Summary
Ziel dieser Studie ist es, die Machbarkeit einer flotationsbasierten Trennung zur Isolierung, Aktivierung und Erweiterung primärer humaner T-Zellen zu demonstrieren.
Abstract
Der Prozess der Isolierung von T-Zellen aus peripheren mononukleären Blutzellen (PBMCs) zur Etablierung von Ex-vivo-Kulturen ist für Forschung, klinische Tests und zellbasierte Therapien von entscheidender Bedeutung. In dieser Studie wird ein einfaches, neuartiges Protokoll zur Isolierung, Aktivierung und Expansion von T-Zellen aus PBMCs ex vivo vorgestellt. Diese Studie verwendet die funktionalisierte Auftriebs-aktivierte Zellsortierung (BACS) -Technologie, um T-Zellen zu isolieren und zu aktivieren. Kurz gesagt, beinhaltet das Protokoll die positive Selektion von CD3 + -Zellen aus Leukopak-abgeleiteten PBMCs, gefolgt von einer 48-stündigen Kostimulation mit präkonjugierten Anti-CD28-gebundenen Streptavidin-Mikrobläschen (SAMBs) vor der Transduktion in 24-Well-Platten. Funktionalisierte Mikrobläschen bieten eine einzigartige Möglichkeit, Zellen schwimmfähig zu aktivieren, was zu proliferativen Phänotypen führt, die eine Expansion mit minimaler Erschöpfung ermöglichen. Diese Technik bietet eine reduzierte Erschöpfung, da die co-stimulatorischen Mikrobläschen schwimmfähig bleiben und an die Spitze des Kulturmediums zurückkehren, wodurch die Zeit, in der die expandierenden Zellen mit den kostimulierenden Faktoren in Kontakt sind, verkürzt wird. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass die isolierten und kultivierten T-Zellen genügend Stimulation erhalten, um sich zu aktivieren und zu vermehren, aber nicht in einem Ausmaß, das zu einer Überaktivierung führt, die dann zu Erschöpfung führt, wie das Vorhandensein von übermäßigem PD-1 zeigt.
Introduction
Weltweit werden derzeit mehr als 500 klinische Studien zur chimären Antigenrezeptor (CAR)-T-Zelltherapie durchgeführt, und vier CAR-T-Zelltherapieprodukte sind auf dem Markt erhältlich1. Es bestehen jedoch noch zahlreiche Forschungs- und Herstellungsbedürfnisse für CAR-T-Zellen, die angegangen werden müssen, um die Wirksamkeit, Skalierbarkeit und den langfristigen Erfolg dieser potenziell kurativen Therapien zu verbessern 2,3,4,5. Die klinische Forschung und Herstellung von adoptiven CAR-T-Zellen beginnt mit der Isolierung von T-Zellen aus einer peripheren Blutprobe und der anschließenden Stimulation, Transduktion und Expansion der isolierten Zellen. Parameter wie T-Zell-Regeneration, Reinheit und Aktivierungs-/Erschöpfungssignale erfordern eine sorgfältige Berücksichtigung bei der Auswahl der Zellisolierungs- und Stimulationstechniken für die CAR-T-Zellforschung und -herstellung 3,4,6. Wichtig ist, dass die Verbesserung der therapeutischen Persistenz von CAR-T-Zelltherapien durch Minimierung der biologischen Hindernisse, die sich aus den aktuellen Herstellungsprozessen ergeben, wie z.B. die T-Zell-Erschöpfung, erforderlich ist, um die therapeutische Wirksamkeit zu erhöhen 6,7.
Als Alternative zu herkömmlichen Zellisolierungsmethoden wie Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) und magnetisch-aktivierte Zellsortierung (MACS) wird hier die Auftriebs-aktivierte Zellsortierung (BACS) mit Mikrobläschen zur T-Zell-Isolierung demonstriert. Die Mikroblasentrennung verwendet schwimmfähige, hohle Mikrokugeln (Mikrobläschen), um die Ziele zu binden und sie an die Oberfläche von Flüssigkeitsproben zu treiben 8,9. Durch die Funktionalisierung von Mikrobläschen mit Antikörpern (d.h. Anti-CD3) können die gewünschten T-Zellpopulationen positiv aus peripheren Blutproben selektiert werden. Anschließend wird in dieser Arbeit die Verwendung einer anderen Population von Antikörper-funktionalisierten Mikrobläschen (d.h. Anti-CD28) zur Co-Stimulation und Aktivierung positiv ausgewählter T-Zellen in Suspension demonstriert. Mikrobläschen bieten einen einfachen und hochgradig abstimmbaren Isolations- und Aktivierungs-Workflow, der T-Zellen erzeugt, die für suspendierte Zellkulturen und nachgelagerte Anwendungen wie genetische Modifikation und Expansion bereit sind. Entscheidend ist, dass die Aktivierung von Auftriebszellen mit Mikrobläschen eine gehemmte Zellstimulation fördert, um eine übermäßige Erschöpfung der T-Zellen zu verhindern7.
Für diese Studie war die Durchflusszytometrie das primäre Werkzeug, um den Isolierungs-, Aktivierungs- und Transduktionserfolg der funktionalisierten Mikrobläschen zu analysieren und detaillierte Informationen über die spezifischen Subpopulationen zu liefern, die während der Wachstums- und Expansionsphasen nach der Transduktion vorhanden waren. Neben der Durchflusszytometrie wurden Hellfeld- und Fluoreszenzmikroskopie eingesetzt, um die Zellgesundheit, Morphologie und den Transduktionserfolg zu bestätigen. Basierend auf diesen Ergebnissen bieten die Mikroblasentechnologie und das Mikroblasenprotokoll eine abstimmbarere und schonendere Alternative zu den derzeit verwendeten traditionellen Isolations- und Aktivierungsmethoden. Insbesondere zeigen mikroblasenaktivierte Zellen eine deutlich geringere Expression von T-Zell-Erschöpfungsmarkern als die, die typischerweise mit branchenüblichen Werkzeugen und Kits beobachtet wird.
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Protocol
1. Isolierung von T-Zellen mit Mikrobläschen mittels positiver Selektion
HINWEIS: Dieses Protokoll beschreibt einen kleinen CD3+ -positiven Selektionsansatz unter Verwendung von SAMBs.
- Inkubieren Sie 3 x 108 kommerziell erhältliche PBMCs in 2,5 ml Trennpuffer mit biotinyliertem Anti-CD3 (OKT3) Antikörper in einer Konzentration von 25 ng Antikörper pro 1 Million Zellen (25 ng / M). Mischen Sie vorsichtig durch Pipettieren auf und ab und inkubieren Sie bei Raumtemperatur für 10 Minuten.
- Fügen Sie Streptavidin-Mikrobläschen (SAMBs) in einem Verhältnis von 0,5 (SAMB-Menge): 1 (Zellmenge) entsprechend der vom Hersteller angegebenen SAMB-Konzentration hinzu.
- Mischen Sie mit einem handelsüblichen End-over-End-Rotator (EOE) bei 20 U/min für 10-15 min bei Raumtemperatur. Zentrifuge für 5 min bei 400 x g bei Raumtemperatur.
- Nach der Zentrifugation befinden sich die positiv selektierten Zellen an der Spitze der Suspension mit den SAMBs. Die verbleibenden nicht selektierten Zellen befinden sich im Zellpellet am Boden des Röhrchens. Führen Sie mit einer 9-Zoll-Glaspipette die Spitze unterhalb der Blasenzellschicht auf den Boden des Röhrchens ein, saugen Sie das Zellpellet und den Unterstand mit einer elektronischen Pipette ab und übertragen Sie sie in ein neues Röhrchen.
2. Co-Stimulation (Aktivierung) der positiv selektierten T-Zellen
- Resuspendieren Sie die im ursprünglichen Röhrchen verbleibende Blasenzellschicht in 1 ml vollständigem T-Zell-Medium (oder einem anderen gewünschten Medium).
- Zählen Sie die Zellen im Subnatanten mit Hellfeldmikroskopie unter Verwendung eines automatisierten Zellzählers und subtrahieren Sie diesen Wert von der Startzellnummer, um die Anzahl der in der Blasenzellschicht erfassten Zellen zu bestimmen.
- Mischen Sie vor diesem Schritt den biotinylierten Anti-CD28-Antikörper mindestens 2 h lang mit handelsüblichen SAMBs, um die konjugierten Anti-CD28-SAMBs zu erzeugen. Wenden Sie sich an den SAMBs-Hersteller, um die Menge an Anti-CD28-Antikörpern zu bestimmen, die für die Konjugation benötigt werden. Fügen Sie die anti-CD28-konjugierten SAMBs zu der Blasenzellensuspension hinzu, die sich aus Schritt 2.1 ergibt, wobei ein Verhältnis von 1,5 (Anti-CD28-SAMBs):1 (Zellen) verwendet wird.
- Mischen Sie mit EOE-Rotation für 15 min und stellen Sie dann das Gesamtvolumen auf 2 Millionen Zellen pro ml mit vollständigem T-Zellmedium oder einem anderen gewünschten Medium entsprechend der in Schritt 2.2 erhaltenen Zellzahl ein.
3. Expansion der co-stimulierten Zellen im Zellkulturmedium
- Verteilen Sie 1 ml aktivierter Zellen aus Schritt 2.4 mit einer Konzentration von 2 M/ml pro Vertiefung in einer 24-Well-Platte. Inkubieren Sie in einem befeuchteten 5% CO2 -Inkubator bei 37 °C.
- Nach 24 h werden 50 E/ml IL-2 und 25 ng/M lösliches Anti-CD3 (OKT3) hinzugefügt, um die Expansion weiter zu fördern, wie anhand der anfänglichen Anzahl der am Tag 0 plattierten Zellen berechnet. Die Zellplatte wieder in den befeuchtetenCO2-Inkubator geben und über Nacht bei 37 °C inkubieren lassen.
4. Optional: Transduktion aktivierter T-Zellen mit Lentivirus
HINWEIS: Der hier verwendete Ansatz wurde von Prommersberger et al. übernommen. 10.
- Das Lentivirus bei Raumtemperatur auftauen und durch Pipettieren kurz mischen.
- Entfernen Sie vorsichtig den mittleren Natanten, 600 μL, aus jeder Vertiefung, ohne die Tochterzellen zu berühren, die sich jetzt am Boden der Vertiefung befinden, oder die Blasenschicht, die an der Oberfläche der Lösung verblieben ist.
- Fügen Sie 5 μg / ml Hexadimethrinbromid pro Vertiefung hinzu, um die Virustransduktion zu verbessern. Fügen Sie die lentiviralen Partikel bei einer Infektionsmultiplizität (MOI) von 3 (lentivirale Partikel pro Zelle) hinzu.
- Die Platte wird 45 Minuten lang bei 800 x g und 32 °C mit langsamer Beschleunigung und ohne Verzögerungspause zentrifugiert. Die Zellen 4 h lang in einem befeuchtetenCO2-Inkubator bei 37 °C inkubieren.
- Nach 4 h werden 600 μL handelsübliches, frisches komplettes T-Zellmedium und 50 U/mL IL-2 in jede Vertiefung gegeben und die Zellplatte bei 37 °C zur T-Zellexpansion wieder in den befeuchteten CO2-Inkubator gegeben.
5. Expansion der T-Zellen (mit oder ohne vorherige Transduktion)
- Entfernen Sie alle 2 Tage die Hälfte des Mediums aus der mittleren Natante, ersetzen Sie es durch frisches, vollständiges T-Zellmedium und fügen Sie IL-2 in einer Konzentration von 50 U / ml hinzu.
- Zählen Sie die T-Zellen zweimal pro Woche, um die Zelldichte zu beurteilen. Wenn die Zelldichte 2 x 10 6-2,5 x 106 Zellen / ml überschreitet, geben Sie die Zellen in ein größeres Gefäß und verdünnen Sie sie auf 5 x 105 Zellen / ml.
6. Entnahme der T-Zellen und Durchflusszytometrie
- Mischen Sie vorsichtig den Inhalt jeder Vertiefung, indem Sie auf und ab pipettieren. Entfernen Sie den gesamten Inhalt der Vertiefung, einschließlich der Mikrobläschen, und geben Sie sie in ein 1,5-ml-Röhrchen.
- Jede Welle wird mit 400 μl kalziumfreiem und magnesiumfreiem DPBS (−/−) gewaschen und die Lösung in ein 1,5-ml-Röhrchen überführt. Zentrifuge bei 400 x g für 5 min bei Raumtemperatur.
- Saugen Sie den Überstand ab und resuspendieren Sie das Zellpellet in 50 μL Trennpuffer.
- Färben Sie mit einem Aktivierungs- und Erschöpfungsantikörper/Färbecocktail ein und inkubieren Sie ihn 10 min bei Raumtemperatur im Dunkeln. Bereiten Sie die Färbecocktails wie folgt vor: Aktivierungscocktail: AF700-CD3, PE/Dazzle-CD4, PE/Cy7-CD8, BV510-CD25, PE-CD69; Erschöpfungscocktail: AF700-CD3, PE/Dazzle-CD4, PE/Cy7-CD8, PE-PD-1.
- Fügen Sie 1 ml Trennpuffer hinzu und mischen Sie vorsichtig. Zentrifugieren Sie bei 400 x g für 5 min bei Raumtemperatur, um überschüssige Antikörper auszuwaschen. Saugen Sie den Überstand vollständig ab.
- Das Zellpellet wird in 1 ml Trennpuffer resuspendiert und in ein geeignetes Gefäß (z. B. ein FACS-Röhrchen, eine 96-Well-Platte usw.) für die Durchflusszytometrie-Analyse überführt. Das empfohlene Schema für die Durchflusszytometrie-Analyse ist in Abbildung 1 dargestellt.
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Representative Results
T-Zellen wurden aus gekauften PBMCs isoliert und zur Aktivierung plattiert, wie im Protokoll beschrieben. Die Negativkontrollproben (gekaufte PBMCs) wurden nicht aktiviert. Diese Kontrollproben wurden eingeschlossen, um die Wirkung zu demonstrieren, die der Mikroblasenaktivierungsprozess auf die experimentellen Proben im Vergleich zu den unberührten und nicht stimulierten T-Zell-Kontrollen hatte, um sicherzustellen, dass die beobachteten Aktivierungsmarker das Ergebnis der hinzugefügten Aktivierungsfaktoren waren und nicht den T-Zellen selbst inhärent waren. Gemäß der experimentellen Skizze in Abbildung 2 wurden die Zellen bei 2 x 106 Zellen/ml in T-Zell-Medium ausgesät und entweder unberührt / unstimuliert oder mit Anti-CD3 (Klon OKT3) und Anti-CD28 (Klon 28.2) SAMBs co-stimuliert. Nach 48 Stunden Stimulation in Kultur wurden die Zellen mit dem lentiviralen Partikel transduziert, das für zsGreen kodiert. 4 Tage und 6 Tage nach der Transduktion wurden die Zellen mit AF700-CD3, PE/Dazzle-CD4, PE/Cy7-CD8, BV510-CD25, PE-PD-1 (oder PE-CD69, je nachdem, ob die Erschöpfungs- bzw. Aktivierungspanels verwendet wurden) und 7-AAD abgebildet, geerntet und oberflächengefärbt. Das zsGreen-Transgen war im FITC-Kanal nachweisbar. Der Ansatz der Durchflusszytometrie ist in Abbildung 1 dargestellt. Zwischen der Kontrollprobe und den Zellen, die eine Mikroblasen-Kostimulation erhielten, wurde ein Anstieg der Anzahl lebensfähiger T-Zellen und transgenpositiver T-Zellen beobachtet (Abbildung 3). Erhöhte Effektorzellpopulationen wurden auch in den Mikroblasenproben beobachtet (Abbildung 4). T-Zellen, die erhöhte Aktivierungs- und Erschöpfungsmarker exprimierten, wurden in den Zellproben beobachtet, die eine Mikroblasen-Kostimulation erhielten (Abbildung 5 und Abbildung 6). Die Zellexpansion wurde zwischen den Zeitpunkten Tag 4 und Tag 6 der kostimulierten Proben beobachtet, was darauf hindeutet, dass die Zellen aktiv und proliferativ waren und das Transgen passierten, während sie sich ausdehnten.
Abbildung 1: Beispiel für ein Gating-Schema-unberührtes/negatives Kontrollbeispiel. Ausgehend von den Singuletts wurden die Populationszellen als nächstes mit SSC-A / FSC-A eingezäunt. Die gesamten CD3+-Zellen wurden ausgegrenzt, gefolgt von lebensfähigem CD3+-Gating unter Verwendung von 7-AAD, um die Lebensfähigkeit der Population zu bestimmen. Alle nachfolgenden Populationen und Berechnungen wurden aus der lebensfähigen 7-AAD(−)/CD3+(+)-Population bestimmt, wie anhand der Pfeile dargestellt, die die Subpopulationstoren anzeigen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Übersicht über die experimentelle Zeitachse. Die Tage des Protokolls sind oben angegeben, und die entsprechenden Tage nach der Transduktion (D0-D6) werden in den folgenden Abbildungen verwendet. Die Zellen wurden unmittelbar nach der Selektion und Aktivierung plattiert. Die Kontrollmulden wurden unter Verwendung eines Mikrobläschen-Negativauswahlprotokolls generiert. Die Kontroll-T-Zellen erhielten keine Kostimulationsmittel und wurden nicht transduktiert, obwohl sie IL-2 erhielten, um sicherzustellen, dass die Zellen gesund genug blieben, um während des gesamten Experiments eine angemessene Lebensfähigkeit aufrechtzuerhalten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Bewertung lebensfähiger und erfolgreich transduzierter Zellen nach der Transduktion. (A) Lebensfähige CD3+ -Zellen 4 Tage und 6 Tage nach der Transduktion. Die Lebensfähigkeit wurde durch Durchflusszytometrie-Analyse bestimmt, bei der die Population durch Gating auf 7-AAD(−)/CD3+(+)-Zellen quantifiziert wurde. (B) Die Anzahl der erfolgreich mit rLV.EF1.zsGreen transduzierten Zellen wurde durch Durchflusszytometrie bestimmt, bei der die lebensfähige 7-AAD(−)/CD3+(+)-Population weiter in zsGreen(+)-Zellen eingeschleust wurde. Alle Bedingungen wurden dreifach (n = 3) durchgeführt. Die Daten stellen den Mittelwert ± SD dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Lebensfähige CD4+- und CD8+-T-Zellen. Die CD4+- und CD8+-T-Zell-Subpopulationen wurden quantifiziert, indem die lebensfähige CD3+-Population (CD3+ [+]/7-AAD[−]) und die Expression von (A) CD4+ und (B) CD8+ gemessen wurden. Alle Bedingungen wurden in dreifacher Ausfertigung (n = 3) durchgeführt. Die Daten stellen den Mittelwert ± SD dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Lebensfähige aktivierte T-Zellen. Die lebensfähige CD3+- Population wurde auch auf spezifische Aktivierungsmarker analysiert, wie in den obigen Abbildungen dargestellt. (A) CD69 ist ein früher Marker für die Aktivierung; (B) CD25 ist ein mittlerer bis später Aktivierungsmarker. Die Prozentsätze über den Fehlerbalken stellen den Prozentsatz der lebensfähigen CD3+- Zellen dar, die den jeweiligen Marker exprimieren. Alle Bedingungen wurden in dreifacher Ausfertigung (n = 3) durchgeführt. Die Daten stellen den Mittelwert ± SD dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Erschöpfte T-Zellen. Die lebensfähige CD3+-Population wurde auch auf Erschöpfungsmarker (PD-1) analysiert. (A) Die Gesamtzahl der 7-AAD(−)/CD3+(+)/PD-1+(+)-Zellen an Tag 4 und Tag 6 nach der Transduktion. (B) Der prozentuale Anteil der PD-1+-Zellen. An Tag 4 und Tag 6 hatte die aktivierte/transduzierte Probenpopulation ~25% lebensfähige CD3+/PD-1+-Zellen, während die Kontrollprobenpopulation ~2% lebensfähige CD3+/PD-1+-Zellen aufwies. Bemerkenswert ist, dass das Ausgangs-/isolierte Material <~15% lebensfähige CD3+/PD-1+-Zellen aufwies (Post-Isolations-/Vorkulturdaten nicht gezeigt). Alle Bedingungen wurden in dreifacher Ausfertigung (n = 3) durchgeführt. Die Daten stellen den Mittelwert ± SD dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Das beschriebene Protokoll ermöglicht die Isolierung von T-Zellen aus PBMC-Proben und die Aktivierung suspendierter T-Zellen in Kulturmedien mit Mikrobläschen. Diese Methode beruht auf funktionalisierten Mikrobläschen, deren inhärenter Auftrieb eine einzigartige Gelegenheit bietet, ko-stimulatorische Signale in Zellen einzuführen und sie zu aktivieren, während sie in einem Kulturmedium suspendiert sind, wodurch die Exposition der expandierenden Zellen gegenüber längerer Stimulation reduziert wird. Eine solche Überstimulation kann zu einer erhöhten Expression von T-Zell-Erschöpfungsmarkern und einer verminderten therapeutischen Wirksamkeit führen11. Stimulierte T-Zellen, die schwimmfähig an funktionalisierte Mikrobläschen gebunden sind, produzieren unberührte Tochterzellen, die zur Expansion auf den Boden der Zellkulturplatte fallen und eine Wachstumsphase abseits der Auftriebsfaktoren ermöglichen. In der Literatur wurde detailliert beschrieben, wie die längere Exposition isolierter T-Zellen gegenüber Stimulationsfaktoren - wie z.B. magnetischen Bead-basierten Protokollen12 - die Expansion und therapeutische Wirksamkeit beeinträchtigen kann 6,7,11.
Da dieses berichtete Protokoll auf der positiven Selektion von CD3+ -Zellen beruht, ist es wichtig, den Substand unterhalb der Blasenzellschicht während der Isolationsphase dieses Protokolls vorsichtig, aber gründlich zu entfernen. Dadurch wird sichergestellt, dass nur die positiv selektierte T-Zell-Population weiter stimuliert und plattiert wird. Dies ist auch ein wichtiger Schritt zur Bestimmung der Anzahl der Zellen, die aus der PBMC-Ausgangsprobe ausgewählt wurden, was für genaue Kostimulations- und Plattierungsberechnungen erforderlich ist.
Diese Mikroblasenprotokoll-Entwicklungsaktivitäten für die T-Zell-Aktivierung und -Expansion nutzten eine breite Palette von Markern während der Durchflusszytometrie-Analyse, die eine gründliche Charakterisierung der isolierten und stimulierten T-Zell-Population ermöglichten, um kritische T-Zell-Parameter wie Aktivierung, Erschöpfung und klonale Expansion zu bewerten. Im Vergleich zu häufig verwendeten T-Zell-Isolierungs- und Stimulationstechnologien, wie z. B. magnetischen Perlen-basierten Protokollen, zielt dieses Mikroblasenprotokoll darauf ab, die Überstimulation von Zellen zu minimieren, ohne die Expansion und die entsprechenden Effektorfunktionsfähigkeiten der isolierten T-Zellen zu beeinträchtigen. Zukünftige Anwendungen dieser Mikrobläschentechnik werden verschiedene Protokolle für die T-Zell-positive Selektion, Kostimulation und anschließende Mikroblasenzellkulturen umfassen, um eine Vielzahl von Workflow-Anforderungen für Zelltherapie-Forschungs- und Fertigungsgemeinschaften zu erfüllen.
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Disclosures
Alle Autoren sind zum Zeitpunkt der Einreichung Mitarbeiter der Akadeum Life Sciences, die Mikroblasen-Trennprodukte herstellt und vertreibt.
Acknowledgments
Nichts.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2-Mercaptoethanol | Gibco | 21985-023 | CAS: 60-24-2 |
| Biologix Multi-Well Culture Plates 24-well plates | VWR | 76081-560 | |
| Biotin anti-human CD28 (28.2) Antibody | Biolegend | 302904 | |
| Biotin anti-human CD3 (OKT3) Antibody | Biolegend | 317320 | |
| DPBS, no calcium, no magnesium | Gibco | 14190-136 | |
| GlutaMAX Supplement | Thermofisher | 35050061 | |
| Human Recombinant IL2 | BioVision (vwr) | 10006-122 | |
| Lentiviral Particle rLV.EF1.zsGreen1-9 | Takara Bio | 0038VCT | |
| Leukopak | BioIVT | HUMANLMX100-0001129 | |
| Normal Human PBMCs | BioIVT | HUMANHLPB-0002562 | |
| Penicillin/Streptomycin 100X for tissue culture | VWR | 97063-708 | CAS: 8025-06-7 |
| Polybrene Infection/Transfection Reagent | Millipore Sigma | TR-1003-G | CAS:28728-55-4 |
| Pooled Human AB Serum Plasma Derived Heat Inactivated | Innovative Research | ISERABHI100mL | |
| RPMI 1640 Medium, GlutaMAX Supplement, HEPES | Gibco | 72400047 | |
| Streptavidin Microbubble Kit (includes Akadeum's separation buffer) | Akadeum | 11110-000 |
References
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