Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

전임상 돼지 모델에서 장기 혈관 접근을 위한 Hickman 카테터 사용

Published: March 31, 2023 doi: 10.3791/65221

Summary

돼지의 장기 혈관 접근을 위한 터널형 Hickman 카테터의 삽입 및 유지를 위한 신뢰할 수 있고 재현 가능한 접근법이 설명됩니다. 중심 정맥 카테터를 배치하면 깨어 있는 동물의 전혈을 매일 편리하게 샘플링하고 약물 및 수액을 정맥 투여할 수 있습니다.

Abstract

중심 정맥 카테터(CVC)는 혈액 모니터링, 신뢰할 수 있는 정맥 주사액 및 약물 투여를 포함한 광범위한 의료 응용 분야를 용이하게 하기 때문에 대규모 동물 연구에서 매우 중요한 장치입니다. 특히, 터널링된 다중 루멘 Hickman 카테터(HC)는 낮은 박리율과 합병증 발생률로 인해 돼지 모델에 일반적으로 사용됩니다. 다른 CVC에 비해 합병증이 적음에도 불구하고 HC 관련 이환율은 진행 중인 연구를 크게 지연시키거나 부정적인 영향을 미칠 수 있기 때문에 상당한 문제를 야기합니다. HC의 적절한 삽입 및 유지는 이러한 합병증을 예방하는 데 가장 중요하지만 모범 사례에 대한 합의는 없습니다. 이 프로토콜의 목적은 HC 관련 합병증 및 이환율을 완화하는 돼지에서 터널링된 HC의 삽입 및 유지를 위한 접근 방식을 포괄적으로 설명하는 것입니다. >100마리의 돼지에서 이러한 기술을 사용한 결과 최대 8개월까지 합병증이 없는 특허 라인을 얻을 수 있었고 카테터와 관련된 폐사나 복부 수술 부위의 감염이 없었습니다. 이 프로토콜은 HC의 수명을 최적화하는 방법과 사용 중 문제에 접근하기 위한 지침을 제공합니다.

Introduction

환자 치료에서 중심정맥 카테터(CVC)의 필수적인 역할은 편의성, 우수한 안전성 프로파일 및 다양성 덕분입니다1. CVC의 기능에는 전체 비경구 영양, 조혈모세포 이식, 혈장분리술/성분채집술, 효율적인 수액, 혈액 또는 병약 투여에 대한 신뢰할 수 있는 접근이 포함됩니다2. 수의학에서 CVC는 반복적인 정맥 천자 없이 자극성 약물과 혈액 샘플링을 빠르게 희석 하여 동물의 불편함을 최소화합니다3. 광범위한 응용 분야에도 불구하고 대형 동물 연구에서 CVC를 사용하는 것은 여전히 몇 가지 상당한 문제를 야기합니다4.

가이드와이어 또는 유도 카테터를 통한 경피적 CVC 삽입은 비수의학 연구자, 특히 심부 정맥 구조를 가진 동물에서 어려울 수 있다5. 부적절한 CVC 설치 기술은 부주의하게 인근 구조물에 배치되는 결과를 초래할 수 있으며, 초음파 유도 배치 또는 위치 결정의 시술 후 방사선 촬영이 필요할 수 있다(6). 그러나 인간 수술실에 비해 초음파는 많은 대형 동물 연구 실험실에서 쉽게 사용할 수 없습니다. 또한, 유치 카테터를 장기간 사용하면 동물에 의한 라인 꼬임, 천공, 감염 또는 탈출이 발생할 수 있으며, 적시 치료, 임상 모니터링 및 연구 성과가 중단될 수 있습니다 4,7. CVC를 교체하려면 자재 조달, 수술 일정, 금식 시간 및 방사선 사진 접근을 포함한 추가 자원이 필요합니다. 따라서 CVC 관련 합병증은 특히 돼지의 경우 상당한 기술적, 재정적 장벽을 초래하거나 생산적인 중개 연구에 지장을 줄 수 있습니다. 음식이나 배설물에 의한 오염, 케이지 벽을 긁는 것, 자극 부위를 걷어차는 것은 CVC를 손상시킬 수 있으며, CVC 관련 합병증의 위험은 장기간 사용으로 인해 증폭됩니다. 따라서 돼지에서 CVC를 안전하고 복잡하지 않게 유지하려면 CVC 선택, 배치, 고정, 보호, 위생 및 감시를 신중하게 고려해야 합니다.

이 프로토콜에 사용된 히크만 카테터(HC)는 폴리에스테르 커프와 1-3루멘을 가진 터널형 CVC로, 인간과 동물의 장기 정맥 접근에 일반적으로 사용됩니다 1,4,8,9. 터널형 카테터 접근법은 터널링되지 않은 변형에 비해 합병증 발생률 및 유지 관리 비용이 낮다는 것이 밝혀졌다10,11,12. 커프는 피부 출구 부위를 둘러싼 피하 조직에 통합되어 HC 박리를 줄입니다. 다중 루멘 설계는 또한 약물 투여와 채혈을 분리할 수 있어 혈액 샘플 오염 및 부정확성을 최소화합니다. 그럼에도 불구하고 HC 사용에는 골절, 이동, 폐색 및 감염이 가장 흔한 어려움이 있습니다13,14,15,16. 따라서 HC의 적절한 설치 및 유지보수는 중개 연구에 사용될 때 필수적인 기술입니다. 그러나, 현재의 문헌은 장기 임상시험 돼지에 HC를 사용하기 위한 모범 사례에 대한 지침을 거의 제공하지 않는다 5,6,17.

이 연구의 목적은 돼지의 장기적인 카테터 관련 합병증과 불편함을 최소화하는 내부 경정맥(IJV)에 HC 삽입, 피부 고정 및 내구성 있는 보호를 위한 최적화된 접근 방식을 설명하는 것입니다. HC 사용에 대한 중요한 고려 사항, 발생할 수 있는 잠재적 문제 및 이 접근 방식의 품질을 개선할 수 있는 수정 사항에 대한 설명이 포함되어 있습니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

모든 동물 시술은 존스 홉킨스 대학 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)에서 승인한 동물 프로토콜에 따라 수행되었습니다. HC 배치를 받는 수컷 및 암컷 돼지 균주에는 매사추세츠 종합병원(MGH) 돼지 군락의 미니어처 돼지, 유카탄 돼지 및 농업 공급업체의 요크셔 교배 돼지(20-40kg)가 포함됩니다. 돼지는 HC를 배치했을 때 3-10 개월 된 생후 다양했습니다. HC는 동물의 실험 절차와 관련하여 언제든지 배치될 수 있습니다. 그러나 기준 혈액 값을 수집할 수 있도록 미리 배치하는 것이 좋습니다. 또한 실험적 조작을 하기 전에 돼지에게 최소 1주일의 적응 기간을 주는 것이 좋습니다.

1. 수술 전 계획

  1. 수술 전에 수의사가 모든 동물에 대한 철저한 임상 평가를 수행하도록 하십시오.
  2. 시술 최소 12시간 전에 동물을 금식시키십시오(고형 음식 금지). 항상 물을 제공 하십시오. 통제된 약물 투여를 위해 동물의 무게를 잰다.
  3. 수술 당일, 케타민(20-30mg/kg)과 자일라진(2-3mg/kg)을 하나의 주사기에 섞어 동물을 진정시킵니다. 필요한 경우 진정제(케타민 및 자일라진)를 천천히 정맥 주사로 투여합니다[IV]. 마취 상태에서 건조를 방지하기 위해 눈에 멸균 안과 연고를 사용하십시오.
  4. 변연부 귀 정맥에 정맥 카테터를 삽입하고 시술 내내 0.9% 식염수 또는 젖산 링거 용액(LRS)의 5-10mL/(kg∙h)의 유지 유체를 투여합니다.
  5. 동물이 등쪽 누운 상태일 때 적절한 크기의 기관내 튜브를 놓고 마취 기계에 연결하고 손 환기를 합니다(1-2 L O2/min으로 0.5-3%의 이소플루란으로 유지).
  6. 선제적 진통제(0.02mg/kg 부프레노르핀 IV) 투여; 필요에 따라 수술 중 부프레노르핀을 추가로 투여합니다. 수술 시작 10분 전에 예방적 항생제(20-22mg/kg 세파졸린 IV)를 투여하고 수술 중 90분마다 다시 투여합니다. 수술 시작 전에 프로토닉스(0.5-1.0mg/kg IV)와 구연산제 마로피탄트(1mg/kg IV)를 한 번 투여합니다.
  7. 중심 정맥 카테터를 삽입하는 부위 역할을 할 복부 및 등쪽 목을 면도합니다. 클로르헥시딘 스크럽을 사용하여 수술 부위의 예비 준비를 수행합니다.
  8. 돼지가 수술 마취제의 적절한 평면 내에 있는지 확인하십시오. 구개와 턱 긴장도를 테스트하여 마취 깊이를 평가합니다. 필요한 경우 흡입제 마취제를 늘리거나 추가 진정제(예: 케타민) IV를 천천히 투여하여 효과를 봅니다.
  9. 돼지를 수술대로 옮깁니다.

2. 수술 중 모니터링

  1. 유지 마취 상태에서 심박수 및 심전도, 비침습적 혈압, 맥박 산소 측정, 카프노그래피, 식도 또는 직장 온도를 지속적으로 모니터링하여 최소 15분마다 기록합니다.
    1. 사지나 꼬리의 혈압 커프를 통해 비침습적으로 혈압을 모니터링합니다.
    2. 호흡 및 흡입제 마취 투여를 보다 정확하게 조절하기 위해 인공호흡기를 사용하십시오. 인공호흡기 매개변수의 경우 일회 호흡량이 5-10mL/kg 범위인지 확인하십시오. 동물의 마취 깊이에 반응하여 절차 전반에 걸쳐 호흡수를 조정합니다. 최대 압력 한계를 20mmHg로 설정합니다.
  2. 저체온증을 방지하기 위해 작동 내내 온도 조절이 가능한 따뜻한 공기 담요나 패드를 사용하십시오.

3. 수술 준비

  1. 최소 2명(외과 의사 및 조수)을 불임으로 지정하고 최소 2명(순환기 및 마취의)을 비멸균 상태로 지정합니다.
  2. 전신 마취 상태에서 돼지를 복부 누운 상태로 수술대에 놓고 다리를 고정하여 안정화시킵니다(그림 1).
  3. 클로르헥시딘과 70% 에탄올을 번갈아 가며 3회 문지른 후 최소 10분 동안 피부 표면에 이온단을 바르는 무균 상태로 수술 부위를 준비합니다. 다음 두 가지 영역에 대한 멸균 준비를 수행합니다.
    1. 복부 쪽에서는 하악의 각도에서 흉골 중앙까지 확장되고 흉쇄유돌근의 측면 경계까지 양측으로 확장됩니다. 멸균 준비가 된 구역의 경계를 따라 멸균 수건을 놓습니다.
    2. 등쪽에서 배외측 목 동측을 목표 IJV에 준비합니다. 멸균 수건을 등쪽 목 아래와 등쪽 필드 위에 놓아 복부 영역에서 작업하는 동안 무균 상태를 유지합니다.
  4. 돼지 위에 멸균 드레이프를 놓습니다. 드레이프에서 직사각형 영역을 잘라 복부 필드를 노출시킵니다.
  5. 별도의 멸균 드레이프 테이블에서 이중 루멘 HC를 긴 도입기 조각에 연결합니다.
    1. 각 루멘 라인의 끝에 있는 루어 잠금 어댑터에 클래브를 나사로 고정합니다(너비: 빨간색, 좁음: 흰색). 빨간색과 흰색 선을 0.9% 식염수 10mL로 씻어냅니다. 그런 다음 두 줄을 모두 고정합니다.

4. 내부 경정맥 식별 및 준비

  1. 복부 필드에서 기관과 흉쇄유돌돌기의 내측 경계 사이를 4cm 절개합니다(그림 2). 판골을 나누고 결합 조직을 절개하여 흉쇄유돌근의 측면 경계에 있는 IJV를 밝힙니다.
  2. 3-4 코팅 및 꼰 비흡수성 봉합사 타이로 가지를 나누어 IJV의 4-0cm를 분리합니다. 주변 결합 조직에서 원주방향으로 절개합니다. 카테터 삽입 중에 IJV를 매달고 안정화하기 위해 두 개의 코팅 및 편조 비흡수성 봉합사를 만듭니다(그림 3).
    1. IJV의 두개골 끝에서 코팅되고 꼰 비흡수성 봉합사 넥타이를 혈관 아래에 두 번 통과시켜 주위에 고리를 만듭니다.
    2. IJV의 꼬리 끝에서 코팅되고 꼰 비흡수성 봉합사 넥타이를 혈관 아래에 한 번 통과시켜 슬링을 만듭니다.
  3. 봉합사 넥타이에서 견인력을 해제하십시오. 멸균 식염수를 적신 거즈를 수술 부위에 넣어 혈관을 보호하고 넥타이 위치를 유지합니다.

5. 카테터 출구 부위 준비

  1. 비수술적 측면을 향한 측면 기울기를 통해 돼지의 위치를 변경하여 동측 등쪽 수술 필드를 노출시킵니다. 팔다리를 다시 고정합니다(그림 4).
  2. #10 블레이드 메스를 사용하여 원하는 카테터 출구 부위의 피부에 0.5cm(척추 옆 3cm, 꼬리 부분 5cm)에 구멍을 뚫습니다(그림 5).

6. 카테터의 도입 및 터널링

  1. 복부 필드에서 젖은 거즈를 제거하고 분리된 IJV 세그먼트를 다시 식별합니다. 카테터를 피하로 삽입할 표적 진입 부위를 선택합니다. 이것이 IJV와 같은 깊이, 흉쇄유돌근보다 더 깊은, 그리고 두 개의 코팅 및 편조 비흡수성 봉합사 사이에 있는지 확인합니다(그림 6).
    알림: 피하 패턴에는 봉합사 매듭이 피부 아래에 묻혀 있어야 합니다. 깊은 피부 봉합사는 안정성과 유지를 보장하기 위해 여러 번 매듭을 짓기 때문에 때때로 원하는 것보다 더 큰 공간을 차지하고 피부를 통해 노출될 수 있습니다. 이 작은 노출 부위는 크게 문제가 되지 않으며, 이 작은 노출 부위에도 불구하고 피부는 적절하게 치유되어야 합니다.
  2. 주로 사용하는 손은 등쪽 수술 필드에 놓고 주로 사용하지 않는 손은 복부 수술 영역에 놓습니다. 등쪽 수술 분야에서 HC 도입기를 잡습니다. 카테터의 나머지 길이를 멸균장 위의 공기 중에 매달아 놓습니다.
  3. 주로 사용하는 손으로 입구를 출구 천자 부위에 삽입하고 장치 끝이 복부 필드에서 주로 사용하지 않는 손을 향하도록 합니다.
  4. 유도기의 끝을 표면과 내측으로 밀어 지방 조직을 통해 카테터를 터널링하고 주로 사용하지 않는 손으로 팁이 나오는 것을 느낍니다. 팁이 표적 진입 부위에 나오면 메인 라인의 커프가 등쪽 필드의 피부 표면 바로 아래에 올 때까지 피하 터널을 통해 주입기와 카테터를 당깁니다.
  5. 선에서 소개자를 잘라냅니다. 복부 수술 부위의 젖은 거즈를 교체합니다.

7. 카테터 삽입

  1. 돼지를 누운 자세로 재배치하십시오. 팔다리를 다시 고정하고, 멸균 장갑을 교체하고, 복부 수술 부위에서 거즈를 제거합니다.
  2. Clamp 두개골 및 꼬리 코팅 및 편조 비흡수성 봉합사 타이의 끝. CL을 놓으십시오ampIJV 세그먼트가 약간 올라가도록 커튼에 s.
  3. 카테터의 끝을 돼지 흉골 길이의 1/3까지 닿을 수 있는 길이로 자릅니다.
    알림: 라인의 파편화나 막힘을 방지하기 위해 라인에 수직인 단일 절단으로 팁을 가로질러 카테터 팁의 조작을 최소화합니다. 삽입된 HC는 우심방의 두개골 바로 옆에 있는 상대정맥 내에 있어야 합니다(그림 7).
  4. Adson-Brown 겸자를 사용하여 분리된 IJV 세그먼트의 중간을 잡습니다. 같은 지점에서 구부러진 Metzenbaum 가위로 용기의 중간을 자릅니다.
  5. Adson-Brown 겸자로 IJV 세그먼트를 고정하면서 정맥 픽을 혈관의 꼬리 세그먼트에 삽입합니다(그림 6). 두개골 봉합사 타이의 장력을 유지하면서 카테터 끝을 혈관에 꼬리 방향으로 삽입하고 끼웁니다. 카테터가 완전히 삽입되면 꼬리 봉합사를 한 번 매듭을 지어 HC를 임시로 고정합니다.
  6. 0.9% 생리식염수 3-5mL를 사용한 후 100 USP 단위/mL 헤파린 식염수 5mL를 사용하여 채혈 및 플러시를 통해 멸균 필드 외부에서 두 라인의 개통을 테스트합니다.
  7. 개통이 확인되면 꼬리 봉합사를 한두 번 더 매듭을 지어 정맥 카테터 주위의 원위 IJV 세그먼트를 고정합니다. 두개골 봉합사를 한 번 매듭을 지어 IJV 분절의 혈류를 차단합니다.
  8. 복부 수술 부위를 여러 겹으로 닫습니다: 3-0 편조 흡수성 봉합사를 사용한 판자형 단순 단속 봉합사와 3-0 모노필라멘트 흡수성 봉합사를 사용한 피하 달리기 봉합사.

8. 카테터 고정

  1. 돼지의 드레이프를 풀고 등쪽 누운 자세로 위치를 변경합니다. 팔다리를 다시 고정합니다.
  2. 카테터 분리를 방지하기 위해 HC를 동물의 피부에 3개 이상 고정합니다(그림 8).
    1. HC가 "U"자 모양을 형성하도록 방향을 지정합니다.
    2. 점 식별: 첫 번째 지점이 출구 부위에서 2cm 이내에 있고, 두 번째 지점이 빨간색과 흰색 선이 분기되는 카테터의 갈래 부분 위에 있고, 세 번째 지점이 처음 두 점 사이의 "U" 상단에 있는지 확인합니다.
    3. 각 지점에서 카테터 위에 ~3cm 크기의 1인치(인치) 의료용 테이프를 붙여서 양쪽에 날개를 만듭니다. 0 합성, 모노필라멘트, 비흡수성 폴리프로필렌 봉합사를 사용하여 단일 단순 단속 봉합사를 통해 각 날개를 피부에 고정합니다. 갈래 부분의 두 번째 지점에서 두 선 사이의 틈을 통해 단일 중단 봉합사를 추가하고 매듭이 자극을 방지하기 위해 테이프 위에 놓여 있는지 확인합니다.
      알림: 등쪽 목 천자 부위의 크기에 따라 크기를 줄이고 부주의한 카테터 변위의 위험을 최소화하기 위해 간단한 중단 봉합사를 배치할 수 있습니다. 카테터 주위의 커프가 피하로 유지되는지 확인합니다.
    4. 0.9% 생리식염수 10mL와 헤파린화 식염수 10mL를 사용하여 채혈 및 세척을 통해 멸균 필드 외부의 흰색 및 빨간색 라인의 개통을 테스트합니다.
  3. 보호 칼라를 만듭니다.
    1. 면 패딩으로 4를 목에 걸고 다음과 같은 방법으로 3-4 번 감습니다.
      1. 왼쪽 두개골 모서리의 등쪽 목에서 시작하여 오른쪽 꼬리 모서리를 향해 대각선으로 감싸고 빨간색과 흰색 선의 위 또는 아래로 이동합니다. 왼쪽 꼬리 모서리를 향해 목 아래를 감쌉니다. 오른쪽 두개골 모서리를 향해 대각선으로 감싸고 빨간색과 흰색 선의 위 또는 아래를 감싼 다음 왼쪽 두개골 모서리의 시작점까지 감쌉니다. 각 후속 랩에서 빨간색과 흰색 선의 위와 아래를 번갈아 가며 이동합니다.
        알림: 칼라는 HC의 피부 부착 부위와 메인 라인을 완전히 덮어야 합니다. 빨간색과 흰색 선만 생략하고 액세스할 수 있어야 합니다.
    2. 면 패딩과 같은 방식으로 목에 탄성 접착 테이프로 3 또는 4를 감습니다(8.4.1단계). 붕대가 선을 덮는 경우 붕대에 슬릿을 만들어 선을 수용합니다.
      알림: 이 층을 너무 꽉 감싸지 않도록 주의하십시오 - 손가락은 보호 칼라 아래로 원주방향으로 쉽게 미끄러질 수 있어야 합니다.
    3. 0 합성, 모노필라멘트, 비흡수성 폴리프로필렌 봉합사를 사용하여 붕대 끝의 각 모서리를 아래 층에 봉합하여 위치를 유지합니다.
    4. 0 합성, 모노필라멘트, 비흡수성 폴리프로필렌 봉합사를 사용하여 두개골과 꼬리 끝 양쪽의 척추 기둥 측면에 수평 매트리스 봉합사를 묶어 칼라를 피부에 고정합니다. 매듭이 붕대 위에 있는지 확인하십시오.
    5. 빨간색과 흰색 선을 보호하고 보관하기 위해 카테터 파우치를 만듭니다(그림 9).
      1. 길이 ~ 100cm, 너비 ~ 7.5cm의 탄성 접착 테이프를 자릅니다.
      2. ~16cm 테이프 세그먼트를 측정합니다. 접착면이 서로 마주 보도록 테이프를 접어 두 겹의 테이프로 16cm 플랩을 만듭니다. 나머지 테이프를 사용하여 이 과정을 두 번 더 반복하여 "W"자 모양으로 길이가 같은 세 개의 플랩을 만듭니다(그림 10).
      3. 나머지 테이프 꼬리를 세 개의 플랩 가장자리 위로 접습니다. 꼬리가 위쪽을 향하도록 플랩을 위에서 아래로 1-3번 넘깁니다. 꼬리 가장자리에서 시작하여 시계 방향으로 이동하면서 측면 번호를 1-4로 매깁니다.
      4. 측면 4의 양쪽 끝에서 2cm를 제외하고 플랩 1에서 세로 슬라이버를 제거합니다. 은색의 너비가 ~1cm인지 확인합니다.
      5. 0 코팅 및 편조 비흡수성 봉합사를 사용하여 러닝 봉합사 수행: 측면 4에 플랩 1과 3을 함께 꿰매고, 측면 3에 플랩 1, 2, 3을 함께 꿰매고, 측면 2에 플랩 1과 2를 함께 꿰매십시오. 플랩 1의 중앙을 통해 2cm 구멍을 자릅니다.
    6. 플랩 1이 아래를 향하도록 하여 선이 칼라에서 나오는 지점에 구멍을 맞추고 입구가 꼬리가 되도록 파우치의 방향을 맞춥니다. 파우치가 정중선에 있거나 등쪽 목의 약간 측면에 있는지 확인하십시오.
    7. 플랩 1의 구멍을 통해 빨간색과 흰색 선을 당깁니다. 플랩 3이 위를 향하도록 하여 플랩 1과 2 사이에 선이 평평하게 놓여 있는지 확인합니다(그림 8).
    8. 0 합성 모노필라멘트, 비흡수성 폴리프로필렌 봉합사를 사용하여 각 모서리와 각 가장자리의 중간에 간단한 단속 봉합사로 파우치를 칼라에 고정합니다. 피부를 통해 봉합하지 마십시오.

9. 수술 후 관리

  1. 마취에서 회복된 후 돼지를 홈 케이지로 돌려보냅니다. 돼지는 씹는 특성이 있기 때문에 동종 돼지가 카테터를 제거하는 것을 방지하기 위해 돼지를 단독으로 수용해야 합니다. 다른 돼지 옆에 기르는 경우 케이지 사이에 카테터를 씹지 않도록 장벽을 설치하십시오.
  2. 수술 직후 기간 동안 적어도 매일 동물의 통증, 감염 및 치유 징후를 모니터링하십시오. 호흡수, 심박수, 체온, 에너지, 식욕 및 물 섭취량은 이 기간 동안 좋은 건강 지표입니다. 통증 징후가 나타나면 진통제를 추가로 투여합니다(예: 48시간마다 0.12mg/kg 부프레노르핀 서방형[SR] LAB). 수술 후일(POD)부터 매일 카테터 유지 관리(10단계)와 수술 부위 육안 검사를 수행합니다 1.
    참고: 이 Hickman 카테터 삽입 기술을 채택하기로 선택한 연구원은 다중 모드 진통제로 이 절차를 수정할 수 있습니다. 그러나, NSAIDs는 실험 디자인의 다른 성분에 따라서 학문 결과를 바꾸지도 모릅니다. 진통 요법을 계획하기 전에 이것을 고려해야 합니다.
  3. 카테터의 수술 부위가 치유되면 동물에 대한 유지 관리 모니터링 점검을 수행합니다: 매주 체중을 측정하고 매일 카테터 유지 관리 중에 육안 검사를 수행합니다. 식욕 감소나 에너지 감소와 같은 감염 징후가 나타나면 수의사와 상담하십시오. 완전한 혈구 수가 필요한 경우 빨간색 선에서 혈액을 채취하십시오.
    참고: 호중구증가증을 특징으로 하는 백혈구 증가증은 감염된 동물에서 종종 관찰됩니다.

10. 카테터 유지 관리

  1. 더 넓은 빨간색 선은 채혈 전용으로, 좁은 흰색 선은 약물 투여 전용으로 지정합니다. 항상 장갑을 낀 손으로 카테터를 다루십시오.
    참고: 이러한 역할은 연구 설계에 따라 다를 수 있습니다.
  2. 다음과 같이 개통을 평가하고 응고를 방지하기 위해 빨간색(지정된 채혈) 라인을 매일 세척하십시오.
    1. 무균 기술 사용: 각 단계 사이에 알코올 패드로 클레이브와 주사기 팁을 닦습니다. 클레이브 또는 주사기가 멸균되지 않으면 계속하기 전에 오염된 물질을 교체하십시오.
    2. 0.9% 식염수 1mL를 라인에 넣습니다. 혈전이 라인에서 동물로 밀려나는 것을 방지하기 위해 과도한 힘 없이 액체를 씻어낼 수 있는지 확인하십시오.
    3. 2mL의 액체를 뒤로 당깁니다. 뒤로 당겨진 액체가 검붉은 피인 것을 관찰하여 라인 개통성을 확인합니다.
    4. 채혈이 필요한 경우 빈 주사기를 부착하여 적절한 양의 혈액을 다시 채취합니다.
      알림: 과도한 혈액을 채취하면 혈액 손실을 줄이기 위해 라인을 통해 혈액을 뒤로 밀어 동물에게 되돌릴 수 있습니다. 이것은 혈액이 들어 있는 주사기를 무균 기술을 사용하여 계속 취급하는 경우에만 수행해야 합니다. 오염된 혈액을 중앙선에 다시 넣지 마십시오.
    5. 5mL의 100 USP/mL 헤파린 처리 식염수 또는 전체 라인을 세척하는 데 필요한 양으로 라인을 세척합니다. Clamp 라인. 라인이 꼬이거나 매듭이 생기지 않도록 주의하면서 라인을 보호 파우치에 다시 넣습니다.
  3. 다음과 같이 개통을 평가하고 응고를 방지하기 위해 흰색(설계된 약물 투여) 라인을 매일 세척하십시오.
    1. 무균 기술 사용: 각 단계 사이에 알코올 패드로 클레이브와 주사기 팁을 닦습니다. 클레이브 또는 주사기가 멸균되지 않으면 계속하기 전에 오염된 물질을 교체하십시오.
    2. 0.9% 식염수 1mL를 라인에 넣습니다. 혈전이 라인에서 동물로 밀려나는 것을 방지하기 위해 과도한 힘 없이 액체를 씻어낼 수 있는지 확인하십시오.
    3. 이 라인을 사용하여 약물별 속도와 희석으로 약물을 투여합니다. 약물 사이에 0.9% 식염수 1-3mL로 라인을 씻어냅니다.
    4. 5mL의 100 USP/mL 헤파린 처리 식염수 또는 전체 라인을 세척하는 데 필요한 양으로 라인을 세척합니다. Clamp 라인. 라인이 꼬이거나 매듭이 생기지 않도록 주의하면서 라인을 보호 파우치에 다시 넣습니다.
  4. 쇄골에 기능 장애, 파손 또는 혈액, 음식 또는 대변으로 인한 명백한 오염의 징후가 있는지 매일 확인하십시오. 그렇다면 즉시 클레이브를 교체하십시오. 매일 Hickman 파우치와 보호 칼라를 육안으로 검사하여 8.2 및 8.3단계에서 배치한 봉합사가 손상되지 않았는지 확인합니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

100마리 이상의 돼지가 우리 실험실에서 HC 삽입에 성공했습니다. HC는 외과의, 보조원, 서큘레이터 및 마취사와 함께 1시간 이내에 안전하고 정확하게 배치하고 고정할 수 있습니다. 카테터 파우치는 만드는 데 약 15-20분이 걸립니다. 이 기술은 간단하고 가르치기 쉬우며 수의사, 외과 레지던트 및 의대생이 감독 지시에 따라 수행했습니다.

HC는 최대 8개월 동안 합병증이나 재수술 없이 제자리에 남아 있습니다. 종점이 8일에서 132일 사이인 32마리의 돼지로 구성된 최근 대표 코호트에서 HC의 78.13%가 실험 종점까지 특허를 유지했습니다(그림 11). 안락사 및 진단적 부검이 필요한 임상적 징후가 있는 돼지 중 HC는 혈전, 파편 또는 감염 징후 없이 IJV에 올바르게 배치된 것으로 기록되었습니다. 중재가 필요한 합병증 발생률은 보통이었는데, HC의 9.38%는 30일 전에 제거 또는 교체가 필요했고, 12.5%는 30일 또는 그 이후에 제거 또는 교체가 필요했다. 또한 HC의 9.38%는 진정 상태에서 원래 HC에 대한 작은 수리가 필요했습니다(그림 11). 라인 손상의 원인이 항상 밝혀진 것은 아니지만 변위, 펑크 및 내부 막힘이 원인으로 확인되었습니다(표 1). 시기적절한 라인 수리 및 교체는 연구 데이터 수집에 큰 방해 없이 100% 기능적 성공률을 입증했습니다. 중심선 감염이 의심되는 경우, 돼지는 더 이상의 합병증 없이 즉시 적절한 치료를 받았습니다. 돼지에서 HC 관련 폐사는 없었습니다.

Figure 1
그림 1: 복부 누운 자세에 위치한 동물. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 2
그림 2: 내부 경정맥을 노출하기 위해 피부와 판상종을 통한 복부 절개. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 3
그림 3: 내부 경정맥 접근 . (A) 흉쇄유반을 드러내는 판상(platysma)의 절개. (B) 흉쇄유돌기의 내측과 흉골의 외측에 있는 내부 경정맥. (C) 코팅 및 편조 비흡수성 봉합사 타이는 IJV의 고립된 부분의 꼬리 및 두개골 끝에 위치합니다. (D) 젖은 거즈를 절개부에 배치하여 혈관을 보호하고 돼지의 위치를 변경하는 동안 코팅 및 편조 비흡수성 봉합사 위치를 유지합니다. 약어: SCM = sternocleidomastoid; IJV = 내부 경정맥; SH = 흉골. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 4
그림 4: 등쪽 카테터 출구 부위와 복부 절개 부위에 모두 접근할 수 있도록 옆으로 기울어진 동물. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 5
그림 5: 카테터 출구 부위 역할을 하기 위해 피부를 관통하는 등쪽 천공. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 6
그림 6: 카테터 배치. (A) 배외측 경부의 카테터 출구 부위에서 표적 IJV에 대한 동측 피부의 천공. (B) IJV 측면의 수술 부위에 들어가는 카테터. (C) 정맥 픽을 사용하여 IJV의 말단부에 카테터를 삽입합니다. (D) 정맥은 카테터 주위에 원위부로 고정되고 근위 분절은 코팅되고 꼰 비흡수성 봉합사 넥타이로 막힙니다. (E) platysma의 폐쇄. (F) 피부의 폐쇄. 약어: IJV = 내부 경정맥. 참고로, 보안을 위해 광범위하게 매듭이 있는 깊은 등쪽 봉합사가 폐쇄를 통해 돌출될 수 있습니다. 이것은 상처 치유를 방해해서는 안됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 7
그림 7: Hickman 카테터 배치의 측면 방사선 사진. 화살표는 오른쪽 아트리움 위의 올바른 위치를 보여줍니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 8
그림 8: 카테터와 붕대 칼라의 고정. (A) 카테터는 의료용 테이프로 된 1개의 층 사이와 두 루멘이 갈라지는 포크에 끼워져 있습니다. (B) 면봉은 목에 감겨 두개골과 꼬리를 번갈아 가며 루멘으로 감쌉니다. (C) 탄성 접착 붕대는 루멘을 중앙에 고정하기 위해 절단된 슬릿으로 목을 감쌉니다. (D) 카테터 파우치의 구멍을 통해 2루멘을 묶고 파우치를 탄성 접착 붕대에 고정합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 9
그림 9: 카테터 파 우치. (A) 파우치 상단. (B) 상단 플랩(플랩 3)을 들어 올려 중간 플랩(플랩 2)을 표시합니다. 포켓의 깊은 부분은 플랩 2의 절단된 가장자리를 보여줍니다. (C) 하단 플랩(플랩 1)에 구멍이 있어 플랩 2가 드러나는 파우치 하단. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 10
그림 10: 카테터 파우치의 설계 및 조립 . (A) 탄성 접착 붕대 테이프의 긴 스트립을 접어 동일한 길이의 세 개의 플랩을 만들고 잔류 느슨한 꼬리를 만듭니다. (B) 노출된 끈적끈적한 주름을 고정하기 위해 꼬리를 파우치 끝 위로 접습니다. (C) 꼬리가 위에 있는 상태에서 플랩은 위에서 아래로 1-3번 번호가 매겨집니다. 중간 플랩(플랩 2)의 긴 가장자리 스트립을 잘라 이너 포켓을 만듭니다. (D) 봉합사는 주머니 주변의 수와 봉합사 위치에 따라 플랩을 결합하는 데 사용됩니다. (E) 플랩 3의 중간에 구멍이 뚫려 있습니다. (F) 파우치 상단. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

Figure 11
그림 11: 돼지의 Hickman 카테터 결과. N = 32입니다. 실험 종점은 8일에서 132일 사이였습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

표 1: 돼지의 Hickman 카테터 결과 및 합병증. 약어: HC = Hickman 카테터. 이 표를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

CVC는 대동물 연구에서 다양한 기능을 수행하지만, 현재 문헌에는 30일 이상의 장기 임상시험에서 안전하고 지속 가능한 사용에 대한 합의된 접근 방식이 부족합니다. 이 프로토콜의 HC 삽입, 피부 고정 및 수제 파우치 보관을 위한 단계적 절차는 품질 향상을 위해 상당한 조정을 거쳤습니다. 따라서 이 프로토콜은 동물 복지를 보장하고 합병증을 최소화하면서 효율적이고 효과적인 정맥 주사를 가능하게 하는 HC 사용 기술을 제시합니다.

이 프로토콜의 임상 및 연구 응용
돼지는 생물 의학 연구의 많은 분야에서 사용되며, 1980 년대 초반부터 전임상 모델로서의 사용이 급격히 증가했습니다18. 특히, 돼지의 많은 해부학적 및 생리학적 특성은 인간과 매우 유사하여 많은 질병에 적합한 모델이며 수술 및 중재적 프로토콜에 대한 지배적인 실험 동물 종입니다19. 심혈관계, 외피계, 비뇨계, 소화계, 신장계는 인간과 비교적 겹치기 때문에 돼지에서 가장 흔한 모델입니다. 돼지는 복강경 및 내시경 기술, 장기 이식, 독성학, 약학 및 생물 의학 기기 평가에 대한 외과 교육의 주요 모델 중 하나입니다 18,20,21,22. HC의 다양성은 이러한 임상 및 연구 환경에서 매우 귀중한 도구입니다. 이는 연속적인 혈액 검사에 대한 신뢰할 수 있는 접근을 가능하게 하며, 정맥 주사 및 약물 투여의 효율적인 수단이다.4 이는 연구에 혼란스러운 변수를 도입하고 피험자의 건강을 해칠 수 있는 다중 진정제를 피한다. 또한 여러 연구에서 면역억제 프로토콜의 타크로리무스 수치와 같은 혈액 약물 수치를 정기적으로 모니터링하는 데 유용하다는 것이 입증되었습니다23. 이 프로토콜에 포함된 돼지 중 일부는 이종성 뒷다리 이식 모델24, 돼지 반얼굴 이식편 박리 및 이식 모델, 신장 자가이식 모델을 포함하여 혈관화 복합 동종 이식(VCA) 절차를 받는 돼지에서 면역억제제 수준 모니터링 및 면역억제제 및/또는 면역조절제의 정맥 투여를 위한 HC를 가지고 있었다.

프로토콜의 중요한 단계
적절한 라인 길이와 신뢰할 수 있는 라인 관리는 HC의 수명을 연장하는 데 필수적입니다. 카테터는 흉골 길이의 1/3에 도달하는 지점(프로토콜 단계 7.4)을 절단해야 하며, 짧은 줄은 변위의 위험이 있고 긴 줄은 혈관 벽에 부딪힐 위험이 있습니다. 개통을 유지하고 막힘을 방지하려면 두 라인을 매일 일반 및 헤파린 화 식염수로 씻어내야 합니다(프로토콜 단계 9.2-9.3). 또한 손상을 방지하기 위해 빨간색(채혈) 및 흰색(약물 투여) 라인의 역할이 바뀌지 않도록 매번 사용하기 전에 라인을 색상별로 체계적으로 식별해야 합니다. 예를 들어, 채혈 시 음압이 높으면 흰 선이 무너져 응고가 발생할 수 있는 반면, 적색 선을 통한 약물 투여는 잔여 약물이 선이나 쇄골 내에 남아 있어 채취한 혈액의 측정된 약물 함량을 인위적으로 높일 수 있습니다. 이 원고에 자세히 설명된 안전한 드레싱 기술에도 불구하고 돼지는 때때로 선에 접근하여 씹거나 긁는 것과 같은 기계적 손상을 일으킬 수 있습니다. 라인 중 하나를 사용할 수 없게 되면 우발적인 사용 또는 막힌 부분이 순환으로 제거되는 것을 방지하기 위해 포크 뒤의 라인에 이중 매듭을 묶어 제대로 작동하지 않는 라인을 단단히 막아야 합니다. 나머지 특허 라인은 두 라인 역할을 모두 일시적으로 수행하는 데 사용할 수 있지만 작동하지 않는 라인은 Hickman 수리 키트를 통해 가능한 한 빨리 교체해야 합니다. 또한 사용 후에는 라인을 파우치에 안전하게 보관하여 보호하는 것이 중요합니다(프로토콜 단계 8.3.5). 파우치를 적절하게 고정하려면 칼라를 두개골과 꼬리 끝에서 피부에 고정하고(프로토콜 단계 8.3.4), 파우치를 각 가장자리를 따라 칼라에 고정해야 합니다(프로토콜 단계 8.3.8). 부러진 봉합사는 신속하게 교체해야 합니다.

프로토콜 과제 및 해결책
HC 관련 합병증에는 이동, 변위 및 중심선 감염이 포함됩니다. 카테터의 내부 팁이 원위부로 이동하여 오른쪽 심방 벽을 눌렀다고 의심되는 경우 일반 방사선 사진이 카테터 팁을 찾는 데 도움이 될 수 있습니다. 이 합병증은 반대측 IJV를 사용하여 HC를 제거하고 교체함으로써 관리됩니다. 이 프로토콜에 따라 HC를 배치한 돼지에서 반대측 IJV를 사용해도 동물의 건강이나 연구 결과와 관련된 합병증이 발생하지 않았습니다. 이는 돼지가 양측 외부 경정맥을 통해 머리를 배액할 수 있는 강력한 두개내 및 안면 정맥 네트워크를 가지고 있는 반면, IJV는 머리 배액에 비교적 적은 기여를 하기 때문일 수있다 25,26. 카테터가 느슨해지거나 피부에 부착된 칼라가 헐거워져 HC가 수술 위치에서 벗어난 다른 경우에는 부러진 봉합사를 즉시 교체해야 합니다. 피하 커프가 피부에서 나오면 HC를 교체해야 합니다. 중심선 감염과 관련하여 돼지의 징후 및 증상에는 무기력, 새로운 기침 시작, 식욕 감소, 발열, 백혈구 증가증, 점상 출혈 또는 상승 여부가 포함될 수 있습니다. 감염 징후는 즉시 수의사의 지시에 따라 항생제로 해결해야 하며, 동물이 면역 억제 치료를 받고 있는 경우 농양액의 배양을 고려해야 합니다. 안전한 카테터 파우치를 만들고, 라인을 정기적으로 소독 및 세척하고, 멸균 관행을 사용하고, HC 기능 장애의 미묘하거나 초기 징후를 식별하는 데 주의를 기울임으로써 중심선 감염의 위험을 줄일 수 있습니다. 여기에는 라인 누출, 채혈 중 기포, 라인 플러싱의 어려움 증가가 포함됩니다.

돼지의 다른 CVC 프로토콜과의 비교
촉지할 수 있는 랜드마크를 통해 외부 경정맥(EJV)에서 중심 정맥 접근을 얻는 경피적 방법이 설명되었습니다. 이는 연조직 파괴 및 수술 후 통증을 감소시키는 이점을 제공하지만, 의도하지 않은 경동맥 천자 및 혈종 형성과 같은 합병증을 유발할 수 있다27. 경피적 양식과 달리 이 원고에 자세히 설명된 프로토콜은 표적 구조를 직접 시각화할 수 있어 주변 조직의 손상을 줄이는 데 도움이 될 수 있습니다. 또한, EJV를 캐뉼레이션하기 위한 공개 절차가 보고되었지만,28 IJV와 같은 더 깊은 구조와 배치 및 문제 해결에 대한 자세한 지침에 대한 접근은 제한적입니다. 또 다른 연구에서는 경정맥 몸통에 접근하기 위해 기관주위 절개술과 유사한 접근법을 사용하였지만, 대신 복강경 흡입 장치를 사용하여 HC를 통과시키기 위한 피하 터널을 만들고 장착된 재킷으로 외부 부분을 보호하였다29. 이 연구의 결과는 터널링된 HC가 있는 돼지에서 피하 혈관 접근 포트가 있는 다른 그룹에 비해 더 높은 감염률과 혈전색전증 합병증을 보여주었습니다. 이러한 합병증의 원인은 여러 요인에 의한 것일 수 있지만, 이 원고에 기술된 프로토콜은 감염성 합병증이 거의 없는 것으로 나타났으며, 외부 카테터를 여러 지점에 고정하고, 다층 칼라를 만들고, 라인 보호를 위해 카테터 파우치를 사용하여 잠재적인 원인을 완화하는 데 도움이 됩니다.

제한
이 연구에는 몇 가지 한계가 있습니다. 세 가지 다른 돼지 균주를 사용하는 것은 다양한 코호트에서 HC 시술의 성공을 입증하는 반면, 돼지는 해부학적 변동성이 거의 없고 변칙적 혈관 구조의 비율이 낮다19. 따라서 흉쇄유돌기와 흉골을 수술 표지로 사용함으로써 각각 절개와 카테터 길이에 대한 일관된 기술을 제공했습니다. HC 배치, 피부 보호 및 보호 보관을 위한 최적화된 접근 방식의 개발은 돼지에 대한 프로토콜 기반 연구와 병행하여 수년에 걸쳐 이루어졌습니다. 동물 관찰과 창의적인 문제 해결에 대한 응답으로 순차적인 수정이 이루어졌습니다. 따라서 실패한 수정 또는 제안된 기술이 확립된 프로세스에 대한 자세한 보고서는 포함되지 않았습니다. 또한, 데이터 분석에는 진정 하에 정맥 천자를 받은 돼지와 같은 대조군 비교군이 포함되지 않습니다. 또한 다른 시술과 마찬가지로 이 기술은 수술 경험, 연습 및 경험이 부족한 팀원의 적절한 교육이 필요합니다. 카테터 파우치의 조립도 사용자 오류의 영향을 받을 수 있습니다. 이 기술을 효과적으로 설명하기 위한 자세한 다이어그램이 포함되어 있습니다. 또한, 이 기술은 예방적 항생제를 포함하기 때문에 항생제 투여의 영향을 받을 수 있는 연구에는 적합하지 않을 수 있습니다. 마지막으로, HC 배치 및 결과에 대한 이러한 접근 방식은 돼지에 사용하는 것으로 제한됩니다. 이 기술은 다양한 해부학적 구조를 가진 다른 대형 동물에서 동일한 효능을 입증하지 못할 수 있습니다. HC는 다른 종에서 사용되었지만 이 기술을 다른 동물에 적용하기 위해서는 추가 연구가 필요합니다.

결론
HC는 돼지에서 정기적인 혈액 모니터링 및 정맥 약물 투여의 효과적인 방법입니다. 이 연구는 HC 관련 합병증과 동물의 불편함을 최소화하는 HC 삽입, 피부 보호 및 내구성 있는 보호에 대한 모범 사례를 자세히 설명합니다. 수년간의 기술 수정 및 문제 해결을 통해 이 프로토콜은 높은 재현성과 최소한의 합병증으로 돼지의 HC 사용에 대한 최적화된 접근 방식을 자세히 설명합니다. 마지막으로, HC의 수명 동안 발생할 수 있는 문제를 예방하고 해결하기 위한 지침이 제공됩니다.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

저자 중 누구도 이 원고에 언급된 제품, 장치 또는 약물에 대한 재정적 이해관계가 없습니다.

Acknowledgments

CTA05: W81XWH-13-2-0052 및 CTA06: W81XWH-13-2-0053 상에 따른 AFIRM II 노력과 관련하여 육군, 해군 NIH, 공군, VA 및 보건부의 지원에 감사드립니다. U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014는 수여 및 관리 획득 사무소입니다. 의견, 해석, 결론 및 권장 사항은 저자의 것이며 반드시 국방부가 보증하는 것은 아닙니다. 또한 W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 및 W81XWH18-1-0795 상을 통해 국방부 의회 주도 의료 연구 프로그램(CDMRP), 재건 이식 연구 프로그램(RTRP)의 지원에 감사드립니다. 성형외과와 존스 홉킨스 의과대학에도 감사의 말씀을 전합니다. 또한 Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky 및 Victoria Manahan을 포함한 모든 수의사 직원에게 감사드립니다.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
#10 blade Medline MDS15110
0.9% Sterile Sodium Chloride Baxter  2F7123
0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture Covidien S-196
0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture Ethicon 8690H
1 inch Medical Tape 3M 1548S-1
10 USP units/mL Heparin flush Becton, Dickinson and Company 306424
3-0 Braided Absorbable Suture Covidien SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle)
3-0 Monofilament Absorbable Suture Covidien SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle)
4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties Ethicon A303H
70% Ethanol Vedco VINV-IPA7
Adson tissue forceps MPM Medical Supply 132-508
Adson-Brown forceps MPM Medical Supply 106-2572
Air warming blanket and pad 3M Bair Hugger UPC 00608223595770
Backhaus towel clamp MPM Medical Supply 117-5508
Brown needle holder MPM Medical Supply 110-1513
Buprenorphine PAR Pharmaceutical 3003408B
Cefazolin Hikma Farmacuetica (Portugal) PLB 133-WES/1
Chlorhexidine Vet One 501027
Clave Baxter 7N8399
Cotton Padding Medline NON6027
Debakey forceps MPM Medical Supply 106-5015
Elastic Adhesive Bandage Tape 3M XH002016489
Halstead mosquito forceps MPM Medical Supply 115-4612
Hickman Catheter Bard Access Systems 603710
Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors Bard Access Systems 0601690 (red), 0601680 (white), 502017
Kelly hemostatic forceps MPM Medical Supply 115-7014
Ketamine Vet One 383010-03
Lactated Ringers Baxter 2B2324X
Maropitant Citrate Zoetis 106
Mayo scissors MPM Medical Supply 103-5014
Metzenbaum scissors MPM Medical Supply 132-711
Pantoprazole JH Pharmacy NDC 0143-9284-10
Scalpel blade handle Medline MDS10801
Vein Pick SAI infusion technologies VP-10
Veterinary Ophthalmic Ointment Dechra IS4398
Xylazine Vet One 510004

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

Tags

의학 193호 전임상 돼지 모델 중심 정맥 카테터 CVC 의료 응용 분야 혈액 모니터링 정맥 수액 투여 약물 관리 터널형 다중 루멘 Hickman 카테터 돼지 모델 탈출율 합병증 비율 HC 관련 이환율 진행 중인 연구 삽입 및 유지 관리 모범 사례 프로토콜 합병증 및 이환율 완화 특허 라인 카테터 관련 사망률 감염 복부 수술 부위
전임상 돼지 모델에서 장기 혈관 접근을 위한 Hickman 카테터 사용
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Girard, A. O., Muss, T. E., Loftin,More

Girard, A. O., Muss, T. E., Loftin, A. H., Kalsi, R., Bodine, A. K., Lopez, C. D., Furtmüller, G. J., Etra, J. W., Izzi, J., Plunkard, J., Brown, M. G., Oh, B. C., Brandacher, G. Hickman Catheter Use for Long-Term Vascular Access in a Preclinical Swine Model. J. Vis. Exp. (193), e65221, doi:10.3791/65221 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter