventielle 1 mm tykke hjerneskiver fra en MR registreret til reference-CT-billedet (CTref). Disse forskelle bestod af stigninger og fald i FDG-optagelsen viste sig som henholdsvis varme og kolde farver. En detaljeret oversigt over de statistiske resultater, der er opnået ved analysen, er også vist i tabel 1. Her angiver vi den modulerede hjerneregion, hjernehalvkuglen, hvor moduleringen observeres, T-statistikken, klyngens størrelse i antallet af voxels (k), moduleringsretningen (dvs. hypermetaboliske eller hypometaboliske ændringer) og de p-værdier, der opnås ved top- og klyngeniveauer. Denne type tabel tjener som en detaljeret beskrivelse af de modulerende ændringer, der observeres i skiveoverlejringsfiguren.

Figure 4
Figur 4: Parrede T-testresultater. T-kort som følge af den voxel-vise analyse overlejret på en T2 MR registreret til samme CTref, der viser de metaboliske ændringer induceret af en akut DBS-protokol (D2 vs. D1). Farvebjælkerne nederst i billedet repræsenterer T-værdier svarende til regionale stigninger (varme farver) og fald (kolde farver) af FDG-optagelse (p < 0,005; k > 50 voxels). Forkortet.: AHiPM/AL - Amygdalohippocampal område posteromedial / anterolateral del, Au - Auditiv Cortex, Bstm - Brainstem, Cpu - Caudate-putamen, HTh - Hypothalamus, L - Venstre halvkugle, PMCo - Posteromedial kortikal amygdaloid kerne, R - Højre halvkugle, S1 - Primær somatosensorisk cortex. Dette tal er blevet ændret med tilladelse fra Casquero-Veiga et al.8. Klik her for at se en større version af denne figur.

D1 vs D2: Stimuleringseffekt
Roi Side T k ↓/↑ p unc. topniveau FWE FWE
topniveau klynge niveau
Bstm R & L 18.39 1549 ↓ <0.001 0.432 <0.001
AHiPM/AL-PMCo - HTh L 10.39 ↓ <0.001 0.949
Cpu L 37.56 738 ↑ <0.001 0.025 <0.001
S1-Au 10.53 ↑ <0.001 0.947
CPu-Pir R 17.74 695 ↑ <0.001 0.497 <0.001
S1-Au 10.45 ↑ <0.001 0.948

Tabel 1: Ændringer i hjernens metabolisme efter akut DBS i mPFC. D1 vs D2: Stimuleringseffekt. Strukturer: AHiPM/AL: Amygdalohippocampal område posteromedial / anterolateral del, Au: Auditiv Cortex, Bstm: Hjernestamme, CPu: Caudat-putamen, HTh: Hypothalamus, Pir: Piriform cortex, PMCo: Posteromedial kortikal amygdaloid kerne, S1: Primær somatosensorisk cortex. ROI: Region af interesse. Side: Højre (R) og Venstre (L). T: t værdi, k: klyngestørrelse. Glukosemetabolisme: Forøg (↑) og fald (↓). p: p-værdi, unc.: ukorrigeret, FWE: Familievis fejlkorrektion. Denne tabel er blevet ændret med tilladelse fra Casquero-Veiga et al.8.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I betragtning af fremskridtene i forståelsen af hjernefunktion og de neurale netværk, der er involveret i patofysiologien af neuropsykiatriske lidelser, anerkender mere og mere forskning potentialet i DBS i en bred vifte af neurologisk baserede patologier2. Imidlertid forbliver virkningsmekanismen for denne terapi uklar. Flere teorier har forsøgt at forklare de virkninger, der er opnået under specifikke patologiske og stimulerende omstændigheder, men heterogeniteten af de foreslåede undersøgelser gør det meget vanskeligt at nå frem til endelige konklusioner4. På trods af store anstrengelser er der derfor ikke reel enighed, men antallet af patienter, der gennemgår DBS-intervention, fortsætter med at vokse18. Derefter vil forståelse af DBS-konsekvenserne i hjernen in vivo gøre det muligt at opklare, hvilke stimuleringsparametre og stimuleringsprotokoller der er mere passende for hver patients behov og dermed opnå en bedre succesrate. I denne sammenhæng er ikke-invasive funktionelle neuroimaging-modaliteter, såsom FDG-PET, afgørende for at kaste lys over, hvad der virkelig sker under direkte påvirkning af elektrisk stimulering i hjernen. For eksempel leveres DBS i den her forklarede langsgående protokol i radiotraceroptagelsesperioden for D2 PET-billedet. Sammenligning af D2 (DBS-ON) og D1 (DBS-OFF) PET-undersøgelser muliggør således visualisering af de hjerneområder, der moduleres af den elektriske stimulering in vivo, da FDG's "metaboliske fangstegenskaber" tillader registrering af de kumulative ændringer, der forekommer direkte under stimuleringen13,19.

