Summary
Le pontage duodéno-iléal par anastomose unique (ISAD-S) est une procédure bariatrique émergente ayant des effets métaboliques importants. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris.
Abstract
L’obésité est un problème de santé majeur dans le monde entier. En réponse, des chirurgies bariatriques sont apparues pour traiter l’obésité et ses comorbidités connexes (par exemple, le diabète sucré, la dyslipidémie, la stéatohépatite non alcoolique, les événements cardiovasculaires et les cancers) par des mécanismes restrictifs et malabsorbants. Comprendre les mécanismes par lesquels ces procédures permettent de telles améliorations nécessite souvent leur transposition chez les animaux, en particulier chez la souris, en raison de la facilité de génération d’animaux génétiquement modifiés. Récemment, le pontage duodéno-iléal à anastomose unique avec gastrectomie à la manche (ISAD-S) est apparu comme une procédure qui utilise à la fois des effets restrictifs et malabsorptifs, qui est utilisée comme alternative au pontage gastrique en cas d’obésité majeure. Jusqu’à présent, cette procédure a été associée à de fortes améliorations métaboliques, ce qui a conduit à une augmentation marquée de son utilisation dans la pratique clinique quotidienne. Cependant, les mécanismes sous-jacents à ces effets métaboliques ont été peu étudiés en raison d’un manque de modèles animaux. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris, avec un accent particulier sur la gestion périopératoire. La description et l’utilisation de ce nouveau modèle de rongeurs aideront la communauté scientifique à mieux comprendre les changements moléculaires, métaboliques et structurels induits par l’ISAD-S et à mieux définir les indications chirurgicales pour la pratique clinique.
Introduction
L’obésité est une situation émergente et endémique avec une prévalence croissante, affectant environ 1 adulte sur 20 dans le monde1. La chirurgie bariatrique est devenue l’option de traitement la plus efficace pour les adultes affectés ces dernières années, améliorant à la fois la perte de poids et les troubles métaboliques2,3, avec des résultats variables selon le type d’intervention chirurgicale utilisée.
Il existe deux mécanismes principaux qui sont impliqués dans les effets des procédures bariatriques: la restriction qui vise à augmenter la satiété (comme dans la gastrectomie à la manche (SG) où 80% de l’estomac est enlevé), et la malabsorption. Parmi les procédures qui impliquent à la fois restriction et malabsorption, le pontage duodéno-iléal unique anastomose avec gastrectomie à la manche (SADI-S) a été proposé comme alternative au pontage gastrique de Roux-en-Y (RYGB), dans lequel une reprise de poids est observée chez environ 20% des patients 4,5. Dans cette technique, une gastrectomie à la manche est associée à un réarrangement de l’intestin grêle, le divisant en un membre biliaire et un membre commun court (un tiers de la longueur totale de l’intestin grêle) (Figure 1A). Techniquement, l’ISAD-S présente l’avantage par rapport au RYGB de ne nécessiter qu’une seule anastomose, ce qui réduit le temps de fonctionnement d’environ 30 %. De plus, cette méthode préserve le pylore, ce qui contribue à réduire le risque d’ulcère gastroduodénal et limite les fuites anastomotiques. L’ISAD-S est également associée à un taux élevé d’amélioration métabolique, favorisant fortement son utilisation au cours des dernières années 6,7.
Étant donné que les effets métaboliques sont devenus de plus en plus fondamentaux pour les procédures bariatriques, l’élucidation de leurs mécanismes semble cruciale. Par conséquent, l’utilisation de modèles animaux pour les procédures bariatriques est de la plus haute importance pour mieux comprendre leurs effets métaboliques et les voies cellulaires et moléculaires impliquées8. Ces modèles ont contribué, par exemple, à une meilleure compréhension de l’évolution de l’apport alimentaire après SG ou RYGB en milieu contrôlé9 et à l’étude des flux de glucose ou de cholestérol à travers la barrière intestinale10,11 ; Ces informations sont rarement disponibles dans les études cliniques. Ces connaissances pourraient aider à définir leurs indications chirurgicales optimales. Nous avons précédemment décrit des modèles murins de SG et RYGB12. Cependant, malgré ses résultats prometteurs dans la pratique clinique, l’ISAD-S n’a été développée et décrite que chez les rats13,14,15. Cependant, compte tenu de sa malléabilité génétique, le modèle murin a été utile dans le passé pour étudier les divers effets métaboliques de telles procédures16,17,18, et un modèle murin ISAD-S pourrait être utile pour évaluer les effets de l’ISAD-S malgré la difficulté technique.
Dans cet article, nous décrivons l’adaptation de la procédure ISAD-S chez la souris (Figure 1B) de manière reproductible. Une attention particulière est accordée à la description des soins périopératoires.
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Protocol
Ce protocole a été approuvé par le Comité d’éthique en expérimentation animale (référence CEEA-PdL n 06).
1. Préparation préopératoire
- Ajouter des aliments diététiques en gel au régime normal 3 jours avant la chirurgie. Jeûnez les souris 6 h avant la chirurgie.
- Induire une anesthésie avec 5% d’isoflurane (1 L/min) dans une chambre dédiée avec de l’oxygène (1 L/min). Injectez aux souris par voie sous-cutanée de la buprénorphine (0,1 mg/kg), de l’amoxicilline (15 mg/kg), du métoclopramide (1 mg/kg), du méloxicam (1 mg/kg) et du fer (0,5 mg/kg).
- Rasez les 2/3 premières parties de l’abdomen de la souris en commençant par le processus xiphoïde à l’aide d’un rasoir électrique. Désinfectez l’abdomen de la souris en deux étapes à l’aide d’une solution de polyvidone iodée.
- Placez la souris couchée sur le dos sur un coussin chauffant dédié recouvert d’un sous-coussin propre. Maintenir l’anesthésie à l’aide d’un cône nasal contenant de l’isoflurane à 2,5 % (0,4 L/min) avec de l’oxygène (0,4 L/min). Utilisez un test de pincement des orteils pour confirmer la profondeur de l’anesthésie.
- Couvrez la souris dans une pellicule de plastique stérilisée. Afin d’appliquer une hyperextension sur l’abdomen de la souris, fixez la patte inférieure et utilisez une seringue de 1 ml ou l’équivalent placée derrière le dos de la souris. Coupez une ouverture dans une compresse stérile de la taille de la future incision et utilisez-la comme champ opératoire pour couvrir la souris. L’installation générale est illustrée à la figure 2A.
- Avant la chirurgie, utilisez un masque facial, un capuchon de gommage et des gants stérilisés. Utilisez des instruments stérilisés pour la chirurgie.
2. Le protocole ISAD-S
- Laparotomie médiane
- Sous un microscope binoculaire (grossissement 8x), effectuer une laparotomie médiane avec des ciseaux ou un scalpel en ouvrant la peau abdominale du processus xiphoïde au milieu de l’abdomen. S’assurer que le processus xiphoïde et la couche musculoaponévrotique sont visibles (Figure 2B).
REMARQUE: Administrer la bupivacaïne (3 mg / kg) par voie sous-cutanée au site chirurgical 5 minutes avant de faire l’incision cutanée. - Ouvrez la paroi abdominale le long de la linea alba avec des ciseaux entre les muscles abdominaux. Veillez à ne pas pénétrer dans la cavité thoracique (figure 2C).
- Sous un microscope binoculaire (grossissement 8x), effectuer une laparotomie médiane avec des ciseaux ou un scalpel en ouvrant la peau abdominale du processus xiphoïde au milieu de l’abdomen. S’assurer que le processus xiphoïde et la couche musculoaponévrotique sont visibles (Figure 2B).
- Exclusion duodénale
- Mobiliser doucement le duodénum de la cavité abdominale à l’aide d’un coton-tige humidifié pour voir ses côtés antérieur et postérieur. Localiser le canal biliaire principal, qui est immédiatement visible sous le microscope binoculaire sur la face postérieure du petit épiploon et du duodénum (Figure 3A, flèches noires).
- Proximale à partir du canal biliaire principal, visualisez une zone entre les artères duodénales au microscope binoculaire (Figure 3A, B, cercles pointillés bleus). Pénétrer dans cette zone à l’aide de micro-pinces incurvées d’un côté à l’autre du duodénum et effectuer une ligature duodénale entre les artères à l’aide d’une suture non résorbable 6-0 (Figure 3C-E). Veillez à ne pas ligaturer les branches des artères duodénales.
- Gastrectomie à la manche
- Mobiliser l’estomac de la cavité abdominale à l’aide d’un coton-tige humidifié et d’une pince non traumatique. Séparer l’estomac des organes environnants à l’aide de micro-ciseaux : séparer le grand épiploon, couper les artères gastriques courtes (branche de l’artère splénique) entre l’estomac et la rate, et le lipome reliant l’estomac à la partie inférieure de l’œsophage (Figure 4A,B).
- À l’aide de micro-ciseaux, effectuer une gastrotomie de 5 mm en ouvrant le fond d’œil et retirer l’aliment résiduel à l’aide d’un coton-tige (figure 4C, flèche). Rincer le site de gastrotomie avec une solution saline stérile (37 °C) pour éviter la contamination par le contenu gastrique enlevé.
- Appliquez des clips chirurgicaux (taille moyenne, 5,6 mm) le long de la plus grande courbure de l’estomac pour exclure environ 80% de l’estomac. Deux clips suffisent. Retirer l’estomac exclu en le coupant avec des micro-ciseaux (Figure 4D-G).
- Ancrer les clips chirurgicaux pour vérifier l’imperméabilité en effectuant une suture en cours d’exécution (8-0) du début à la fin de la résection de l’estomac (Figure 4H).
- Anastomose duodéno-iléale
- Au microscope binoculaire, visualisez la dernière boucle iléale, située juste avant le cæcum (Figure 5A). Mobiliser doucement l’intestin grêle à l’extérieur de la cavité abdominale à partir de la dernière anse iléale. Disposez l’intestin grêle, comme le montre la figure 5B, de manière à ce que la dernière boucle iléale soit située du côté gauche. À l’aide d’un cordon de suture de taille antérieure, mesurer 10 cm (environ 1/3 de la longueur totale de l’intestin grêle) à partir de la dernière anse iléale; Ce sera le site de la future anastomose.
- Afin de s’assurer que le futur membre biliaire arrive sur le site de l’anastomose par son côté gauche, faites une grande boucle de l’intestin grêle autour du site de la future anastomose. À l’aide de micro-ciseaux, effectuer une entérotomie de 4 mm en ouvrant l’intestin grêle à cet endroit (figure 5C-E). Rincer le site d’entérotomie avec une solution saline stérile (37 °C) pour éviter toute contamination.
- Réaliser une entérotomie de 4 mm sur la partie exclue du duodénum, immédiatement après le pylore, entre l’estomac et la ligature réalisée à l’étape 2.2.2 (Figure 5F). Placez une compresse de collagène hémostatique résorbable de 5 mm x 5 mm pour favoriser l’homéostasie.
- Utilisation d’un 8-0 non résorbable suture, effectuer une anastomose duodéno-iléale côte à côte. Commençons par l’anastomose de la face postérieure, suivie de l’anastomose de la face antérieure (Figure 5G-I).
- Fermeture abdominale
- Affichez l’intestin grêle dans la cavité abdominale de sorte que le membre biliaire arrive à l’anastomose du côté supérieur gauche de l’abdomen et que le membre commun tombe dans la partie inférieure de l’abdomen.
REMARQUE : Lavez l’abdomen trois fois avec environ 5 mL de solution saline stérile à 0,9 % (37 °C). Ensuite, aspirez le liquide de l’abdomen pour éliminer le liquide gastro-intestinal résiduel et les aliments digérés pour éviter l’infection bactérienne et l’inflammation abdominale subséquente. - Réhydrater la souris avec 500 μL de solution saline à 37 °C en l’appliquant directement dans la cavité abdominale à l’aide d’une seringue de 1 mL.
- Fermez la couche musculoaponévrotique à l’aide d’une seule suture de course non résorbable 6-0. Fermer la peau abdominale à l’aide de 6-0 sutures séparées non résorbables (Figure 5J,K).
- Affichez l’intestin grêle dans la cavité abdominale de sorte que le membre biliaire arrive à l’anastomose du côté supérieur gauche de l’abdomen et que le membre commun tombe dans la partie inférieure de l’abdomen.
3. Soins postopératoires généraux
- Après avoir arrêté l’isoflurane, laisser la souris se réveiller sur le coussin chauffant sous 0,4 L/minO2 insufflé avec le masque nasal. Lorsqu’elle est complètement réveillée, ce qui peut être assuré par une récupération motrice complète, placez la souris seule dans une cage dans un incubateur à 30 °C. Laissez la souris dans l’incubateur à 30 °C pendant 5 jours (pas de condition spécifique pour le gaz ou l’humidité).
REMARQUE: La cage doit être chauffée au préalable. - Permettre un accès gratuit à l’eau immédiatement après la chirurgie. Ajouter des suppléments vitaminiques, y compris les vitamines B1, B9, B12 et les vitamines liposolubles (A, D, E, K), à l’eau (800 mg/180 ml d’eau) jusqu’à la fin du protocole.
- Maintenir l’analgésie par injections sous-cutanées de buprénorphine (0,1 mg / kg) deux fois par jour du jour 1 au jour 3, une fois par jour après jusqu’au jour 5. Poursuivre les injections sous-cutanées d’amoxicilline (15 mg/kg), de méloxicam (1 mg/kg) et de métoclopramide (1 mg/kg) une fois par jour jusqu’au jour 3. Fournir des injections sous-cutanées de fer (0,5 mg / kg) une fois par jour jusqu’à la fin du protocole.
4. Mesures générales et euthanasie
- Pesez les souris tous les jours jusqu’au jour 5 postopératoire. Ensuite, pesez le jour 7, puis chaque semaine.
- Pour mesurer l’apport alimentaire quotidien, placez une souris par cage. Placez un poids connu d’un régime solide et mesurez le poids du régime solide restant après 24 h. Mesurez l’apport alimentaire le jour 3, 4, 5, 7, puis chaque semaine.
- Euthanasier les souris par luxation cervicale sous anesthésie générale (isoflurane à 5 % (1 L/min) avec oxygène (1 L/min)) avec injection sous-cutanée de buprénorphine (0,1 mg/kg) après incision cardiaque dans l’oreillette gauche pour prélèvement sanguin (500 à 600 μL de sang).
- Mesurer la concentration d’hémoglobine dans le sang à l’aide d’un analyseur d’hématologie automatique nécessitant 20 μL de sang.
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Representative Results
Courbe d’apprentissage
La courbe d’apprentissage de ce modèle est illustrée à la figure 6. Une diminution progressive de la durée opératoire est observée, atteignant environ 60 min de chirurgie après 4 semaines d’entraînement intensif (Figure 6A). La survie postopératoire de 5 jours s’est également améliorée avec le temps, atteignant 77% pendant la pratique régulière (Figure 6B). Les causes les plus fréquentes de mortalité étaient les fuites anastomotiques et un syndrome de l’anse afférente entraînant une péritonite biliaire. Nous n’avons observé aucun décès plus tard dans le premier mois avec la technique décrite dans ce manuscrit. Il convient de noter que des expériences antérieures réalisées sans ancrage de clips chirurgicaux avec des sutures en cours d’exécution ont entraîné une migration des clips dans les deux tiers des cas, entraînant un décès par occlusion de l’intestin grêle à 31 jours. Ces résultats soulignent que la maîtrise de ce modèle nécessite une formation intensive.
Paramètres généraux
Les souris ayant un arrière-plan C57BL6/J ont été assignées au hasard au groupe SADI-S (n = 9; 5 mâles, 4 femelles) et au groupe témoin fictif (n = 4; 2 mâles, 2 femelles). Entre les souris ISAD-S et les souris simulées, le poids préopératoire moyen (27,9 g ± 0,98 g contre 28,5 g ± 2,4 g) et l’âge (14,8 semaines ± 7,2 semaines contre 18,7 semaines ± 10,3 semaines) n’étaient pas significativement différents. Une souris est morte après l’ISAD-S au jour 4 postopératoire d’une fuite anastomotique et a donc été exclue de l’analyse suivante. Les souris SADI-S ont connu une perte de poids significative par rapport aux souris témoins simulées à partir du quatrième jour postopératoire : 21,7 g ± 1,6 g contre 29,0 g ± 0,7 g (p = 0,0081) (Figure 7A). L’apport alimentaire quotidien (14 jours) a augmenté de façon significative chez les souris de l’ISAD-S (4,4 g ± 0,1 contre 2,9 g ± 0,6 g par jour, p = 0,027) (figure 7B).
Les souris ont été sacrifiées 28 jours après la chirurgie. Une souris du groupe ISAD-S, qui n’a pas montré de perte de poids significative, semblait avoir une reperméabilisation duodénale. Aucun événement de ce type n’a été observé chez les 7 autres souris. Comme le montre la figure 7C, la concentration d’hémoglobine n’était pas significativement différente de celle des souris témoins fictives du groupe ISAD-S après supplémentation en fer.
Figure 1 : Représentation d’un pontage duodéno-iléal unique de l’anastomose avec gastrectomie à la manche (ISAD-S). (A) Chez l’homme, le duodénum est coupé proximale à partir du canal biliaire principal. Une anastomose duodéno-iléale latéro-terminale est réalisée avec le duodénum résiduel, définissant un membre biliaire (avant l’anastomose) et un membre commun qui mesure un tiers de la longueur totale de l’intestin grêle (après l’anastomose). (B) Chez la souris, le duodénum est exclu par ligature proximale au canal biliaire principal, et une anastomose duodéno-iléale latéro-latérale est réalisée. La figurine a été créée avec des modèles BioRender.com et Servier Medical Art qui sont sous licence Creative Commons Attribution 3.0 Unported License; https://smart.servier.com/. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Installation de la souris pour SADI-S. (A) Installation générale. (B) Ouverture de la peau du processus xyphoïde (base sternale) au milieu de l’abdomen. (C) Couche musculo-aponévrotique et ouverture péritonéale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Exclusion duodénale. (A) Fenêtre avasculaire entre les artères duodénales (cercle pointillé bleu) sur la face postérieure du duodénum, localisée avant le canal biliaire principal (flèches noires). (B) Fenêtre avasculaire entre les artères duodénales (cercle pointillé bleu) sur la face antérieure du duodénum. (C, D) Exclusion duodénale à l’aide d’une suture non résorbable 6-0. (E) Vue finale du duodénum exclu. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Gastrectomie à la manche. (A) Élimination plus importante de l’épiploon. (B) Incision des artères gastriques courtes. (C) Gastrotomie initiale (flèche bleue). (D-G) Ablation de la région cardiaque de l’estomac à l’aide de deux clips chirurgicaux. (H) Ancrage des clips chirurgicaux à l’aide d’une suture non résorbable 6-0. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Anastomose duodéno-iléale. (A) Identification de la dernière anse iléale (astérisque). (B) Compter 10 cm (un tiers de la longueur totale de l’intestin grêle) depuis la dernière anse iléale (astérisque) jusqu’au site de la future anastomose (flèche bleue). (C, D) Rotation de l’intestin grêle autour du site de la future anastomose (flèche bleue). (E) Entérotomie iléale. (F) Duodénotomie (flèche blanche). (G-I) Anastomose côte à côte en deux couches entre la duodénotomie (flèche blanche) et l’entérotomie iléale (flèche bleue). J) Fermeture de la couche musculo-aponévrotique. K) Fermeture de la peau. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Courbe d’apprentissage des procédures de l’ISAD-S. (A) L’effet de la formation sur la durée de l’opération. Les données sont présentées comme la valeur moyenne ± SEM. (B) L’effet de l’entraînement sur la survie à cinq jours. Les données sont présentées sous forme de pourcentages. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Paramètres généraux après l’ISAD-S. (A) le poids corporel postopératoire, (B) l’apport alimentaire mesuré pendant 24 h au jour 14, et (C) les concentrations d’hémoglobine dans le sang ont été comparées entre les souris témoins de l’ISAD-S et les souris témoins fictives. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Les comparaisons statistiques ont été effectuées avec des ANOVA bidirectionnelles (avec le test des comparaisons multiples de Sidak) ou des tests non paramétriques de Mann-Whitney. * p < 0,05; ** p < 0,01. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Les chirurgies bariatriques, dont les techniques évoluent constamment, semblent être actuellement le traitement le plus efficace contre l’obésité et les comorbidités métaboliques associées 3,19,20. La procédure SADI-S, décrite pour la première fois en 20074, est une procédure prometteuse associée à des effets métaboliques plus importants que d’autres chirurgies malabsorbantes. Les modèles animaux, en particulier les souris qui permettent la génération rapide de modèles génétiquement modifiés, sont fortement nécessaires pour bien comprendre les mécanismes sous-jacents à ces améliorations. Nous décrivons ici un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris.
La première étape critique de la procédure ISAD-S est l’exclusion du duodénum, permettant uniquement aux sécrétions biliaires et pancréatiques de se déplacer dans le duodénum et les deux premiers tiers de l’intestin grêle. Chez l’homme, le duodénum est coupé, ce qui permet une anastomose duodéno-iléale de bout en bout4. Dans le modèle SADI-S chez le rat décrit par Montana et coll.15, l’exclusion du duodénum par une suture non résorbable ou une pince chirurgicale est imparfaite dans quelques cas, ce qui entraîne une reperméabilisation duodénale (c.-à-d. réintroduction du bol alimentaire dans le tube digestif d’origine). Cependant, une section du duodénum suivie d’une anastomose de bout en bout est difficile à transposer chez la souris, ce qui nous amène à préférer la ligature du duodénum. En effet, la courte longueur des vaisseaux duodénaux limite la mobilisation duodénale si le duodénum est complètement transecté, rendant difficile la réalisation d’une anastomose termino-latérale. Les expériences initiales (données non présentées) ont montré une mortalité élevée, même avec des expérimentateurs formés et qualifiés. Un seul cas de reperméabilisation a été observé dans cette étude. Une attention particulière doit être accordée aux artères duodénales au cours de cette étape. La dévascularisation circonférentielle du duodénum entraîne la mort dans tous les cas, mais on peut s’attendre à ce que les souris se remettent d’une petite zone dévascularisée causée par la ligature distale des vaisseaux. La variabilité anatomique de la vascularisation duodénale chez la souris nous empêche de décrire une localisation constante pour effectuer cette exclusion. Cependant, 0,5 cm du duodénum après le pylore doit être disponible pour permettre l’anastomose de bout en bout.
Une autre étape critique lors de l’anastomose est d’afficher l’intestin de manière à ce que le membre biliaire arrive sur le site de l’anastomose duodéno-iléale du côté gauche. Sinon, la nourriture s’opposera à l’écoulement biliaire, provoquant la distension du membre biliaire, la diffusion de la bile dans la cavité abdominale et la mort des souris d’une péritonite biliaire vers le jour 2 postopératoire. Cette condition ressemblant à un syndrome de l’anse afférente21 peut être évitée en effectuant une boucle de l’intestin grêle centrée sur la zone anastomosée de l’iléon. Ceci est nécessaire car, contrairement à l’homme, le cæcum est positionné sur le côté gauche de l’abdomen dans 80% des cas chez la souris22.
Chez l’homme, le membre commun mesure environ 250 cm pour limiter la malnutrition, ce qui correspond à environ un tiers de la longueur totale de l’intestin grêle23. Avant les chirurgies, nous avons mesuré la longueur totale de l’intestin grêle du modèle murin dans des conditions d’alimentation similaires (C57BL6 / J dans un régime chow) pour déterminer la taille du membre commun. Comme la longueur de l’intestin grêle peut varier entre des souris de différents antécédents génétiques ou suivant différentes conditions d’alimentation, nous encourageons fortement les futurs chirurgiens à effectuer une étude pilote pour mesurer la taille de l’intestin. La même taille doit être utilisée pour chaque souris du même fond, car il faut éviter d’extérioriser systématiquement la totalité de l’intestin pour une mesure complète pendant la chirurgie (car il existe un risque accru de déshydratation, d’hypothermie et de lésions viscérales).
La gastrectomie à la manche fait partie de la technique originale de l’ISAD-S, permettant une restriction en plus de la malabsorption4. Plusieurs modèles de gastrectomie à manches chez la souris sont disponibles dans la littérature 12,24,25,26. L’utilisation de clips chirurgicaux au lieu de sutures seules permet un gain de temps important24 et réduit les pertes sanguines, deux conditions nécessaires au succès chirurgical. Ancrérage du clip chirurgical à l’aide d’un 8-0 La suture en cours d’exécution a empêché la migration intragastrique du clip dans tous les cas de notre expérience. En enlevant la région cardiaque, cette technique permet l’ablation d’environ 80% de l’estomac12. Dans ce modèle, cependant, l’ISAD-S était associée à une suralimentation par rapport aux souris témoins fictives, visant (probablement) à compenser la malabsorption causée par la dérivation intestinale. D’autres modèles ont suggéré que la gastrectomie à la manche chez la souris modifiait préférentiellement le comportement d’apport alimentaire au lieu de la quantité absolue de nourriture ingérée par jour à long terme11,26. Cet effet restrictif limité est une limitation de ce modèle.
Ce protocole a un taux de survie de 75%. Il convient de noter que la survie à 5 jours était un prédicteur fort pour la survie à long terme, car aucun décès tardif n’est survenu au cours de notre expérience. Aucune sténose anastomotique n’a été observée. Cependant, atteindre ce taux de survie nécessitait au moins 3 semaines de formation intensive en microchirurgie par un expérimentateur spécialisé en chirurgie animale; L’augmentation de la survie au fil du temps était corrélée à une diminution du temps de fonctionnement. Les soins périopératoires sont l’une des clés du succès de cette technique. Un protocole analgésique strict est nécessaire en plus de la thérapie systématique à base d’antibiotiques, et l’alimentation doit être introduite progressivement, en utilisant uniquement un régime gel pendant 3 jours. Comme décrit précédemment 12, une supplémentation en vitamines B1, B9,B12 et en vitamines liposolubles (A, D, E, K) est nécessaire après une chirurgie malabsorbante, ainsi qu’une supplémentation en fer, qui a empêché l’anémie dans notre expérience, mais n’a pas encore été décrite pour le modèle ISAD-S15.
En conclusion, l’ISAD-S peut être transposée avec succès chez la souris, avec quelques modifications par rapport à sa description chez l’homme. Cette technique nécessite une formation et un protocole périopératoire strict. L’adaptation de cette chirurgie à la souris pourrait permettre de mieux comprendre les mécanismes sous-jacents au fort effet métabolique de cette procédure prometteuse par rapport aux modèles précédents et pourrait aider à mieux définir ses indications chirurgicales.
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Disclosures
Claire Blanchard a été payée par Medtronic pour offrir des cours d’immersion clinique.
Acknowledgments
Nous remercions Ethicon (Johnson and Johnson surgical technologies) d’avoir bien voulu fournir le cordon de suture et les clips chirurgicaux. Ce travail a été soutenu par des subventions du NExT Talent Project, Université de Nantes, CHU de Nantes.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agagani needle 26 G | Terumo | 050101B | 26 G needle |
| Betadine dermique | Pharma-gdd | 3300931499787 | Povidone solution |
| Betadine scrub | Pharma-gdd | 3400931499787 | Povidone solution |
| Binocular microscope | Optika Microscopes Italy | SZN-9 | Binocular stereomicroscope |
| Buprecare | Animalcare | 3760087151244 | Buprenorphin |
| Castroviejo, straight 9 cm | F.S.T | 12060-02 | Micro scissors |
| Castroviejo, straight 9 cm | F.S.T | 12060-02 | Needle holder |
| Chlorure de sodium Fresenius 0.9% | Fresenius Kabi | BE182743 | NaCl 0.9% |
| Clamoxyl | Med'vet | 5414736007496 | Amoxicilline |
| Cotton buds | Comed | 2510805 | Cotton swabs |
| Element HT5 | Scilvet | Element HT5 | Automated hematology analyzer |
| Emeprid | CEVA | 3411111914365 | Metoclopramid |
| Extra Fine Graefe Forceps, curved (tip width: 0.5 mm) | F.S.T | 11152-10 | Surgical forceps |
| Extra Fine Graefe Forceps, straight (tip width: 0.5 mm) | F.S.T | 11150-10 | Surgical forceps |
| Fercobsang | Vetoprice | QB03AE04 | Iron, multivitamins and minerals |
| Forane | Baxter | 1001936060 | Isoflurane |
| Graefe forceps, straight (tip width: 0.8 mm) | F.S.T | 11050-10 | Forceps |
| Graphpad Prism version 8.0 | GraphPad Software, Inc. | Version 8.0 | Software for statistical analysis |
| Heat pad | Intellibio innovation | A-2101-00300 | Heat pad |
| Incubator | Bioconcept Technologies | Manufactured on demand | Incubator |
| Lighting | Optika Microscopes Italy | CL-30 | Lighting for microscopy |
| Ocrygel | Med'vet | 3700454505621 | Carboptol 980 NF |
| Pangen 2.5 cm x 3.5 cm | Urgovet | A02978 | Haemostatic collagen compress |
| Prolene 6/0 | B.Braun | 3097915 | Optilene 6/0 (0.7 metric) 75 cm 2XDR13 CV2 RCP, suture cord |
| Prolene 8/0 | Ethicon | 8732 | 2 x BV175-6 MP, 3/8 Circle, 8 mm, suture cord |
| Scissors | F.S.T | 146168-09 | Surgical scissors |
| Sterile compresses | Laboartoire Sylamed | 211S05-50 | Non-woven sterile compressed |
| Terumo Syringe | Terumo | 50828 | 1 mL syringe |
| Titanium hemostatic clip | Péters Surgical | B2180-1 | Surgical clip |
| Vannas Wolff | F.S.T | 15009-08 | Micro scissors |
| Vita Rongeur | Virbac | 3597133087611 | Vitamin supplementation |
| Vitaltec stainless | Péters Surgical | PB 220-EB Medium | Surgical clip applier |
References
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