Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

زرع مصفوفة تخطيط كهربية القشرية الرخوة تحت الجافية (ECoG) والتسجيل القشري طويل الأمد في الخنازير الصغيرة

Published: March 31, 2023 doi: 10.3791/64997
Automatic Translation
*1, *1, 1
1Laboratory for Soft Bioelectronic Interfaces, Neuro-X Institute, Ecole Polytechnique Fédérale de Lausanne
* These authors contributed equally

Summary

هنا ، نقدم طريقة لتقييم الأداء والسلامة على المدى الطويل لمصفوفات الأقطاب الكهربائية تحت الجافية اللينة في نموذج صغير ، مع وصف الطريقة والأدوات الجراحية ، والتصوير بالرنين المغناطيسي بعد العملية الجراحية ، والفيزيولوجيا الكهربية للقشرة السمعية ، والخصائص الكهروكيميائية للزرع ، والكيمياء المناعية بعد الوفاة.

Abstract

يمكن تشخيص الإعاقات العصبية والأمراض أو علاجها باستخدام مصفوفات تخطيط كهربية القلب (ECoG). في الصرع المقاوم للأدوية ، تساعد هذه في تحديد منطقة الصرع المراد استئصالها. في التطبيقات طويلة المدى مثل واجهات الدماغ والحاسوب ، تستخدم هذه الأقطاب الكهربائية فوق القشرية لتسجيل نية حركة الدماغ ، للتحكم في الأطراف الروبوتية للمرضى المصابين بالشلل. ومع ذلك ، فإن شبكات الأقطاب الكهربائية الصلبة الحالية لا تلبي الحاجة إلى تسجيلات الدماغ عالية الدقة والتكامل الحيوي على المدى الطويل. في الآونة الأخيرة ، تم اقتراح صفائف أقطاب كهربائية متوافقة لتحقيق استقرار الزرع على المدى الطويل مع الأداء العالي. ومع ذلك ، هناك حاجة إلى دراسات ما قبل السريرية لتقنيات الزرع الجديدة هذه للتحقق من وظائفها على المدى الطويل وملف تعريف السلامة لترجمتها إلى المرضى من البشر. في هذا السياق ، يتم استخدام نماذج الخنازير بشكل روتيني في تطوير الأجهزة الطبية نظرا لأحجام أعضائها الكبيرة وسهولة التعامل مع الحيوانات. ومع ذلك ، يتم وصف عدد قليل فقط من تطبيقات الدماغ في الأدبيات ، ويرجع ذلك في الغالب إلى قيود الجراحة وتكامل نظام الزرع على حي.

هنا ، نبلغ عن طريقة الزرع طويل الأمد (6 أشهر) وتقييم صفائف ECoG اللينة في نموذج minipig. تقدم الدراسة أولا نظام الزرع ، الذي يتكون من مجموعة أقطاب كهربائية دقيقة الصنع ناعمة مدمجة مع منفذ بوليمري عبر الجلد متوافق مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) يضم موصلات أجهزة لتسجيلات الفيزيولوجيا الكهربية. ثم تصف الدراسة الإجراء الجراحي ، من الزرع تحت الجافية إلى تعافي الحيوانات. نحن نركز على القشرة السمعية كمثال على المنطقة المستهدفة حيث يتم تحفيز الإمكانات المستثارة عن طريق التحفيز الصوتي. وصفنا أخيرا تسلسل الحصول على البيانات الذي يتضمن التصوير بالرنين المغناطيسي للدماغ بأكمله ، والتوصيف الكهروكيميائي للزرع ، والفيزيولوجيا الكهربية أثناء العملية والحركة الحرة ، وتلطيخ الكيمياء المناعية للأدمغة المستخرجة.

يمكن استخدام هذا النموذج للتحقيق في سلامة ووظيفة التصميم الجديد للأطراف الاصطناعية القشرية. دراسة إلزامية قبل السريرية لتصور الترجمة للمرضى من البشر.

Introduction

يمكن تشخيص الإعاقات العصبية والأمراض أو علاجها باستخدام مصفوفات تخطيط كهربية القلب (ECoG). يتم زرع شبكات الأقطاب الكهربائية هذه على سطح الدماغ وتسمح بتسجيل أو تحفيز القشرة البشرية1. في حالة الصرع المقاوم للأدوية ، على سبيل المثال ، فإنها تساعد في تحديد منطقة الصرع لاستئصال2. في التطبيقات طويلة المدى مثل واجهات الدماغ والحاسوب ، تستخدم هذه الأقطاب الكهربائية فوق القشرية لتسجيل نية حركة الدماغ ، للتحكم في الأطراف الروبوتية للمرضى المصابين بالشلل3. ومع ذلك ، فإن شبكات الأقطاب الكهربائية الحالية مصنوعة من كتل معدنية صلبة مدمجة في ركائز بوليمرية صلبة ولا تجيب على الحاجة إلى تسجيلات دماغية عالية الدقة والتكامل الحيوي تحت الجافية على المدى الطويل (>30 يوما). بدلا من ذلك ، فإنها تخلق تفاعلات الأنسجة المحلية التي تؤدي إلى تغليف ليفي للجهاز المزروع ، مما يؤدي إلى أداء أسوأ بمرور الوقت. في الآونة الأخيرة ، تم اقتراح صفائف أقطاب كهربائية مرنة أو قابلة للتمدد باستخدام ركائز بوليمرية رقيقة مصنعة بواسطة تقنيات التصنيع الدقيق لتحقيق أداء عال في عمليات الزرع طويلة المدى عن طريق الحد من تفاعل الأنسجة 4,5. ومع ذلك ، هناك حاجة إلى دراسات ما قبل السريرية لتقنيات الزرع الجديدة هذه للتحقق من وظائفها على المدى الطويل وملف تعريف السلامة ، بحيث يمكن تصور الترجمة إلى المرضى من البشر. في هذا السياق ، يتم استخدام نماذج الخنازير الصغيرة والخنازير بشكل روتيني في تطوير الأجهزة في سياقات طبية أخرى (على سبيل المثال ، أنظمة القلب والأوعية الدموية أو الهيكل العظمي أو المعدة) نظرا لأحجام أعضائها الكبيرة وسهولة التعامل مع الحيوانات6،7،8. ومع ذلك ، تم وصف عدد قليل فقط من التطبيقات التي تستهدف الدماغ للفيزيولوجيا العصبية في الأدبيات ، ويرجع ذلك في الغالب إلى قيود النهج الجراحي وتكامل نظام الزرع على حي9،10،11،12. غالبا ما تكون هذه غير متوافقة مع الزرع المزمن في الحيوانات الحية ، لأنها تتطلب ، على سبيل المثال ، تطوير أجهزة معقدة مثل الإلكترونيات المدمجة القابلة للزرع. بالإضافة إلى ذلك ، لا يحققون في تأثير نظام الزرع على الأنسجة المستهدفة ، وهو أمر بالغ الأهمية لجانب السلامة البيولوجية في الدراسات الانتقالية. نموذج الخنازير قريب من تشريح الإنسان من حيث البنية القشرية وعظم الجمجمة وسمك الجلد13. علاوة على ذلك ، فإن قدرتهم على تعلم المهام السلوكية تجعلهم نموذجا قويا للتحقيق في استراتيجيات إعادة التأهيل الوظيفي أو التصورات الحسية14.

تتطلب ترجمة التقنيات والعلاجات الجديدة للبشر تقييم السلامة والفعالية ، كما هو مطلوب من قبل السلطات الطبية المختصة. عادة ما يتم وصفها في المستندات الفنية والمعايير15 ، ومع ذلك فهي تتطلب فقط اجتياز هذه الاختبارات ولا تحقق في التأثير الفعلي لزرع الجهاز أو جمع بيانات مفيدة أخرى بالتوازي مع دراسة السلامة. للحصول على دراسة كاملة للسلامة البيولوجية والأداء على الدماغ ، نقدم هنا مجموعة طولية ومنهجية من بيانات تصوير الدماغ ، والقياسات الكهربية ، وتقييم الخصائص الكهروكيميائية للأقطاب الكهربائية المزروعة ، والأنسجة بعد الوفاة في نموذج الخنازير. لتحقيق ذلك ، يجب مراعاة العديد من الجوانب ، من أجل إنشاء نموذج تجريبي كامل: (i) الوصول الجراحي طفيف التوغل لزرع الجهاز مع منفذ عبر الجلد مستقر ميكانيكيا للاتصال بالأقطاب الكهربائية ، (ii) نموذج تسجيل فيزيولوجي كهربي قوي يعمل كإخراج أداء للأقطاب الكهربائية المزروعة تحت التخدير وفي ظروف الحركة الحرة ، (iii) التصوير في الجسم الحي (التصوير المقطعي المحوسب [CT] و / أو التصوير بالرنين المغناطيسي [MRI]) في نقاط زمنية مختلفة لمتابعة تطور الدماغ والزرع ، وكذلك توافق النظام المزروع مع معدات التصوير ، و (iv) خط أنابيب تحضير الأنسجة لاستخراج الدماغ للتحليل النسيجي.