Alt i alt beskriver denne protokol en gennemførlig strategi til evaluering af de akutte konsekvenser af DBS i hjernen in vivo, men de mange DBS-parameterkombinationer og protokoller, der er tilgængelige, er enorme (f.eks. kontinuerlige vs. intermitterende behandlinger 20, høj vs. lavfrekvent stimulering21), og selv virkningerne af DBS kan variere sammen med behandlingen på grund af at udlede direkte ændringer i hjernenetværket under stimuleringspåvirkningen22 . Desuden bliver antallet af muligheder endnu større i betragtning af det stigende antal patologier, som DBS anbefales23 for. Derfor er langsgående neuroimaging-undersøgelser, der sigter mod at afdække de neurale aktiveringsmønstre, der gør det muligt at forudsige det potentielle respons på DBS-behandling, af særlig klinisk relevans24,25. I denne henseende er der en lang række kliniske og prækliniske undersøgelser, der har evalueret de terapeutiske virkninger af forskellige DBS-protokoller af FDG-PET (se3 for gennemgang). Der er således flere eksempler, hvor den studerede DBS-protokol modvirker hjernens metaboliske mønster forbundet med patologien under behandling, hvilket fremkalder en forbedring af patientens symptomer og beviser den kliniske anvendelighed af DBS-PET-tilgange. Et eksempel på dette findes i stimuleringen af den subcallosale cingulatregion (SCC) til patienter med behandlingsresistent depression. SCC er metabolisk hyperaktiv hos umedicinerede patienter med depression26, og denne hyperaktivering normaliseres efter remission af depression ved farmakologisk, psykoterapeutisk eller DBS-behandling27,28,29. Af betydning var SCC-metabolisme højere hos de patienter, der reagerede på DBS, før stimuleringen startede sammenlignet med ikke-responderende. Denne undersøgelse viste en 80% nøjagtighed i forudsigelsen af responsen på SCC-DBS29, hvilket fremhæver vigtigheden af billeddannende biomarkører ved udvælgelse af potentielle patienter til DBS. Derfor afspejler den forklarede kontekst en historie med klinisk succes med FDG-PET-undersøgelser, der sigter mod at kortlægge hjernens metaboliske mønster af depression med de terapeutiske resultater opnået med SCC-DBS, som bør danne grundlag for lignende tilgange med fokus på andre neuropsykiatriske lidelser og DBS-protokoller i fremtiden.

For at observere de fysiologiske virkninger af DBS ved hjælp af FDG-PET er det i denne forstand særlig relevant nøje at overveje det specifikke tidspunkt for den DBS-protokol, der skal scannes. På trods af at der anvendes de samme DBS-parametre og den samme protokol, vil timingen for billedoptagelsen klart bestemme oprindelsen af den observerede modulering, hvilket kan føre til potentielle misforståelser ved ikke at overveje alle de faktorer, der er involveret i det endelige svar opnået8. Derfor, mens planlægningen af kirurgi er afgørende for at lægge grundlaget for den efterfølgende terapi, er udformningen af en billedoptagelsesprotokol, der passer til konsekvenserne af den stimulering, der undersøges, afgørende for fuldt ud at forstå den molekylære mekanisme, der ligger til grund for den anvendte stimuleringsbehandling. På denne måde kan flere faktorer drastisk ændre responsen på en bestemt DBS-protokol (f.eks. Stimuleringsparametre, elektrodeindsættelse, hjernestruktur målrettet, patologi under behandling, varighed og hyppighed af DBS-sessioner osv.) 7,8,30. De fænomener, der afspejles i de data, der er indsamlet i FDG-PET-undersøgelsen, afhænger af det specifikke tidspunkt i behandlingsforløbet, hvor billederne erhverves. Derefter åbner alle disse punkter forskellige forskningsmuligheder for at udforske DBS-induceret modulering og bidrage til at forklare de mekanismer, der ligger til grund for denne terapi.

På trods af de store forskelle, der adskiller gnaver- og menneskehjerner, bør der således gennemføres passende praksis på alle niveauer med det formål at udvikle translationelle protokoller. I denne forstand bør det ikke ignoreres, at DBS kræver en meget invasiv operation baseret på en kraniotomi, så elektroder kan få adgang til dybe hjernestrukturer31. På dette tidspunkt er der to vigtige kilder til infektion og inflammatorisk reaktion: på den ene side den direkte eksponering af hjernevæv under operationen og på den anden side indsættelsen af to eksogene elementer i et indre organ, hvilket skaber et indsættelsesar ved deres bane mod stimuleringsmålet32. Derfor er sterilisering af det kirurgiske udstyr, opretholdelse af et rent operationsområde og tilstrækkelig postoperativ pleje baseret på antibiotika og smertestillende behandlinger33 afgørende for at sikre, at emnet opnår størst mulig fordel af interventionen og under de sundeste forhold. Desuden er dette af særlig relevans i FDG-PET-billeddannelsesundersøgelser, da forekomsten af postkirurgiske komplikationer kan ændre mønsteret for radiotraceroptagelse, da inflammatoriske og infektiøse processer tydeligt ses som hypermetaboliske signaler34, hvilket kan føre til et modificeret respons på behandlingen eller en overvurdering af modulationen produceret af DBS.

Denne eksperimentelle metode er imidlertid underlagt nogle begrænsninger: For det første er DBS-protokoller normalt langvarige, kontinuerlige og kroniske behandlinger. Her er en neuroimaging-protokol vist at evaluere de akutte virkninger af DBS i realtid. Således ville den foreslåede timing for neuroimaging-undersøgelser ikke være tilstrækkelig til at indhente oplysninger om DBS-induceret langsigtet modulering i næsten realtid. Ikke desto mindre kan det lægge grunden til at udvikle forskellige langsgående tilgange til at tjene som grundlæggende viden til forståelse af DBS-afledte svar. For det andet, da sunde dyr er blevet brugt til at illustrere denne metode, kan anvendelsen af de forklarede teknikker på forskellige patologiske tilstande kræve deres tilpasning for at sikre bedre resultater og optimale velfærdsforhold. Endelig kræver voxel-kloge analyser store stikprøvestørrelser og/eller stærke korrektionsfaktorer for at opnå pålidelige resultater, da de altid er påvirket af et problem med flere statistiske sammenligninger. Ikke desto mindre er vurderingen af konsekvenserne af DBS på hjernens metabolisme ved hjælp af FDG-PET med en voxel-klog tilgang en stor fordel på grund af denne metodes iboende sonderende karakter, som giver mulighed for omfattende helhjerneanalyser uden behov for forudgående antagelser.

På trods af de forklarede ulemper ved at kombinere DBS og FDG-PET giver disse tilgange et stort vindue af muligheder. Således er opnåelse af hjernemetabolisk information ikke-invasivt en stor fordel i den forstand, at neurofysiologiske data kan indsamles fra emnet under stimulering og ved mange forskellige lejligheder sammen med DBS-behandlingen. Desuden er FDG-PET en neuroimaging-teknik i den kliniske indstilling, hvilket styrker den translationelle tilgang, der motiverer denne metode. På samme måde er anvendelsen af FDG-PET et særligt egnet alternativ, da det opnåede signal i modsætning til andre billeddannelsesmetoder ikke påvirkes af sekundære forvrængninger i de elektriske eller magnetiske felter, der stammer fra neurostimuleringssystemet, hvilket kan forringe både billedkvaliteten og systemets ydeevne24. På den anden side er forskningsinteressen i at evaluere de modulerende konsekvenser af DBS ikke begrænset til terapeutiske fordele. Faktisk, da DBS er en fokus, modulerende og ikke-permanent neurostimuleringsterapi, kan det også hjælpe med at opklare de neurofunktionelle aktivitetsveje evalueret ved molekylære billeddannelsesteknikker og som reaktion på elektriske stimuli leveret af syste35. Disse oplysninger kan være særligt værdifulde til at dechiffrere uløste neurofysiologiske gåder under sunde og patologiske forhold. Endelig giver den metode, der er forklaret i dette manuskript, evnen til at observere virkningerne af DBS-induceret neuromodulation in vivo, idet den er en stærk strategi til at bestemme virkningen af stimulering under dens anvendelse. Kort sagt vil forståelse af in vivo-effekten af DBS hjælpe med at forstå de ønskede og uønskede virkninger af denne behandling, forudsige klinisk forbedring og i sidste ende tilpasse stimuleringsprotokollerne til hver patients behov.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer, at der ikke er nogen interessekonflikter i forbindelse med denne artikel.

