Summary
Le présent article décrit une technique modifiée pour la transplantation cardiaque vascularisée hétérotopique avec une technique aseptique mise à jour, une analgésie et une anesthésie.
Abstract
Le développement de modèles expérimentaux de transplantation cardiaque chez l’animal a contribué à de nombreuses avancées dans les domaines de l’immunologie et de la transplantation d’organes pleins. Alors que le modèle de transplantation cardiaque murine vascularisée hétérotopique a été initialement utilisé dans des études sur le rejet de greffon utilisant des combinaisons de souches de souris consanguines non appariées, l’accès aux souches génétiquement modifiées et aux modalités thérapeutiques peut fournir de nouvelles informations précliniques puissantes. Fondamentalement, la méthodologie chirurgicale de cette technique n’a pas changé depuis son développement, en particulier en ce qui concerne des facteurs importants tels que la technique aseptique, l’anesthésie et l’analgésie, qui ont des impacts matériels sur la morbidité et la mortalité postopératoires. De plus, on s’attend à ce que les améliorations apportées à la prise en charge périopératoire améliorent à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux. Cet article rend compte d’un protocole élaboré en collaboration avec un expert en anesthésie vétérinaire et décrit la technique chirurgicale en mettant l’accent sur la gestion périopératoire. De plus, nous discutons des implications de ces améliorations et fournissons des détails sur le dépannage des étapes chirurgicales critiques pour cette procédure.
Introduction
Nous devons une grande partie de notre compréhension de l’immunologie et de la transplantation à la recherche basée sur des modèles expérimentaux de transplantation d’organes solides utilisant des sujets animaux. Depuis la première description de la transplantation cardiaque vascularisée chez les mammifères1, de tels modèles ont contribué à la connaissance de domaines très variés, notamment l’application thérapeutique de l’hypothermie2, les avantages de l’utilisation de sutures spécialisées3 et les techniques d’homotransplantation pulmonaire et cardiaque totale4. Le développement de modèles de transplantation cardiaque chez le rat 5,6 a élargi le champ de l’expérimentation immunologique en raison de la disponibilité de différentes lignées de reproduction. La gamme considérablement plus large de souches de souris consanguines et mutantes disponibles a conduit Corry et al.7 à développer une technique de transplantation cardiaque hétérotopique murine en raison des avantages considérables que cette gamme apporte à la recherche sur la transplantation. Ce modèle a été largement utilisé et a contribué à une meilleure compréhension du rejet de greffe8 et de la thérapeutique9. Depuis sa première description, cependant, la technique est restée largement inchangée, à l’exception de quelques détails techniques mineurs tels que les ajustements de la position des sites anastomotiques10,11.
Depuis l’intégration de la technique de Corry et al.7 dans nos expériences, nous avons identifié des domaines prometteurs pour améliorer le protocole, à savoir ceux de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie. On s’attendait à ce que les améliorations dans ces domaines aient un impact positif sur les résultats expérimentaux et améliorent le bien-être des animaux. Cela a déjà été démontré lorsque la technique aseptique est utilisée dans les chirurgies de petits animaux, car elle aide à réduire les infections postopératoires12, ce qui a non seulement un impact sur la morbidité et la mortalité, mais peut également compromettre les expériences conçues pour évaluer la réponse immunitaire après une chirurgie de transplantation. Du point de vue de l’anesthésie et de l’analgésique, l’utilisation d’un régime raffiné permet de réduire le coût pour les animaux et d’équilibrer l’argument éthique de ce modèle chirurgical en atténuant la douleur et la souffrance des sujets expérimentaux. De plus, une anesthésie et une analgésie appropriées limitent la réponse au stress associée à la douleur, améliorant la qualité de la récupération postopératoire et, en fin de compte, augmentant le taux de réussite chirurgicale13.
Dans le but d’améliorer à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux, un protocole a été élaboré avec des ajustements pour combler ces lacunes. Ce protocole a été adapté de celui décrit à l’origine par Corry et coll.7 avec la consultation d’un anesthésiste vétérinaire et en tenant dûment compte des effets et de la durée des effets des interventions pharmacologiques utilisées dans le régime anesthésique et analgésique. L’approche était basée sur les principes de l’anesthésie équilibrée et de l’analgésie multimodale pour assurer des soins périopératoires appropriés14. En plus de l’application de la technique aseptique, la buprénorphine opioïde et l’anesthésique local bupivacaïne ont été administrés de manière préventive. L’anesthésie générale a été réalisée à l’aide de l’agent anesthésique inhalé isoflurane.
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Protocol
Cette recherche a été réalisée conformément au Code de pratique pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques15 et approuvée en vertu des protocoles d’éthique animale RA/3/100/1568 et AE173 (Comité d’éthique animale de l’Université d’Australie occidentale et Comité d’éthique animale de l’Institut Harry Perkins de recherche médicale, respectivement). Voir le tableau des matériaux pour plus de détails concernant tous les matériaux, instruments et animaux utilisés dans ce protocole.
1. Préparation de l’animal à la chirurgie
REMARQUE: Le personnel se consacre soit au rôle de la chirurgie ou de la surveillance de l’anesthésie tout au long de la procédure.
- Pour l’analgésie préopératoire, administrer une dose de buprénorphine (0,05-0,1 mg/kg, diluée à 0,03 mg/mL avec du chlorure de sodium 0,9 %) par voie sous-cutanée à la souris receveuse au moins 1 heure avant le début de la chirurgie du receveur. Inscrivez tous les détails relatifs à l’administration des médicaments, à leur dose, au moment de l’administration et à leurs effets dans le dossier anesthésique.
REMARQUE : Cette approche n’est pas nécessairement requise pour le donneur, car il s’agit d’une chirurgie de non-récupération, où le donneur est euthanasié sous anesthésie générale immédiatement après le prélèvement de l’organe. - Induction de l’anesthésie
- Placez la souris dans la chambre d’induction du système respiratoire anesthésique avec un débit d’oxygène de 1-2 L·min−1 avec 4% d’isoflurane. Confirmez une anesthésie adéquate en observant la position couchée, la perte du réflexe de redressement et une diminution de la fréquence respiratoire.
- Une fois correctement anesthésiée, retirez la souris de la chambre d’induction et rasez étroitement l’abdomen ventral à l’aide de tondeuses pour enlever les poils. Dans le cas du donneur, rasez la zone s’étendant des organes génitaux à la marge supérieure du thorax ventral. Dans le cas du receveur, rasez la zone s’étendant des organes génitaux à la marge costale. Dans les deux cas, assurez-vous que la zone rasée atteint la ligne médio-axillaire latéralement.
- Pour maintenir l’anesthésie, placez la souris en position couchée dorsale pour recevoir l’anesthésique et l’oxygène du cône nasal du système respiratoire (non rérespiratoire), qui fournit de l’oxygène à un taux de 1 L·min-1 et de l’isoflurane (1,5%- 2,5%).
REMARQUE: La surface de travail chirurgicale est une planche chirurgicale sur un coussin chauffant, et chaque membre de la souris est fixé à l’aide de ruban microporé. - Compte tenu de la difficulté de surveiller de manière exhaustive les changements physiologiques associés à l’anesthésie chez la souris, surveiller et enregistrer des paramètres limités. Surveillez la température, la profondeur de l’anesthésie et la fréquence respiratoire au moins toutes les 5 minutes pendant toute la durée de l’anesthésie.
- Pour prévenir l’hypothermie sévère et l’hyperthermie (du réchauffement actif par le coussin chauffant), surveillez la température corporelle tout au long de la procédure. Insérez une sonde rectale propre et lubrifiée dans le rectum de l’animal, puis fixez-la à la carte chirurgicale à l’aide de ruban micropore.
REMARQUE: Cette sonde renvoie à un système dynamique (une caractéristique du système d’administration d’anesthésique), qui modifie la température du coussin chauffant pour gérer la température corporelle. - Demandez à la personne responsable de l’anesthésie d’évaluer la profondeur anesthésique en observant les réponses à la stimulation de la patte ou de la queue par la pression exercée par les forceps atraumatiques, le réflexe palpébral et le tonus musculaire.
- Mesurer la fréquence respiratoire en observant le mouvement de la paroi thoracique tout en observant l’effort respiratoire subjectivement pour évaluer le volume courant. Calculez la fréquence respiratoire en comptant les respirations sur une période de 10 à 15 s et en multipliant par 6 ou 4, respectivement, pour déterminer une fréquence respiratoire / min.
- Pour prévenir l’hypothermie sévère et l’hyperthermie (du réchauffement actif par le coussin chauffant), surveillez la température corporelle tout au long de la procédure. Insérez une sonde rectale propre et lubrifiée dans le rectum de l’animal, puis fixez-la à la carte chirurgicale à l’aide de ruban micropore.
- Pour préparer la peau, désinfectez le site chirurgical à l’aide d’applicateurs stériles à embout de coton. Appliquez la chlorhexidine dans un mouvement circulaire d’expansion travaillant du centre du site chirurgical aux bords. Répétez ce processus 3x (avec un nouvel applicateur à embout de coton à chaque fois) avant une application finale d’une combinaison de chlorhexidine et d’éthanol avec un nouvel applicateur stérile à embout de coton selon le même schéma, en se déplaçant du centre du site chirurgical vers le bord.
- Demandez au chirurgien d’appliquer un gel pour les mains à base d’éthanol avant d’enfiler une blouse chirurgicale stérile et des gants chirurgicaux stériles.
- Pour préparer le champ chirurgical, placez des champs chirurgicaux stériles (prédécoupés à 25 cm x 25 cm) de chaque côté du tableau chirurgical, servant de site pour placer les instruments stériles. Utilisez des ciseaux stériles pour fenêtrer un champ stérile plus large de 25 cm x 40 cm afin de couper une petite ouverture ovale (légèrement plus longue que le site d’incision). Placez ce rideau sur le dessus de l’animal de manière à ce que la fenestration soit située au site d’incision proposé. Assurez-vous que les extrémités latérales de ce troisième champ chevauchent les deux champs plus petits de chaque côté pour créer un champ chirurgical continu.
2. Chirurgie du donneur
REMARQUE : Voir la figure supplémentaire S1 pour les principaux aspects de la chirurgie du donneur.
- Effectuer la chirurgie du donneur à l’aide d’un microscope binoculaire chirurgical. Pour commencer, utilisez un grossissement de 8x et effectuez une incision cutanée médiane ventrale à l’aide d’une lame de scalpel chirurgical (#23). Assurez-vous que l’incision s’étend de l’extrémité caudale de la zone rasée à la marge costale avec une marge intacte de peau préparée à chaque extrémité.
NOTE: Le grossissement de départ de 8x est choisi pour permettre une visualisation suffisante de la macrostructure du sujet au début de la chirurgie. À partir de ce moment, le grossissement est à la discrétion de l’opérateur et doit être choisi pour fournir un équilibre approprié entre la conscience de la situation fournie par un grossissement inférieur et les détails fins qui peuvent être visualisés avec un grossissement plus élevé. - À l’aide de deux applicateurs stériles à embout de coton humidifiés avec une solution saline normale chauffée, déplacer l’intestin grêle pour exposer l’aorte abdominale et la veine cave inférieure (IVC). Utilisez les applicateurs pour disséquer carrément ces vaisseaux des tissus environnants.
- Utilisez une seringue de 3,0 mL avec une aiguille de 30 g à 0,5 po pour prélever 2,5 mL de 100 UI·mL−1 de solution héparinée de chlorure de sodium à 0,9 % (maintenue à 4 °C jusqu’à ce que nécessaire pendant la chirurgie). À l’aide d’une pince de suture ronde à pointe droite avec la main non dominante pour fixer l’aorte abdominale dans la région infra-diaphragmatique, utilisez la main dominante pour injecter 1,5 mL de solution dans l’aorte en direction du cœur. Scellez l’aortotomie résultante avec la pression d’un applicateur à embout de coton.
- Utilisez des ciseaux microchirurgicaux à pointe droite pour transecter l’IVC afin de permettre l’exsanguination.
- Effectuer une thoracotomie à l’aide de ciseaux chirurgicaux pour faire deux incisions dans les lignes midaxillaires bilatérales. À ce stade, confirmez la mort de l’animal et éteignez le vaporisateur d’isoflurane.
- Fixez le segment médian résultant de la paroi thoracique à l’aide d’une pince micro-bulldog. Transmettez-le à l’assistant chirurgical non stérile qui peut le fixer au cône nasal à l’aide de ruban chirurgical à micropores.
REMARQUE: L’objectif est de fournir une traction sur ce segment du thorax, ce qui facilite l’exposition des tissus cardiaques. - À l’aide de pinces de suture du corps rond, identifier et mobiliser l’IVC intra-thoracique.
REMARQUE: Idéalement, les pinces à pointe droite devraient être dans la main non dominante et les pinces incurvées dans la main dominante. - Avec l’IVC fixée dans les pinces de la main non dominante, utilisez la main dominante pour injecter les 1,5 mL restants de 100 UI·mL−1 de solution héparinée de chlorure de sodium à 0,9 % dans le cœur.
- À l’aide des deux jeux de pinces, ligaturer l’IVC en utilisant de la soie tressée 7/0 de 2 cm de longueur. Utilisez un nœud de chirurgien avec deux lancers supplémentaires pour plus de sécurité. Faites ce nœud aussi proximal que possible le long du vaisseau jusqu’au cœur.
- Fixez les deux extrémités de ce nœud à l’aide d’une pince artérielle. Positionnez ces pinces de manière à assurer une traction douce du cœur dans le sens caudale afin de faciliter le positionnement optimal des vaisseaux en vue d’une dissection ultérieure.
- Identifier le thymus à l’aspect antérosupérieur du cœur. Utilisez une pince pour disséquer cet organe du donneur afin d’identifier la veine cave supérieure (SVC).
- Retirez l’adventice et les tissus associés du SVC à l’aide de forceps. Utilisez des pinces incurvées pour disséquer brutalement et créer un petit canal postérieur au vaisseau. Assurez-vous que ce canal est aussi proche du cœur que possible.
- Passez un morceau de soie tressée 7/0 de 2 cm de longueur à travers ce canal à l’aide d’une pince, puis attachez-le en utilisant la technique susmentionnée.
- En un point situé à environ 2 mm de cette ligature (du côté opposé au cœur), diviser le SVC à l’aide de ciseaux microchirurgicaux incurvés.
- À l’aide d’applicateurs à embout de coton, tournez le cœur vers la droite anatomique.
- Identifier la veine azygote sur la gauche anatomique du cœur. À l’aide de pinces, disséquez-le carrément des structures environnantes. Comme précédemment, utilisez des pinces à embout incurvé pour créer un petit canal postérieur à ce vaisseau.
- Utilisez une troisième pièce de soie tressée 7/0 coupée à 2 cm pour ligaturer la veine azygote à proximité maximale du cœur en utilisant la même technique de nouage. Couper le vaisseau à 2 mm de la ligature du côté éloigné du cœur.
- À l’aide d’applicateurs à embout de coton, retournez l’apex du cœur vers la gauche anatomique. Utilisez des forceps pour identifier et mobiliser l’aorte ascendante. Passez les pinces incurvées sous l’arc aortique pour créer un canal entre l’aorte ascendante et descendante.
- À l’aide de ciseaux microchirurgicaux à pointe droite, transectez l’arc aortique proximal à ses branches.
- À l’aide de forceps, identifier et mobiliser l’artère pulmonaire. À l’aide de pinces incurvées, créez un canal postérieur au vaisseau.
- À l’aide de ciseaux microchirurgicaux à pointe droite, transectez l’artère à un point juste à proximité de sa bifurcation.
- Utilisez une canule irrigante Rycroft pour injecter doucement 2 mL de 10 UI·mL−1 de chlorure de sodium héparinisé à 0,9 % par l’artère pulmonaire et l’aorte ascendante pour évacuer le sang restant du cœur.
NOTE: Un rinçage adéquat est indiqué par la clairance du sang visible des vaisseaux coronaires. - À l’aide d’un morceau de 3 cm de soie tressée 7/0, ligaturer les vaisseaux postérieurs restants (les veines pulmonaires) en bloc à l’aide d’un nœud de chirurgien avec deux lancers ultérieurs. Séparez le cœur de la paroi thoracique postérieure en coupant soigneusement à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
- Retirez doucement le cœur du thorax, immergez-le dans la solution de l’Université du Wisconsin (UWS), puis placez-le sur de la glace pour le stockage (à 4 ° C).
3. Chirurgie du receveur
- Après la préparation de l’animal décrite à la rubrique 1., appliquer un lubrifiant pour les yeux. Injecter une dose basée sur le poids (8 mg/kg) de bupivacaïne (diluée à 0,25 % à 0,625 mg/mL dans une solution de chlorure de sodium à 0,9 %) dans le tissu sous-cutané de l’abdomen ventral le long du site d’incision prévu. Utilisez une seringue à insuline de 29 G pour cette injection et recherchez une ligne droite de blebbing visible qui couvre l’étendue de l’incision prévue (figure supplémentaire S2A-C).
REMARQUE: Cinq à sept minutes doivent être accordées pour laisser le temps à l’effet maximal de l’anesthésique local. - Avec le microscope réglé sur un grossissement de 8x, faites une incision de la peau médiane ventrale à l’aide d’une lame de scalpel chirurgical stérile (#23). Assurez-vous que la laparotomie s’étend du bas-ventre à la marge costale. Insérez un rétracteur pour maximiser le champ chirurgical (Figure supplémentaire S2D).
- Humidifiez un segment de gaze stérile de 5 cm x 5 cm avec une solution de chlorure de sodium à 0,9 % chauffée et placez-le à l’aspect supérieur du site chirurgical. À l’aide de cotons-tiges stériles humidifiés, éviscérez doucement les intestins, placez-les sur cette gaze et enroulez la gaze autour de l’organe (figure supplémentaire S3A).
REMARQUE: Cette procédure aide à réduire la perte de liquide insensible pendant la chirurgie et aide à la rétraction. - Libérer et mobiliser l’aorte abdominale et l’IVC des tissus environnants à l’aide d’une technique de dissection émoussée. Utilisez une combinaison d’applicateurs à embout de coton et de pinces de suture à corps rond pour cette étape. S’assurer que la zone de clairance se trouve entre la face infrarénale des vaisseaux et juste au-dessus de la bifurcation de l’aorte (figure supplémentaire S3B).
REMARQUE: Une visualisation appropriée à ce stade facilitera les anastomoses vasculaires de haute qualité. - Identifier les vaisseaux abdominaux postérieurs. À l’aide d’une pince, tirer doucement l’aorte dans une direction éloignée de la colonne vertébrale (c.-à-d. longitudinale par rapport à l’axe des vaisseaux abdominaux).
NOTE: Il est important que seule l’aorte et non l’IVC soit manipulée de cette manière en raison de la friabilité de cette dernière. - Liiger chaque vaisseau abdominal identifié dans la zone anastomotique prévue. Faites un canal de chaque côté de ces vaisseaux céphalo-caudally en passant la pince incurvée postérieure aux vaisseaux abdominaux de chaque côté. Litérer chaque vaisseau identifié et mobilisé de cette manière à l’aide de longueurs de nylon 10/0 attaché avec des instruments dans les nœuds du chirurgien avec un lancer supplémentaire (figure supplémentaire S3C).
- Isoler le site anastomotique de la circulation. Pour ce faire, installez une pince chirurgicale à la fois à la tête puis aux extrémités caudales des vaisseaux abdominaux (ce qui est important, dans cet ordre précis). Assurez-vous que les pinces traversent les deux vaisseaux à un degré suffisant pour assurer une occlusion complète.
- En utilisant des forceps dans la main non dominante pour stabiliser l’aorte, effectuez une aortotomie à l’aide d’une aiguille de 30 G à la face antérieure de l’aorte. Étendez-le à l’aide de ciseaux microchirurgicaux à pointe droite (figure supplémentaire S3D).
- Effectuer une veinotomie. À l’aide d’une pince droite, appliquer une légère traction antérieure sur l’IVC au point aligné avec le milieu de l’aortotomie. Utilisez des ciseaux microchirurgicaux incurvés avec le côté concave tourné vers l’avant pour enlever un segment de CIV de longueur égale à l’aortotomie (figure supplémentaire S4A).
- À l’aide d’une solution de chlorure de sodium héparinée de 10 UI·mL−1 , laver l’intérieur des vaisseaux ouverts du sang restant.
- Placez le cœur du donneur dans l’abdomen. Assurez-vous que le positionnement est tel que l’aorte ascendante soit directement à côté de l’aortotomie abdominale et que le cœur soit tourné de manière à ce que l’artère pulmonaire puisse être aspirée pour la deuxième anastomose.
- À l’aide de nylon 10/0, placez une suture de séjour entre la position 12 heures de l’aortotomie et l’extrémité correspondante de la lumière de l’aorte ascendante. Effectuez cela à l’aide d’une pince à pointe droite et d’un porte-aiguille microchirurgical et attachez-le à l’aide d’un nœud de chirurgien avec trois lancers ultérieurs. Couper les extrémités pour laisser environ 2 mm de suture.
- Placez une deuxième suture de séjour entre la position 6 heures de l’aortotomie et l’aspect correspondant de l’aorte ascendante. Comme cette suture servira également de base pour les sutures de course suivantes, laissez au moins 10 mm de la queue pour l’attache ultime.
- Placer une suture continue de nylon 10/0 de manière ascendante pour opposer le bord droit anatomique de l’aortotomie et le bord libre correspondant de l’aorte ascendante. Utilisez environ quatre lancers pour cette ligne.
- Passez l’extrémité libre de la suture autour de la suture distale avant de placer une deuxième suture continue le long du côté gauche anatomique pour affecter l’apposition avec le bord libre restant de l’aortotomie. Attachez la suture à la queue à l’aide d’un nœud de chirurgien avec deux lancers supplémentaires.
- Placez une suture de séjour entre la position 12 heures de la veinotomie IVC et l’extrémité correspondante de la lumière de l’artère pulmonaire.
- À partir de ce point d’ancrage, placez une suture continue de manière descendante entre le bord anatomique gauche de l’artère pulmonaire et le bord correspondant de la veinotomie. Utilisez en moyenne quatre lancers pour cette ligne suivis d’un entre la position 6 heures de la veinotomie et l’extrémité correspondante de la lumière de l’artère pulmonaire. Faites quatre autres lancers pour dessiner les derniers bords libres de l’artère pulmonaire et de la veinotomie ensemble.
- Attachez l’extrémité libre de la suture à l’extrémité de l’ancrage à l’aide d’un nœud de chirurgien attaché aux instruments avec deux lancers supplémentaires.
- Repositionnez le cœur pour qu’il s’assoit au centre de l’abdomen à l’aide de cotons-tiges. Vérifiez que les vaisseaux ne se tordent pas, ce qui interférerait avec la circulation sanguine.
- Placez la mousse de gel sur toutes les lignes de suture (figure supplémentaire S4B). Placez et moulez deux morceaux d’environ 2 mm chacun autour d’eux de manière à couvrir toutes les lignes de suture visibles.
- Relâchez les pinces vasculaires : d’abord la pince caudale, puis la pince céphalo-claplatine. Comme il faut s’attendre à une petite quantité d’hémorragie, placez de manière préventive les applicateurs à pointe de coton sur les sites anastomotiques pour fournir une pression.
- Une fois débarrassé des fuites observables, évaluez le cœur pour la pulsation (figure supplémentaire S4C). Si ce n’est pas le cas, vérifiez qu’aucune torsion des vaisseaux cardiaques ne s’est produite (en particulier pour le CIV).
- Repositionnez les intestins maintenant au-dessus et autour du cœur. Si vous semblez sec, humidifiez la cavité péritonéale à l’aide d’une solution de chlorure de sodium chauffée.
- Fermer la cavité abdominale à l’aide de monofilament prolène 6/0 non résorbable par couches:
d’abord la couche musculaire, puis la peau (Figure supplémentaire S4D). Utilisez la technique continue et ininterrompue. - Retirez doucement le receveur du tableau chirurgical et retirez-le de l’anesthésique.
- Administrer 1 mL de solution saline chaude par voie sous-cutanée et placer le receveur dans une cage préparée à l’avance avec réchauffement pour observation conformément aux protocoles de récupération postopératoire (figure supplémentaire S4E).
4. Soins postopératoires
- Immédiatement après la chirurgie, placez le receveur dans une cage propre sur un coussin chauffant sous observation étroite pendant au moins 3 heures. Pendant cette période, surveillez divers paramètres (activité, posture corporelle, état du pelage, expression faciale, démarche, ventilation, apparence du site chirurgical, présence d’un rythme cardiaque abdominal palpable) au moins toutes les 30 minutes. Attribuez un score à chaque paramètre (0 = normal, 1 = anormal légèrement ou par intermittence, 2 = anormal modéré ou systématiquement).
REMARQUE : Les interventions sont déclenchées par la somme des paramètres surveillés dépassant les scores de bien-être spécifiés par le protocole d’éthique lié à ce modèle. - Déplacez les receveurs dans une armoire chauffée maintenue à 25 °C, où ils restent jusqu’au 7e jour postopératoire. Pendant les 3 premiers jours, surveillez-les au moins 2 fois par jour. Au cours des 4 jours restants, surveillez-les au moins 1x par jour. Pour l’analgésie postopératoire, administrer une dose de buprénorphine (0,5-0,1 mg/kg, diluée à 0,03 mg/mL avec du chlorure de sodium 0,9%) par voie sous-cutanée à la souris receveuse le soir suivant la chirurgie et deux fois par jour pendant les 3 jours postopératoires suivants.
- Une fois sorti de l’armoire chauffée, surveiller les receveurs au moins 2 fois par semaine jusqu’au critère expérimental approprié.
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Representative Results
Pour déterminer l’efficacité de la technique chirurgicale dans la promotion de bons résultats de cicatrisation des plaies et de récupération chez la souris, les premières expériences en laboratoire ont déterminé les caractéristiques de survie d’une gamme de greffons cardiaques d’immunogénicité variable pour le receveur. Il s’agissait notamment de greffes congéniques (n = 5) et syngéniques (n = 5), qui partagent les mêmes marqueurs du complexe majeur d’histocompatibilité (CMH) que le receveur, et de greffes à mécompatibilité majeure (n = 9), dans lesquelles la greffe et le receveur ont des marqueurs CMH différents. Nous avons utilisé la palpation directe du rythme cardiaque abdominal hétérotopique pour évaluer la fonction et la viabilité continues du greffon, qui sert de marqueur indirect du rejet par rapport à la tolérance.
Dans les deux groupes témoins, tous les greffons étaient viables au critère d’évaluation expérimental de 100 jours (moyenne non définie). Le groupe non apparié avait un temps de survie moyen de 9 jours. La figure 1 présente les courbes de survie de Kaplan-Meier démontrant le contraste frappant dans la survie des greffons entre les greffons cardiaques non appariés et les greffons cardiaques témoins16. Ces données suggèrent que la technique est suffisante pour promouvoir une réponse de guérison appropriée après la procédure. En présence d’une inflammation pathologique, cependant, dans ce cas représentée par le rejet du greffon dans l’état de non-concordance, la destruction des tissus entraîne une perte rapide de la fonction.
Figure 1 : L’influence de l’inadéquation sur la survie des transplantations cardiaques orthotopiques. Courbes de survie illustrant le rétablissement complet et l’acceptation des transplantations cardiaques murines hétérotopiques syngéniques (n = 5) et congéniques (n = 5) pendant au moins 100 jours après la chirurgie, contrairement au rejet rapide des transplantations cardiaques murines hétérotopiques majeures non appariées (n = 7) dès le 7e jour après la chirurgie. Ces données ont été publiées dans Prosser et coll.16. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Étape de la chirurgie | Temps d’ischémie froide | Temps d’ischémie chaude |
| Donneur | 13 – 15 min | |
| Stockage 4 °C | 20 à 25 min | |
| Destinataire | 22 – 25 min |
Tableau 1 : Intervalle de temps d’ischémie chaude et froide pour les chirurgies du donneur et du receveur associées à la transplantation cardiaque orthotopique.
Figure supplémentaire S1 : Principaux aspects de la chirurgie du donneur. A) Anesthésie à l’isoflurane; (B) injection d’héparine; (C) cœur de donneur exposé; (D) rinçage du cœur avec une solution saline héparinisée; E) l’amarrage du navire; (F) cœur de donneur pour le stockage de l’ischémie froide. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Figure supplémentaire S2 : Principaux aspects de la préparation de la chirurgie du receveur et de la cautérisation des vaisseaux cutanés coupés. A) Préparation du site chirurgical du receveur; (B) injection de bupivacaïne; (C) drapage chirurgical stérile du site chirurgical; (D) cautérisation des vaisseaux cutanés coupés. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Figure supplémentaire S3 : Principaux aspects de la chirurgie du receveur, du repositionnement des intestins à l’aortotomie. A) Repositionnement temporaire des intestins; B) veine cave inférieure exposée et serrée; C) placer la suture du haubans; (D) première phase: aortotomie. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Figure supplémentaire S4 : Principaux aspects de la chirurgie du receveur, de la veinotomie au rétablissement. A) Deuxième phase: veinotomie; (B) placer la mousse de gel; C) la reperfusion; D) fermeture chirurgicale; E) recouvrement. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Le modèle de transplantation cardiaque orthotopique murine est un modèle préclinique robuste utilisé principalement pour étudier les effets de l’incompatibilité du CMH sur le niveau et la nature du rejet immunologique et, plus récemment, l’effet de la transplantation sur la rétention de l’immunité résidente du tissu greffé16. Tout en suivant initialement de près le protocole Corry et al.7 , nous avons affiné le protocole pour incorporer les meilleures pratiques en matière de technique aseptique, d’analgésie et d’anesthésie. La mise à jour de ces nouvelles pratiques a été réalisée grâce à une formation supplémentaire, à la fourniture de gants chirurgicaux stériles, de blouses et de champs chirurgicaux, à l’application d’anesthésies supplémentaires et à la mise à jour de la posologie de l’analgésie. Ces changements ont entraîné une légère augmentation du temps de configuration chirurgicale et des coûts supplémentaires par chirurgie.
L’utilisation d’animaux pour répondre à d’importantes préoccupations de recherche est permise en vertu d’un contrat entre les chercheurs et un comité d’éthique animale (CEA) afin de maintenir un permis social pour entreprendre de tels travaux. Les décisions d’un CEA sont fondées sur des lignes directrices éthiques claires15, avec un principe primordial consistant à équilibrer les coûts pour l’animal et les avantages pour la société. Le concept des trois R (réduction, remplacement et raffinement) est essentiel pour déterminer comment les coûts d’un projet sont atténués.
Minimiser les dommages causés aux animaux impliqués par l’adoption d’une analgésie et d’une anesthésie périopératoires adaptées à l’espèce joue un rôle irremplaçable dans les modèles animaux de chirurgie et constitue un exemple de raffinement. De plus, les soins et les techniques qui réduisent le risque de vecteurs environnementaux et comportementaux d’infection pour le receveur chirurgical ont des implications positives à la fois pour réduire les dommages causés à l’animal en termes de morbidité et de mortalité et aider à minimiser les coûts financiers associés aux chirurgies répétées qui ont échoué. Bien que la propreté de la « salle d’opération » de l’animal expérimental ne se rapproche pas de celle d’un équivalent hospitalier, elle ne devrait pas être une réflexion après coup dans un tel travail.
D’un point de vue scientifique, les infections postopératoires influencent nécessairement le profil des cytokines inflammatoires et des cellules immunitaires, qui sont les lectures typiques des expériences évaluant la récupération ou le rejet de greffe. Un effort maximal devrait donc être fait pour contrôler l’infection postopératoire, compte tenu de l’impact négatif que cela peut avoir sur la validité de la recherche. L’accent mis sur l’analgésie est important du point de vue du bien-être animal. Les chirurgies de transplantation animale sont des procédures majeures, et de grands efforts devraient être faits pour réduire la douleur et la souffrance inutiles des sujets. Pour revenir aux résultats pratiques de cette orientation, un avantage pratique supplémentaire d’un contrôle efficace de la douleur est la réduction de la probabilité que les animaux soient retirés du protocole expérimental en raison de signes de détresse associés à la douleur.
Depuis que cette procédure a été décrite pour la première fois, plusieurs auteurs ont signalé le dépannage des problèmes courants qui se produisent au cours de la procédure10,11. Le contrôle de l’hémorragie après la libération des pinces est bien décrit et reflète les techniques utilisées dans les chirurgies humaines, à savoir l’utilisation de la pression sur le site de l’hémorragie, la suture supplémentaire et les agents hémostatiques. Nous avons remarqué que les saignements se produisent souvent à partir de l’un des deux sites principaux: les sites d’anastomose ou les dommages au myocarde. Des approches pour arrêter les saignements du cœur ont été rapportées par Niimi10, qui a contrôlé les saignements du cœur par ligature de l’oreillette. D’après notre expérience, l’endiguement du flux sanguin du myocarde lui-même est exceptionnellement difficile en raison de sa riche vascularisation.
Il faut donc faire preuve de prudence pour éviter une telle blessure, qui est causée le plus souvent par un embout de forceps mal contrôlé en contact avec le muscle cardiaque pendant la chirurgie. Nous cherchons donc à ne contacter directement le muscle cardiaque qu’à l’aide d’applicateurs humidifiés à embout de coton. Pour réduire le contact direct dans la manipulation du cœur, les extrémités libres de la ligature finale de la soie peuvent être utilisées pour déplacer le cœur, par exemple lors du déplacement de l’UWS à la cavité thoracique.
Un deuxième défi majeur est la prévention de la paralysie postopératoire des membres postérieurs, une complication qui rend obligatoire l’euthanasie. De manière anecdotique, nous avons constaté qu’un temps ischémique chaud de >30 minutes est associé à un risque plus élevé de cette paralysie. Nos temps ischémiques sont strictement surveillés et enregistrés comme une norme informelle de performance. Il convient toutefois de noter que le temps ischémique ne semble pas prédire de manière fiable cette complication. Niimi10, par exemple, un chirurgien ayant une expérience chirurgicale substantielle (plus de 3 000 chirurgies), a rapporté que des temps ischémiques allant jusqu’à 2 heures sont acceptables.
Peut-être encore plus surprenant que cela, Abbott et al.5, qui ont développé une technique similaire chez le rat, mais ont utilisé une configuration anastomotique de bout en bout dans l’abdomen (c.-à-d. que l’IVC et l’aorte abdominale ont été ligaturés de façon permanente), ont rapporté deux rats gardés comme survivants à long terme pendant plus de 100 jours sans effets néfastes apparents. Ces différences intergroupes dans les résultats s’expliquent peut-être par des techniques subtilement différentes ou, alternativement, par les différences génétiques entre différentes souches de souris. Par exemple, nous notons que les souris Ly5.1 sont beaucoup plus sensibles à cette complication que les souris BALB / c. Pour améliorer la clarté sur les effets du temps ischémique sur l’incidence de la paralysie des membres postérieurs, l’effet de la durée de l’occlusion des vaisseaux abdominaux pourrait être étudié.
En résumé, ce protocole décrit fournit des améliorations directes aux techniques établies en utilisant des médicaments et des matériaux facilement disponibles. Ces améliorations alignent la norme à laquelle ce modèle chirurgical est réalisé sur celle des normes vétérinaires cliniques et profitent aux animaux et, en fin de compte, à la recherche.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs tiennent à souligner les efforts remarquables du personnel de soins aux animaux de l’Université d’Australie occidentale et de l’Institut Harry Perkins de recherche médicale, dont le dévouement et l’expertise ont contribué à la faisabilité et au succès de ces chirurgies.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2030 Rycroft irrigating cannula 30 G | McFarlane | 56005HU | |
| Braided surgical silk 7-0 | |||
| Bulldog clamp curved - 35 mm | Roboz | RS-7441-5 | |
| Bupivacaine 0.25% | |||
| Buprenorphine | |||
| Castroviejo needle holder catch curved - 145 mm | Haag-Streit | 11.62.15 | |
| Chlorhexidine 5% solution | Ebos | JJ61371 | |
| Cotton-tipped applicator - 7.5 cm | Dove | SN109510 | |
| Ethanol 70% solution | Ebos | WH130192EE | |
| Gauze 5 x 5 cm white | Aero | AGS50 | |
| Gelfoam 80 mm x 125 mm | Pfizer | 7481D | |
| Hair clipper | Wahl | 9860L | |
| Heparin 1,000 IU in 1 mL | |||
| Iris SuperCut scissors straight - 11.5 cm | Inka Surgical | 11550.11 | |
| Isoflurane vaporiser | Darvall | 9176 | |
| Micro bulldog clamp - 3.7 cm | Greman | 14119-G | |
| Micro scissors curved 105 mm | |||
| Micropore plain paper surgical tape - 2.5 cm wide | Ebos | 7810L | |
| Microsurgical scissors - curved tip | |||
| Monofilament polyprolene suture - 5/0 | Surgipro | P-205-X | |
| Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g | Myweigh | Kit00053 | |
| Needle - 30 G x 0.5 inch | BD | BD304000 | |
| Needleholder 15 cm curved "super fine" | Surgical Specialists | ST-B-15-8.2 | |
| Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300 | |||
| Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD281R | |
| Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD280R | |
| Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm | 15400-12 | ||
| Spring scissors-Cvd Sm blades | 15001-08 | ||
| Stevens scissors blunt straight 110 mm | |||
| Surgical backboard | Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm | ||
| Surgical drapes | Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm | ||
| Surgical microscope | |||
| Syringe - 1 mL | BD | 592696 | |
| Syringe - 3 mL | Leica | M651 | |
| Toothed forceps | BD | 309657 | |
| University of Wisconsin Solution | |||
| Warming pad | Far infrared warming pad 20 x 25 cm | ||
| Westcott spring scissors | |||
| Yasargil clip applier bayonet | Aesculap | FE582K | |
| Yasargil titanium clip perm 6.6 mm | Aesculap | A19FT222T | |
| Mouse usage | |||
| Strain/SEX/Weight | Donor | Recipent | |
| BALB/c, female, 19-23 g | 7 | 21 | |
| C57BL/6, female, 17-20 g | 7 | ||
| CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g | 5 |
References
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