هنا ، نقدم تقريرا عن طريقة الزرع طويل الأمد (6 أشهر) وتقييم صفائف ECoG اللينة في نموذج minipig (كما هو موضح بشكل تخطيطي في الشكل 1). تم تقديم صفائف الأقطاب الكهربائية الناعمة في تقاريرنا السابقة وهي مصنوعة من أغشية سيليكون رقيقة تتضمن أغشية رقيقة من الذهب المرن تستخدم كمسارات كهربائية16,17. يتم الاتصال بالأنسجة من خلال مزيج من جسيمات البلاتين النانوية المضمنة في مصفوفة سيليكون للحصول على واجهة كهروكيميائية ناعمة وفعالة لأنسجة المخ18. يتم توصيل الغرسات من خلال كابل مرن يتم نفقه تحت الجافية عبر الجمجمة والجلد إلى منفذ عبر الجلد يضم الموصلات الموجودة على رأس الحيوان. يمكن تخصيص حجم وشكل الغرسة وفقا للهدف واحتياجات الدراسة. تعكس شرائط القطب الحالية في هذه الدراسة الحجم الحقيقي للشرائط السريرية. تم استخدام الشرائط والشبكات تحت الجافية المتاحة سريريا كمقارنة باستخدام نفس النهج. يتم وضع المنفذ عبر الجلد المتوافق مع التصوير بالرنين المغناطيسي البوليمري على الجمجمة باستخدام نظام صفيحة القدم الذي يثبته بقوة في الجمجمة. هنا ، وصفنا بالتفصيل الإجراء الجراحي ، من زرع تحت الجافية لنصفي الكرة الأرضية إلى استعادة الحيوان. نحن نركز على القشرة السمعية كمثال على المنطقة المستهدفة ، حيث يتم تحفيز الإمكانات المستثارة عن طريق التحفيز الصوتي في كل من ظروف التخدير والحركة الحرة. في نقاط زمنية مختلفة ، يتم تصوير دماغ الحيوان في التصوير بالرنين المغناطيسي (أو التصوير المقطعي المحوسب للأقطاب السريرية) تحت التخدير ويتم قياس الخصائص الكهروكيميائية للأقطاب الكهربائية. تستخدم طرق توصيف الأقطاب الكهربائية لمتابعة تطور الغرسة وواجهة نسيج القطب (انظر Schiavone et al.19 لمزيد من التفاصيل). وتشمل هذه الكرونوأمبيرومترية للتحقيق في قدرات التحفيز لملامسة القطب ، والتحليل الطيفي للمعاوقة الكهروكيميائية (EIS) التي يمكن أن تشير إلى تطور المكونات المقاومة والسعة للقطب ، وقياسات المقاومة بين القنوات للتحقيق في فشل التغليف المحكم. أخيرا ، قمنا بتطوير خط أنابيب لاستخراج الأنسجة لاختراق الدماغ بعد القتل الرحيم ، واستبداله بالأقطاب الكهربائية في مكانها ، وتقسيمها ، وإجراء التحليل النسيجي باستخدام علامات التهاب مختلفة. بشكل عام ، ستسمح هذه الطريقة بإجراء دراسات قبل السريرية مع جمع بيانات قوية متعددة الوسائط للترجمة السريرية المستقبلية للتقنيات والعلاجات الجديدة على الدماغ.

Protocol

تمت الموافقة على الإجراءات الجراحية والسلوكية من قبل اللجنة الأخلاقية المحلية وفقا للمبادئ التوجيهية لرعاية واستخدام المختبر ووافقت عليها السلطات البيطرية المحلية (كانتون جنيف) والفيدرالية (السويسرية) بترخيص رقم GE11120A. تم استخدام إناث خنازير غوتنغن الصغيرة (ن = 7) في عمر 2-6 أشهر (5-8 كجم) في هذه الدراسة.

1. التخطيط قبل الجراحة

  1. التوصيف في المختبر لنظام الزرع الناعم
    1. قياس الكرونوأمبيرومتر: سجل انخفاض الجهد عند حقن تطور نبضة تيار ثنائي الطور (أي الجهد العابر [VT]) باستخدام راسم الذبذبات المتصل بالتوازي مع مولد النبض. قم بتوصيل مولد النبض بالتتابع بكل قطب كهربائي وعداد بلاتيني في محلول ملحي (محلول ملحي مخزن بالفوسفات [PBS] 1x). راجع الخطوة 3.1 لمعرفة الإعدادات.
    2. مخطط طيف المعاوقة الكهروكيميائية: قم بقياس المعاوقة الكهروكيميائية على ترددات مختلفة باستخدام مقياس الجهد. قم بتوصيل مقياس الجهد بالتتابع بكل قطب كهربائي باستخدام عداد البلاتين وقطب مرجعي Ag / AgCl في محلول ملحي (PBS 1x). راجع الخطوة 3.2 لمعرفة الإعدادات.
    3. المقاومة بين القنوات: في الحالة الجافة ، قم بقياس مقاومة التيار المباشر (DC) بين القنوات المجاورة باستخدام مقياس متعدد محمول باليد.
    4. اختيار الزرع: بعد القياسات الثلاثة المذكورة أعلاه ، حدد الغرسة مع المعايير التالية: مقاومة عند 1 كيلو هرتز أقل من 100 كيلو أوم ولا توجد مقاومة بين القنوات أقل من 1 متر مكعب.
  2. تعقيم
    1. تعقيم الزرع: ضع الغرسات المختارة بشكل فردي في أكياس التعقيم جنبا إلى جنب مع علامة التعقيم وأغلقها. استخدم عبوات مزدوجة لضمان العقم أثناء الجراحة.
      ملاحظة: في هذه الحالة ، يتم استخدام تعقيم غاز بيروكسيد الهيدروجين(H 2 O2) بسبب الدورة الزمنية القصيرة ودرجة الحرارة المنخفضة (55 درجة مئوية). البدائل هي غاز أكسيد الإيثيلين (ETO) أو تعقيم الأوتوكلاف ، ولكن يجب ضمان التوافق مع نظام الزرع.
    2. تعقيم الأداة: ضع الأدوات التي تم تنظيفها في أكياس تعقيم مزدوجة أو صناديق أدوات معقمة مع علامات التعقيم. تعقيم الأوتوكلاف هو الأكثر شيوعا للأدوات ، ولكن H2O2 أو ETO هي بدائل ممكنة.