Acknowledgments

Vi takker prof. Christine Winter, Julia Klein, Alexandra de Francisco og Yolanda Sierra for deres uvurderlige støtte til optimeringen af den her beskrevne metode. MLS blev støttet af Ministerio de Ciencia e Innovación, Instituto de Salud Carlos III (projektnummer PI17/01766 og tilskudsnummer BA21/0030), der blev medfinansieret af Den Europæiske Fond for Regionaludvikling (EFRU), "A way to make Europe". CIBERSAM (projektnummer CB07/09/0031); Delegación del Gobierno para el Plan Nacional sobre Drogas (projektnummer 2017/085) Fundación Mapfre; og Fundación Alicia Koplowitz.  MCV blev støttet af Fundación Tatiana Pérez de Guzmán el Bueno som stipendiatindehaver af denne institution og EU's fælles program - Neurodegenerative Disease Research (JPND). DRM blev støttet af Consejería de Educación e Investigación, Comunidad de Madrid, medfinansieret af Den Europæiske Socialfond "Investering i din fremtid" (tilskudsnummer PEJD-2018-PRE/BMD-7899). NLR blev støttet af Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, "Programa Intramural de Impulso a la I+D+I 2019". MD's arbejde blev støttet af Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) og Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) (PT20/00044). CNIC støttes af Instituto de Salud Carlos III (ISCIII), Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) og Pro CNIC Foundation og er et Severo Ochoa Center of Excellence (SEV-2015-0505).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
7-Tesla Biospec 70/20 scanner Bruker, Germany SN0021 MRI scanner for small animal imaging
Betadine Meda Pharma S.L., Spain 644625.6 Iodine solution (iodopovidone)
Beurer IL 11 Beurer SN87318 Infra-red light
Bipolar cable 50 cm w/50 cm mesh covering up to 100 cm Plastics One, USA 305-305 (CM)
Bipolar cable TT2  50 cm up to 100 cm Plastics One, USA 305-340/2 Bipolar cable TT2  50 cm up to 100 cm
Buprex Schering-Plough, S.A 961425 Buprenorphine (analgesic)
Ceftriaxona Reig Jofré 1g IM Laboratorio Reig Jofré S.A., Spain 624239.1 Ceftriaxone (antibiotic)
Commutator Plastics One, USA SL2+2C 4 Channel Commutator for DBS
Concentric bipolar platinum-iridium electrodes Plastics One, USA MS303/8-AIU/Spc Electrodes for DBS
Driller Bosh T58704 Driller
FDG Curium Pharma Spain S.A., Spain ----- 2-[18F]fluoro-2-deoxy-D-glucose (PET radiotracer)
Heating pad DAGA, Spain 23115 Heating pad
Ketolar Pfizer S.L., Spain 776211.9 Ketamine (anesthetic drug)
Lipolasic 2 mg/g Bausch & Lomb S.A, Spain 65277 Ophthalmic lubricating gel
MatLab R2021a The MathWorks, Inc Support software for SPM12
MRIcro McCausland Center for Brain Imaging,  University of South Carolina, USA v2.1.58-0 Software for imaging preprocessing and analysis
Multimodality Workstation (MMWKS) BiiG, Spain Software for imaging processing and analysis
Omicrom VISION VET RGB Medical Devices, Spain 731100 ReV B Cardiorrespiratory monitor for small imaging
Prevex Cotton buds Prevex, Finland ----- Cotton buds
Sevorane AbbVie Spain, S.L.U, Spain 673186.4 Sevoflurane (inhalatory anesthesia)
Small screws Max Witte GmbH 1,2 x 2 DIN 84 A2 Small screws
Standard U-Frame Stereotaxic Instrument for Rat, 18° Ear Bar Harvard Apparatus, USA 75-1801 Two-arms Stereotactic frame for rat
Statistical Parametric Mapping (SPM12) The Wellcome Center for Human Neuroimaging, UCL Queen Square Institute of Neurology, UK SPM12 Software for voxel-wise imaging analysis
STG1004 Multi Channel Systems GmbH, Germany STG1004 Isolated stimulator
SuperArgus PET/CT scanner Sedecal, Spain S0026403 NanoPET/CT scanner for small animal imaging
Suture thread with needle, 1/º Lorca Marín S.A., Spain 55325 Braided natural silk non-absorbable suture 1/0, with triangle needle
Technovit 4004 (powder and liquid) Kulzer Technique, Germany 64708471; 64708474 Acrylic dental cement for craniotomy tap
Wistar rats (Rattus norvergicus) Charles River, Spain animal facility Animal model used
Xylagesic Laboratorios Karizoo, A.A, Spain 572599-4 Xylazine (anesthetic drug)
Normon S.A., Spain 602910 Mepivacaine in gel for topical use

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gildenberg, P. L. Neuromodulation: A historical perspective. Neuromodulation. 1, 9-20 (2009).
  2. Lee, D. J., Lozano, C. S., Dallapiazza, R. F., Lozano, A. M. Current and future directions of deep brain stimulation for neurological and psychiatric disorders. Journal of Neurosurgery. 131 (2), 333-342 (2019).
  3. Casquero-Veiga, M. Preclinical molecular neuroimaging in deep brain stimulation. Complutense University of Madrid. , Faculty of Medicine, Department of Pharmacology (2021).
  4. Blaha, C. D. Theories of deep brain stimulation mechanisms. Deep Brain Stimulation: Indictions and Applications. , Jenny Stanford Publishing. New York. 314-338 (2016).
  5. Fins, J. J. Deep brain stimulation: Ethical issues in clinical practice and neurosurgical research. Neuromodulation. 1, 81-91 (2009).
  6. Desmoulin-Canselier, S., Moutaud, B. Animal models and animal experimentation in the development of deep brain stimulation: From a specific controversy to a multidimensional debate. Frontiers in Neuroanatomy. 13, 51 (2019).
  7. Casquero-Veiga, M., Hadar, R., Pascau, J., Winter, C., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Response to deep brain stimulation in three brain targets with implications in mental disorders: A PET study in rats. PLOS One. 11 (12), 0168689 (2016).
  8. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Understanding deep brain stimulation: In vivo metabolic consequences of the electrode insertional effect. BioMed Research International. 2018, 1-6 (2018).
  9. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Pascau, J., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Stimulating the nucleus accumbens in obesity: A positron emission tomography study after deep brain stimulation in a rodent model. PLOS One. 13 (9), 0204740 (2018).
  10. Pascau, J., Vaquero, J. J., Abella, M., Cacho, R., Lage, E., Desco, M. Multimodality workstation for small animal image visualization and analysis. Scientific Papers. Molecular Imaging and Biology. 8, 97-98 (2006).
  11. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Sydney. (1998).
  12. Roy, M., et al. A dual tracer PET-MRI protocol for the quantitative measure of regional brain energy substrates uptake in the rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (82), e50761 (2013).
  13. Klein, J., et al. A novel approach to investigate neuronal network activity patterns affected by deep brain stimulation in rats. Journal of Psychiatric Research. 45 (7), 927-930 (2011).
  14. Soto-Montenegro, M. L., Pascau, J., Desco, M. Response to deep brain stimulation in the lateral hypothalamic area in a rat model of obesity: In vivo assessment of brain glucose metabolism. Molecular Imaging and Biology. , 830-837 (2014).
  15. Pascau, J., et al. Automated method for small-animal PET image registration with intrinsic validation. Molecular Imaging and Biology. 11 (2), 107-113 (2009).
  16. Andersson, J. L. R. How to estimate global activity independent of changes in local activity. Neuroimage. 244 (60), 237-244 (1997).
  17. Wellcome Trust Centre for Neuroimaging SPM12-Statitstical Parametric Mapping. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/software/spm12/ (2022).
  18. Lozano, A. M., et al. Deep brain stimulation: current challenges and future directions. Nature Reviews Neurology. 15 (3), (2019).
  19. Boecker, H., Drzezga, A. A perspective on the future role of brain pet imaging in exercise science. NeuroImage. 131, (2016).
  20. Sprengers, M., et al. Deep brain stimulation reduces evoked potentials with a dual time course in freely moving rats: Potential neurophysiological basis for intermittent as an alternative to continuous stimulation. Epilepsia. 61 (5), 903-913 (2020).
  21. Middlebrooks, E. H., et al. Acute brain activation patterns of high- versus low-frequency stimulation of the anterior nucleus of the thalamus during deep brain stimulation for epilepsy. Neurosurgery. 89 (5), 901-908 (2021).
  22. Ashkan, K., Rogers, P., Bergman, H., Ughratdar, I. Insights into the mechanisms of deep brain stimulation. Nature Reviews Neurology. 13 (9), 548-554 (2017).
  23. Williams, N. R., Taylor, J. J., Lamb, K., Hanlon, C. A., Short, E. B., George, M. S. Role of functional imaging in the development and refinement of invasive neuromodulation for psychiatric disorders. World Journal of Radiology. 6 (10), 756-778 (2014).
  24. Rodman, A. M., Dougherty, D. D. Nuclear medicine in neuromodulation. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 81-99 (2016).
  25. Albaugh, D. L., Shih, Y. -Y. I. Neural circuit modulation during deep brain stimulation at the subthalamic nucleus for Parkinson's disease: what have we learned from neuroimaging studies. Brain Connectivity. 4 (1), 1-14 (2014).
  26. Mayberg, H. S., et al. Reciprocal limbic-cortical function and negative mood: Converging PET findings in depression and normal sadness. Neurology, and Radiology. 156 (5), 675-682 (1999).
  27. Kennedy, S. H., et al. Differences in brain glucose metabolism between responders to CBT and Venlafaxine in a 16-week randomized controlled trial. American Journal of Psychiatry. 164 (5), 778-788 (2007).
  28. Kennedy, S. H., et al. Changes in regional brain glucose metabolism measured with positron emission tomography after paroxetine treatment of major depression. American Journal of Psychiatry. 158 (6), 899-905 (2001).
  29. Brown, E. C., Clark, D. L., Forkert, N. D., Molnar, C. P., Kiss, Z. H. T., Ramasubbu, R. Metabolic activity in subcallosal cingulate predicts response to deep brain stimulation for depression. Neuropsychopharmacology. 45, 1681-1688 (2020).
  30. Klooster, D. C. W., et al. Technical aspects of neurostimulation: Focus on equipment, electric field modeling, and stimulation protocols. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 65, 113-141 (2016).
  31. Kasoff, W., Gross, R. E. Deep brain stimulation: Introduction and Technical Aspects. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 245-275 (2016).
  32. Perez-Caballero, L., et al. Early responses to deep brain stimulation in depression are modulated by anti-inflammatory drugs. Molecular Psychiatry. 19, 607-614 (2014).
  33. Solera Ruiz, I., UñaOrejón, R., Valero, I., Laroche, F. Craniotomy in the conscious patient. Considerations in special situations. Spanish Journal of Anesthesiology and Resuscitation. 60 (7), 392-398 (2013).
  34. Casali, M., et al. State of the art of 18F-FDG PET/CT application in inflammation and infection: a guide for image acquisition and interpretation. Clinical and Translational Imaging. 9 (4), 299-339 (2021).
  35. Gonzalez-Escamilla, G., Muthuraman, M., Ciolac, D., Coenen, V. A., Schnitzler, A., Groppa, S. Neuroimaging and electrophysiology meet invasive neurostimulation for causal interrogations and modulations of brain states. NeuroImage. 220, 117144 (2020).

Tags

Neurovidenskab udgave 181 stereotaxisk kirurgi dyb hjernestimulering positronemissionstomografi [18F] -fluorodeoxyglucose neurostimulering dyremodeller
<em>In vivo</em> Positronemissionstomografi for at afsløre aktivitetsmønstre induceret af dyb hjernestimulering hos rotter
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Casquero-Veiga, M., Lamanna-Rama,… More

Casquero-Veiga, M., Lamanna-Rama, N., Romero-Miguel, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. In vivo Positron Emission Tomography to Reveal Activity Patterns Induced by Deep Brain Stimulation in Rats. J. Vis. Exp. (181), e63478, doi:10.3791/63478 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter