Summary
Er wordt een betrouwbare en reproduceerbare aanpak beschreven voor het inbrengen en onderhouden van een getunnelde Hickman-katheter voor langdurige vasculaire toegang bij varkens. Het plaatsen van een centraal veneuze katheter zorgt voor een gemakkelijke dagelijkse bemonstering van volbloed van wakkere dieren en intraveneuze toediening van medicatie en vloeistoffen.
Abstract
Centraal veneuze katheters (CVC's) zijn van onschatbare waarde in groot dieronderzoek, omdat ze een breed scala aan medische toepassingen mogelijk maken, waaronder bloedmonitoring en betrouwbare intraveneuze toediening van vloeistoffen en geneesmiddelen. In het bijzonder wordt de getunnelde Hickman-katheter (HC) met meerdere lumen vaak gebruikt in varkensmodellen vanwege de lagere bevrijdings- en complicaties. Ondanks minder complicaties in vergelijking met andere CVC's, vormt HC-gerelateerde morbiditeit een aanzienlijke uitdaging, omdat het lopende onderzoeken aanzienlijk kan vertragen of anderszins negatief kan beïnvloeden. Het correct inbrengen en onderhouden van HC's is van het grootste belang om deze complicaties te voorkomen, maar er is geen consensus over best practices. Het doel van dit protocol is om een uitgebreide beschrijving te geven van een aanpak voor het inbrengen en onderhouden van een getunnelde HC bij varkens die HC-gerelateerde complicaties en morbiditeit vermindert. Het gebruik van deze technieken bij >100 varkens heeft geresulteerd in complicatievrije octrooilijnen tot 8 maanden en geen kathetergerelateerde mortaliteit of infectie van de ventrale operatieplaats. Dit protocol biedt een methode om de levensduur van de HC te optimaliseren en begeleiding bij het benaderen van problemen tijdens het gebruik.
Introduction
De onmisbare rol van centraal veneuze katheters (CVC's) in de patiëntenzorg is te danken aan hun gemak, gunstige veiligheidsprofiel en veelzijdigheid. Functies van een CVC zijn onder meer betrouwbare toegang voor totale parenterale voeding, hematopoëtische stamceltransplantatie, plasmaferese/aferese en efficiënte toediening van vocht, bloed of co-geneesmiddelen2. In de diergeneeskunde minimaliseren CVC's ook het ongemak bij dieren via de snelle verdunning van irriterende geneesmiddelen en bloedafname zonder herhaalde venapunctie3. Ondanks hun brede toepassingen brengt het gebruik van CVC's in groot dieronderzoek nog steeds een aantal aanzienlijke uitdagingen met zich mee4.
Percutane CVC-plaatsing via een voerdraad of inbrengkatheter kan moeilijk zijn voor niet-veterinaire onderzoekers, vooral bij dieren met diepe veneuzestructuren5. Een onjuiste CVC-installatietechniek kan leiden tot onbedoelde plaatsing in nabijgelegen constructies, waardoor echogeleide plaatsing of een radiografie na de procedure van de positionering noodzakelijk is6. In vergelijking met menselijke operatiekamers zijn echografieën echter niet direct beschikbaar in veel grote laboratoria voor dierproeven. Verder kan langdurig gebruik van verblijfskatheters leiden tot knikken, punctie, infectie of bevrijding door dieren, met mogelijke verstoring van tijdige behandeling, klinische monitoring en onderzoeksresultaten 4,7. Vervanging van de CVC vereist extra middelen, waaronder materiaalinkoop, chirurgische planning, nuchtere tijd en radiografische toegang. CVC-gerelateerde complicaties kunnen daarom aanzienlijke technische en financiële barrières opwerpen of een verstoring van productief translationeel onderzoek, met name bij varkens. Besmetting door voedsel of uitwerpselen, krabben tegen kooiwanden en schoppen tegen plaatsen van irritatie kunnen een CVC in gevaar brengen, en het risico op CVC-gerelateerde complicaties wordt versterkt door langdurig gebruik. Veilig en ongecompliceerd onderhoud van een CVC bij varkens vereist dus een zorgvuldige afweging van CVC-keuze, plaatsing, beveiliging, bescherming, sanitaire voorzieningen en bewaking.
De Hickman-katheter (HC) die in dit protocol wordt gebruikt, is een getunnelde CVC met een polyester manchet en één tot drie lumen, die vaak wordt gebruikt voor langdurige intraveneuze toegang bij mens en dier 1,4,8,9. De getunnelde katheterbenadering is in verband gebracht met lagere complicaties en onderhoudskosten in vergelijking met niet-getunnelde variaties10,11,12. De manchet vermindert de HC-bevrijding door deze op te nemen in de onderhuidse weefsels rond de plaats waar de huid de huid uitlaat. Het ontwerp met meerdere lumen maakt het ook mogelijk om medicatietoediening en bloedafname te scheiden, waardoor besmetting en onnauwkeurigheid van bloedmonsters tot een minimum worden beperkt. Desondanks is het gebruik van HC niet zonder uitdagingen, waarvan de meest voorkomende fracturen, migratie, occlusie en infectie zijn13,14,15,16. Een goede installatie en onderhoud van een HC zijn daarom onmisbare vaardigheden bij translationeel onderzoek. De huidige literatuur biedt echter weinig houvast voor best practices voor HC-gebruik bij varkens tijdens langetermijnproeven 5,6,17.
Het doel van deze studie is om een geoptimaliseerde aanpak te schetsen voor het inbrengen van HC in de interne halsader (IJV), huidbevestiging en duurzame bescherming die langdurige kathetergerelateerde complicaties en ongemak bij varkens minimaliseert. Een bespreking van de belangrijke overwegingen voor HC-gebruik, mogelijke uitdagingen die kunnen worden ondervonden en wijzigingen die de kwaliteit van deze aanpak kunnen verbeteren, is inbegrepen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dierproeven werden uitgevoerd in overeenstemming met een dierprotocol dat is goedgekeurd door de Johns Hopkins University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Stammen van mannelijke en vrouwelijke varkens die HC-plaatsing ondergaan, zijn onder meer miniatuurvarkens uit de varkenskolonie van het Massachusetts General Hospital (MGH), Yucatan-varkens en Yorkshire-gekruiste varkens van een landbouwverkoper (20-40 kg). Varkens varieerden van 3-10 maanden oud toen de HC werd geplaatst. De HC kan op elk moment worden geplaatst ten opzichte van de experimentele procedure van het dier. Het wordt echter aanbevolen om het van tevoren te plaatsen om het verzamelen van basiswaarden van het bloed mogelijk te maken. Het wordt ook aanbevolen om de varkens ten minste 1 week te laten wennen voordat ze een experimentele manipulatie ondergaan.
1. Preoperatieve planning
- Laat voorafgaand aan de operatie een dierenarts een grondige klinische evaluatie van alle dieren uitvoeren.
- Vasten van de dieren (geen vast voedsel) ten minste 12 uur voorafgaand aan de procedure. Zorg te allen tijde voor water ad libitum . Weeg de dieren voor gecontroleerde toediening van medicijnen.
- Verdoof de dieren op de dag van de operatie met ketamine (20-30 mg/kg) en xylazine (2-3 mg/kg intramusculair [IM]) gemengd in een enkele spuit. Indien nodig kalmerende middelen (ketamine en xylazine) langzaam intraveneus toedienen [IV]. Gebruik een steriele oogzalf op de ogen om uitdroging onder narcose te voorkomen.
- Plaats een intraveneuze katheter in een marginale oorader en dien gedurende de hele procedure onderhoudsvloeistof toe in een dosis van 5-10 ml/(kg∙h) 0,9% zoutoplossing of ringerlactaatoplossing (LRS).
- Wanneer het dier in dorsale lighouding ligt, plaatst u een endotracheale tube van de juiste grootte, sluit deze aan op het anesthesieapparaat en plaats deze op handbeademing (gehandhaafd op isofluraan op 0,5-3% met 1-2 L O2/min).
- Preventieve analgesie toedienen (0,02 mg/kg buprenorfine IV); indien nodig intraoperatief aanvullende doses buprenorfine toedienen. Dien profylactische antibiotica (20-22 mg/kg cefazoline IV) toe 10 minuten voor aanvang van de operatie en opnieuw elke 90 minuten intraoperatief. Dien protonix (0,5-1,0 mg/kg IV) en maropitant citraat (1 mg/kg IV) eenmaal toe voor aanvang van de operatie.
- Scheer de ventrale en dorsale hals, die zullen dienen als plaats voor de plaatsing van de centraal veneuze katheter. Voer een voorbereidende voorbereiding van het operatiegebied uit met chloorhexidine-scrub.
- Bevestig dat het varken zich binnen een geschikt vlak van chirurgische verdoving bevindt. Evalueer de anesthesiediepte door de ooglid- en kaaktonus te testen. Verhoog indien nodig de inhalatie-anestheticum of dien langzaam extra kalmerende middelen (zoals ketamine) IV toe om effect te hebben.
- Breng de varkens over naar de operatietafel.
2. Intraoperatieve monitoring
- Controleer tijdens onderhoudsanesthesie continu de hartslag en elektrocardiografie, de niet-invasieve bloeddruk, pulsoximetrie, capnografie en de slokdarm- of rectale temperatuur, en registreer ten minste elke 15 minuten.
- Controleer de bloeddruk niet-invasief via een bloeddrukmanchet op een ledemaat of de staart.
- Gebruik een beademingsapparaat om de toediening van de ademhaling en inhalatie-anesthesie nauwkeuriger te regelen. Zorg er voor ventilatorparameters voor dat het ademvolume tussen de 5-10 ml/kg ligt. Pas de ademhalingsfrequentie tijdens de procedure aan als reactie op de anesthesiediepte van het dier; stel de maximale druklimiet in op 20 mmHg.
- Gebruik tijdens de hele operatie een temperatuurgeregelde warmeluchtdeken of -kussen om onderkoeling te voorkomen.
3. Chirurgische voorbereiding
- Wijs ten minste twee mensen aan om steriel te zijn (chirurg en assistent) en ten minste twee mensen om niet-steriel te zijn (circulator en anesthesist).
- Plaats het varken onder algemene anesthesie in buikligging op de operatietafel met de poten vastgezet voor stabilisatie (Figuur 1).
- Bereid het operatieveld aseptisch voor met drie afwisselende scrubs van chloorhexidine en 70% ethanol, gevolgd door een ionofoor op het huidoppervlak gedurende een minimale contacttijd van 10 minuten. Voer een steriele voorbereiding uit van de volgende twee gebieden:
- Strek je aan de ventrale zijde uit van de hoek van de onderkaak tot het midden van het borstbeen en strek je bilateraal uit tot de laterale rand van het sternocleidomastoïde. Leg steriele handdoeken langs de randen van het steriel voorbereide gebied.
- Bereid aan de dorsale zijde de dorsolaterale nek ipsilateraal voor op de doel-IJV. Plaats steriele handdoeken onder de dorsale nek en over het dorsale veld om de steriliteit te behouden tijdens het werken in het ventrale veld.
- Leg een steriel laken over de varkens. Knip een rechthoekig gebied in het laken om het ventrale veld bloot te leggen.
- Sluit op een aparte steriel gedrapeerde tafel de HC met dubbel lumen aan op een lang introducerstuk.
- Schroef de klemmen op luer lock-adapters aan het einde van elke lumenlijn (breed: rood; smal: wit). Spoel de rode en witte lijnen door met 10 ml 0,9% zoutoplossing. Klem vervolgens beide lijnen vast.
4. Identificatie en voorbereiding van de inwendige halsader
- Maak in het ventrale veld een incisie van 4 cm tussen de luchtpijp en de mediale rand van het sternocleidomastoïde (figuur 2). Verdeel het platysma en ontleed het bindweefsel om de IJV op de laterale rand van de sternocleidomastoïde spier te onthullen.
- Isoleer 3-4 cm van de IJV door de takken te verdelen met 4-0 gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden. Ontleed omtrek weg van het omringende bindweefsel. Maak twee gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden om de IJV op te schorten en te stabiliseren tijdens het inbrengen van de katheter (Figuur 3).
- Aan het craniale uiteinde van de IJV haalt u een gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtdraad twee keer onder het vat door om er een lus omheen te maken.
- Aan het caudale uiteinde van de IJV steekt u een gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtdraad eenmaal onder het vat om een tilband te maken.
- Laat de tractie van de hechtbanden los. Plaats een steriel, met zoutoplossing doordrenkt gaas op de operatieplaats om het vat te beschermen en de locatie van de stropdas te behouden.
5. Voorbereiding van de plaats van de katheteruitgang
- Verplaats het varken via zijwaartse kanteling naar de niet-chirurgische zijde om het ipsilaterale dorsale operatieveld bloot te leggen. Zet de ledematen weer vast (Figuur 4).
- Maak met een scalpel met een mesje #10 een punctie van 0.5 cm in de huid op de gewenste uitgangsplaats van de katheter - 3 cm lateraal van de wervelkolom en 5 cm caudaal van het hoofd (Figuur 5).
6. Inbrengen en tunnelen van de katheter
- Verwijder in het ventrale veld het natte gaas en identificeer het geïsoleerde IJV-segment opnieuw. Kies een doelingangsplaats om de katheter subcutaan in te brengen. Zorg ervoor dat deze zich op dezelfde diepte bevindt als de IJV, dieper dan de sternocleidomastoïde, en tussen de twee gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden (Figuur 6).
OPMERKING: Subcuticulaire patronen moeten hechtknopen hebben die onder de huid zijn begraven. Omdat de diepe huidhechtingen meerdere keren worden geknoopt om stabiliteit en onderhoud te garanderen, nemen ze af en toe een grotere ruimte in beslag dan gewenst en kunnen ze via de huid worden blootgesteld. Dit kleine blootstellingsgebied is niet van groot belang en de huid zou ondanks dit kleine blootstellingsgebied op de juiste manier moeten genezen. - Plaats de dominante hand in het dorsale chirurgische veld en de niet-dominante hand in het ventrale chirurgische veld. Houd de HC-introducer in het dorsale chirurgische veld. Hang de resterende lengte van de katheter in de lucht boven het steriele veld.
- Steek de introducer met de dominante hand in de plaats van de uitgangspunctie en richt de punt van het apparaat naar de niet-dominante hand in het ventrale veld.
- Duw de punt van de inbrenger oppervlakkig en mediaal om de katheter door het vetweefsel te tunnelen, waarbij u met de niet-dominante hand voelt of de punt naar buiten komt. Zodra de punt op de plaats van binnenkomst van het doel tevoorschijn komt, trekt u de inbrenger en katheter door de onderhuidse tunnel totdat de manchet van de hoofdlijn zich net onder het huidoppervlak in het dorsale veld bevindt.
- Snijd de introducer van de lijn. Vervang het natte gaas op de ventrale operatieplaats.
7. Inbrengen van de katheter
- Leg de varkens weer in rugligging. Zet de ledematen weer vast, vervang steriele handschoenen en verwijder het gaas van de ventrale operatieplaats.
- Klem de uiteinden van de craniale en caudale gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden vast. Laat de klemmen op de gordijnen rusten, zodat het IJV-segment iets hoger staat.
- Snijd het uiteinde van de katheter af tot ongeveer de lengte waarop deze tot 1/3 van de lengte van het borstbeen van het varken zou reiken.
NOTITIE: Minimaliseer manipulatie van de kathetertip door de tip te doorsnijden met een enkele snede loodrecht op de lijn om fragmentatie of verstopping van de lijn te voorkomen. Eenmaal ingebracht, moet de HC in de vena cava superior liggen, onmiddellijk craniaal naar het rechter atrium (Figuur 7). - Pak met een Adson-Brown-pincet het midden van het geïsoleerde IJV-segment vast. Maak op datzelfde punt een snede halverwege het vat met een gebogen Metzenbaum-schaar.
- Terwijl u het IJV-segment vasthoudt met de Adson-Brown-pincet, steekt u de aderprikker in het caudale segment van het vat (Figuur 6). Terwijl u de spanning op de schedelhechting handhaaft, brengt u het uiteinde van de katheter caudaal in het bloedvat en rijgt u het caudaal in. Zodra de katheter volledig is ingebracht, knoopt u de caudale hechtdraad één keer vast om de HC tijdelijk vast te zetten.
- Test de doorgankelijkheid van beide lijnen buiten het steriele veld via bloedafnames en spoelingen met 3-5 ml 0,9% normale zoutoplossing, gevolgd door 5 ml 100 USP-eenheden/ml gehepariniseerde zoutoplossing.
- Zodra de doorgankelijkheid is bevestigd, knoopt u de caudale hechtdraad een of twee keer meer vast om het distale IJV-segment rond de intraveneuze katheter vast te zetten. Knoop de schedelhechting één keer vast om de bloedstroom in het IJV-segment af te sluiten.
- Sluit de ventrale operatieplaats in lagen: platysma eenvoudige onderbroken hechtingen met een 3-0 gevlochten resorbeerbare hechting en subcuticulaire lopende hechtingen met een 3-0 monofilament resorbeerbare hechting.
8. Vastzetten van de katheter
- Val het zwijn af en plaats het terug in dorsale lighoek. Zet de ledematen weer vast.
- Bevestig de HC op meer dan drie punten aan de huid van het dier om loslating van de katheter te voorkomen (Figuur 8).
- Oriënteer de HC zo dat deze een "U"-vorm vormt.
- Identificeer de punten: zorg ervoor dat het eerste punt zich binnen 2 cm van de uitgangsplaats bevindt, het tweede punt zich boven het gevorkte gedeelte van de katheter bevindt, waar de rode en witte lijnen uiteenlopen, en het derde punt zich bovenaan de "U" tussen de eerste twee punten bevindt.
- Plaats op elk punt een stuk medische tape van ~3 cm van 1 inch (in) over de katheter om aan elke kant een vleugel te maken. Met een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, bevestigt u elke vleugel aan de huid via een enkele eenvoudige onderbroken hechting. Voeg op het tweede punt over het gevorkte gedeelte een enkele onderbroken hechting toe door de opening tussen de twee lijnen en zorg ervoor dat de knoop bovenop de tape ligt om irritatie te voorkomen.
OPMERKING: Afhankelijk van de grootte van de plaats van de punctie van de dorsale nek, kan een eenvoudige onderbroken hechting worden geplaatst om de grootte te verkleinen en het risico op onbedoelde verplaatsing van de katheter uit de huid te minimaliseren. Zorg ervoor dat de manchet rond de katheter onderhuids blijft. - Test de doorgankelijkheid van zowel de witte als de rode lijnen buiten het steriele veld via bloedafnames en spoelingen met 10 ml 0,9% normale zoutoplossing en 10 ml gehepariniseerde zoutoplossing.
- Maak een beschermende kraag.
- Wikkel 4 in katoenen vulling drie of vier keer om de nek op de volgende manier:
- Begin bij de dorsale nek in de linker schedelhoek, wikkel diagonaal naar de rechter caudale hoek, boven of onder de rode en witte lijnen. Wikkel onder de nek naar de linker caudale hoek. Wikkel diagonaal naar de rechtercraniale hoek, boven of onder de rode en witte lijnen, en wikkel vervolgens naar het startpunt in de linker craniale hoek. Wissel af om bij elke volgende wikkeling boven en onder de rode en witte lijnen te gaan.
NOTITIE: De halsband moet de aanhechtingsplaatsen van de huid en de hoofdlijn van de HC volledig bedekken. Alleen de rode en witte lijnen mogen worden weggelaten en toegankelijk zijn.
- Begin bij de dorsale nek in de linker schedelhoek, wikkel diagonaal naar de rechter caudale hoek, boven of onder de rode en witte lijnen. Wikkel onder de nek naar de linker caudale hoek. Wikkel diagonaal naar de rechtercraniale hoek, boven of onder de rode en witte lijnen, en wikkel vervolgens naar het startpunt in de linker craniale hoek. Wissel af om bij elke volgende wikkeling boven en onder de rode en witte lijnen te gaan.
- Wikkel 3 of 4 keer in elastisch plakband om de nek op dezelfde manier als de katoenen vulling (stap 8.4.1). Als het verband de lijnen bedekt, maak dan een spleet in het verband om ze op te vangen.
NOTITIE: Zorg ervoor dat u deze laag niet te strak omwikkelt - een vinger moet gemakkelijk onder de beschermende kraag rondom kunnen worden geschoven. - Met een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, hecht u elke hoek aan het einde van het verband aan de onderliggende lagen om zijn positie te behouden.
- Met een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, zet u de kraag vast aan de huid door een horizontale matrashechting lateraal aan de wervelkolom te binden aan zowel het craniale als het caudale uiteinde. Zorg ervoor dat de knopen bovenop het verband liggen.
- Maak een katheterzakje om de rode en witte lijnen te beschermen en op te bergen (Figuur 9).
- Knip een stuk elastisch plakband van ~100 cm lang en ~7,5 cm breed.
- Meet een stuk meetlint van ~16 cm. Vouw de tape om zodat de kleefzijden naar elkaar toe wijzen om een flap van 16 cm te maken met twee lagen tape. Herhaal dit proces met de resterende tape nog twee keer om drie flappen van gelijke lengte in een "W"-vorm te maken (Figuur 10).
- Vouw de resterende staart van tape over de rand van de drie flappen. Met de staart naar boven gericht, nummert u de flappen 1-3 van boven naar beneden. Nummer de zijkanten 1-4, beginnend vanaf de staartrand en met de klok mee.
- Verwijder aan zijde 4 een strook in de lengte van flap 2, met uitzondering van 1 cm aan beide uiteinden. Zorg ervoor dat de breedte van de strook ~1 cm is.
- Gebruik een 0 gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechting om lopende hechtingen uit te voeren: hecht flappen 1 en 3 aan elkaar aan kant 4, flappen 1, 2 en 3 aan elkaar aan kant 3 en flappen 1 en 2 aan elkaar aan kant 2. Snijd een gat van 2 cm door het midden van flap 1.
- Met flap 1 naar beneden gericht, lijnt u het gat uit met het punt waar de lijnen de kraag verlaten en oriënteert u het zakje zo dat de opening caudaal is. Zorg ervoor dat het zakje zich op de middellijn of iets lateraal van de dorsale nek bevindt.
- Trek de rode en witte lijnen door het gat in flap 1. Zorg ervoor dat de lijnen plat liggen tussen flappen 1 en 2, met flap 3 naar boven gericht (Figuur 8).
- Gebruik een 0 synthetische, monofilament, niet-resorbeerbare polypropyleen hechtdraad, bevestig het zakje aan de kraag met een eenvoudige onderbroken hechting in elke hoek en halverwege elke rand. Hecht niet door de huid.
- Wikkel 4 in katoenen vulling drie of vier keer om de nek op de volgende manier:
9. Postoperatieve zorg
- Breng het varken na herstel van de anesthesie terug naar zijn thuiskooi. Vanwege de vretende aard van varkens, moet u ervoor zorgen dat het varken afzonderlijk wordt gehuisvest om te voorkomen dat de katheter door een soortgenoot wordt verwijderd. Als de katheter naast andere varkens wordt gehuisvest, plaats dan een barrière om te voorkomen dat de katheter tussen de kooien wordt gekauwd.
- Controleer het dier tijdens de onmiddellijke postoperatieve periode ten minste dagelijks op tekenen van pijn, infectie en genezing. Ademhalingsfrequentie, hartslag, temperatuur, energie, eetlust en waterverbruik zijn goede gezondheidsindicatoren gedurende deze tijd. Dien elke 48 uur extra doses van een pijnstiller toe (bijv. 0,12 mg/kg buprenorfine sustained release [SR] LAB) als er tekenen van pijn optreden. Voer dagelijks katheteronderhoud (stap 10) en visuele inspectie van de operatieplaats uit, te beginnen op de postoperatieve dag (POD) 1.
OPMERKING: Onderzoekers die ervoor kiezen om deze Hickman-techniek voor het inbrengen van een katheter toe te passen, kunnen deze procedure wijzigen met multimodale analgesie; NSAID's kunnen echter de onderzoeksresultaten veranderen, afhankelijk van andere elementen van het experimentele ontwerp. Hiermee moet rekening worden gehouden voordat het analgesieregime wordt gepland. - Zodra de operatieplaats van de katheter is genezen, voert u onderhoudscontroles uit op het dier: voer wekelijkse lichaamsgewichtmetingen uit en voer visuele controles uit tijdens het dagelijkse onderhoud van de katheter. Raadpleeg een dierenarts als zich tekenen van infectie ontwikkelen, zoals verminderde eetlust of verminderde energie. Als volledige bloedtellingen nodig zijn, verzamel dan bloed van de rode lijn.
OPMERKING: Een leukocytose gekenmerkt door een neutrofilie wordt vaak waargenomen bij dieren met een infectie.
10. Onderhoud van de katheter
- Wijs de bredere rode lijn uitsluitend aan voor bloedafnames en de smallere witte lijn uitsluitend voor medicatietoediening. Hanteer de katheter altijd met gehandschoende handen.
OPMERKING: Deze rollen kunnen verschillen, afhankelijk van de onderzoeksopzet. - Spoel de rode (aangewezen bloedafname) lijn dagelijks door om de doorgankelijkheid te beoordelen en stolling als volgt te voorkomen:
- Gebruik een aseptische techniek: Veeg de clave en de punt van de spuit tussen elke stap af met een alcoholdoekje. Als de clave of spuit niet meer steriel wordt, vervang dan het besmette materiaal voordat u verder gaat.
- Spoel 1 ml 0,9% zoutoplossing in de leiding. Controleer of de vloeistof zonder overmatige kracht kan spoelen om te voorkomen dat stolsels van de lijn in het dier worden geduwd.
- Trek 2 ml vloeistof terug. Bevestig de doorgankelijkheid van de lijn door te observeren dat de teruggetrokken vloeistof donkerrood bloed is.
- Als bloedafname nodig is, bevestig dan een lege spuit om de juiste hoeveelheid bloed af te nemen.
OPMERKING: Als er overtollig bloed wordt afgenomen, kan het bloed worden teruggevoerd naar het dier door het terug door de lijn te duwen om bloedverlies te verminderen. Dit mag alleen worden gedaan als de spuit met bloed nog steeds met behulp van een aseptische techniek wordt behandeld. Breng geen besmet bloed terug in de centrale lijn. - Spoel de lijn door met 5 ml 100 USP/ml gehepariniseerde zoutoplossing, of een hoeveelheid die nodig is om de hele lijn door te spoelen. Klem de lijn vast. Doe de lijn terug in het beschermende zakje en zorg ervoor dat u de lijn niet knikt of knoopt.
- Spoel de witte (ontworpen medicatietoediening) lijn dagelijks door om de doorgankelijkheid te beoordelen en stolling als volgt te voorkomen:
- Gebruik een aseptische techniek: veeg de punt van de spuit tussen elke stap af met een alcoholdoekje. Als de clave of spuit niet meer steriel wordt, vervang dan het besmette materiaal voordat u verder gaat.
- Spoel 1 ml 0,9% zoutoplossing in de leiding. Controleer of de vloeistof zonder overmatige kracht kan spoelen om te voorkomen dat stolsels van de lijn in het dier worden geduwd.
- Dien medicijnen toe met behulp van deze lijn met een medicatiespecifieke snelheid en verdunning. Spoel de lijn door met 1-3 ml 0,9% zoutoplossing tussen medicijnen.
- Spoel de lijn door met 5 ml 100 USP/ml gehepariniseerde zoutoplossing, of een hoeveelheid die nodig is om de hele lijn door te spoelen. Klem de lijn vast. Doe de lijn terug in het beschermende zakje en zorg ervoor dat u de lijn niet knikt of knoopt.
- Controleer de claves dagelijks op tekenen van disfunctie, breuk of openlijke besmetting met bloed, voedsel of ontlasting. Vervang de clave dan onmiddellijk. Inspecteer het Hickman-zakje en de beschermende kraag dagelijks visueel om er zeker van te zijn dat de hechtingen die in stap 8.2 en 8.3 zijn geplaatst, intact blijven.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Meer dan 100 varkens hebben in ons laboratorium een succesvolle HC-insertie ondergaan. De HC kan in minder dan 1 uur veilig en correct worden geplaatst en vastgezet met een chirurg, assistent, circulator en anesthesist. Het maken van het katheterzakje duurt ongeveer 15-20 minuten. De techniek is eenvoudig en gemakkelijk aan te leren en is uitgevoerd door dierenartsen, chirurgische assistenten en medische studenten die onder toezicht instructies volgen.
HC's zijn tot 8 maanden op hun plaats gebleven zonder complicaties of revisie. In een recent representatief cohort van 32 varkens met eindpunten variërend van 8 tot 132 dagen, bleef 78,13% van de HC's patent tot het experimentele eindpunt (Figuur 11). Van de varkens die klinische indicaties hadden die euthanasie en diagnostische obductie vereisten, werd de HC gedocumenteerd met correcte plaatsing in de IJV zonder trombi, puin of tekenen van infectie. Het aantal complicaties waarvoor interventie nodig was, was bescheiden: 9,38% van de HC's moest binnen 30 dagen worden verwijderd of vervangen en 12,5% moest op of na 30 dagen worden verwijderd of vervangen. Bovendien had 9,38% van de HC's kleine reparaties aan de oorspronkelijke HC onder sedatie nodig (Figuur 11). Redenen voor de compromissen van de lijn werden niet altijd opgehelderd, maar etiologieën waren onder meer verplaatsing, punctie en interne blokkades (tabel 1). Tijdige reparatie en vervanging van de lijn hebben een functioneel slagingspercentage van 100% aangetoond zonder significante interferentie met het verzamelen van onderzoeksgegevens. In geval van vermoedelijke infectie van de centrale lijn, ondergingen varkens onmiddellijk een passende medische behandeling zonder verdere complicaties. Er is geen HC-gerelateerde sterfte bij varkens geweest.
Figuur 1: Dier gepositioneerd in ventrale lighoek. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Ventrale incisie door de huid en platysma om de interne halsader bloot te leggen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Toegang tot de inwendige halsader . (A) Insnijding van het platysma, waardoor het sternocleidomastoïde zichtbaar wordt. (B) Inwendige halsader mediaal van het sternocleidomastoïde en lateraal van het sternohyoïde. (C) Gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtbanden worden geplaatst aan de caudale en craniale uiteinden van het geïsoleerde deel van de IJV. (D) In de incisie wordt nat gaas geplaatst om het vat te beschermen en de gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtdraad te behouden tijdens het herpositioneren van de varkens. Afkortingen: SCM = sternocleidomastoïde; IJV = inwendige halsader; SH = sternohyoïde. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Afbeelding 4: Dier dat in zijwaartse kanteling is geplaatst om toegang te krijgen tot zowel de uittredeplaats van de dorsale katheter als de ventrale incisie. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Afbeelding 5: Dorsale punctie door de huid om te dienen als de plaats waar de katheter wordt uitgezet. Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken.
Figuur 6: Plaatsing van de katheter . (A) Punctie van de huid op de plaats van de katheteruitgang op de dorsolaterale nek ipsilateraal van de doel-IJV. (B) Katheter die de operatieplaats lateraal van de IJV binnenkomt. (C) Inbrengen van de katheter in het distale uiteinde van de IJV met behulp van een aderprikker. (D) De ader wordt distaal rond de katheter vastgezet en het proximale segment wordt afgesloten met een gecoate en gevlochten niet-resorbeerbare hechtdraad. (E) Sluiting van het platysma. (F) Sluiting van de huid. Afkorting: IJV = inwendige halsader. Merk op dat diepe dorsale hechtingen die voor de veiligheid uitgebreid zijn geknoopt, door de sluiting kunnen uitsteken; Dit mag de wondgenezing niet verstoren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 7: Laterale röntgenfoto van de plaatsing van de Hickman-katheter. De pijl geeft de juiste locatie boven het rechter atrium aan. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Afbeelding 8: Bevestiging van de katheter en de verbandkraag. (A) De katheter wordt ingeklemd tussen lagen van 1 in medische tape en bij de vork waar de twee lumen zich splitsen. (B) Wattenrol wordt om de nek gewikkeld, afwisselend craniaal en caudaal tot aan de lumen. (C) Het elastische zelfklevende verband wordt om de nek gewikkeld met spleten die zijn gesneden om de lumen centraal vast te zetten. (D) De twee lumen worden door het gat in het katheterzakje geregen en het zakje wordt vastgemaakt aan het elastische zelfklevende verband. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 9: Katheterzakje . (A) Bovenkant van het zakje. (B) Bovenste klep (klep 3) opgetild om de middelste klep (klep 2) te laten zien. Het diepe gedeelte van de zak toont de snijrand van Flap 2. (C) Onderkant van het zakje met een gat in de onderste flap (flap 1) om flap 2 te onthullen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 10: Ontwerp en montage van het katheterzakje . (A) Een lange strook elastisch plakband wordt gevouwen om drie flappen van gelijke lengte te creëren, met een resterende losse staart. (B) De staart wordt over het uiteinde van het zakje gevouwen om de blootliggende kleverige plooien vast te zetten. (C) Met de staart aan de bovenkant, zijn de flappen van boven naar beneden genummerd 1-3. Een strook van de lange zijde van de middelste flap (Flap 2) wordt afgesneden om een binnenzak te creëren. (D) Hechtingen worden gebruikt om de flappen samen te voegen volgens de nummers en hechtposities rond het zakje. (E) Er wordt een gat in het midden van flap 3 gesneden. (F) Bovenkant van het zakje. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 11: Uitkomsten van de Hickman-katheter bij varkens. N = 32. Experimentele eindpunten varieerden van 8 tot 132 dagen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Tabel 1: Hickman-katheteruitkomsten en complicaties bij varkens. Afkorting: HC = Hickman katheter. Klik hier om deze tabel te downloaden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Hoewel CVC's een spectrum van functies vervullen in groot dieronderzoek, ontbreekt het in de huidige literatuur aan een consensusbenadering voor veilig en duurzaam gebruik in langetermijnonderzoeken gedurende 30 dagen. De stapsgewijze procedure van dit protocol voor het inbrengen van HC, het vastzetten van de huid en het bewaren in een handgemaakt zakje heeft aanzienlijke aanpassingen ondergaan voor kwaliteitsverbetering. Als zodanig presenteert dit protocol een techniek voor HC-gebruik die efficiënte en effectieve intraveneuze toegang mogelijk maakt, terwijl het dierenwelzijn wordt gewaarborgd en complicaties tot een minimum worden beperkt.
Klinische en onderzoekstoepassingen van dit protocol
Varkens worden gebruikt op veel gebieden van biomedisch onderzoek en het gebruik ervan als preklinische modellen is sinds het begin vande jaren 1980 dramatisch toegenomen. Met name veel anatomische en fysiologische kenmerken van varkens lijken sterk op mensen, waardoor ze een geschikt model zijn voor vele ziekten en een overheersende proefdiersoort voor chirurgische en interventionele protocollen19. Het cardiovasculaire, integumentaire, urine-, spijsverterings- en niersysteem zijn de meest voorkomende modellen bij varkens vanwege de vergelijkende overlappingen met mensen. Varkens zijn een van de belangrijkste modellen voor chirurgische training in laparoscopische en endoscopische technieken, orgaantransplantatie, toxicologie, farmaceutica en beoordeling van biomedische hulpmiddelen 18,20,21,22. De veelzijdigheid van de HC maakt het een hulpmiddel van onschatbare waarde in deze klinische en onderzoeksomgevingen. Ze bieden betrouwbare toegang voor serieel bloedonderzoek en zijn een efficiënt middel voor intraveneuze toediening van vloeistof en medicatie4, waardoor meerdere sedaties worden vermeden die verstorende variabelen in onderzoeken kunnen introduceren en de gezondheid van proefpersonen in gevaar kunnen brengen. Meerdere onderzoeken hebben ook hun nut aangetoond bij het regelmatig controleren van de bloedmedicijnspiegels, zoals tacrolimuswaarden in immunosuppressieprotocollen. Sommige van de varkens die in dit protocol waren opgenomen, hadden HC's voor immunosuppressieve monitoring van het geneesmiddelniveau en intraveneuze toediening van immunosuppressiva en/of immunomodulerende geneesmiddelen bij varkens die gevasculariseerde samengestelde allotransplantatieprocedures (VCA) ondergingen, waaronder een heterotopisch achterpoottransplantatiemodel24, een varkenshemifatievendissectie en transplantatiemodel en een renale autotransplantatiemodel.
Kritieke stappen in het protocol
De juiste lijnlengte en betrouwbare lijnverzorging zijn essentieel om de levensduur van de HC te verlengen. De katheter moet worden doorgesneden op een plaats die een derde van de lengte van het borstbeen bereikt (protocolstap 7.4), omdat kortere lijnen het risico lopen te verschuiven en langere lijnen de wand van het bloedvat kunnen raken. Om de doorgankelijkheid te behouden en verstoppingen te voorkomen, moeten beide lijnen dagelijks worden gespoeld met normale en gehepariniseerde zoutoplossing (protocolstappen 9.2-9.3). De lijnen moeten ook systematisch op kleur worden geïdentificeerd voor elk gebruik om te voorkomen dat de rollen van de rode (bloedafname) en witte (medicatietoediening) lijnen worden verwisseld om schade te voorkomen. Hoge negatieve druk tijdens bloedafname kan bijvoorbeeld de witte lijn doen instorten en stolling veroorzaken, terwijl toediening van geneesmiddelen via de rode lijn ervoor kan zorgen dat het resterende geneesmiddel binnen de lijn of de clave blijft bestaan, waardoor het gemeten geneesmiddelgehalte van afgenomen bloed kunstmatig wordt verhoogd. Ondanks de veilige verbandtechniek die in dit manuscript wordt beschreven, zijn varkens af en toe in staat om toegang te krijgen tot de lijnen en mechanische schade aan te richten, zoals kauwen of krabben. Als een van de lijnen onbruikbaar wordt, moet de disfunctionele lijn veilig worden afgesloten door een dubbele knoop in de lijn na de vork te leggen (om toegang te houden tot de resterende patentlijn) om onbedoeld gebruik of losraken van de blokkade in omloop te voorkomen. De resterende patentlijn kan worden gebruikt om beide lijnrollen tijdelijk te vervullen, maar de disfunctionele lijn moet zo snel mogelijk worden vervangen via een Hickman-reparatieset. Het is ook belangrijk om de lijnen te beschermen door ze na elk gebruik veilig op te bergen in het zakje (protocolstap 8.3.5). Om een goede fixatie van het zakje te garanderen, moet de kraag zowel aan het craniale als aan het staartuiteinde aan de huid worden vastgemaakt (protocolstap 8.3.4) en moet het zakje langs elke rand aan de kraag worden bevestigd (protocolstap 8.3.8). Kapotte hechtingen moeten snel worden vervangen.
Protocoluitdagingen en -oplossingen
HC-gerelateerde complicaties zijn onder meer migratie, verplaatsing en infectie van de centrale lijn. Als het vermoeden bestaat dat de inwendige punt van de katheter distaal is gemigreerd om tegen de rechter atriumwand te drukken, kunnen gewone röntgenfoto's helpen bij het lokaliseren van de katheterpunt. Deze complicatie wordt behandeld met verwijdering en vervanging van de HC met behulp van de contralaterale IJV. Bij de varkens die volgens dit protocol HC's hebben geplaatst, heeft het gebruik van de contralaterale IJV niet geleid tot complicaties met betrekking tot diergezondheid of onderzoeksresultaten. Dit komt waarschijnlijk omdat varkens een robuust intracraniaal en faciaal veneus netwerk hebben dat drainage van de kop via bilaterale externe halsaders mogelijk maakt, terwijl de IJV een relatief kleine bijdrage levert aan de drainage van de kop25,26. In andere gevallen waarin de HC uit zijn chirurgische positie wordt verplaatst als gevolg van het losraken van de katheter of kraagbevestigingen aan de huid, moeten gebroken hechtingen onmiddellijk worden vervangen. Als de onderhuidse manchet de huid verlaat, moet de HC worden vervangen. Wat de infectie van de centrale lijn betreft, kunnen tekenen en symptomen bij varkens lethargie, nieuw begin van hoest, verminderde eetlust, pyrexie, leukocytose en verhoogde of niet-verhoogde petechiën zijn. Tekenen van infectie moeten onmiddellijk worden aangepakt met antibiotica onder leiding van een dierenarts, en kweek van abcesvocht moet worden overwogen als het dier een immunosuppressieve behandeling ondergaat. Het risico op infectie van de centrale lijn wordt verminderd door veilige katheterzakjes te maken, de lijnen regelmatig te ontsmetten en door te spoelen, steriele praktijken toe te passen en waakzaam te zijn bij het identificeren van subtiele of vroege tekenen van HC-disfunctie. Deze omvatten het lekken van lijnen, luchtbellen tijdens bloedafname en toenemende moeilijkheden bij het doorspoelen van lijnen.
Vergelijking met andere CVC-protocollen bij varkens
Percutane methoden voor het verkrijgen van centraal veneuze toegang in de externe halsader (EJV) via palpabele oriëntatiepunten zijn beschreven. Dit biedt het voordeel van een vermindering van verstoring van zacht weefsel en postoperatieve pijn, maar kan leiden tot complicaties, zoals onbedoelde punctie van de halsslagader en hematoomvorming27. In tegenstelling tot percutane modaliteiten, maakt het protocol dat in dit manuscript wordt beschreven directe visualisatie van de doelstructuren mogelijk, wat kan helpen de schade aan nabijgelegen weefsels te verminderen. Hoewel er melding is gemaakt van open procedures voor het canuleren van de EJV28, is de toegang tot diepere structuren zoals de IJV en gedetailleerde richtsnoeren voor plaatsing en probleemoplossing beperkt. Een andere studie maakte gebruik van een vergelijkbare benadering van een paratracheale incisie om toegang te krijgen tot de halsstam, maar gebruikte in plaats daarvan een laparoscopisch zuigapparaat om een onderhuidse tunnel te creëren om de HC te passeren en beschermde het uitwendige gedeelte met een getailleerde jas29. De resultaten van deze studie toonden een hoger infectiepercentage en trombo-embolische complicaties bij varkens met getunnelde HC's in vergelijking met een andere groep met een onderhuidse vasculaire toegangspoort. Hoewel de bron van deze complicaties waarschijnlijk multifactorieel is, heeft het protocol dat in dit manuscript wordt beschreven weinig infectieuze complicaties aangetoond en helpt het mogelijke oorzaken te verminderen door de externe katheter op meerdere punten vast te zetten, een meerlaagse kraag te creëren en een katheterzakje te gebruiken voor lijnbescherming.
Beperkingen
Deze studie vertoont enkele beperkingen. Hoewel het gebruik van drie verschillende varkensstammen het succes van de HC-procedure in een divers cohort aantoont, hebben varkens weinig anatomische variabiliteit en lage percentages afwijkende vasculatuur19. Als zodanig zorgde het gebruik van het sternocleidomastoïde en het borstbeen als chirurgische oriëntatiepunten voor een consistente techniek voor respectievelijk incisie en katheterlengte. De ontwikkeling van een geoptimaliseerde aanpak voor HC-plaatsing, huidbeveiliging en beschermende opslag heeft gedurende meerdere jaren plaatsgevonden, parallel aan op protocollen gebaseerde studies bij varkens. Er zijn opeenvolgende wijzigingen aangebracht als reactie op observatie van dieren en creatieve probleemoplossing. Daarom was een gedetailleerd rapport over mislukte wijzigingen, of het proces waarmee de voorgestelde techniek tot stand kwam, niet opgenomen. Bovendien omvat de data-analyse geen controlevergelijkingsgroep, zoals varkens die een venapunctie ondergingen onder sedatie. Bovendien vereist deze techniek, zoals bij elke procedure, chirurgische ervaring, oefening en passende training van minder ervaren teamleden. De montage van het katheterzakje kan ook onderhevig zijn aan gebruikersfouten. Er zijn gedetailleerde diagrammen opgenomen die tot doel hebben deze techniek effectief te illustreren. Verder, aangezien deze techniek profylactische antibiotica omvat, is het mogelijk niet geschikt voor onderzoeken die zouden worden beïnvloed door toediening van antibiotica. Ten slotte is deze benadering van HC-plaatsing en -resultaten beperkt tot gebruik bij varkens. Deze techniek vertoont mogelijk niet dezelfde werkzaamheid bij andere grote dieren met verschillende anatomieën. Hoewel HC's bij andere diersoorten zijn gebruikt, is verder onderzoek nodig om deze techniek aan te passen aan andere dieren.
Conclusies
De HC is een effectieve methode voor regelmatige bloedcontrole en intraveneuze toediening van geneesmiddelen bij varkens. Deze studie beschrijft onze best practices voor het inbrengen van HC, het vastzetten van de huid en duurzame bescherming die HC-gerelateerde complicaties en dierongemakken minimaliseert. Door jarenlange aanpassing van de techniek en probleemoplossing beschrijft dit protocol een geoptimaliseerde benadering van HC-gebruik bij varkens, met een hoge reproduceerbaarheid en minimale complicaties. Tot slot wordt begeleiding geboden om problemen die zich tijdens de levensduur van de HC kunnen voordoen te voorkomen en op te lossen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Geen van de auteurs heeft een financieel belang in een van de producten, apparaten of medicijnen die in dit manuscript worden genoemd.
Acknowledgments
We willen graag de steun erkennen van het leger, de marine NIH, de luchtmacht, VA en gezondheidszaken met betrekking tot de AFIRM II-inspanning onder toekenning CTA05: W81XWH-13-2-0052 en CTA06: W81XWH-13-2-0053. De U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, is het toekennende en beherende acquisitiekantoor. Meningen, interpretaties, conclusies en aanbevelingen zijn die van de auteur en worden niet noodzakelijkerwijs onderschreven door het ministerie van Defensie. Daarnaast willen we de steun erkennen van het Department of Defense Congressionally Directed Medical Research Programs (CDMRP), Reconstructive Transplantation Research Program (RTRP), door middel van onderscheidingen W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 en W81XWH18-1-0795. We willen ook de afdeling Plastische en Reconstructieve Chirurgie en de Johns Hopkins University School of Medicine erkennen. Daarnaast willen we de hele veterinaire staf bedanken, waaronder Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky en Victoria Manahan.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M.
- Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M.
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C.
- Svendsen, O.
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