2. الزرع الجراحي لمصفوفات ECoG الناعمة

  1. تخدير
    1. التخدير: عزل الحيوان وصيامه بين عشية وضحاها. حقن مزيج من الميدازولام عند 0.75 ملغم / كغم ، والأتروبين عند 0.25 ميكروغرام / كغ ، والهدول عند 0.1 ملغم / كغم داخل الأدمة ، وانتظر حتى يتم تخدير الحيوان. وزن الحيوان قبل المتابعة.
    2. تركيب الرصاص الوريدي (IV):
      1. ضع الحيوان على طاولة الجراحة على وسادة التدفئة. حث التخدير عن طريق وضع قناع الوجه على الحيوان ، باستخدام سيفوفلوران بنسبة 3 ٪ -3.5 ٪.
      2. ضع أسلاك مخطط كهربية القلب على البطن ، ومستشعر تشبع الدم على الذيل ، ومستشعر درجة الحرارة في فتحة الأنف.
      3. ضع رصاصا وريديا على وريد الأذن وتأكد من وصول الدم باستخدام حقنة مملوءة بالمحلول الملحي. تأكد من الحفاظ على ترطيب العينين باستخدام مرهم.
    3. التنبيب: حقن بلعة من الأتراكوريوم عند 0.5 ملغم / كغم ، الكيتامين عند 1 ملغم / كغم ، والفنتانيل عند 1-2 ميكروغرام / كغ. ضع الحيوان على ظهره للتنبيب. أدخل أنبوبا 4.5 مم.
    4. الأدوية: بعد التنبيب ، يجب إيقاف تخدير سيفوفلوران وتثبيت تسريب البروبوفول عند 10 مجم / كجم / ساعة ، والفنتانيل عند 2 ميكروغرام / كجم / ساعة ، والأتراكوريوم عند 0.2-0.5 مجم / كجم / ساعة ، والمالحة عند 4-7 مجم / كجم / ساعة. ابدأ بضخ مانيتول بمعدل 1 جم / كجم / ساعة لتقليل تورم الدماغ أثناء الجراحة.
      ملاحظة: يمكن استخدام نظام تسكين متعدد الوسائط إذا أوصت به لجنة أخلاقيات الحيوان المحلية.
  2. الأشعة السينية قبل الجراحة
    1. ضع الحيوان على بطنه في وضع أبو الهول. قم بإزالة أي جسم معدني مؤقتا بالقرب من دماغ وجمجمة الحيوان (على سبيل المثال ، درجة حرارة الرصاص في فتحة الأنف).
    2. الحصول على الأشعة السينية الطائرة المحورية والسهمية مع تباين العظام. ضع جسما معدنيا بأبعاد معروفة في مجال الاكتساب السهمي ليكون بمثابة مقياس لقياس سمك الجمجمة في الجزء الأمامي والخلفي من الدماغ.
    3. تحديد موقع الجيوب الأنفية الأمامية (مرئية من خلال الفراغات أسفل الجمجمة) ووضع علامة على الموقع الخلفي على رأس الحيوان باستخدام علامة دائمة. سيشير هذا إلى أبعد نقطة حيث يمكن إجراء أي حج قحف أو وضع لولبي في النهج الجراحي الموضح أدناه.
  3. مجال العقم وإعداد الجلد: حلق كامل سطح الرأس خارج المجال الجراحي. باستخدام وسادة معقمة ، فرك الرأس جيدا مع betadine. بعد ذلك ، ضع ستائر معقمة على طاولة الأجهزة وعلى الحيوان للكشف عن النافذة الجراحية فقط. أخيرا ، فرك الرأس مرة أخرى باستخدام وسادة معقمة باستخدام البيتادين.
  4. حج القحف وبضع الرحم
    1. قطع الجلد: شق الجلد بسكين مشرط على طول خط الوسط. افصل العضلات والسمحاق (25 مم أفقيا من البريغما على كلا الجانبين و 40 مم من الأمام والخلفي إلى البريغما) عن العظم باستخدام موزعات موضعية ومكانية للحصول على الوصول الأمثل للحفر لاحقا.
    2. القياسات والعلامات: حدد bregma و lambda ، وقم بتمييزهما بقلم جراحي معقم (الشكل 2 أ ، ب). باستخدام مسطرة معقمة، حدد مخطط السديلة العظمية المتمركز حول هدف الزرع على نصفي الكرة الأرضية. في هذه الحالة المحددة ، تم اختيار القشرة السمعية ، مع إحداثيات -5 مم إلى -15 مم من bregma و -4 مم إلى -20 مم أفقيا. بعد ذلك ، اضبط حج القحف على حجم الغرسة والمعالم التشريحية ، مما يحد من حجم الفتحة.
    3. حج القحف:
      1. باستخدام مثقاب عظمي مع لقمة قطع مستديرة ، قم بحفر الخطوط العريضة لحج القحف ، مع مراعاة سمك الجمجمة المقاس في الخطوة 2.2. ري موقع الحفر بمحلول ملحي لتجنب ارتفاع درجة حرارة العظام.
      2. حفر بعناية المخطط بشكل متجانس حتى تصل إلى الأم الجافية. عند الاختراق الأول ، قم بإنهاء حفر المخطط التفصيلي حتى يضعف بدرجة كافية لاختراقه تقريبا. بعد ذلك ، استخدم ملعقة مسطحة (إما على جانب خط الوسط أو الجانب الجانبي) لكسر رفرف العظم في قطعة واحدة ، باستخدام حافة حج القحف كرافعة. إذا واجهت الكثير من المقاومة ، استمر في ترقق العظام.
      3. ضع قطعة العظم في محلول ملحي معقم.
      4. بمجرد إزالة السديلة العظمية ، قم بتقطيع حافة حج القحف بعناية بعيدا ، باستخدام Kerison لتجنب الحافة العظمية الحادة من القطع في الأم الجافية.
      5. إذا واجهت نزيفا مفرطا على الأم الجافية أو العظم ، فاستخدم Gelfoam أو شمع العظام ، على التوالي. ضع ضغطا رطبا (وسادة قياسية في محلول ملحي معقم) في حج القحف وكرر هذه الخطوة على نصف الكرة الآخر (الشكل 2 ب).
    4. بضع الدير:
      1. باستخدام الإبرة من مجموعة خياطة 6-0 ، اخترق بعناية وارفع الأم الجافية في الطرف الأمامي أو الخلفي من حج القحف في منتصف الطريق بين الجانب الإنسي والجانبي وأنشئ بداية شق بسكين الطعنة.
      2. بعد ذلك ، باستخدام ملعقة مسطحة صغيرة يتم إدخالها في الفضاء تحت الجافية تعمل كقاعدة قطع لحماية القشرة ، قم بإنشاء شق أمامي خلفي في الأم الجافية عن طريق التقدم في وقت واحد باستخدام كلتا الأداتين. تأكد من أن الشق أكبر قليلا من عرض الغرسة (الشكل 2C). في حالة حدوث أي نزيف أو تلف في هذه الخطوة ، قم بتغطيته برغوة الجل وانتظر حتى يتوقف.
        ملاحظة: يجب تكييف مسار الشق إذا كانت الأوعية الدموية الكبيرة موجودة في الأم الجافية لتجنب النزيف.
  5. غرس
    1. إدخال الجهاز:
      1. قم بري الغرسة (الشكل التكميلي 1 أ) بمحلول ملحي على كلا الجانبين حتى تنزلق إلى الفضاء تحت الجافية بسهولة أكبر. ضع الغرسة فوق شق الأم الجافية ، وباستخدام ملقط صغير ، أدخل الجهاز تحت الجافية عن طريق تحريكه بالتتابع على كل حافة.
      2. أمسك بعناية نهاية قاعدة الجهاز وتقدم مع الغرسة حتى لا تخلق توترا يعيق الإدراج. عندما تكون حافة الموصل موجودة أعلى الشق ، أوقف الإدراج.
    2. تأمين الغرسة: لتثبيت الغرسة في مكانها ، ضع جسرا من التيتانيوم فوق الكابل بعد حافة حج القحف أو في أجنحة التثبيت وقم بتثبيته بواحد أو اثنين من مسامير التيتانيوم باستخدام مفك البراغي المناسب (الشكل 2 د).
    3. وضع الأرض: قم بإزالة 1 سم بعناية من عزل الأسلاك الأرضية وأدخله فوق الجافية في الطرف الخلفي من حج القحف (أو أي موقع فوق الجافية بعيدا عن القشرة ذات الأهمية أو الأوعية الدموية الكبيرة) (سلك في الشكل 2E)
    4. كرر الخطوات 2.4.4. و2.5.1.-2.5.3 على نصف الكرة المقابل.
    5. الأشعة السينية أثناء العملية لتأكيد التنسيب:
      1. ضع ضمادة مبللة (ضمادة قياسية في محلول ملحي معقم) فوق موقع الجراحة للحفاظ على رطوبة الأنسجة. بعد ذلك ، ضع ثنى جراحة معقمة لتغطية رأس الحيوان.
      2. التقط صورا بالأشعة السينية المستوية (المحورية والسهمية) للتأكد من أن الغرسات في وضع جيد وغير مطوية ، باستخدام علامات الأشعة السينية كمؤشرات. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فقم بإزالة الستارة وزرع الجهاز لإدخاله مرة أخرى (اتبع الخطوتين 2.4.4. و 2.5.1.-2.5.3 مرة أخرى).
    6. إغلاق الأم الجافية: خيط الأم الجافية بعناية حول كابل الزرع باستخدام خياطة قابلة للامتصاص 3-0 وحامل إبرة صغير. اجمع حافتي الأم الجافية معا قدر الإمكان دون تمزيق الغشاء الرقيق بسلك الخياطة (الشكل 2D ، E).
    7. وضع السديلة العظمية: ثبت جسرا من التيتانيوم على الجزء الأمامي والخلفي من كل رفرف عظمي باستخدام برغي من التيتانيوم. احرص على التخطيط لوضع جسور Ti فيما يتعلق بوضع أرجل صفيحة القدم في الخطوات التالية. المسمار نهاية جسور التيتانيوم إلى الجمجمة (الشكل 2F ، G).
  6. وضع قاعدة التمثال ولوحة القدم
    1. تحديد المواقع: في هذا التكوين ، تحتوي صفيحة القدم على ستة أرجل مع فتحتين لولبيتين لكل منهما (الشكل التكميلي 1 ب). خطط لوضع صفيحة القدم على الجمجمة لتحسين موقع البراغي (تجنب وضعها على حافة حج القحف أو في العضلة الصدغية). تخطي الثقوب الموجودة في الساقين إذا لم يكن بالإمكان تثبيتها.
    2. تأمين صفيحة القدم: قم بربط مسامير التيتانيوم في صفيحة القدم حتى تصبح ثابتة في مكانها (انظر الشكل 2H).
    3. وضع القاعدة: قم بإزالة جسور التيتانيوم فوق كابلات التوصيل واقلب القاعدة للهبوط على لوح القدم. المسمار قاعدة التمثال على صفيحة القدم. تأكد من أن قاعدة التمثال ثابتة في مكانها (الشكل 2I).
  7. خياطة وإغلاق
    1. تنظيف الجرح: نظف المساحة تحت الجلد لأي عظم أو حطام آخر عن طريق التنظيف بالمحلول الملحي. اقطع بعض الجلد حول حواف القاعدة لإنشاء حافة مستديرة تتبع الأسطوانة.
    2. الغرز تحت الجلد: قم بإزالة الموزعات وقم بطي اللوحات الجلدية معا. قم بإنشاء خيوط تحت الجلد باستخدام سلك خياطة 4-0 غير قابل للامتصاص ، على بعد 3 مم باستخدام خيوط متقطعة بسيطة أو خيوط مستمرة بسيطة. ابدأ بعيدا عن قاعدة التمثال ، وتحرك نحوها على جانبي الشق.
    3. الغرز الجلدية: خياطة الجلد باستخدام سلك خياطة 6-0 غير قابل للامتصاص ، مع خياطة 5 مم. ابدأ بعيدا عن قاعدة التمثال ، وتحرك نحوها على جانبي الشق. احرص على تحقيق وضع جيد للأنسجة بين السديلات الجلدية وبالقرب من حافة القاعدة لتجنب حدوث فراغ (الشكل 2J).
    4. تضميد الجروح: نظف منطقة الجرح مرة أخرى باستخدام وسادة معقمة وبيتادين. ضع ضمادة معقمة ذاتية اللصق على الجرح.
  8. القياسات في الجسم الحي: بالنسبة للقياسات في الجسم الحي ، اتبع الأقسام 3 و 4 و 5.
  9. الصحوة: بعد إجراء جميع القياسات ، أخرج الحيوان من جميع أدوية التخدير ولكن احتفظ به تحت التهوية. لتسكين الألم ، ضع رقعة البوبرينورفين (25 مجم / ساعة) لمدة 24 ساعة. ضع الحيوان على وسادة تدفئة مغطاة بالستائر لتسريع وقت الاستيقاظ. عندما يتم استعادة التنفس التلقائي ، قم بإخراج الحيوان ووضعه تحت قناع وجه الأكسجين حتى يتم استعادة الوعي (والذي قد يستغرق من 1 إلى 4 ساعات).
  10. رعاية الحيوانات بعد العملية الجراحية: لمدة 5 أيام ، احتفظ بالحيوان تحت المراقبة الدقيقة. إعطاء جرعة من سيفاليكسين في 75 ملغ مرتين يوميا مع الطعام ، منفصلة عن الحيوانات الأخرى. قم بتطهير الجرح يوميا عن طريق تطبيق كميات وفيرة من البيتادين مع ضمادات معقمة مبللة (من الأفضل القيام بها أثناء الرضاعة).
    ملاحظة: الرعاية والإسكان على المدى الطويل: يتم عزل الحيوان الذي يتم تشغيله لمدة 24 ساعة. يتم إعادته إلى مجموعته الاجتماعية الأصلية إذا كان الحيوان جيدا بما يكفي للتفاعل اجتماعيا مع أقرانه. يجب إجراء المراقبة اليومية لفتحة القاعدة والجلد لمتابعة تكامل الجهاز على الرأس. عند الاقتضاء ، قم بتنظيف الموقع حول قاعدة التمثال بكميات وفيرة من البيتادين.

3. في الجسم الحي توصيف الغرسة الناعمة

  1. قياس الكرونوأمبيرومتر: سجل انخفاض الجهد عند حقن تطور نبضة تيار ثنائي الطور (أي VT) باستخدام راسم الذبذبات المتصل بالتوازي مع مولد النبض. قم بتوصيل مولد النبض بالتتابع بكل قطب كهربائي وسلك أرضي. قم بإجراء نبضة التحفيز عند 100 μA بعرض نبضة 300 μs عند 100 هرتز.
  2. مطيافية المعاوقة الكهروكيميائية: قم بقياس المعاوقة الكهروكيميائية عند ترددات مختلفة باستخدام مقياس الجهد. قم بتوصيل مولد النبض بالتتابع بكل قطب كهربائي ، باستخدام السلك الأرضي كقطب كهربائي مضاد وأرضي. اضبط جهد الإثارة على 200 مللي فولت ونطاق التردد من 1 هرتز إلى 1 ميجاهرتز ، مع ثلاث نقاط لكل عقد.
  3. القياسات القصيرة بين القنوات: قم بقياس مقاومة التيار المستمر بين القنوات المجاورة باستخدام مقياس متعدد محمول باليد. في الجسم الحي ، يتم قياس مقاومة التيار المستمر بين القنوات فقط للتحقق من عدم ظهور نقص أقل من 1 kΩ ، مما يشير إلى فشل التغليف الكلي.

4. التسجيل الكهربي

  1. النشاط التلقائي: قم بتوصيل نظام التسجيل اللاسلكي من خلال قاعدة التمثال وسجل النشاط الأساسي لمدة 2-3 دقائق. ستكون هذه التسجيلات بمثابة عنصر تحكم لتحليل الإمكانات السمعية المستثارة.
  2. الإمكانات السمعية المستثارة: بالإضافة إلى النظام اللاسلكي ، أدخل مكبرات الصوت في حقل مغلق في آذان الحيوانات. تشغيل نغمة التحفيز الصوتي على ترددات مختلفة (تتراوح من 200-20000 هرتز) عند مستوى ضغط صوت حوالي 70 ديسيبل (SPL) على مدى 120 تكرارا. بعد ذلك ، قم بحساب متوسط التسجيلات ومواءمتها خلال فترة التحفيز للتحليل.
  3. الإمكانات الحسية المستثارة: ضع الإبر في الخطم في ثلاثة أوضاع مختلفة. استحضار الإمكانات الحسية عن طريق تحفيز الخطم لمدة ~ 30 ثانية باستخدام مولد النبض بسعات مختلفة للحصول على منحنيات التوظيف.

5. التصوير في الجسم الحي

  1. نقل الحيوانات: احتفظ بالحيوان تحت تخدير البروبوفول ، كما هو موضح في الخطوة 2.1. استخدم عربة نقل تحتوي على جهاز التنفس الصناعي ومضخة الحقن ومراقبة العلامات الحيوية لنقل الحيوان من غرفة الجراحة إلى مرافق التصوير والعودة.
  2. التصوير المقطعي بالأشعة السينية: ضع الحيوان على طاولة الماسح الضوئي وقم بإزالة أي جسم معدني حول الرأس (على سبيل المثال ، مستشعر درجة الحرارة). احصل على فحص بالأشعة المقطعية بأصغر دقة (سمك شريحة 0.4 مم) باستخدام اكتساب متساوي القياس مع اختيار تلقائي للتيار والجهد لتباين العظام.
  3. التصوير بالرنين المغناطيسي: قم بإزالة جميع المعدات التي تحتوي على معدن من الحيوان (استخدم أسلاك IV متوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي وأنبوب التنبيب). حافظ على تهوية الحيوان وتخديره تحت سيفوفلوران بنسبة 3٪ -3.5٪ ، باستخدام جهاز تهوية يقع خارج غرفة التصوير بالرنين المغناطيسي ويرتبط عبر أنبوب طويل بالحيوان. قبل التسلسل الأول ، حقن بلعة من الفنتانيل عند 1-2 ميكروغرام / كجم. استخدم ثلاثة تسلسلات متساوية القياس بأقل دقة: تسلسلات T1 و T2 و turbo spin echo (TSE) المرجحة (المعلمات الموضحة في الملف التكميلي 1).

6. تسجيل يتحرك بحرية

  1. اتبع نفس الإجراء الموضح في القسم 4 لتسجيل إشارات اليقظة من الدماغ. قم بتوصيل الكواليس اللاسلكية إما عن طريق حمل الحيوان بين ذراعي المجرب أو إطعام الحيوان بمكافآت لتشتيت انتباهه. توفير التحفيز الصوتي باستخدام مكبرات صوت خارجية موضوعة بالقرب من الحيوان.

7. التروية وإعداد الأنسجة

  1. اختياري: إذا لم يكن الحيوان تحت التخدير بالفعل ، فاتبع الخطوة 2.1 لبروتوكول التخدير.
  2. إدخال قسطرة في الشريان السباتي للتروية (الشكل التكميلي 2)
    1. الشريان السباتي وتسلخ الوريد الوداجي: قطع الحلق عند خط الوسط باستخدام الكي / القاطع. قص الجلد أولا ثم العضلات التي تتبع الخط الأبيض الأوسط (لا توجد أوعية تحتها) (الشكل التكميلي 2 أ).
    2. افتح أكثر ، باستخدام الأصابع لتوفير مساحة حول القصبة الهوائية وتحت العضلات. ابحث عن الشريان السباتي (الضرب والوردي) ؛ يكون العصب المبهم أحيانا حول (أبيض) ، ويمكن أن يكون الوريد الوداجي أسفل أو على الجانب (أحمر). ضع الموزعات (انظر الشكل التكميلي 2 ب).
    3. ابدأ تشريح الشريان السباتي باستخدام ملقط دقيق ومقص دائري. استخدم المقص لفتح الأنسجة الملتحمة. إذا لم تكن هناك أوعية دموية ، قطع ؛ إذا كانت هناك أوعية دموية ، فقم بالكي والمضي قدما (الشكل التكميلي 2C ، D). عند التشريح بدرجة كافية ، استخدم مشبكا للذهاب تحت الشريان السباتي بحيث يكون معزولا تماما (الشكل التكميلي 2E).
    4. كرر نفس العملية مع الوريد الوداجي (الشكل التكميلي 2F).
    5. عندما يتم تشريح كلتا السفينتين وعزلهما بالكامل ، ضع سلك خياطة حولهما. لا تغلقها بعد. يظهر في الشكل التكميلي 2G غرزان حول الشريان السباتي ، أحدهما في القاعدة ذاتها (خياطة 1-جانب القلب لتروية الدماغ) والآخر على الجانب الآخر (خياطة 2).
    6. ضع خياطة واحدة حول الوريد الوداجي (خياطة 3) ، غير مغلقة ؛ ضع علامة على الأسلاك بشريط لتقسيم الوريد لاحقا.
    7. أغلق الخيط 1 بقوة شديدة ، وإلا فسوف ينزف (الشكل التكميلي 2H). ربط ثلاث عقد. ضع مشبكا على السلك لزيادة الوزن وخلق توتر في الشريان السباتي.
    8. المشبك الشريان السباتي باستخدام مشبك وعاء على الجانب الآخر من تشريح الشريان السباتي (جانب الدماغ لنضح الدماغ; الشكل التكميلي 2 طاء). خياطة 2 في المنتصف ، لم تغلق بعد.
    9. استخدم ملقط أسود لالتقاط الشريان السباتي وسحبه. باستخدام مقص دقيق ، قسم نصف الشريان السباتي بالقرب من قاعدة التشريح (بالقرب من الخيط 1 ، جانب القلب ؛ انظر الشكل التكميلي 2J). تأكد من أن القسم أنيق قدر الإمكان ويصل إلى الوعاء نفسه ، وليس فقط "الغمد" ؛ خلاف ذلك ، فإن القسطرة لن تمر. أدخل القسطرة كما هو موضح في الشكل التكميلي 2K.
    10. اغسل القسطرة واملأها ، أولا باستخدام PBS ، بحيث لا يتبقى هواء في القسطرة (الشكل التكميلي 2K داخلي).
    11. أغلق الخيط 2 بإحكام كاف حتى لا يختفي ، ولكن ليس كثيرا بحيث لا يزال بإمكان القسطرة التحرك قليلا (الشكل التكميلي 2L). بعد ذلك ، قم بإزالة مشبك الوعاء ، وإنهاء إدخال القسطرة إلى أقصى حد ممكن ، ووضع اللمسات الأخيرة على إغلاق الخيط 2 (أغلق بإحكام).
    12. إذا رغبت في ذلك ، استخدم أسلاك الخياطة في الخيط 1 لربط قاعدة القسطرة بالجلد عند مخرج الجرح كخطوة أمان إضافية. ثم انقل الحيوان إلى منطقة التروية وقم بتوصيله ب PBS / الهيبارين. عندما يبدأ التروية ، اسحب الخيط 3 واقطع الوريد الوداجي
  3. القتل الرحيم: يتم توصيل بنتوباربيتال (90 مجم / كجم) عن طريق الوريد وشطف الخط بالمحلول الملحي لضمان إعطاء الجرعة الكاملة بنجاح.
  4. التروية: باستخدام مضخة التروية (200 مل / دقيقة) قم بتوصيل القسطرة السباتية في PBS / الهيبارين (1 لتر لخنزير 15 كجم) ثم في PBS التي تحتوي على 4٪ بارافورمالدهيد (PFA) (5 لتر لخنزير 15 كجم). عندما يبدأ التروية ، اسحب الخيط 3 وقطع الوريد الوداجي.
  5. جمع الأنسجة
    1. قطع الرأس: عند انتهاء التروية ، افصل رأس الحيوان عن الجسم باستخدام مشرط ، عن طريق قطع الجلد والعضلات وإدخال النصل بين الفقرتين الأولى والثانية.
    2. بعد التثبيت: اغمس الرأس في 4٪ PFA في PBS لمدة 48 ساعة أخرى عند 4 درجات مئوية ثم انقله إلى PBS قبل استخراج الدماغ.
    3. استخراج الدماغ والغرسات:
      1. قم بإزالة الجلد باستخدام مشرط وابدأ في قطع العظم بعناية باستخدام رونجور بدءا من الفقرات الأولى ، بعد الحبل الشوكي إلى المخيخ. بمجرد انكشاف المخيخ ، قم بإزالة العظام الصدغية بعناية وكشف الفص الجداري والجبهي.
      2. في هذه المرحلة ، قم بربط قاعدة التمثال من صفيحة القدم وقطع أقدام صفيحة القدم بالزردية. قم بإزالة العظم بالقرب من مدخل الكابل إلى الجمجمة لتحرير نظام الزرع من العظم ، دون سحب الغرسات من مخرج الأم الجافية.
      3. إذا كانت كابلات الزرع مدمجة في العظم ، فقم بقطع الكابل في أقرب وقت ممكن من المخرج. بمجرد كشف سطح دماغي كاف ، اقطع الجافية بعناية باتباع خط الوسط باستخدام مقص صغير.
      4. حرر كابلات الزرع من مخرج الأم الجافية. التقط صورا من موضع الزرع على الدماغ. ثم استخدم ملعقة صغيرة لفصل الدماغ عن الأعصاب القحفية أدناه. استخراج الدماغ بعناية. إزالة الغرسات من الدماغ.
    4. التثبيت اللاحق للدماغ: اعتمادا على جودة التروية ، قم بإصلاح الدماغ المستخرج مرة أخرى لمدة 24 ساعة في 4٪ PFA في PBS عند 4 درجات مئوية. يحفظ في 0.1 متر PBS عند 4 درجات مئوية حتى يتم قطع الدماغ.
    5. قطع الدماغ: افصل نصفي الكرة الأرضية باستخدام شفرة حلاقة. ثم قطع الدماغ بشكل متعامد إلى أربع قطع مختلفة. اقطع المنطقة المزروعة إلى نصفين للحصول على كتلتين تحتويان على المنطقة المزروعة ومنطقة تحكم. قم بتخزين الكتلتين الأخريين إذا كانت هناك حاجة إلى مزيد من شرائح التحكم.
    6. حماية الدماغ بالتبريد والتجميد: انقل كتل الدماغ إلى محلول يحتوي على 15٪ من السكروز أولا ثم 30٪ من السكروز عند 4 درجات مئوية حتى يغرق الدماغ ويصل إلى التوازن. ثم قم بتجميد الأنسجة في الأيزوبنتان عند -55 درجة مئوية في نظام تجميد الأنسجة.

8. علم الأنسجة

  1. تقسيم الأنسجة
    1. Cryostat: ضع الدماغ المجمد في cryostat وقم بقصه حتى يتم الحصول على أقسام كاملة. بعد ذلك ، قم بتقطيع الدماغ إلى أقسام 40 ميكرومتر وانغمس في مجموعات من ثلاثة في 0.1 M PBS في ألواح البئر. لاحظ بعناية ترتيب اللوحات.
    2. اختيار القسم: حدد الأقسام اعتمادا على المنطقة المراد تحليلها (المنطقة المزروعة أو منطقة التحكم). أخرج الأقسام بالتتابع من ألواح البئر ، باستخدام فرشاة دقيقة لفحصها بحثا عن التلف. ضعها في ألواح بئر جديدة مملوءة ب 0.1 متر PBS لمزيد من التلطيخ.
  2. الكيمياء الهيستولوجية المناعية
    1. التحضير: احتضان الأقسام في 0.3٪ Triton X / PBS لمدة 15 دقيقة ، تليها 3٪ ألبومين مصل البقر (BSA) / PBS لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة (RT).
    2. الأجسام المضادة الأولية: احتضان الأنسجة بالأجسام المضادة الأولية لمدة 48 ساعة في RT (مضاد GFAP ، فأر ، مخفف عند 1/300 ؛ مضاد Iba1 ، أرنب ، مخفف عند 1/400 ؛ مضاد NeuN ، غينيا ، مخفف عند 1/1000 ؛ كل ذلك في 1٪ BSA / PBS). قم بتغطية ألواح البئر بورق الألمنيوم.
    3. الغسيل: اغسل الآبار ب 0.1 متر PBS ثلاث مرات لمدة 5 دقائق.
    4. الأجسام المضادة الثانوية: احتضان الأنسجة بأجسام مضادة ثانوية لمدة 2 ساعة في RT (Alexa Fluor 488 ، Alexa Fluor 647 ، Alexa Fluor 555 ؛ كلها مخففة عند 1/400 في 1٪ BSA / PBS).
    5. DAPI (4 ′،6-دياميدينو -2-فينيليندول): احتضان الأنسجة باستخدام DAPI لمدة 15 دقيقة (1/1000 في 1٪ BSA / PBS).
    6. الغسيل: اغسل الآبار ب 0.1 متر PBS خمس مرات لمدة 15 دقيقة.
    7. التركيب: قم بتركيب الشرائح باستخدام وسائط التثبيت وقسيمة الغطاء. احتفظ بالشرائح في الظلام في الثلاجة عند 4 درجات مئوية.
  3. التصوير
    1. تصوير الشرائح بالكامل: قم بتصوير الشرائح بتكبير 10x (قيمة مسافة العمل الموضوعية = 3100 ميكرومتر) باستخدام مجهر ماسح الشرائح بثلاثة أطوال موجية مختلفة (640 نانومتر ، 560 نانومتر ، 485 نانومتر). يمكن العثور على جميع معلومات القوة والكسب في الملف التكميلي 2.
    2. التصوير المجهري: تخيل منطقة الاهتمام بتكبير 20x (apochromat 20x / 0.8 M27) باستخدام مجهر متحد البؤر عند أربعة أطوال موجية (Alexa Fluor 647 ، DAPI ، Cy3 ، EGFP). يمكن العثور على جميع معلومات القوة والكسب في الملف التكميلي 3.

Representative Results

من أجل تأكيد الموضع (الشكل 3 أ) ووظائف الأجهزة ، يتم إجراء التسجيلات الكهربية أثناء الجراحة بعد وضع قاعدة التمثال. يتم الحصول على إشارة خط الأساس لأول مرة على مدى 2 دقيقة مع عدم وجود محفزات كتحكم في النشاط القاعدي. ثانيا ، يتم تحفيز الحيوان صوتيا بانفجار نغمة بترددات مختلفة (500-20000 هرتز) ، ويتم حساب متوسط البيانات الأولية خلال فترة التحفيز لرسم خريطة للإمكانات السمعية المستثارة عبر المصفوفة (على سبيل المثال ، عند 800 هرتز مقارنة بخط الأساس ؛ الشكل 3 ب). البيانات المعروضة هنا غير معالجة ، ولكن في حالة وجود الكثير من الضوضاء ، يمكن تطبيق مرشحات الشق والنطاق الترددي. تشمل المصادر النموذجية للضوضاء في غرفة الجراحة وسادات التدفئة والمثاقب الموصولة والشفط أو الكي (من بين أمور أخرى) التي يجب إزالتها قبل الاستحواذ. في التسجيلات المستيقظة ، يجب تجنب حركة العضلات الكبيرة حول الرأس ، مثل المضغ ، للحصول على مجموعات بيانات أنظف.

تم تطبيق هذا البروتوكول في كل نقطة زمنية للتسجيل ، ويمكن مقارنة إشارات قناة واحدة بمرور الوقت. يوضح الشكل 3 ج أحد الأمثلة على ذلك، والذي يوضح متانة الاستجابة وتطورها. يمكن تقييم قدرة التسجيل لكل جهة اتصال على مدار التجربة عن طريق حساب الانحراف المعياري لإشارة خط الأساس في كل نقطة زمنية (الشكل 3D). في هذه الدراسة ، انخفضت نسبة الإشارة إلى الضوضاء واستقرت بين اليوم 0 والشهر 6 ، على الرغم من بعض التباين بسبب المدة المحدودة لفترة التسجيل (أي 2 دقيقة). يمكن ربط هذا بشكل أكبر بمقاومة القطب الكهربائي.

يتم إجراء التصوير في الجسم الحي بعد الجراحة لتقييم حالة الدماغ وتحديد موضع الزرع. في التكرار الأول للبروتوكول ، لم يتم إجراء أي أشعة سينية أثناء العملية ، مما أدى إلى جهاز مطوي ، كما هو موضح في الشكل 4A على تسلسل التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T1 (انظر بالإضافة إلى الشكل 4B). لم يلاحظ أي تغيير سلوكي في الحيوان ، ولكن بمرور الوقت ، أدى ذلك إلى تغليف ليفي حول الجهاز بسبب الضغط العياني للدماغ حول موقع الزرع (الشكل 4C). بعد هذه التجربة ، تم إدخال الأشعة السينية أثناء العملية ، كما هو موضح في الشكل 4D ، حيث تظهر علامات ظليل للأشعة (أشرطة سوداء مرئية على الغرسة في الشكل 4D الداخلي) في وضع جيد. بعد ذلك، يكون سطح الدماغ سليما، كما يمكن ملاحظته في التصوير بالرنين المغناطيسي بعد العملية الجراحية في الشكل 4E. بشكل عام ، مع نظام الزرع والقاعدة هذا ، يمكن تصوير الدماغ بالكامل. تمكن التسلسلات المختلفة في المستويات الإكليلية من رؤية الهياكل التشريحية (الشكل 4F,G; تسلسل التصوير بالرنين المغناطيسي T1 و T2) أو وجود سائل ودم حول الغرسة (الشكل 4H ؛ تسلسل التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح TSE). لا يخلق نظام القاعدة أي قطع أثرية تقريبا ، باستثناء بعض الفراغات الصغيرة المتناقضة باللون الأسود حول مسامير التيتانيوم (انظر الشكل 4G). بالإضافة إلى ذلك ، يتم استخدام الأقطاب الكهربائية السريرية كمقارنات في هذه الدراسة ، ولكن لا يمكن تصويرها في التصوير بالرنين المغناطيسي بسبب مخاوف تتعلق بالتدفئة والسلامة. لذلك ، يتم الحصول على الأشعة المقطعية على هذه الحيوانات ، كما هو موضح في الشكل 4I. الأقطاب الكهربائية مرئية بوضوح ، ولا يؤثر نظام القاعدة على جودة الصورة.

بعد فترة الزرع ، يتم ترشيح الحيوان ، واستخراج الدماغ. في هذه الدراسة ، يتم إجراء تحليل الاستجابة الالتهابية على كل نصف الكرة الأرضية بشكل مستقل. يعد قطع الدماغ إلى النصف أسهل لإعداد الأنسجة قبل التقسيم ، وله ميزة أنه يمكن تركيب الأقسام على شرائح الفحص المجهري القياسية. يظهر أحد الأمثلة على عينة الدماغ قبل (الشكل 5 أ) وبعد (الشكل 5 ب) القطع في كتل. الخطوط العريضة للزرع مرئية بوضوح وقد خلقت انبعاجا صغيرا في الدماغ. عن طريق القطع في مستويات متوازية ، يتم محاذاة الأنسجة بالفعل إلى cryostat ، ويمكن قطع الأقسام بسهولة دون فقد الأنسجة للتشذيب (الشكل 5C). بعد التلوين ، يتم تصوير قسم الأنسجة بالكامل (الشكل 5D) ، حيث على سبيل المثال ، تكون طبقة الخلايا العصبية مرئية بوضوح بالتفصيل (انظر علامة NeuN). أقسام كاملة هشة ويمكن أن تؤدي في بعض الأحيان إلى بعض فقدان الأنسجة (انظر الجزء السفلي من الشكل 5D) ، ولكن منطقة الاهتمام سليمة. عند رؤية أقرب ، يتم تمكينها بواسطة التصوير المجهري متحد البؤر عند 40x ، يتم تحديد الخلايا بوضوح وتمكين الفحص الدقيق لعلامات الالتهاب ، على سبيل المثال (الشكل 5E). يمكن إجراء مزيد من التحليل الكمي لمقارنة الالتهاب بين نصفي الكرة الأرضية الضابطين والمزروعين. يوضح الشكل 6 التوصيف الكهروكيميائي للأقطاب الكهربائية المزروعة. يظهر التحليل الطيفي للمعاوقة الكهروكيميائية في المختبر لمصفوفة الأقطاب الكهربائية اللينة مع معامل المعاوقة والطور في الشكل 6A ويظهر معامل المعاوقة عند 1 كيلو هرتز على مدار 6 أشهر من الزرع في الشكل 6B.

Figure 1
الشكل 1: رسم تخطيطي للتجربة. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Figure 2
الشكل 2: زرع ECoG الناعم طفيف التوغل في الدماغ . (أ) الوصول الجراحي إلى الجمجمة ، مع الإشارة إلى bregma. ب: حج القحف الثنائي مع الأم الجافية المرئية. ج: شق بضع الاثني عشر في نصف الكرة الأول. (د) الزرع تحت الجافية لإغلاق ECoG الناعم وإغلاق الأم الجافية. ه: شق بضع الاثني عشر في نصف الكرة الثاني. تثبيت رفرف العظام على نصف الكرة الأول باستخدام جسور التيتانيوم. (F) زرع ECoG الناعم في نصف الكرة الثاني وإغلاق الأم الجافية. (ز) تثبيت رفرف العظم في نصف الكرة الثاني. (ح) وضع صفيحة القدم على الجمجمة. (I) تثبيت قاعدة التمثال على صفيحة القدم. (ي) إغلاق الجلد حول قاعدة القاعدة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: تسجيل الجهد السمعي المستحث. أ: رسم تخطيطي لوضع القطب على سطح الفص الصدغي. (ب) رسم خرائط تمثيلية لنشاط خط الأساس (آثار رمادية) وإمكانات سمعية مستثارة استجابة لتحفيز انفجار نغمة 800 هرتز (أثر أرجواني). يتوافق كل متوسط مع قناة واحدة على صفيف ECoG الناعم. يتم تشغيل المتوسط على إشارة الدخل التناظرية من تحفيز الصوت. يتم ملاحظة فترات التحفيز الصوتي "ON" و "OFF" على قناة واحدة في أسفل اليسار. (ج) التطور بمرور الوقت (اليوم 0 والشهر 2 والشهر 5) لاستجابة قناة واحدة بعد التحفيز الصوتي ، مقارنة بإشارة خط الأساس عند عدم تقديم أي حافز (رمادي). يتم تشغيل المتوسط على إشارة الدخل التناظرية من تحفيز الصوت. يتم ملاحظة فترات تحفيز "ON" و "OFF" في الأسفل. يتم تمييز الإمكانات المستثارة لتحفيز "ON" بالأسهم. (D) الانحراف المعياري لكل قناة (النقاط الملونة) لكل نقطة زمنية للتسجيل الأساسي. يتم تمثيل القيم المتوسطة باللون الأزرق الغامق. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 4
الشكل 4: التصوير في الجسم الحي للدماغ والأقطاب الكهربائية المزروعة. (أ) التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T1 بعد الجراحة في المستوى الإكليلي. يشير السهم إلى غرسة مطوية. ب: الجزء المكبر من (أ)، حيث يؤدي طي الغرسة إلى حدوث انبعاج في الدماغ. (ج) التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T1 عند الزرع لمدة شهر واحد ، ويظهر ضغط الدماغ بسبب التغليف الليفي للدماغ في نفس موقع C. (د) الأشعة السينية المستوية أثناء العملية للتحقق من وضع الغرسة وعدم الطي ، كما لوحظ من خلال وضع علامة ظليل للأشعة. أقحم: صورة للزرع مع علامة ظليل للأشعة مرئية. (ه) التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T1 بعد الجراحة في المستوى الإكليلي مع وضع الزرع الأمثل. (F) التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T1 عند زرع شهر واحد. (ز) التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح T2 في 1 شهر زرع. يظهر سهم قطعة التصوير من مسامير التيتانيوم التي تثبت صفيحة القدم في مكانها على الجمجمة. (H) التصوير بالرنين المغناطيسي المرجح TSE في 1 شهر زرع. (I) الأشعة المقطعية للحيوان المزروع بالأقطاب الكهربائية السريرية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 5
الشكل 5: تحليل الأنسجة للدماغ بعد الزرع على المدى الطويل. أ: صورة فوتوغرافية لنصف الكرة الأيسر من الدماغ المزروع والمخي. (ب) قطع الدماغ المثقوب إلى كتل قبل خطوة التجمد. (ج) صورة لإعداد تقسيم الكتلة بالكامل على جهاز التبريد ؛ يمكن تقسيم "الكتل المقطوعة مسبقا" بالكامل. د: التصوير المناعي لنصف الكرة الأرضية بأكمله (ماسح ضوئي منزلق، هدف 20x) و(ه) تكبير الطبقات الأولى من القشرة (تصوير متحد البؤر، هدف 40x) يوضح الخلايا الدبقية، والخلايا النجمية، والخلايا العصبية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 6
الشكل 6: التوصيف الكهروكيميائي للأقطاب الكهربائية المزروعة. (أ) مطيافية المعاوقة الكهروكيميائية في المختبر لصفيف الأقطاب الكهربائية اللينة (خطوط رمادية صغيرة لكل قناة ، المتوسط باللون الأحمر) مع معامل المعاوقة (أعلى) وطور (أسفل). (ب) تطور معامل المعاوقة عند kHz 1 على مدى 6 أشهر من الزرع (المتوسط باللون الأزرق ؛ الخطوط الرمادية هي القنوات الفردية ؛ يتم إعطاء القياس في المختبر كمرجع باللون الأحمر). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الشكل التكميلي 1: قاعدة متوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي. (أ) نظام اتصال عبر الجلد متوافق مع التصوير بالرنين المغناطيسي المزمن (قاعدة) للوصول إلى مجموعة الأقطاب الكهربائية اللينة. (ب) قاعدة مع أقطاب كهربائية مثبتة على صفيحة القدم لتثبيت الجمجمة. أقحم: تفاصيل لوح القدم. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

الشكل التكميلي 2: الوصول الجراحي للتروية المثلى للدماغ. أ: قطع الجلد والوصول إلى موقع الشريان السباتي والوريد الوداجي. ب: تشريح الأنسجة حول الأوعية الدموية. (ج، د) تحديد وتشريح الأنسجة حول الشريان السباتي والوريد الوداجي. ه: عزل الشريان السباتي عن النسيج الموجود تحته. (و) عزل الوريد الوداجي عن النسيج الموجود تحته. (ز) وضع سلك خياطة حول الشريان السباتي (خياطة 1 وخياطة 2) والوريد الوداجي (خياطة 3). (H) إغلاق الخيط 3 في قاعدة الشريان السباتي (جانب القلب) لتجنب النزيف أثناء فتح الوعاء. (I) لقط الشريان السباتي في الجانب المقابل من H. ي: تقسيم الشريان السباتي. (K) إدخال قسطرة في الفتحة من J. أقحم: قسطرة معدة مع محلول ملحي متدفق من حقنة إلى طرف القسطرة. (L) إغلاق الخيط 2 للحفاظ على القسطرة في مكانها وعلى طول الشريان. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

الملف التكميلي 1: معلمات T1- (الصفحات 1-2) ، T2- (الصفحات (3-4) و TSE المرجحة (الصفحات 5-6) تسلسل التصوير بالرنين المغناطيسي ، على التوالي. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

الملف التكميلي 2: البيانات الوصفية لماسح الشرائح لتصوير الشرائح بالكامل لشرائح الدماغ الملطخة. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

الملف التكميلي 3: البيانات الوصفية للتصوير متحد البؤر لمقطع مكبرة من شرائح الدماغ الملطخة. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

Discussion

نبلغ هنا عن طريقة لزرع وتقييم صفائف ECoG اللينة على المدى الطويل. في هذه الدراسة ، قمنا بتصميم نهج جراحي متسق وطفيف التوغل للزرع الثنائي لشبكات الأقطاب الكهربائية الوظيفية فوق الفص الصدغي (هنا ، استهداف القشرة السمعية). قمنا أولا بتقييم وظائف الشبكة من خلال تسجيل الجهود المثارة بنجاح على مدار فترة الدراسة (6 أشهر) وتتبع الخواص الكهروكيميائية للأقطاب الكهربائية (انظر الشكل 6). ثانيا ، قمنا بتقييم السلامة الحيوية للشبكات ، في الجسم الحي باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي وإنشاء نظام متوافق تماما مع التصوير بالرنين المغناطيسي ، وبعد الوفاة من خلال تصميم بروتوكول لجمع الأنسجة والبقع المناعية.

لتقليل الغزو ، قمنا بتحسين حجم نافذة حج القحف. من أجل الوصول إلى القشرة السمعية الموجودة على الفص الصدغي وتجنب استئصال العضلة الصدغية ، قمنا بتطوير تقنية لتحريك الغرسة تحت الجافية. تسمح هذه التقنية بتقليل سطح الدماغ المكشوف بشكل كبير والوصول إلى أهداف بعيدة. في حين أن هذا النوع من الزرع قد يبدو أعمى ، فإن تنفيذ علامات ظليل للأشعة على الأجهزة التي يتم تصورها في الأشعة السينية المستوية أثناء العملية يسمح بالتحقق من تحديد المواقع ، ويضمن عدم طي المصفوفة تحت الأم الجافية. أثبت الانزلاق تحت الجافية أنه آمن في معظم التكرارات التي أجريناها. بالإضافة إلى ذلك ، فإن بضع الرحم في نهج الشق يقلل من انتفاخ الدماغ خلال الوقت الذي يكون فيه حج القحف مفتوحا ويسهل الإغلاق حول الغرسة دون الحاجة إلى مواد إضافية مثل الأم الجافية الاصطناعية ، والتي يمكن أن تنحاز إلى الاستجابة الالتهابية. أخيرا ، تكمن قوة هذا النهج الجراحي في قدرته على الانتقال إلى مناطق قشرية مختلفة. يتيح اللعب بالإحداثيات وموضع حج القحف وحجم الجهاز ، والتي يمكن تعديلها جميعا ، هذه الطريقة لاستهداف معظم منطقة القشرة.

لا تقتصر الطريقة الجراحية المعروضة هنا ، جنبا إلى جنب مع التقييم الوظيفي والتحقيق في التكامل الحيوي بمرور الوقت ، على تقنية القطب الناعم المستخدمة في هذا التقرير. يمكن تقييم الأقطاب الكهربائية الأخرى تحت الجافية التي يتم تطويرها للترجمة البشرية بنفس البروتوكول. تعتمد قوة هذه الطريقة على حقيقة أن معظم القطع ، مثل الكابل والقاعدة ، معيارية وقابلة للتخصيص ويمكن تكييفها مع الجهاز المحدد قيد الاختبار. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أيضا استخدام مجسات داخل القشرة أو اختراق عميق بدلا من أو بالاشتراك مع الأقطاب الكهربائية تحت الجافية ، لأن هذا يتطلب فقط ضبط حج القحف وهندسة بضع الأذن. يمكن بعد ذلك مقارنة النتائج طويلة المدى بنظيراتها السريرية ، كما فعلنا هنا.

أحد القيود الرئيسية للطريقة المقدمة هو وجود الجيوب الأنفية في الجمجمة في الخنازير الصغيرة ، والتي تتطور على مدار السنة الأولى12. في هذا الصدد ، تشمل الجوانب المهمة التي يجب مراعاتها عمر الزرع وكذلك حجم الحيوان. إجراء حج القحف في جمجمة البالغين يكسر سلامة الجيوب الأنفية ويؤدي إلى ارتفاع خطر الإصابة بعدوى كبيرة في الأماكن المزمنة. هذه الجيوب مرئية في الأشعة السينية الطائرة والأشعة المقطعية قبل الجراحة. من ناحية أخرى ، فإن إجراء الزرع المزمن في وقت مبكر جدا ، في صغير جدا ، ليس هو الأمثل أيضا عندما تمر الجمجمة بنمو هائل وإعادة تشكيل. افترضنا أن "حركات الجمجمة" هذه بعد الجراحة يمكن أن تتسبب في تحريك الغرسة وطيها ، وهو ما يضر في النهاية بالتجربة. لقد وجدنا هنا أن خنازير غوتنغن الصغيرة ، التي يبلغ عمرها حوالي 5-6 أشهر (و 8 كجم) في وقت الزرع ، يجب أن تعطي أفضل النتائج.

لتقييم أداء ECoG المزروع للتسجيلات الفيزيولوجية الكهربية ، قمنا بإعداد بروتوكول سريع لتسجيل الجهد السمعي المستثار (AEP) الذي يمكن استخدامه في الحيوانات التي تتحرك بحرية وتحت التخدير. وهو يتألف من تقديم سلسلة من رشقات النغمات الصوتية على ترددات محددة على مدار بضع دقائق. تتمثل ميزة هذا البروتوكول في حقيقة أنه يمكن ضبطه على طول التسجيل المتاح عن طريق تقليل عدد الترددات التي تم فحصها. أحد التحديات عند تسجيل الإشارات القشرية تحت التخدير هو أن مستوى وعي الحيوان يجب أن يؤخذ في الاعتبار عند تحليل البيانات ومقارنتها.

تم تعديل بروتوكول التروية بمرور الوقت من خلال مراقبة جودة الدماغ المستخرج. في الواقع ، وجدنا أنه من الأسهل قسطرة الشريان السباتي فقط ، وليس الوريد الوداجي. في البداية ، تقدم الأدبيات طرقا يتم فيها قسطرة الوريد الوداجي لتصريف النفايات20. من الناحية العملية ، يحد هذا من تدفق الدماغ ويؤدي إلى ضعف استخراج الدم والجودة الشاملة للتروية. عن طريق قطع الوريد الوداجي وترك السائل للهروب في وعاء كبير حيث يكمن الحيوان ، تزداد كفاءة التروية.

لقد طورنا طريقة قوية لإعداد الأنسجة تعمل مع الأجسام المضادة المستخدمة بشكل روتيني لتتبع الالتهاب. لقد فصلنا نصفي الكرة الأرضية لأسباب عملية ، حيث يتناسب نصف دماغ الخنزير مع شرائح المجهر القياسية وبالتالي فهو متوافق مع معظم معدات التصوير المتوفرة في مختبرات الأنسجة. عن طريق قطع الدماغ في كتل ، أصبح الوصول المباشر إلى منطقة الاهتمام ممكنا دون الحاجة إلى مزيد من القطع للدماغ بأكمله أو تقليم أجزاء واسعة من الأنسجة. يمكن تجميع شرائح الدماغ عند 40 ميكرومتر في ألواح الآبار القياسية وتلطيخها بطريقة عائمة دون تغييرات كبيرة في البروتوكول من الصبغات المناعية للأنواع الأخرى. يمكن أيضا تصور التلوين المناعي الكامل للدماغ باستخدام ، على سبيل المثال ، طرق CLARITY21.

بشكل عام ، هذا البروتوكول ، الذي يغطي تصميم الزرع الشخصي للزرع ، ومتابعة الوظائف ، وتقييم السلامة البيولوجية ، قوي ومتسق. لقد أثبتنا هنا جدواه في دراسة النظام السمعي ، ولكن يمكن نقله لاختبار وظائف فسيولوجية أخرى. علاوة على ذلك ، تكمن قوة طريقتنا في حقيقة أنها لا تقتصر على الخنازير الصغيرة ، ولكنها قابلة للنقل بالكامل إلى أنواع أخرى مثل الأغنام أو الماعز أو الرئيسيات غير البشرية. إلى حد ما ، يمكن أيضا تكييفها بسهولة مع الفئران.

Disclosures

F.F. و S.P.L. هما مؤسسان مشاركان ومساهمان في شركة Neurosoft Bioelectronics SA التي تقوم بتطوير صفائف الأقطاب الكهربائية اللينة.

Acknowledgments

يود المؤلفون أن يشكروا الدعم المالي المقدم من مؤسسة Bertarelli ومنحة SNSF Sinergia CRSII5_183519. يود المؤلفون أيضا أن يشكروا كاتيا جالان من EPFL على مساعدتها في تطوير بروتوكول التلوين للأنسجة ، والموظفين في منصة الأنظمة العصبية الدقيقة التابعة لمركز Wyss للهندسة الحيوية والعصبية في جنيف لمساعدتهم في عمليات التصنيع ، وموظفي منصة الحيوانات في المركز الطبي الجامعي (CMU) في جامعة جنيف (UNIGE) لرعاية الحيوان ، المساعدة الجراحية ، وإدارة ما بعد الجراحة للخنزير الصغير (جون حفاضات ، كزافييه بيلين ، فابيان فونتاو ، ووليد حبري) ، وأعضاء فريق مركز التصوير الطبي الحيوي (CIBM) في جامعة جنيف (جوليان سونجيون ، فرانسوا لازيراس ، ورايريس سالومير) ، وأعضاء هيئة التدريس في قسم علم الأمراض في مستشفى جامعة جنيف (HUG) (سامي شرانز ، فرانشيسكا فيرسيلي ، روبن سوتو ، وكورالين إيجر) ، وبليز إيفرت من جامعة غرينوبلز ألب لمدخلاته وتبادلاته حول تجارب الخنازير الصغيرة المزمنة. يود المؤلفون أن يشكروا على مساعدة موظفي Neurosoft Bioelectronics SA ، لمساعدتهم في عملية التصنيع ومساعدتهم في تجارب minipig (Benoit Huguet و Margaux Roulet).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Bone drill BBraun Elan 4 with  GA861 handpiece
Bone drill bit BBraun Neurocutter GP204R
Bonewax Ethicon W31G
Catheter Venisystems Abbocath 14G
Confocal Microscope Zeiss LSM 880
Cryostat Leica CM1950
Gelfoam Pfizer Gelfoam
Insert speakers Etymotic Etymotic ER2 insert Earphones
Multimeter Fluke Fluke 1700
Oscilloscope Tektronix MDO3014 Mixed Domain Oscilloscope
Perfusion pump Shenzen LabS3/UD15
Potentiostat Gamry Instruments Reference 600
Primary Antibody Anti-GFAP Thermofischer Anti-GFAP, Rat, # 13-0300
Primary Antibody Anti-Iba1 Fujifilm Anti Iba1, Rabbit, 019-19741
Primary Antibody Anti-NeuN SigmaAldrich Anti-NeuN, GuineaPig, ABN90
Pulse Generator AM Systems Model 2100 Isolated Pulse Stimulator
Recording headstage Multichannel systems W2100-HS32
Recording system Multichannel systems W2100
Screwdriver Medtronic Handle: 001201, Shaft: 8001205
Secondary Antibody 488 Thermofischer Goat anti-Rat IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488, # A-11006
Secondary Antibody 555 Thermofischer Goat anti-Guinea Pig IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555, # A-21435
Secondary Antibody 647 Thermofischer Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647, # A-21245
Slide Scanner Olympus VS120
Snapfrost Excilone Excilone Snapfrost
Stab knife Fine Science Tools 10316-14
Suture wire dermal Ethicon Vicryl 2-0
Suture wire dura mater Ethicon Mersilk 5-0 
Suture wire for catheter Ethicon Vycril 3-0 without needle
Suture wire for lifting dura Ethicon Prolene 6-0 with BV-1 needle
Suture wire subcutaneous Ethicon Vicryl 4-0
Titanium bridge Medtronic TiMesh 015-2001-4 Cut out the required size
Titanium screws Medtronic 9001635, 9001640
X-ray system GE GE OEC 9800 Plus C-Arm

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ritaccio, A. L., Brunner, P., Schalk, G. Electrical stimulation mapping of the brain: Basic principles and emerging alternatives. Journal of Clinical Neurophysiology. 35 (2), 86-97 (2018).
  2. Mullin, J. P., Sexton, D., Al-Omar, S., Bingaman, W., Gonzalez-Martinez, J. Outcomes of subdural grid electrode monitoring in the stereoelectroencephalography era. World Neurosurgery. 89, 255-258 (2016).
  3. Vansteensel, M. J., et al. Fully implanted brain-computer interface in a locked-in patient with ALS. The New England Journal of Medicine. 375 (21), 2060-2066 (2016).
  4. Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews. Materilas. 1, 16063 (2016).
  5. Fallegger, F., Schiavone, G., Lacour, S. P. Conformable hybrid systems for implantable bioelectronic interfaces. Advanced Materials. 32 (15), 1903904 (2019).
  6. Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
  7. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  8. Khoshnevis, M., et al. Development of induced glioblastoma by implantation of a human xenograft in Yucatan minipig as a large animal model. Journal of Neuroscience Methods. 282, 61-68 (2017).
  9. Borton, D., et al. Developing implantable neuroprosthetics: A new model in pig. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine & Biology Society. 2011, 3024-3030 (2011).
  10. Sauleau, P., Lapouble, E., Val-Laillet, D., Malbert, C. H. The pig model in brain imaging and neurosurgery. Animal. 3 (8), 1138-1151 (2009).
  11. Gierthmuehlen, M., et al. Evaluation of mECoG electrode arrays in the minipig: Experimental procedure and neurosurgical approach. Journal of Neuroscience Methods. 202 (1), 77-86 (2011).
  12. Palma, M., et al. Chronic recording of cortical activity underlying vocalization in awake minipigs. Journal of Neuroscience Methods. 366, 109427 (2022).
  13. Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Structure & Function. 222 (5), 2093-2114 (2017).
  14. Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 31 (5), 728-751 (2007).
  15. Shepherd, R. K., Villalobos, J., Burns, O., Nayagam, D. A. X. The development of neural stimulators: A review of preclinical safety and efficacy studies. Journal of Neural Engineering. 15 (4), 041004 (2018).
  16. Schiavone, G., et al. Soft, implantable bioelectronic interfaces for translational research. Advanced Matererials. 32 (17), 1906512 (2020).
  17. Fallegger, F., et al. MRI-compatible and conformal electrocorticography grids for translational research. Advanced Science. 8 (9), 2003761 (2021).
  18. Minev, I. R., Wenger, N., Courtine, G., Lacour, S. P. Research update: Platinum-elastomer mesocomposite as neural electrode coating. APL Materials. 3 (1), 014701 (2015).
  19. Schiavone, G., et al. Guidelines to study and develop soft electrode systems for neural stimulation. Neuron. 108 (2), 238-258 (2020).
  20. Musigazi, G. U., De Vleeschauwer, S., Sciot, R., Verbeken, E., Depreitere, B. Brain perfusion fixation in male pigs using a safer closed system. Laboratory Animals. 52 (4), 413-417 (2018).
  21. Chung, K., Deisseroth, K. CLARITY for mapping the nervous system. Nature Methods. 10 (6), 508-513 (2013).

Tags

الهندسة الحيوية ، العدد 193 ، الإعاقات العصبية ، الأمراض ، صفائف تخطيط كهربية القلب (ECoG) ، الصرع المقاوم للأدوية ، منطقة الصرع ، الاستئصال ، واجهات الدماغ الحاسوبية ، الأقطاب الكهربائية فوق القشرية ، نية الحركة ، الأطراف الروبوتية ، المرضى المشلولون ، شبكات الأقطاب الكهربائية الصلبة ، تسجيلات الدماغ عالية الدقة ، التكامل الحيوي طويل المدى ، صفائف الأقطاب الكهربائية المطابقة ، الدراسات قبل السريرية ، تقنيات الزرع ، الوظائف ، ملف تعريف السلامة ، الترجمة إلى المرضى البشريين ، نماذج الخنازير ، الطبية الأجهزة ، أحجام الأعضاء ، سهولة التعامل مع الحيوانات ، قيود الجراحة
زرع مصفوفة تخطيط كهربية القشرية الرخوة تحت الجافية (ECoG) والتسجيل القشري طويل الأمد في الخنازير الصغيرة
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fallegger, F., Trouillet, A.,… More

Fallegger, F., Trouillet, A., Lacour, S. P. Subdural Soft Electrocorticography (ECoG) Array Implantation and Long-Term Cortical Recording in Minipigs. J. Vis. Exp. (193), e64997, doi:10.3791/64997 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter