Summary
Het visualiseren van myelinisatie is een belangrijk doel voor veel onderzoekers die het zenuwstelsel bestuderen. CARS is een techniek die compatibel is met immunofluorescentie die lipiden in weefsel zoals de hersenen die gespecialiseerde structuren zoals myeline verlichten, native in beeld kan brengen.
Abstract
Coherente anti-Stokes Raman spectroscopie (CARS) is een techniek die klassiek wordt gebruikt door chemici en natuurkundigen om een coherent signaal van kenmerkende trillingen van moleculen te produceren. Deze vibrationele handtekeningen zijn echter ook kenmerkend voor moleculen in anatomisch weefsel zoals de hersenen, waardoor het steeds nuttiger en toepasbaarder wordt voor neurowetenschappelijke toepassingen. CARS kan bijvoorbeeld lipiden meten door specifiek opwindende chemische bindingen binnen deze moleculen, waardoor verschillende aspecten van weefsel kunnen worden gekwantificeerd, zoals myeline die betrokken is bij neurotransmissie. Bovendien kan CARS, in vergelijking met andere technieken die doorgaans worden gebruikt om myeline te kwantificeren, ook worden ingesteld om compatibel te zijn met immunofluorescentietechnieken, waardoor co-labeling met andere markers zoals natriumkanalen of andere componenten van synaptische transmissie mogelijk is. Myelinisatieveranderingen zijn een inherent belangrijk mechanisme bij het demyeliniseren van ziekten zoals multiple sclerose of andere neurologische aandoeningen zoals het Fragiele X-syndroom of autismespectrumstoornissen is een opkomend onderzoeksgebied. Kortom, CARS kan op innovatieve manieren worden gebruikt om prangende vragen in de neurowetenschappen te beantwoorden en bewijs te leveren voor onderliggende mechanismen die verband houden met veel verschillende neurologische aandoeningen.
Introduction
Actiepotentialen zijn de basiseenheid van informatie in de hersenen en actiepotentiale voortplanting door axonen vormt een pijler van informatieverwerking 1,2,3. Neuronen ontvangen meestal afferente inputs van meerdere andere neuronen en integreren deze inputs binnen een bepaald smal tijdvenster 4,5. Daarom hebben de mechanismen van actiepotentiaalvoortplanting in axonen een aanzienlijke hoeveelheid aandacht gekregen van onderzoekers.
Bij vermeerdering door een axon wordt een actiepotentiaal herhaaldelijk langs het axon geregenereerd om een betrouwbare voortplanting te garanderen6. In de meeste neuronen van kaakgewervelde dieren (gnathostomen) zijn axonen omgeven door een omhulsel van myeline, een lipiderijke stof die wordt geproduceerd door nabijgelegen oligodendrocyten of Schwann-cellen, die soorten gliacellen zijn (besproken in 7,8). Deze myelineschede isoleert het axon elektrisch, vermindert de capaciteit en maakt een efficiënte, snelle en met een lager energieverbruik mogelijk. Myeline bedekt het axon niet uniform, maar het omhult het axon in segmenten met korte openingen ertussen, de knooppunten van Ranvier genoemd (besproken in 9,10). Zowel de myelinisatiedikte, die het niveau van elektrische isolatie van een axon regelt, als de afstand van de knooppunten van Ranvier, die de frequentie regelen waarmee actiepotentialen langs een axon worden geregenereerd, beïnvloeden de snelheid van de voortplanting van actiepotentialen (besproken in11).
Er is een grote hoeveelheid literatuur die suggereert dat de dikte van de myelinisatie de snelheid van actiepotentiaalvoortplanting in axonen beïnvloedt 12,13,14. Bovendien kunnen veranderingen in axonmyelinisatie resulteren in een aantal CZS-tekorten 15,16,17,18,19,20,21. Het is daarom niet verwonderlijk dat de focus van veel onderzoeksinspanningen ligt op het meten en karakteriseren van axonmyelinisatie. Metingen van myelinedikte zijn meestal gedaan met elektronenmicroscopie, een techniek die een aanzienlijke hoeveelheid weefselvoorbereiding vereist en een uitdaging is om te gebruiken in combinatie met immunohistochemie. Er is echter ook een snellere en eenvoudigere techniek om axonmyelinisatie te meten die is gebaseerd op Coherent Anti-Stokes Raman Spectroscopy (CARS). Een CARS-laser kan worden afgestemd op verschillende frequenties en wanneer afgestemd op frequenties die geschikt zijn om lipiden te exciteren, kan myeline worden afgebeeld zonder dat er extra labels nodig zijn22. De lipide beeldvorming kan worden gecombineerd met standaard immunohistochemie, zodat lipiden samen met verschillende fluorescerende kanalen kunnen worden afgebeeld23. Beeldvorming van myelinisatie met CARS is aanzienlijk sneller dan elektronenmicroscopie en heeft een resolutie die, zij het lager dan EM, voldoende is om zelfs kleine verschillen in myelinisatie in hetzelfde type axonen te detecteren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle experimenten voldeden aan alle toepasselijke wetten, richtlijnen van de National Institutes of Health en werden goedgekeurd door de University of Colorado Anschutz Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Dieren
- Gebruik C57BL/6J (stock #000664) muizen (Mus musculus) verkregen van The Jackson Laboratory of Mongoolse gerbils (Meriones unguiculatus) oorspronkelijk verkregen uit Charles River.
2. Weefselvoorbereiding
- Voor transcardiale perfusie, overdosering knaagdiersoorten van belang met pentobarbital (120 mg / kg lichaamsgewicht) en transcardiaal perfuseren met fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS; 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 1,76 mM KH2PO4, 10 mM Na2HPO4), gevolgd door 4% paraformaldehyde (PFA)24.
- Open in het bijzonder de buik en de ribbenkast met een schaar en houd de ribbenkast op zijn plaats met Kelly hemostatische tang om het hart bloot te stellen.
- Steek een 23 GA-naald aangesloten op een perfusiepomp in de linker ventrikel en knip snel het rechter atrium met een fijne schaar.
- Dien PBS toe via de perfusiepomp en de naald in het hart gedurende 10 minuten om de hersenen en het lichaam van bloed te zuiveren.
- Schakel de perfusiepomp gedurende 10 minuten over op 4% PFA en controleer op stijfheid van ledematen en staart om een succesvolle perfusie te bevestigen.
- Onthoofd de dieren na perfusie en verwijder hun hersenen uit de schedel. Houd de hersenen 's nachts in 4% PFA voordat ze overgaan op PBS. Integreer hersenstamen in 4% agarose (in PBS) en snijd coronaal met behulp van een vibratoom met een dikte van 200 μm.
3. Vlekken
- Vlekvrije zwevende secties voor Nissl, om cellichamen (1:100) te visualiseren, in antilichaammedia (AB media: 0,1 M fosfaatbuffer (PB: 50 mM KH2PO4, 150 mM Na2HPO4), 150 mM NaCl, 3 mM Triton-X, 1% runderserumalbumine (BSA)) gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur op een standaard laboratoriumschudder25.
- Bescherm secties tegen licht met aluminiumfolie en/of een deksel. Golflengten van 550 nm of lager zijn compatibel met CARS-beeldvorming (figuur 1).
OPMERKING: Hoewel we niet verwachten dat Triton-X of andere reagentia een impact hebben op cars beeldvorming van lipiden, kunnen aanvullende controles met specifieke antilichaammedia gerechtvaardigd zijn.
- Bescherm secties tegen licht met aluminiumfolie en/of een deksel. Golflengten van 550 nm of lager zijn compatibel met CARS-beeldvorming (figuur 1).
- PAUZEPUNT: Bewaar vrij zwevende secties (terwijl ze beschermd zijn tegen licht) in PBS totdat u beeld krijgt. Eenmaal gesneden, beeld hersenen secties binnen 2 weken.
Figuur 1: CARS-beeldvorming kan worden gecombineerd met immunofluorescente beeldvorming. De grafieken laten zien dat CARS-beeldvorming plaatsvindt bij 660/640 nm rood signaalspectrum26. Deze golflengte is voldoende ver verwijderd van het groene, blauwe of UV-bereik, waardoor het CARS-signaal kan worden gecombineerd met immunofluorescentie in deze bereiken. In het bijzonder geeft de grafiek ook de excitatie en emissie aan voor Nissl gelabeld met blauwe fluorofoor, die werd gecombineerd met CARS tijdens het verzamelen van representatieve resultaten voor deze publicatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
4. Beeldvorming
OPMERKING: De CARS-laseropstelling bevat een fiberlaser die de 80 MHz-klok levert, en een OPO-laser (Optical Parametric Oscillator) met een afstembaar bereik van 770-990 nm met de Stokes-straal gefixeerd op 1031 nm, die nodig zijn voor het verzamelen van het CARS-signaal. Er is één diafragma voor beide bundels.
- Voordat u monsters naar de microscoop brengt, schakelt u de CARS-laser gedurende ten minste 1 uur in en warmt u de CARS-laser uit en koehler de condensoroptiek en het diafragma van de microscoop voor voorwaartse CARS-beeldvorming.
OPMERKING: Deze stap is van cruciaal belang voor de goede werking van CARS-microscopie.- Voor ruimtelijke uitlijning van de twee laserstralen (pomp en stokes) heeft u toegang tot de twee interne PSD's (positiegevoelige detectoren) via de CARS-laser-GUI.
- Bereik temporele uitlijning door gebruik te maken van de vertragingsfunctie in de CARS-laser-GUI, die kan helpen de pulsen van de twee lasers (pomp en stokes) te overlappen die verschillende dispersies hebben vanwege hun verschillende golflengten. Daarom worden zowel de temporele als ruimtelijke overlapping van de pomp en stokes-balken gedaan met de gebruikersinvoer via de GUI.
- Pas de externe periscoop (laatste twee spiegels van de opstelling) aan om de ruimtelijk overlappende twee lasers te centreren op de scannende hoofdspiegels van de microscoop.
- Voor de beste forward CARS niet-gedescande detectie, zorg ervoor dat de condensor Koehler-ed is (wat betekent dat de condensor gecentreerd en gericht is op het membraan om een uniforme verlichting te bereiken)
- Voor immunofluorescentie confocale beeldvorming en CARS-beeldvorming, monteer de CARS-laser, met zowel voorwaartse als epi CARS niet-gedescande detectoren (NDD's), door een confocale microscoop te integreren die is uitgerust met zichtbare lasers voor fluorescentiebeeldvorming (figuur 2).
- Plaats secties in een kweekschaal met coverslip (voor omgekeerde microscopie), PBS om te voorkomen dat het weefsel uitdroogt en een glasgewicht om weefsel in de buurt van coverslip te houden.
- Neem z-stacks of enkele beelden met een 60X, 1,2 NA infrarood gecorrigeerd waterobjectief, dat dient voor het verzamelen van het CARS-signaal in de epirichting en door een 0,55 NA-condensor in de voorwaartse richting voor het in beeld brengen van hersengebieden zoals de mediale kern van het trapeziumlichaam (MNTB).
- Maak de CARS-beelden met ongeveer 600 mW pomp/sonde en 300 mW Stokes, met behulp van de CARS laser GUI. Deze laservermogenswaarden worden intern gemeten door het systeem. De vermogens van beide lasers op de monsterlocatie zijn minder dan 25 mW en veilig voor het weefselmonster.
- Overlap de pomp en Stokes balken ruimtelijk en temporeel. Stem de OPO af op 797,2 nm. Dit levert een CARS-golflengte op van 650 nm. Vanwege het hogere energieniveau is de resulterende terugkeer naar de grondtoestand anti-Stokes (blauw verschoven) naar de excitatie.
- Vang het CARS-signaal op in epi- of voorwaartse niet-gedescande detectoren met behulp van bandpassfilters (640-680 nm), gevolgd door sequentiële detectie van het immunofluorescentielabel (in dit geval fluorescerend gelabeld Nissl).
OPMERKING: De Nissl neuronale soma marker wordt niet gevangen in het CARS 640-680 nm bandpass filter, waardoor de combinatie van fluorescentie en CARS beeldvorming in de onderstaande afbeeldingen mogelijk is. - De CARS en fluorescentie delen geen PMT's. Gebruik deze instellingen voor een optimaal lipidensignaal om myelinisatie in het hersengebied selectief in beeld te brengen.
LET OP: Bescherm de gebruiker tegen de laserstraal
- Sla de afbeeldingen op als .oib-bestanden, die kunnen worden geïmporteerd in een beeldanalyseprogramma voor verdere kwantificering (figuur 3).
Figuur 2: CARS-instrumentdiagram met CARS-lasers (rode pijlen) en niet-gedescande (NDD) epi- en voorwaartse detectie die is opgenomen in een confocale laserscanning. In forward NDD verwerven we CARS voor C-H bindingen (donkerrode pijlen) en SHG (tweede harmonische generatioïne) op 515 nm (oranje pijl). In epi NDD verwerven we CARS voor C-H-bindingen (donkerrode pijlen) en 2PE (twee-fotonenemissie) autofluorescentie (lichtblauwe pijl). Achtereenvolgens kunnen fluorescentie confocale beelden worden verkregen (groene pijlen voor zichtbare laser, blauwe pijlen voor confocale detectie). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: CARS kunnen myeline (magenta) in hersenweefsel (hersenstam) verlichten en tegelijkertijd Nissl (cyaan) of fluorescerende markers in beeld brengen. De twee panelen tonen representatieve resultaten van een Mongools gerbil (enkele afbeelding M. unguiculatus, Figuur 3A, C, E) en muis (z-stack max projectie M. musculus, Figuur 2B, D, F) hersenen, wat aangeeft dat deze techniek kan worden gebruikt voor verschillende soorten. Figuur 3A,B met Nissl in cyaan, C,D toont het CARS-signaal in magenta, E,F combineert de Nissl- en CARS-signalen met elk paneel voor respectievelijk gerbil of muis. Beide sets afbeeldingen tonen een deel van de mediale kern van het trapeziumlichaam (MNTB) in de hersenstam. Neuronen in de MNTB ontvangen input van zwaar gemyeliniseerde axonen, die eindigen in de kelk van held, een soort gigantische synaps27. Schaalbalk is 20 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Een van de grootste voordelen van CARS-microscopie ten opzichte van andere technieken is de compatibiliteit met fluorescerende beeldvorming23. Figuur 1 toont de CARS-spectra in vergelijking met Nissl gelabeld met immunofluorescente marker die weinig /geen overlap in spectra vertoont. Figuur 2 illustreert de laseropstelling voor CARS in combinatie met confocale microscopie. Figuur 3 toont twee representatieve afbeeldingen, een als een enkele stapel en een z-stack max projectie van gerbil en muis die kunnen worden verkregen met behulp van CARS-beeldvorming die zowel cellichamen (cyaan) als myelinesignaal (magenta) toont.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Een groeiende hoeveelheid literatuur benadrukt de rol van myeline in de hersenfunctie 13,16,21,28. Bovendien weten we dat myelinisatiedikte en myelinisatiepatroon kunnen veranderen in verschillende neurologische aandoeningen zoals multiple sclerose (beoordeeld in29), veroudering (beoordeeld in30), autisme20,31 en vele anderen. Het is daarom niet verwonderlijk dat steeds meer onderzoekers myelinisatie in hersenweefsels en diermodellen moeten beoordelen, in verschillende medische aandoeningen en in een groeiend aantal experimentele situaties. Traditionele methoden om myelinisatie in hersenweefsel in beeld te brengen, omvatten antilichaametikettering gevolgd door lichtmicroscopie en elektronenmicroscopie (EM). Beide technieken zijn tijdrovend en vereisen meerstaps weefselvoorbereidingsprotocollen, die verband houden met mogelijke fouten en veranderingen in de weefselsamenstelling. We hebben een alternatieve methode gedemonstreerd die veel sneller vergelijkbare resultaten kan opleveren vanwege het vermogen om myeline veel sneller in beeld te brengen, en die kan worden gecombineerd met extra fluorescentielichtmicroscopie. Belangrijk is dat deze techniek kan worden gebruikt om lipiden in hersenweefsel in beeld te brengen zonder dat er extra markers of labels nodig zijn. Deze techniek maakt niet alleen de beeldvorming van myeline langs intacte axonen mogelijk, maar maakt het ook mogelijk om myelineafbraakproducten zoals plaques of vloeistofdruppels32 te beeld te geven, waarvan is aangetoond dat ze voorkomen bij multiple sclerose33.
De frequentie waarop de CARS-laser was afgestemd, was geschikt om het beeld sterk te vertekenen ten gunste van lipiden, wat resulteerde in algemene beelden van hoge kwaliteit van myelinisatie, omdat myeline veruit de meest voorkomende lipidenrijke stof in de hersenen is. Het principe van deze techniek is dat een CARS-laser, die op verschillende frequenties kan worden afgestemd, is afgestemd op 792,2 nm, een frequentie die geschikt is om CH 2-bindingen te exciteren. Deze zijn overvloedig aanwezig in lipiden, die lange ketens van CH2-groepen bevatten die verbonden zijn door koolstof-koolstofbindingen met één terminale carbonzuurgroep aan het einde. Spannende lipiden met deze frequentie resulteerden in een signaal dat vervolgens kon worden afgebeeld met standaard confocale microscoopdetectietechnologie. De kwaliteit van de resulterende beelden ondersteunt kwantitatieve analyses die kunnen worden uitgevoerd door een menselijke waarnemer of geautomatiseerde algoritmen34. Deze methode labelt echter niet uitsluitend myeline, omdat CH 2-bindingen niet exclusief zijn voor myeline, en daarom is CARS minder specifiek dan een antilichaam zou zijn. Als gevolg hiervan tonen de afbeeldingen een label, dat niet geassocieerd is met myeline. Belangrijk is dat dit achtergrondlabel geen afbreuk doet aan de kwaliteit van de metingen of het vermogen tot kwantitatieve analyses.
De resolutie van CARS-beeldvorming is diffractie beperkt en vergelijkbaar met twee fotonenmicroscopie (~ 250 nm) en dus lager dan die van EM. Daarom moeten onderzoekers die zeer kleine verschillen in myelinisatiedikte willen beoordelen zoals deze bijvoorbeeld bij bepaalde medische aandoeningen voorkomt, zich bewust zijn van deze beperking. Extra EM-controles in een kleine steekproef kunnen bevestigen dat de resolutie voldoende is voor hun onderzoeksdoel.
Een groot voordeel van CARS voor beeldvorming van myeline, naast de snelheid en het gemak, is de mogelijkheid om de labelvrije lipide beeldvorming te combineren met fluorescentie confocale microscopie. Afhankelijk van de microscoop die voor CARS wordt gebruikt, kunnen twee of zelfs drie extra kanalen in beeld worden gebracht, zodat myelinebeeldvorming kan worden gecombineerd met antilichaametikettering, Nissl-vlek, transgene muislijnen die fluorescerende eiwitten tot expressie brengen, of iets dergelijks. Mogelijke beperkingen bij het gebruik van fluorofoor met een langere golflengte zijn meestal omdat het CARS-signaal wordt waargenomen door 640-680 nm bandpass-filters die de emissie van groene en / of rode fluoroforen kunnen opvangen. De picosecondelaser die wordt gebruikt voor CARS-excitatie heeft echter een piekpulsenergie van ~ 10 keer minder dan de standaard femtosecondelaser die wordt gebruikt voor excitatie van twee fotonen, vertaald in ~ 100 minder fluorescentie. Bovendien is de 797,2 nm puls picoseconde laser die wordt gebruikt voor CARS-excitatie spectraal ver verwijderd van de piek van de absorptie van de twee fotonendoorsnede van de zichtbare fluoroforen. Daarom is de CARS picosecondelaser zeer inefficiënt voor twee-fotonen excitatie van zichtbare fluoroforen, waardoor het fluorescerende signaal verwaarloosbaar is voor het oversteken in de CARS-detectie. Dit moet echter worden getest door een negatief controlemonster af te beelden dat geen fluorescerende labels heeft in vergelijking met een monster met fluorescerende markers.
Kortom, CARS-beeldvorming is een geschikte techniek om myeline in hersenweefsel in beeld te brengen. Hoewel de resolutie vergelijkbaar is met standaard lichtmicroscopie en dus lager is dan EM, maken de snelheid en het gebruiksgemak deze techniek een aantrekkelijk alternatief voor bestaande methoden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren geen belangenconflicten.
Acknowledgments
Ondersteund door NIH R01 DC 17924, R01 DC 18401 (Klug) en NIH 1R15HD105231-01, T32DC012280 en FRAXA (McCullagh). De CARS-beeldvorming werd uitgevoerd in het Advanced Light Microscopy Core-deel van het NeuroTechnology Center aan de University of Colorado Anschutz Medical Campus, gedeeltelijk ondersteund door NIH P30 NS048154 en NIH P30 DK116073.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthetic: | |||
| 1 mL disposable syringe with needle 27 GA x 0.5" | Exel int | 260040 | |
| Fatal + | Vortech | ||
| Surgery: | |||
| Spring Scissors - 8mm Cutting Edge | Fine Science Tools | 15024-10 | |
| Standard tweezers | Fine Science Tools | 11027-12 | |
| Perfusion: | |||
| 4% Paraformaldehyde | Fisher Chemical | SF994 (CS) | |
| Fine Scissors - Sharp | Fine Science Tools | 14063-11 | |
| Kelly hemostats | Fine Science Tools | 13019-14 | |
| Millipore H2O | |||
| Needle tip, 23 GA x 1" | BD precision glide | 305193 | |
| Phosphate buffered saline (PBS): | |||
| Potassium chloride | Sigma | P9333 | |
| Potassium phosphate monobase | Sigma | P5655 | |
| pump with variable flow or equivalent | |||
| Sodium chloride | Fisher Chemical | s271-1 | |
| Sodiumphosphate dibasic | Sigma | S7907 | |
| Dissection: | |||
| 50 mL vial with 4% PFA | |||
| Bochem Chemical Spoon 180mm | Bochem | 230331000 | |
| Fine Scissors - Sharp | Fine Science Tools | 14063-11 | |
| Noyes Spring Scissors | Fine Science Tools | 15011-12 | |
| Pair of fine (Graefe) tweezers | Fine Science Tools | 11050-10 | |
| Shallow glass or plastic tray, approximately 10" x 10" | |||
| Standard tweezers | Fine Science Tools | 11027-12 | |
| Surgical Scissors - Blunt | Fine Science Tools | 14000-20 | |
| Slicing: | |||
| Agar, plant | RPI | 9002-18-0 | |
| Vibratome | Leica | VT1000s | |
| well plate | Alkali Sci. | TPN1048-NT | |
| Staining: | |||
| AB Media: | 1n 1,000 mL of Millipore H2O | ||
| Phosphate buffered (PB): | |||
| Potassium Phosphate Monobase | Sigma | P5655 | |
| Sodium Phosohate Dibasic | Sigma | S7907 | |
| BSA (Bovine serum albumin) | Sigma life science | A2153-100g | |
| Sodium Chloride | Fisher Chemical | s271-1 | |
| Triton X-100 | Sigma - Aldrich | x100-500ml | |
| Nissl 435/455 | Invitrogen | N21479 | |
| CARS: | |||
| APE picoemerald laser | Angewandte Physik & Elektronik GmbH | ||
| bandpass filter (420-520 nm) | Chroma Technology | HQ470/100m-2P | |
| bandpass filter (500-530 nm) | Chroma Technology | HQ515/30m-2P | |
| bandpass filters (640-680 nm) | Chroma Technology | HQ660/40m-2P | |
| Confocal microscope | Olympus | FV1000 | |
| Cut Transfer pipet | Fisher | 13-711-7M | |
| dichroic longpass 565 nm | Chroma Technology | 565dcxr | |
| dichroic longpass 585 nm | Chroma Technology | 585dcxr | |
| dichroic shortpass 750 nm | Chroma Technology | T750spxrxt | |
| glass bottom culture dish | MatTek | P35G-0-10-C | |
| glass weight (10 mm x 10 mm boro rod) | Allen Scientific Glass Inc | ||
| multiphoton shortpass emission filter 680 nm | Chroma Technology | ET680sp-2p8 | |
| PBS |
References
- Cole, K., Curtis, H. Electric impedance of the squid giant axon during activity. The Journal of General Physiology. 22 (5), 649-670 (1939).
- Cole, K. S., Curtis, H. J. Membrane potential of the squid giant axon during current flow. Journal of General Physiology. 24 (4), 551-563 (1941).
- Alcami, P., El Hady, A.
- Neumann, E., Nachmansohn, D. Nerve excitability-Toward an integrating concept. Aharon Katzir Memorial Volume. , 99-166 (1975).
- Waxman, S. G. Integrative properties and design principles of axons. International Review of Neurobiology. 18, 1-40 (1975).
- Fitzhugh, R. Computation of impulse initiation and saltatory conduction in a myelinated nerve fiber. Biophysical Journal. 2 (1), 11-21 (1962).
- Zalc, B. The acquisition of myelin: a success story. Novartis Foundation Symposium. 276, 275-281 (2006).
- Salzer, J. L., Zalc, B.
- Boullerne, A. I.
- Kuhn, S., Gritti, L., Crooks, D., Dombrowski, Y. Oligodendrocytes in development, myelin generation and beyond. Cells. 8 (11), 1424 (2019).
- Saab, A. S., Nave, K. -A. Myelin dynamics: protecting and shaping neuronal functions. Current Opinion in Neurobiology. 47, 104-112 (2017).
- Chomiak, T., Hu, B. What is the optimal value of the g-Ratio for myelinated fibers in the rat CNS? A theoretical approach. PLOS ONE. 4 (11), 7754 (2009).
- Ford, M. C., et al. Tuning of Ranvier node and internode properties in myelinated axons to adjust action potential timing. Nature Communications. 6, 8073 (2015).
- Stange-Marten, A., et al. Input timing for spatial processing is precisely tuned via constant synaptic delays and myelination patterns in the auditory brainstem. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (24), 4851-4858 (2017).
- Bu, J., Banki, A., Wu, Q., Nishiyama, A. Increased NG2+ glial cell proliferation and oligodendrocyte generation in the hypomyelinating mutant shiverer. Glia. 48 (1), 51-63 (2004).
- Pacey, L. K. K., et al. Delayed myelination in a mouse model of fragile X syndrome. Human Molecular Genetics. 22 (19), 3920-3930 (2013).
- Green, A. J., et al. Clemastine fumarate as a remyelinating therapy for multiple sclerosis (ReBUILD): a randomised, controlled, double-blind, crossover trial. Lancet. 390 (10111), London, England. 2481-2489 (2017).
- Jeon, S. J., Ryu, J. H., Bahn, G. H. Altered translational control of fragile X mental retardation protein on myelin proteins in neuropsychiatric disorders. Biomolecules & Therapeutics. 25 (3), 231-238 (2017).
- Barak, B., et al. Neuronal deletion of Gtf2i, associated with Williams syndrome, causes behavioral and myelin alterations rescuable by a remyelinating drug. Nature Neuroscience. 22 (5), 700-708 (2019).
- Phan, B. N., et al. A myelin-related transcriptomic profile is shared by Pitt-Hopkins syndrome models and human autism spectrum disorder. Nature Neuroscience. 23 (3), 375-385 (2020).
- Lucas, A., Poleg, S., Klug, A., McCullagh, E. A. Myelination deficits in the auditory brainstem of a mouse model of fragile X syndrome. Frontiers in Neuroscience. 15, 1536 (2021).
- Wang, H., Fu, Y., Zickmund, P., Shi, R., Cheng, J. -X. Coherent anti-stokes raman scattering imaging of axonal myelin in live spinal ttissues. Biophysical Journal. 89 (1), 581-591 (2005).
- Kim, S. -H., et al. Multiplex coherent anti-stokes raman spectroscopy images intact atheromatous lesions and concomitantly identifies distinct chemical profiles of atherosclerotic lipids. Circulation Research. 106 (8), 1332-1341 (2010).
- Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
- Tu, L., et al.
- Fluorescence SpectraViewer. , Available from: https://www.thermofisher.com/order/fluorescence-spectraviewer (2022).
- Held, H.
- Sherman, D. L., Brophy, P. J. Mechanisms of axon ensheathment and myelin growth. Nature Reviews Neuroscience. 6 (9), 683-690 (2005).
- Gruchot, J., et al. The molecular basis for remyelination failure in multiple sclerosis. Cells. 8 (8), 825 (2019).
- Rivera, A. D., et al. Epidermal growth factor pathway in the age-related decline of oligodendrocyte regeneration. Frontiers in Cellular Neuroscience. 16, 838007 (2022).
- Kútna, V., O'Leary, V. B., Hoschl, C., Ovsepian, S. V. Cerebellar demyelination and neurodegeneration associated with mTORC1 hyperactivity may contribute to the developmental onset of autism-like neurobehavioral phenotype in a rat model. Autism Research: Official Journal of the International Society for Autism Research. 15 (5), 791-805 (2022).
- Ozsvár, A., et al. Quantitative analysis of lipid debris accumulation caused by cuprizone induced myelin degradation in different CNS areas. Brain Research Bulletin. 137, 277-284 (2018).
- Prineas, J. W., Graham, J. S. Multiple sclerosis: capping of surface immunoglobulin G on macrophages engaged in myelin breakdown. Annals of Neurology. 10 (2), 149-158 (1981).
- Bégin, S., et al. Automated method for the segmentation and morphometry of nerve fibers in large-scale CARS images of spinal cord tissue. Biomedical Optics Express. 5 (12), 4145-4161 (2014).
