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方法文章

测定食物铁生物利用度的Caco-2细胞生物测定法

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DOI：

10.3791/63859

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2022年4月28日

1United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Robert Holley Center for Agriculture and Health

本文内容

摘要

用于评估铁（Fe）生物可利用度的Caco-2细胞生物测定法是一种经济且用途广泛的手段，可用于评估来自食物、食品制品、补充剂、膳食乃至饮食方案中铁的生物可利用度。该方法已通过与人体研究的充分验证，代表了铁生物可利用性研究领域的先进水平。

摘要

了解铁的生物可利用性对于评估食物中铁的营养价值至关重要。体内测定铁生物可利用性受到成本、通量以及食品中铁同位素标记本身固有局限性的限制。因此，迫切需要一种高通量且经济有效的方法。Caco-2细胞生物测定法正是为满足这一需求而开发的。该方法利用模拟的胃肠道消化过程，并结合一种名为Caco-2的人类肠上皮细胞系进行培养，以评估铁的生物可利用性。在Caco-2细胞中，铁的吸收会促进细胞内铁蛋白（ferritin）的形成，这是一种易于通过酶联免疫吸附测定法（ELISA）检测的铁储存蛋白。铁蛋白的生成量与铁的吸收量成正比；因此，通过测定Caco-2细胞中铁蛋白的生成量，即可评估模拟食物消化产物中铁从肠腔进入肠上皮细胞的吸收情况。

通过该方法，该模型可复制决定食物铁生物利用度的关键初始步骤。自1998年建立以来，该模型已与已知影响人体铁生物利用度的多种因素进行了系统比较。此外，该模型已被用于多项平行研究，并与三项评估铁生物强化作物的人体功效研究同步应用。在所有情况下，该生物测定法均准确预测了来自不同因素、作物及整体膳食中铁生物利用度的相对含量。本文提供了Caco-2细胞培养与 体外 消化过程及细胞铁蛋白ELISA检测，用于开展Caco-2细胞铁生物利用度生物测定。

引言

要充分理解Caco-2细胞生物测定法在铁生物利用度研究中的需求与优势，必须首先了解该模型出现之前已有的研究方法。食物或膳食中铁生物利用度的测定方法 体内 是一项具有挑战性的任务，尤其是在需要评估膳食或饮食中多种食物组合时。在过去50年中，同位素标记法一直是测定铁生物利用度最常用的方法。1同位素标记法适用于单次进餐和多次进餐研究，但不适用于长期研究。铁的稳定同位素，如 57铁和 58铁是最常用的；然而，已有研究使用了诸如放射性同位素等物质 59利用全身计数法测定铁2对于植物性食物，同位素标记可通过外源性或内源性标记实现。外源性标记是指向食物或餐食中添加已知量的同位素，随后将食物混合，并在摄入前纳入15至30分钟的平衡期。内源性标记植物性食物则需采用水培法，即将同位素加入营养液中，使植物在生长发育过程中将其吸收并整合到体内。下文将讨论每种方法的优缺点。

外源性同位素标记
在20世纪70年代初期至中期，人们通过对外源性铁进行食物标记来研究人体对铁的吸收。该方法是在已知铁含量的食物或膳食中加入已知量的同位素，混合后平衡15-30分钟，再进行测量。所使用的外源性同位素量各不相同，范围从内源性铁含量的1%到100%不等，但最常用的范围为7%-30%3。外源性标记法基于一个假设：即外源性铁同位素能够与食物或膳食中的内源性铁完全达到平衡。随后测定外源性同位素的吸收率，并据此推算每个外源性同位素原子所代表的内源性铁原子数量。该计算基于摩尔比例关系。1983年，多项对该技术的验证研究被汇总于一篇综述论文中4。技术验证是通过同时比较外源性同位素标记物的吸收百分比与内源性同位素标记物的吸收百分比来进行的。因此，若外源性与内源性吸收之比接近1，则表明两部分铁池被等量吸收。当时，该比值接近1也被认为反映了外源性同位素与食物或膳食中内源性铁达到了充分平衡。在63项比较中，外源性与内源性铁吸收比值的平均值范围为0.40至1.62，平均值（±标准差）为1.08 ± 0.14。需要特别指出的是，在该综述所汇总的所有研究中，没有任何一项研究直接检验外源性标记物与内源性铁之间的平衡状态。综上所述，该综述作者得出以下结论：

"在某些实验条件下，外源性标记法已被证实适用于多种食品。然而，该方法尚不能被认为适用于所有类型的食品。外源性标记法不适用于监测含有不溶性铁形式的膳食中铁的吸收。该技术的有效性依赖于一个基本假设，即外源性标记物能与食物中所有内源性非血红素铁完全交换。目前尚不清楚不同形式的非血红素铁被外源性标记物标记的程度如何。这一点尤为重要，因为已有研究提示，铁吸收抑制因子可能对外源性标记物的作用方式与对食物中某些形式非血红素铁的作用方式不同。关于影响同位素完全交换的食品因素的研究还很有限。因此，在解读外源性标记法所得生物利用度数据时，必须考虑食品或膳食中可能存在的影响交换的抑制因子。"

自1983年以来，仅有两项研究评估了铁外源性标记的准确性3,5在这两项研究中，外源性同位素标记物的平衡情况被直接与食物中的内源性铁进行比较，而这些研究中的食物均为 staple 食物作物。测试的豆类包括白豆、红豆和黑豆品种，以及扁豆和玉米。采用已建立的 体外 消化技术以及铁溶解度和沉淀的测定结果均表明，外源同位素标记并未始终实现完全平衡；有证据显示，对于某些菜豆品种，不平衡程度可能非常高，这取决于外源同位素的用量和种皮颜色3尽管1983年综述论文得出了相关结论，关于豆类的外源标记研究仍在继续6,7,8,9,10,11,12这些研究均未包括检测外源性标记物与内源性铁的平衡。

内源性标记
用于评估铁生物利用度的植物性食物内源性标记可避免外源性标记中同位素平衡所带来的准确性问题。然而，由于需要温室空间进行水培培养，该方法无法大量制备样品。水培过程劳动密集，需要大量昂贵的稳定同位素，且常常导致植物在产量和籽粒铁浓度方面表现出与常规生长不同的特性。由于成本较高，内源性标记仅适用于旨在研究铁吸收机制或影响食物中铁吸收因素的小规模研究。仅材料费用而言，生产1-2公斤主食作物的成本约为20,000至30,000美元，具体费用取决于所用同位素和水培方法13,14。

鉴于同位素标记所面临的挑战，研究人员试图开发体外（in vitro）方法。早期方法采用模拟的胃肠道食物体系，通过测定铁的溶解性或可透析性来估算其生物可利用度15。这些研究很快发现，铁的可透析性并非生物可利用度的一致指标，因为铁可能虽可溶但与化合物紧密结合，因而无法交换，从而导致对生物可利用度的高估。为解决这些问题，研究方法逐步发展为利用人源肠道细胞系，从而引入活体组分，并实现对铁吸收的测定16。人源肠道Caco-2细胞源自人结肠癌组织，已被广泛应用于营养素吸收研究。该细胞系具有重要价值，因为在培养条件下，这些细胞可分化为具有类似小肠刷状缘细胞功能的肠上皮细胞。研究表明，Caco-2细胞表达适当的转运蛋白，并能对影响铁吸收的因素产生相应反应17,18。

早期研究利用放射性同位素测定Caco-2细胞对铁（Fe）的吸收，随后优化为基于Caco-2细胞铁蛋白形成的铁吸收测定方法。通过检测Caco-2细胞中铁蛋白的生成，提高了样品通量，并避免了放射性同位素操作以及外源性铁与内源性铁平衡所带来的问题19,20。通过铁蛋白形成来测定铁吸收，使研究人员能够研究多种食物，包括复杂的膳食21。因此，模拟（in vitro）消化与Caco-2细胞铁吸收相结合的方法，能够更真实地反映食物中铁吸收的生理状况。需要指出的是，该模型主要用于确定铁生物利用度的相对差异。与许多常用的细胞系一样，Caco-2细胞在反应性上也存在一定的变异性，但在不同食物间铁吸收的相对差异方面始终保持一致。恰当的操作技术和对细节的仔细把控，有助于提高Caco-2细胞中铁蛋白形成的稳定性和可重复性。

的 体外 消化/Caco-2细胞模型也称为Caco-2细胞生物测定法。该方法已通过与人体和动物研究的直接比较得到充分验证22除了将生物测定法与人体疗效试验进行直接平行比较外，该模型还表现出与人类在铁吸收方面的反应具有定性相似的特征18,19,23因此，作为 体外 方法上，Caco-2细胞生物测定法作为评估食物中铁营养的筛选工具具有高度可信性，已广泛应用于多种食物及食品制品。21,24,25,26,27,28.

自1998年建立以来，Caco-2细胞生物测定法推动了铁营养学领域的发展，有助于识别影响肠道铁吸收的因素。通过这一模型，研究人员得以制定并优化更具确定性且成本更低的人体研究目标。也有人认为，该模型的应用可避免开展部分人体试验。

综上所述，可通过Caco-2细胞生物测定法测量食物或膳食中铁（Fe）的相对递送能力。无论测试餐中Fe的含量如何，该生物测定法均可确定进入肠上皮细胞的Fe相对量——即吸收过程的第一步。这一步骤在定义Fe生物可利用性时最为关键，因为通常目标是通过测量来改善或至少监测食物中Fe的营养质量。鉴于铁状态由吸收过程调控，因此在缺铁个体中，Fe的摄取会相应上调以满足营养需求，该模型的标准条件被设计为使细胞对Fe的摄取达到最大。通过这种方式，该生物测定法可真实反映食物递送Fe的潜力。

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方案

注意：为方便读者参考，以下方法描述了一次生物测定实验中测定20个实验样品铁生物利用度所需的具体培养条件和材料，以及所需的质量对照。由于该生物测定涉及多种细胞培养和体外消化步骤，耗时较长，因此不建议超出此样本容量增加样品数量。

1. 选择样本数量

  1. 对于固体或液体食品，确定一个可代表待测样品的食品量。
    1. 在检测某种豆类品种的铁生物利用度时，使用 100–150 g 豆类种子，并将此量处理为均质样品。
    2. 对于强化果汁、乳制品和运动饮料等液体样品，取样前应确保食品充分混匀。
      ​注意：上述提到的豆类种子材料用量对于反映这种主粮作物种子间固有的差异至关重要。

2. 样品制备

  1. 处理前用去离子蒸馏水冲洗掉任何食物样品上的土壤和灰尘。
  2. 根据实验目的对适量样品进行处理，例如通过烹饪方法或研磨。
    注意：在烹饪和加工过程中，必须使用不会成为潜在污染铁来源的炊具和设备。不锈钢器具不会造成污染；然而，石磨研磨机、铸铁炊具以及任何含铁的非不锈钢设备可能会引入大量污染性铁。标准的不锈钢咖啡研磨机通常足以用于研磨。
  3. 冷冻干燥并研磨成均一粉末。
    注意：研究表明，一旦样品均质化，每种待测食物进行三次独立的分析重复即可满足要求。
    1. 如果难以实现样品的均一性，应调整产品的配方或加工方式。若无法调整，且非均一性不严重，则可增加重复次数。
    2. 对于大多数均一的固体食物，每次重复使用0.5 g冻干样品。如有必要，每次重复最多可使用1.0 g样品，但需检查使用超过0.5 g是否在响应程度上带来益处。
      注意：固体食物样品量超过0.5 g可能会堵塞透析膜（见下文）。
    3. 液体样品使用1–2 mL。
      ​注意：液体样品通常无需进行冻干处理。

3. Caco-2 细胞培养

  1. 储备菌种
    1. 从认证供应商处获取 Caco-2 细胞。
    2. 在37 °C、5% CO₂的培养箱中，将细胞从冻存管中复苏培养。2 在含杜尔贝科改良伊格尔培养基（DMEM），并添加25 mM HEPES（pH 7.2）、10%（v/v）胎牛血清（FBS）和1%抗生素-抗真菌溶液的恒湿空气环境中培养。
    3. 当获得足够数量的细胞后（通常在培养7-10天后），将细胞以30,000个细胞/cm²的密度接种于未包被胶原的培养瓶中2.
    4. 根据可用于接种多孔板的细胞数量及所需细胞数量选择合适的培养瓶规格。
      注意：通常情况下，T225（225 cm²）培养瓶中的细胞需要约 20 mL 培养基。2）培养瓶最适合用于包含11个多种孔（6孔；9.66 cm²）的实验2每项生物测定使用（样品比较用10块，质量对照用1块）培养板。
    5. 在培养瓶中培养细胞7天，每隔一天更换一次培养基，第7天时使用th 用于接种多孔板的一天。
      注意：建议从冻存细胞开始培养后，用于一系列实验的传代次数不超过10–15代。应限制细胞培养的传代次数，因为过大的传代范围可能导致细胞系发生适应性改变，从而引起模型反应的变异性。
  2. 多孔板上的细胞培养
    1. 以每平方厘米50,000个细胞的密度接种Caco-2细胞2 在6孔胶原包被板中。
      注意：此步骤通常在星期三进行效果最佳。接下来的步骤将说明为何这一周中的日期最为理想。
    2. 在37 °C、5% CO₂的培养箱中培养细胞12天2 使用添加了25 mM HEPES（pH 7.2）、10%（v/v）FBS和1%抗生素-抗真菌溶液的DMEM，在空气环境（恒定湿度）中培养。
      注意：细胞单层培养超过12天可能导致细胞过度生长。既往研究已明确表明，在接种后12天，细胞单层已发育成熟，与培养板贴附良好，且对刺激的反应一致性最佳。29,30,31延长培养时间（如达19–21天）会导致细胞过度生长，培养基中的营养物质迅速耗尽，从而形成不健康的单层细胞。
    3. 在12天期间内，按照固定的时间表至少每2天更换一次培养基。
    4. 第12天th 接种后第1天，将培养基更换为2 mL最低必需培养基（MEM [pH 7]），添加10 mM PIPES（哌嗪-N,N'-双[2-乙磺酸]）、1% 抗生素-抗真菌溶液、氢化可的松（4 mg/L）、胰岛素（5 mg/L）、硒（5 μg/L）、三碘甲腺原氨酸（34 μg/L）和表皮生长因子（20 μg/L）。
      注意：如果接种于周三开始，则第12天th 这一天会是星期一。
    5. 次日（即第13天），移除MEM，加入1 mL MEM（pH 7）。
      注意：此步骤将在周二进行。这一天是生物测定的起始日；因此，13天的实验周期有助于形成稳定的周循环安排，使生物测定能够在每周的同一天持续进行。

4. 体外 消化

  1. 插入环的制备
    1. 使用经酸洗处理的透析膜和硅胶O形环制备无菌插入环图1A).
      注意：在生物测定前一天（即第12天，周一）制备插入物，并将其保存于18 MΩ的水中，4 °C条件下，直至使用。
    2. 在生物测定当天（星期二，第13天），将插入物从冰箱中取出，倒掉液体，并用0.5 M HCl替换。在使用前，将其置于超净工作台中室温下静置至少1小时。
      注意：此步骤应在从培养板中移除 MEM 之前进行。对膜进行酸洗可去除可能存在的铁污染，并对插入环和膜进行灭菌。
    3. 吸出小室中的0.5 M HCl，用无菌18 MΩ水冲洗。随后将其置于无菌18 MΩ水中，室温下存放于超净工作台内，直至使用。
    4. 在含有 Caco-2 细胞的 6 孔板的每个孔中插入一个环，从而构建双室系统。将带有插入环的培养板放回培养箱中。
      注意：此步骤应在向每个孔中加入 1.0 mL 新鲜 MEM 后立即进行（参见步骤 3.2.5）。
  2. 胃蛋白酶溶液的制备
    1. 实验当天，将 0.145 g 胃蛋白酶溶解于 50 mL 0.1 M HCl 中，配制胃蛋白酶溶液。室温下在摇床中轻轻振荡溶液 30 分钟。
  3. 胰酶-胆汁溶液的制备
    1. 同一天实验时，配制 0.1 M NaHCO₃3 通过溶解2.1 g NaHCO₃3 在250 mL的18 MΩ水中的。
    2. 将0.35 g胰酶和2.1 g胆汁提取物溶于175 mL 0.1 M NaHCO₃中3.
    3. 胰蛋白酶和胆汁提取物溶解后，加入87.5 g弱阳离子交换树脂（参见 材料表）并在室温下振荡混匀30分钟。
    4. 将悬浊液倒入大层析柱中，并收集流出液。
    5. 用额外的 70 mL 0.1 M NaHCO₃ 洗脱柱子3，将此体积收集到胰酶胆汁溶液中。
      注意：树脂的作用是去除胰酶-胆汁提取物中常见的污染物铁（Fe）。
  4. 启动 体外 消化
    1. 在无菌的50 mL离心管（聚丙烯）中称取样品，随后加入10 mL pH为2的生理盐水，其中含有140 mM NaCl和5 mM KCl。
    2. 向样品中加入0.5 mL制备好的猪胃蛋白酶溶液，启动胃消化过程，于37 °C在低速轻柔振荡摇床上孵育1小时。
    3. 在此期间结束后，通过加入1.0 M NaHCO₃将各样品的pH值调节至5.5–6.0，以启动肠道消化过程。3.
    4. 向每个样品管中加入2.5 mL胰酶-胆汁溶液，并用1.0 M NaHCO₃将pH值调节至6.9–7.03.
    5. pH 调整后，使用 140 mM NaCl、5 mM KCl（pH 6.7）溶液补足各管体积，通过称重使每管重量达到目标值 15 g。
      注意：对于某些食物，可能需要将总体积调至16 g或17 g，具体取决于食物的缓冲能力。
    6. 将每份肠道消化液各1.5 mL转移至含Caco-2细胞的6孔培养板相应孔的上室（即含有带透析膜的插入环的上室）中图1B).
    7. 更换培养板盖，在37 °C（5% CO₂）条件下培养2 在摇床中以每分钟6次振荡的频率振荡2小时，保持空气环境。
    8. 移除含有消化液的插入环，并向每孔中额外加入 1 mL MEM（pH 7）。
    9. 将细胞培养板放回培养箱（37 °C；5% CO₂）2 额外培养22小时（空气环境）。
    10. 22小时后，移除细胞培养基，并向细胞单层中加入2.0 mL的18 MΩ水。
      注意：水会通过渗透作用使细胞裂解。
    11. 将全部细胞裂解液收集至标准的聚丙烯微量离心管或类似容器中，用于后续的细胞蛋白和细胞铁蛋白分析。

5. Caco-2 细胞铁蛋白和细胞蛋白的测定

  1. 使用第4.4.10步的细胞裂解液测定细胞铁蛋白和蛋白质含量。
    1. 为测定Caco-2细胞中的铁蛋白含量，请按照试剂盒说明书操作（参见 材料表），但小鼠抗铁蛋白抗体-辣根过氧化物酶（HRP）偶联物的孵育时间需从30分钟延长至2小时。
    2. 为测定细胞蛋白，请按照细胞蛋白检测试剂盒提供的说明进行操作（参见 材料表).

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结果

主食作物中铁生物利用度的鉴定与测定
开发该模型的主要原因之一是鉴定影响主食作物中铁（Fe）生物利用度的因素，并为植物育种人员提供一种工具，使其能够鉴定并培育出铁生物利用度更高的品种。普通菜豆（Phaseolus vulgaris）已被全球列为铁生物强化的重点作物；因此，该模型已广泛应用于评估多种菜豆市场类型及育种项目中铁的营养品质。例如，黄豆是美国近年来兴起的一类市场品种。在东非等地区，黄豆广受欢迎，且普遍被认为易熟快煮，许多人认为其“易于消化”。近期利用Caco-2细胞生物测定法开展的研究表明，与其他颜色类型的菜豆相比，某些黄豆品种的铁生物利用度较高（图2）。在本研究中，Manteca类品种相对于白色和红斑色类别的对照参比品种，表现出更高的铁生物利用度。此外，该结果在连续两个收获年度中均保持一致。此类比较在其他模型中难以实现，尤其是体内（in vivo）模型，因其动物和人体试验成本高昂且通量显著较低。

评估食品加工对铁生物利用度...

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讨论

自该方法首次提出以来，已有大量研究发表，描述了Caco-2细胞生物测定法的应用。自1998年首次发表以来，其基本条件基本保持不变18。然而，在过去的20年中，许多技术细节得到了优化和标准化，从而使生物测定的响应达到了前所未有的一致性。严格而精确地遵循细胞培养和体外消化条件，是实现生物测定结果一致性和高灵敏度的关键。

根据我们培训众多人员使用该方法的经验，最常见的困难在于Caco-2细胞的正确培养。持续培养出健康的单层细胞是获得健康且反应良好的Caco-2细胞单层的关键。如果各孔之间的细胞蛋白含量不一致，或未处于方案中列出的细胞蛋白含量范围内，研究者应重新检查细胞培养条件是否偏离了方案要求。此外，可能存在低水平的微生物污染，细胞培养箱可能未正常运行，或细胞培养基的配制可能不正确。

的 体外 消化过程是另一个潜在问题来源。从消化酶中去除污染物铁（Fe）至关重要。尽管制造商声称其产品不含铁，但仍应定期检测消化酶中的铁浓度，并确保铁去除步骤（见实验方案...

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致谢

作者衷心感谢杨永培和Mary Bodis在技术方面所做的努力。该模型在营养学领域取得的极为成功的应用，直接得益于他们的专业知识和对细节的关注。该模型的开发完全由美国农业部农业研究局资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
0.5 M HClFisher ScientificA508-4 Hydrochloric Acid TraceMetal Grade
18 兆欧水也称为蒸馏去离子水
3,3′,5-三碘-L-甲状腺原氨酸钠盐Sigma Aldrich CoT6397
6 孔板Costar3506用于生物测定实验
抗坏血酸Sigma Aldrich CoA0278
胆汁提取物Sigma Aldrich CoB8631
Caco-2 细胞美国模式培养物集存库HTB-37HTB-37 是一种常见品系。
细胞培养瓶 T225Falcon 353138
细胞培养瓶 T25Corning430639
细胞培养瓶 T75Corning430641U
Chelex-100Bio-Rad Laboratories Inc142832在方案中称为弱阳离子交换树脂
胶原蛋白Corning354236
透析膜Spectrum LaboratoriesSpectra/Por 7 Pretreated RC Dialysis Tubing 15,000 MWCOSpectra/Por 7 Pretreated RC Dialysis Tubing 15,000 MWCO
Dulbecco’s 改良 Eagle’s 培养基Gibco12100046DMEM
表皮生长因子Sigma Aldrich CoE4127-5X.1MG
铁蛋白 ELISA 检测试剂盒Eagle BiosciencesFRR31-K01
胎牛血清R&D SystemsS12450Optima
HEPESSigma Aldrich CoH3375
水溶性氢化可的松Sigma Aldrich CoH0396
插入环Corning Costar未出售Transwell，用于 6 孔板，无膜
胰岛素Sigma Aldrich CoI2643
KClSigma Aldrich CoP9333
大柱VWR InternationalKT420400-1530
最低必需培养基Gibco41500034MEM
NaClFisher ScientificS271
胰蛋白酶Sigma Aldrich CoP1750
PIPES 二钠盐Sigma Aldrich CoPiperazine-1,4-bis(2-ethanesulfonic acid) disodium salt P3768
猪胃蛋白酶Sigma Aldrich CoP6887 或 (P7012-25G Sigma
蛋白检测试剂盒Bio-Rad Laboratories IncBio-Rad DC protein assay kit 500-0116用于测定 Caco-2 细胞蛋白含量
硅胶 O 形圈Web Seal, Inc Rochester NY2-215S500
碳酸氢钠Fisher ScientificS233
亚硒酸钠Sigma Aldrich CoS5261
ZellShieldMinerva Biolabs13-0050以 1% 浓度使用，作为抗生素/抗真菌剂，通过 Thomas Scientific 订购

参考文献

  1. Fairweather-Tait, S. J., Dainty, J. Use of stable isotopes to assess the bioavailability of trace elements: a review. Food Additives Contaminants. 19 (10), 939-947 (2002).
  2. Hadley, K. B., Johnson, L. K., Hunt, J. R. Iron absorption by healthy women is not associated with either serum or urinary prohepcidin. American Journal of Clinical Nutrition. 84 (1), 150-155 (2006).
  3. Glahn, R. P., Cheng, Z., Giri, S. Extrinsic labeling of staple food crops with isotopic iron does not consistently result in full equilibration: revisiting the methodology. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 63 (43), 9621-9628 (2015).
  4. Consaul, J. R., Lee, K. Extrinsic tagging in iron bioavailability research: a critical review. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 31 (4), 684-689 (1983).
  5. Jin, F., Cheng, Z., Rutzke, M. A., Welch, R. M., Glahn, R. P. Extrinsic labeling method may not accurately measure Fe absorption from cooked pinto beans (Phaseolus vulgaris): comparison of extrinsic and intrinsic labeling of beans. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 56 (16), 6881-6885 (2008).
  6. Junqueira-Franco, M. V. M., et al. Iron absorption from beans with different contents of iron, evaluated by stable isotopes. Clinical Nutrition ESPEN. 25, 121-125 (2018).
  7. Petry, N., Egli, I., Zeder, C., Walczyk, T., Hurrell, R. Polyphenols and phytic acid contribute to the low iron bioavailability from common beans in young women. Journal of Nutrition. 140 (11), 1977-1982 (2010).
  8. Petry, N., et al. Stable iron isotope studies in Rwandese women indicate that the common bean has limited potential as a vehicle for iron biofortification. Journal of Nutrition. 142 (3), 492-497 (2012).
  9. Petry, N., Egli, I., Campion, B., Nielsen, E., Hurrell, R. Genetic reduction of phytate in common bean (Phaseolus vulgaris L.) seeds increases iron absorption in young women. Journal of Nutrition. 143 (8), 1219-1224 (2013).
  10. Petry, N., et al. Phytic acid concentration influences iron bioavailability from biofortified beans in Rwandese women with low iron status. Journal of Nutrition. 144 (11), 1681-1687 (2014).
  11. Petry, N., Boy, E., Wirth, J. P., Hurrell, R. F. Review: The potential of the common bean (Phaseolus vulgaris) as a vehicle for iron biofortification. Nutrients. 7 (2), 1144-1173 (2015).
  12. Petry, N., et al. In Rwandese women with low iron status, iron absorption from low-phytic acid beans and biofortified beans is comparable, but low-phytic acid beans cause adverse gastrointestinal symptoms. Journal of Nutrition. 146 (5), 970-975 (2016).
  13. Donangelo, C. M., et al. Iron and zinc absorption from two bean (Phaseolus vulgaris L.) genotypes in young women. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 51 (17), 5137-5143 (2003).
  14. Dellavalle, D. M., Glahn, R. P., Shaff, J. E., O'Brien, K. O. Iron absorption from an intrinsically labeled lentil meal is low but upregulated in women with poor iron status. Journal of Nutrition. 145 (10), 2253-2257 (2015).
  15. Miller, D. D., Schricker, B. R., Rasmussen, R. R., Van Campen, D. An in vitro method for estimation of iron availability from meals. American Journal of Clinical Nutrition. 34 (10), 2248-2256 (1981).
  16. Glahn, R. P., Wien, E. M., Van Campen, D. R., Miller, D. D. Caco-2 cell iron uptake from meat and casein digests parallels in vivo studies: use of a novel in vitro method for rapid estimation of iron bioavailability. Journal of Nutrition. 126 (1), 332-339 (1996).
  17. Martini, L. A., Tchack, L., Wood, R. J. Iron treatment downregulates DMT1 and IREG1 mRNA expression in Caco-2 cells. Journal of Nutrition. 132 (4), 693-696 (2002).
  18. Glahn, R. P., Wortley, G. M., South, P. K., Miller, D. D. Inhibition of iron uptake by phytic acid, tannic acid, and ZnCl2: studies using an in vitro digestion/Caco-2 cell model. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 50 (2), 390-395 (2002).
  19. Glahn, R. P., Lee, O. A., Yeung, A., Goldman, M. I., Miller, D. D. Caco-2 cell ferritin formation predicts nonradiolabeled food iron availability in an in vitro digestion/Caco-2 cell culture model. Journal of Nutrition. 128 (9), 1555-1561 (1998).
  20. Yun, S., Habicht, J. P., Miller, D. D., Glahn, R. P. An in vitro digestion/Caco-2 cell culture system accurately predicts the effects of ascorbic acid and polyphenolic compounds on iron bioavailability in humans. Journal of Nutrition. 134 (10), 2717-2721 (2004).
  21. Pachón, H., Stoltzfus, R. J., Glahn, R. P. Homogenization, lyophilization or acid-extraction of meat products improves iron uptake from cereal-meat product combinations in an in vitro digestion/Caco-2 cell model. British Journal of Nutrition. 101 (6), 816-821 (2009).
  22. Tako, E., Bar, H., Glahn, R. P. The combined application of the Caco-2 cell bioassay coupled with in vivo (Gallus gallus) feeding trial represents an effective approach to predicting Fe bioavailability in humans. Nutrients. 8 (11), 732-757 (2016).
  23. Engle-Stone, R., Yeung, A., Welch, R., Glahn, R. Meat and ascorbic acid can promote Fe availability from Fe-phytate but not from Fe-tannic acid complexes. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 53 (26), 10276-10284 (2005).
  24. Tako, E., Blair, M. W., Glahn, R. P. Biofortified red mottled beans (Phaseolus vulgaris L.) in a maize and bean diet provide more bioavailable iron than standard red mottled beans: studies in poultry (Gallus gallus) and an in vitro digestion/Caco-2 model. Nutrition Journal. 10, 113(2011).
  25. Pachón, H., Stoltzfus, R. J., Glahn, R. P. Chicken thigh, chicken liver, and iron-fortified wheat flour increase iron uptake in an in vitro digestion/Caco-2 cell model. Nutrition Research. 28 (12), 851-858 (2008).
  26. Beasley, J. T., et al. Metabolic engineering of bread wheat improves grain iron concentration and bioavailability. Plant Biotechnology Journal. 17 (8), 1514-1526 (2019).
  27. Zhu, L., Glahn, R. P., Nelson, D., Miller, D. D. Comparing soluble ferric pyrophosphate to common iron salts and chelates as sources of bioavailable iron in a Caco-2 cell culture model. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 57 (11), 5014-5019 (2009).
  28. Wortley, G., Leusner, S., Good, C., Gugger, E., Glahn, R. Iron availability of a fortified processed wheat cereal: a comparison of fourteen iron forms using an in vitro digestion/human colonic adenocarcinoma (Caco-2) cell model. British Journal of Nutrition. 93 (1), 65-71 (2005).
  29. Jumarie, C., Malo, C. Alkaline phosphatase and peptidase activities in Caco-2 cells: differential response to triiodothyronine. In Vitro Cellular and Developmental Biology - Animal. 30 (11), 753-760 (1994).
  30. Engle, M. J., Goetz, G. S., Alpers, D. H. Caco-2 cells express a combination of colonocyte and enterocyte phenotypes. Journal of Cellular Physiology. 174 (3), 362-369 (1998).
  31. Ferruzza, S., Rossi, C., Sambuy, Y., Scarino, M. L. Serum-reduced and serum-free media for differentiation of Caco-2 cells. Alternatives to Animal Experimentation. 30 (2), 159-168 (2013).
  32. Wiesinger, J. A., Cichy, K. A., Tako, E., Glahn, R. P. The fast cooking and enhanced iron bioavailability properties of the Manteca yellow bean (Phaseolus vulgaris L). Nutrients. 10 (11), 1609(2018).
  33. Wiesinger, J. A., Cichy, K. A., Hooper, S. D., Hart, J. J., Glahn, R. P. Processing white or yellow dry beans (Phaseolus vulgaris L.) into a heat treated flour enhances the iron bioavailability of bean-based pastas. Journal of Functional Foods. 71, 104018(2020).

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