Summary
Stabiliamo un modello murino di infezione correlata al catetere (CRI) associata a C.albicans, in cui si forma un biofilm sul catetere e l'interazione tra C.albicans e l'ospite è ben correlata con l'IRC clinico. Questo modello aiuta a selezionare le terapie per l'IRC associato al biofilm di C.albicans , gettando le basi per la trasformazione clinica.
Abstract
L'infezione correlata al catetere (CRI) è un'infezione nosocomiale comune causata dalla candida albicans durante l'impianto del catetere. In genere, i biofilm si formano sulla superficie esterna del catetere e portano a infezioni disseminate, che sono fatali per i pazienti. Non ci sono un'efficace gestione della prevenzione e del trattamento nelle cliniche. Pertanto, è urgente stabilire un modello animale di CRI per lo screening preclinico di nuove strategie per la sua prevenzione e trattamento. In questo studio, un catetere in polietilene, un catetere medico ampiamente utilizzato, è stato inserito nella parte posteriore dei topi BALB/c dopo la depilazione. Candida albicans ATCC MYA-2876 (SC5314), che esprime una proteina fluorescente verde potenziata, è stata successivamente inoculata sulla superficie della pelle lungo il catetere. Un'intensa fluorescenza è stata osservata sulla superficie del catetere al microscopio fluorescente 3 giorni dopo. Biofilm maturi e spessi sono stati trovati sulla superficie del catetere tramite microscopia elettronica a scansione. Questi risultati hanno indicato l'adesione, la colonizzazione e la formazione di biofilm di candida albicans sulla superficie del catetere. L'iperplasia dell'epidermide e l'infiltrazione di cellule infiammatorie nei campioni di pelle indicavano i cambiamenti istopatologici della pelle associata al CRI. Per riassumere, è stato stabilito con successo un modello CRI del topo. Ci si aspetta che questo modello sia utile nella ricerca e nello sviluppo della gestione terapeutica per l'IRC associato alla candida albicans .
Introduction
Negli ultimi anni, con lo sviluppo e l'applicazione di materiali biomedici, le infezioni correlate agli impianti stanno emergendo come problemi clinici difficili 1,2. Con l'ampia applicazione dei cateteri medici nelle cliniche, il numero di infezioni e decessi correlati è enorme ogni anno 3,4. Le vie di infezione comuni di un'infezione correlata al catetere (CRI) includono: (1) agenti patogeni sulla superficie della pelle si infiltrano nel corpo e aderiscono alla superficie esterna del catetere 5,6,7; (2) agenti patogeni derivati da operazioni asettiche improprie invadono, aderiscono e colonizzano il catetere; (3) gli agenti patogeni nella circolazione sanguigna aderiscono e colonizzano il catetere; (4) farmaci contaminati da microrganismi patogeni.
La candida è la terza causa più comune di CRI 8,9. È molto probabile che causi infezioni del flusso sanguigno e altre candidosi invasive pericolose per la vita dopo che si sono formati biofilm sulla superficie dell'impianto. La prognosi è infausta e il tasso di mortalità è alto2. È stato riportato che i biofilm si formano sulla superficie del catetere entro 2 settimane dall'inserimento venoso centrale e nel lume del catetere poche settimane dopo10,11.
I biofilm di Candida albicans (C. albicans) formati sui cateteri medici mostrano una rete a doppio strato composta da lievito, stroma e micelio12,13. La formazione di biofilm di C. albicans non è solo una chiave per la resistenza ai farmaci e l'evasione immunitaria13, ma anche vitale per produrre spore disseminate, che portano a ulteriori infezioni ematogene 2,12 e si traducono in conseguenze più gravi e persino pericolose per la vita. L'IRC associata a C. albicans è una delle principali cause di infezioni cliniche fungine del flusso sanguigno 7,14 e oltre il 40% dei pazienti con infezione da C. albicans nel catetere venoso centrale svilupperà in batteriemia15.
Secondo la Infectious Disease Society of America, il trattamento raccomandato della Candida CRI include (1) la rimozione del catetere infetto; (2) sottoporre i pazienti a una terapia antimicotica sistemica di 14 giorni8; (3) Reimpianto di un nuovo catetere4. Tuttavia, nelle applicazioni cliniche, a volte i cateteri non possono essere rimossi completamente. Alcuni pazienti possono essere trattati solo con antibiotici sistemici e terapia antimicrobica lock, accompagnati da forti effetti collaterali16,17.
I modelli animali esistenti di C. albicans, come il modello di candidosi orofaringea, il modello di candidosi vaginale e il modello di infezione sistemica invasiva causata da candidosi18,19 non possono correlare bene con l'IRC clinico. Pertanto, in questo studio, è stato stabilito un modello di CRI associato a C. albicans nei topi. I cateteri in polietilene di uso clinico comunemente usati sono stati utilizzati come impianti sottocutanei20,21 e C. albicans sono stati inoculati sulla superficie cutanea per simulare l'adesione di C. albicans ai cateteri medici e la formazione di biofilm.
Questo modello è stato utilizzato con successo nel nostro laboratorio per lo screening dell'effetto anti-biofilm di diverse terapie22. Inoltre, a causa del ritardo nel rilevamento di C. albicans dopo l'infezione da catetere, è stato costruito e inoculato nei topi un ceppo di C. albicans contenente una proteina fluorescente verde potenziata (EGFP) per facilitare l'osservazione intuitiva delle colonie e dei biofilm di C. albicans sul catetere impiantato.
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Protocol
Gli animali da esperimento, topi maschi BALB/c (12-16 g), sono stati acquistati dal Laboratory Animal Center, Xi'an Jiaotong University Health Science Center. Tutte le procedure sono state approvate dall'Institutional Animal Ethical Committee della Xi'an Jiaotong University con il numero di licenza SCXK (Shaanxi) 2021-103.
1. Preparazione del tampone e dell'attrezzatura
- Ceppi di C. albicans con un plasmide ad alta espressione pCaExp.
- Acquista C. albicans (SC5314) da ATCC. Ottenere il ceppo fluorescente ad alta espressioneEGFP 22 trasfettando C. albicans con un plasmide ad alta espressione pCaExp contenente il frame di lettura aperto completo del gene EGFP (la mappa plasmidica è mostrata nella Figura 1) e utilizzarlo per esperimenti successivi.
- Coltura dei ceppi trasfettati di C. albicans .
- Selezionare colonie monoclonali del ceppo fluorescente di C. albicans dalla piastra di terreno peptone destrosio (YPD) dell'estratto di lievito e coltura durante la notte (30 °C e 220 rpm) in 5 mL di terreno liquido YPD (YPD + 50 μg/mL di carbenicillina).
- Risospendere il C. albicans in soluzione fisiologica normale dopo centrifugazione a 400 x g per 5 minuti a RT.
- Regolare la concentrazione della sospensione di C. albicans a 1 x 108 cellule/mL confrontando la torbidità con lo standard McFarland di 0,5.
- Preparare gli strumenti chirurgici.
- Assicurarsi di sterilizzare in autoclave tutti gli strumenti chirurgici (forbici, pinze, pinze emostatiche, portaaghi, aghi da sutura) a 121°C per 30 min. Vengono utilizzati cateteri sterili in polietilene (diametro interno: 0,28 mm; diametro esterno: 0,63 mm).
NOTA: I cateteri utilizzati in questo studio sono stati sterilizzati con gas ossido di etilene e la confezione è stata aperta in un tavolo ultra-pulito esposto ai raggi UV per più di 30 minuti. Prima dell'impianto nei topi, i cateteri sono stati immersi in etanolo al 75% per prevenire la contaminazione.
- Assicurarsi di sterilizzare in autoclave tutti gli strumenti chirurgici (forbici, pinze, pinze emostatiche, portaaghi, aghi da sutura) a 121°C per 30 min. Vengono utilizzati cateteri sterili in polietilene (diametro interno: 0,28 mm; diametro esterno: 0,63 mm).
2. Creazione di un modello CRI murino
NOTA: La procedura chirurgica è mostrata nella Figura 2.
- Acclimatare 30 topi BALB/c (12-16 g, maschi) in condizioni di assenza di patogeni specifici (SPF) con libero accesso ad acqua e cibo e ciclo alternato di luce e buio di 12 ore-12 ore.
- Dividere in modo casuale 30 topi BALB/c in tre gruppi (n = 10 topi/gruppo): (A) gruppo di controllo normale; (B) gruppo catetere (cateteri impiantati senza C. albicans); (C) Gruppo modello (cateteri impiantati con C. albicans).
- Anestetizzare i topi con isoflurano all'1-4% e posizionare i topi su un tavolo operatorio in posizione prona. La perdita del riflesso di raddrizzamento e l'assenza di risposta alla stimolazione delle dita dei piedi confermano il successo dell'anestesia. Rimuovere i peli e sterilizzare il sito chirurgico con tre cicli alternati di scrub iodofori o clorexidina e alcol.
- Lasciare i topi nel normale gruppo di controllo senza alcun trattamento e fornire libero accesso a cibo e acqua.
- Per i topi nei gruppi catetere e modello, mantenere l'anestesia al 3% di isoflurano. Confermare l'adeguata profondità dell'anestetico in assenza di una risposta al pizzicamento del dito del piede e regolare la concentrazione di isoflurano secondo necessità.
- Per i topi nel gruppo catetere, inserire per via intradermica un ago da siringa sterile da 1 mL nell'area depilata per creare un foro. Inserire un catetere (lungo circa 1 cm) nel foro dopo aver rimosso l'ago della siringa.
- Per i topi del gruppo modello, pipettare 20 μL di sospensione di C. albicans sull'area di depilazione posteriore per simulare la presenza commensale di C. albicans sulla pelle.
- Dopo che la soluzione è stata assorbita dalla pelle, inserire un catetere nell'area depilata con le stesse procedure descritte al punto 2.5.
- Pipettare altri 20 μL di sospensione di C. albicans lungo il catetere al tessuto per simulare C. albicans nell'ambiente esterno.
- Fissare i cateteri con nastro adesivo e garza e riportare i topi nelle gabbie per l'alimentazione. Al termine del trattamento, iniettare per via sottocutanea ai topi meloxicam (4 mg/kg) come analgesia per tre giorni consecutivi.
NOTA: Dopo l'intervento chirurgico, i topi sono stati nutriti con cura con acqua e cibo. I topi sono stati monitorati due volte al giorno. I topi sono stati soppressi con un metodo approvato dalla IACUC se hanno avuto difficoltà di alimentazione, significativa perdita di peso (10-20%) e ipotermia.
3. Valutazione del modello CRI
- Dopo 3 giorni, anestetizzare i topi con isoflurano al 3% e sacrificarli per lussazione cervicale. Raccogliere i cateteri e i campioni di tessuto cutaneo dalla parte posteriore dei topi.
- Osservare C. albicans e i biofilm sul catetere mediante microscopia elettronica a scansione.
- Immergere i cateteri in una soluzione di glutaraldeide al 2,5% a 4 °C per 48 ore. Sciacquare i cateteri con PBS sterile tre volte.
- Fissare i cateteri con acido osmico all'1% per 3 ore e risciacquarli tre volte con PBS sterile.
- Disidratare le cellule sui cateteri in soluzione di etanolo in gradiente con concentrazioni crescenti (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
- Immergere i cateteri in alcol terz-butilico tre volte (30 minuti ogni volta).
- Congelare rapidamente i cateteri in azoto liquido e liofilizzare il campione in un liofilizzatore secondo le istruzioni del produttore.
- Rivestire i campioni del catetere con un oro a 10 nm mediante deposizione di fascio ionico.
- Osservare la presenza di C. albicans e del suo biofilm sulla superficie del catetere di ciascun gruppo al microscopio elettronico a scansione (in condizioni di alto vuoto, 1,5 kV) e registrare le immagini in ciascun gruppo.
- Osservare C. albicans sul catetere mediante microscopia a fluorescenza.
- Immergere i cateteri in una soluzione di paraformaldeide al 4% per il fissaggio a 4 °C per 48 ore.
- Osservare la presenza di C. albicans e del suo biofilm sulla superficie del catetere di ciascun gruppo con un microscopio a fluorescenza con eccitazione di 484 nm e registrare le immagini in ciascun gruppo.
NOTA: L'ingrandimento è 400x. La fluorescenza di Candida albicans può essere osservata con eccitazione a 490 nm ed emissione a 510 nm.
- Osservate C. albicans che risiede nella pelle del topo.
- Immergere i tessuti cutanei dorsali dei topi in una soluzione di paraformaldeide al 4% per il fissaggio a 4 °C per 48 ore.
- Disidratare i tessuti cutanei dorsali in una soluzione di etanolo a gradiente con concentrazioni crescenti (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
- Incorporare i tessuti cutanei dorsali disidratati in paraffina a 55-60 °C. Prestare attenzione alla temperatura per evitare tessuti fragili. Per rimuovere il maggior numero possibile di impurità, ripetere questo passaggio tre volte (30 minuti ciascuna).
- Sezionare i tessuti cutanei dorsali (spessore = 5 μm) con un microtomo.
- Decerare le sezioni di paraffina immergendo i vetrini in xilene due volte per 20 min.
- Reidratare le sezioni tramite eluizione con etanolo a gradiente (etanolo assoluto, etanolo al 90%, etanolo al 75%, acqua) per 5 minuti ogni volta.
- Colorare le sezioni con acido periodico immergendo la sezione nella soluzione acida periodica per 15 minuti prima di lavare con acqua corrente una volta e acqua distillata due volte.
- Colorare le sezioni con una soluzione colorante chevron (secondo le istruzioni del produttore) per 30 minuti al buio e sciacquare le sezioni sotto l'acqua corrente per 5 minuti.
- Immergere le sezioni in una soluzione di ematossilina per 3-5 minuti prima del lavaggio rispettivamente con acqua corrente (2-3 minuti), soluzione differenziata (5-10 minuti) e acqua corrente.
- Immergere le sezioni in etanolo tre volte (5 minuti ciascuna) e xilene due volte (5 minuti ciascuna) prima di sigillare la sezione con gomma neutra.
- Osservare le immagini dell'esemplare con un microscopio e analizzare i residui di C. albicans nella pelle di topo.
NOTA: L'ingrandimento è 10x per l'oculare e 4x o 10x per l'obiettivo.
- Osservare i cambiamenti istopatologici nei tessuti cutanei dorsali.
- Immergere i tessuti cutanei dorsali in una soluzione di paraformaldeide al 4% per il fissaggio a 4 °C per 48 ore. Disidratare i tessuti cutanei dorsali in una soluzione di etanolo a gradiente con concentrazioni crescenti (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
- Incorporare i tessuti cutanei dorsali disidratati nella paraffina come descritto al punto 3.4.3.
- Sezionare i tessuti cutanei dorsali (spessore = 5 mm) con un microtomo.
- Decerare le sezioni di paraffina immergendo i vetrini in xilene due volte per 20 min.
- Reidratare le sezioni tramite eluizione con etanolo a gradiente (etanolo assoluto, etanolo al 90%, etanolo al 75%, acqua) per 5 minuti ogni volta.
- Colorare le sezioni con ematossilina per 4 minuti prima di risciacquare con acqua di rubinetto per rimuovere il colore del galleggiante.
- Differenziare il campione con una soluzione di acido cloridrico ed etanolo all'1% prima di risciacquare i vetrini con acqua corrente.
- Immergere il campione in etanolo all'85% e al 95% per 5 minuti e colorarlo con una soluzione di eosina per 3 minuti.
- Disidratare il campione immergendolo in etanolo a gradiente (70%, 90%, 95% e 100%) e xilene per 2 minuti ciascuno.
- Sigillare il campione con resina neutra.
- Osservare le immagini del campione con un microscopio e analizzare i cambiamenti patologici.
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Representative Results
Il SEM ha potuto osservare i C. albicans e i biofilm sui cateteri. Come mostrato nella Figura 322, la superficie dei cateteri in polietilene nel gruppo catetere era liscia e non è stato osservato alcun microrganismo patogeno aderente. Tuttavia, i biofilm maturi e densi di C. albicans erano visibili sulla superficie dei cateteri in polietilene nel gruppo modello, indicando che C. albicans poteva colonizzare e formare con successo biofilm sulla superficie del catetere nei topi nelle condizioni sperimentali. Inoltre, i risultati della microscopia a fluorescenza hanno ulteriormente confermato le conclusioni di cui sopra (Figura 4)22. Non c'era fluorescenza evidente sulla superficie dei cateteri in polietilene nel gruppo catetere. Tuttavia, la forte fluorescenza emessa dalle cellule aderenti di C. albicans era visibile sulla superficie del catetere nel gruppo modello. Ciò ha indicato che un gran numero di cellule di C. albicans ha aderito alla superficie dei cateteri, il che ha dimostrato il successo della costruzione di modelli CRI correlati al biofilm di C. albicans nei topi.
Al fine di verificare in modo più intuitivo l'infezione del tessuto cutaneo di topo, è stata eseguita l'analisi della colorazione del periodato di Sheff. Rileva i carboidrati delle cellule fungine, comunemente utilizzati nella ricerca clinica (Figura 5)22. Il tessuto cutaneo nel gruppo di controllo normale e catetere è stato colorato negativamente con acido-Schiff periodico (PAS), che ha indicato l'assenza di cellule di C. albicans nei tessuti. Nel gruppo modello è stato osservato un piccolo numero di cellule positive di C. albicans colorate con PAS, convalidando ulteriormente la simulazione di successo dell'invasione e dell'adesione correlate a C. albicans.
Successivamente, i cambiamenti patologici nei tessuti cutanei dei topi indotti da C. albicans sono stati valutati mediante analisi istopatologica. Come mostrato nella Figura 622, lo strato dell'epidermide era significativamente ispessito ed esteso alla parte interna della pelle nel gruppo modello. Era visibile anche l'infiltrazione dell'infiammazione, indicando che l'infezione di C. albicans causava evidenti cambiamenti patologici nel tessuto cutaneo del topo. Lo strato dell'epidermide, lo strato del derma, le ghiandole sebacee, i follicoli piliferi e altre strutture erano chiari e completi nel gruppo catetere. Non sono stati osservati edemi e infiltrazioni infiammatorie, simili al normale gruppo di controllo. Questi risultati hanno indicato che l'inserimento del catetere da solo non ha causato cambiamenti evidenti nel tessuto cutaneo. I cambiamenti patologici nei tessuti del gruppo modello sono derivati dall'infezione causata da C. albicans. In sintesi, i risultati convalidano il successo dell'instaurazione di un modello murino CRI associato al biofilm di C. albicans .
Figura 1: Atlante dei plasmidi pCaExp. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Schema che mostra la procedura del modello murino CRI associato a C.albicans. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: SEM sulla superficie del catetere in ciascun gruppo. (A) Gruppo catetere; (B) Gruppo di modelli (1000x, barra della scala = 50 μm; 5000x, barra della scala = 10 μm). Questa cifra è stata modificata con il permesso di Mo et al.22. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Microscopia a fluorescenza di superficie del catetere in ciascun gruppo. (A) Gruppo catetere; (B) Gruppo di modelli (barra della scala = 100 μm). Questa cifra è stata modificata con il permesso di Mo et al.22. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Colorazione H&E della pelle posteriore dei topi di ciascun gruppo. (A) Gruppo catetere; (B) Gruppo di modelli; (C) Gruppo di controllo, (40x, barra della scala = 400 μm; 100x, barra della scala = 200 μm). Questa cifra è stata modificata con il permesso di Mo et al.22. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: Colorazione PAS della pelle posteriore dei topi in ciascun gruppo. (A) Gruppo catetere; (B) Gruppo di modelli; (C) Gruppo di controllo, (40x, barra della scala = 400 μm; 100x, barra della scala = 200 μm). Nel gruppo modello (rettangoli rossi) si può osservare un significativo ispessimento ed estensione dello strato dell'epidermide alla parte interna della pelle. Questa cifra è stata modificata con il permesso di Mo et al.22. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
L'IRC è una delle infezioni nosocomiali più comuni nella pratica clinica23. Gli agenti patogeni negli annessi cutanei, come l'epidermide, le ghiandole sebacee e i follicoli piliferi, sono tutte possibili cause di CRI23,24. La Candida è il terzo più grande agente patogeno che causa l'IRC, in cui la Candida albicans era il tipo più comune di infezione da biofilm25,26. Pertanto, abbiamo mirato a costruire un modello animale rilevante dell'IRC correlato al biofilm di Candida albicans in modo da supportare il trattamento e la prevenzione dell'IRC correlato.
Per costruire il modello CRI, una piccola quantità di C. albicans è stata aggiunta alla pelle dorsale dei topi, il che simula la situazione clinica in cui parte di C. albicans non può essere completamente sradicata nei tessuti profondi e nelle appendici della pelle mediante sterilizzazione di routine. Dopo l'impianto del catetere, C. albicans è stato re-inoculato per imitare la presenza di C. albicans nell'ambiente esterno durante l'intervento chirurgico.
In questo studio, è stato selezionato un punto temporale di 3 giorni per la costruzione del modello, che è inferiore a quello dei tradizionali modelli animali correlati al biofilm di C. albicans 18,27 a causa della difficoltà nella formazione del biofilm. Dopo l'infezione, l'adesione di C. albicans e la formazione di biofilm erano visibili sulla superficie del catetere in questo modello, il che è stato dimostrato dai risultati del SEM e della microscopia a fluorescenza (Figura 3 e Figura 4). Ciò può essere dovuto al fatto che la concentrazione di C. albicans in questo studio era di 1 × 108 CFU/mL, che era molto più alta di quella di altri modelli animali18,27. Inoltre, la pelle intorno al catetere è in costante contatto con l'ambiente esterno. Per simulare gli ambienti estremi che l'IRC può incontrare, C. albicans è stato inoculato nuovamente dopo l'intervento chirurgico.
La recidiva dell'infezione è spesso causata da agenti patogeni che rimangono nei tessuti circostanti 23,28,29. Pertanto, la presenza o l'assenza di agenti patogeni nei tessuti è importante per l'IRC. In questo articolo, la colorazione PAS è stata intrapresa per studiare i residui di C. albicans nei tessuti cutanei. Questo metodo potrebbe anche essere utilizzato per valutare l'effetto di clearance di nuovi farmaci terapeutici o metodi per l'IRC.
In conclusione, un ceppo di Candida albicans con eGFP è stato utilizzato per costruire un modello murino di CRI per facilitare l'osservazione intuitiva della colonizzazione di Candida albicans su cateteri. Questo ceppo può anche essere utilizzato per valutare l'interazione tra Candida albicans e cellule ospiti, ad esempio, l'invasione e l'adesione di Candida albicans all'ospite, l'effetto anti-Candida albicans delle terapie e la risposta immunitaria. Inoltre, è stato utilizzato un metodo di inoculazione in due fasi per simulare agenti patogeni derivati dall'ambiente esterno e dal corpo. Vale la pena notare che la successiva coltura microbica dopo l'infezione non è stata condotta. La presenza di biofilm è un fattore importante nella bassa sensibilità delle colture 30,31,32. Rapporti precedenti suggeriscono che la coltura microbica dopo l'infezione aveva bassa sensibilità, specificità e accuratezza 30,31,32,33,34. Invece, la presenza di biofilm sull'impianto è un indice più affidabile. Pertanto, in questo studio sono state utilizzate la microscopia SEM e la microscopia a fluorescenza per visualizzare e identificare i biofilm che formano la Candida albicans.
Tuttavia, questo modello non ha simulato l'interazione tra l'immunità indebolita del paziente e l'infezione da Candida albicans osservata nelle cliniche. Se il modello potesse considerare i trattamenti immunocompromessi (come le iniezioni continue di glucocorticoidi)35 prima dell'inoculazione di Candida albicans , sarebbe possibile simulare meglio le infezioni che si verificano in situazioni cliniche.
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Disclosures
Gli autori dichiarano di non avere interessi finanziari o relazioni personali che possano aver influenzato il lavoro riportato in questo articolo.
Acknowledgments
Siamo grati per il sostegno finanziario della Natural Science Foundation della provincia dello Shaanxi (numero di sovvenzione 2021SF-118) e della National Natural Science Foundation of China (numero di sovvenzione 81973409, 82204631).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 Mactutrius turbidibris | Shanghai Lujing Technology Co., Ltd | 5106063 | |
| 2.5% glutaraldehyde fixative solution | Xingzhi Biotechnology Co., Ltd | DF015 | |
| 4 °C refrigerator | Electrolux (China) Electric Co., Ltd | ESE6539TA | |
| Agar | Beijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd | 01-023 | |
| Analytical balances | Shimadzu | ATX124 | |
| Autoclaves Sterilizer | SANYO | MLS-3750 | |
| Butanol | Tianjin Chemio Reagent Co., Ltd | 200-889-7 | |
| Carbenicillin | Amresco | C0885 | |
| Eclipse Ci Nikon upright optical microscope | Nikon | Eclipse Ts2-FL | |
| Glucose | Macklin | D823520 | |
| Inoculation ring | Thermo Scientific | 251586 | |
| Isoflurane | RWD | 20210103 | |
| Paraformaldehyde | Beyotime Biotechnology | P0099 | |
| PAS dye kit | Servicebio | G1285 | |
| Peptone | Beijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd | 01-001 | |
| Polyethylene catheter | Shining Plastic Mall | PE100 | |
| RWD R550 multi-channel small animal anesthesia machine | RWD | R550 | |
| SEM | Hitachi | TM-1000 | |
| Temperature incubator | Shanghai Zhichu Instrument Co., Ltd | ZQTY-50N | |
| Ultrapure water water generator | Heal Force | NW20VF | |
| Ultrasound machine | Do-Chrom | DS10260D | |
| Xylene | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd | 10023428 | |
| Yeast extract | Thermo Scientific Oxoid | LP0021B |
References
- Kojic, E. M., Darouiche, R. O.
- Giri, S., Kindo, A. J. A review of Candida species causing blood stream infection. Indian Journal of Medical Microbiology. 30 (3), 270-278 (2012).
- Weinstein, R. A., Darouiche, R. O. Device-associated infections: A macroproblem that starts with microadherence. Clinical Infectious Diseases. 33 (9), 1567-1572 (2001).
- Mermel, L. A., et al. Guidelines for the management of intravascular catheter-related infections. Clinical Infectious Diseases. 32 (9), 1249-1272 (2001).
- Seidler, M., Salvenmoser, S., Müller, F. -M. C. In vitro effects of micafungin against Candida biofilms on polystyrene and central venous catheter sections. International Journal of Antimicrobial Agents. 28 (6), 568-573 (2006).
- Chaves, F., et al. Diagnosis and treatment of catheter-related bloodstream infection: Clinical guidelines of the Spanish Society of Infectious Diseases and Clinical Microbiology and (SEIMC) and the Spanish Society of Spanish Society of Intensive and Critical Care Medicine and Coronary Units (SEMICYUC). Medicina Intensiva. 42 (1), 5-36 (2018).
- Raad, I. I., Bodey, G. P. Infectious complications of indwelling vascular catheters. Clinical Infectious Diseases. 15 (2), 197-208 (1992).
- Paul DiMondi, V., Townsend, M. L., Johnson, M., Durkin, M. Antifungal catheter lock therapy for the management of a persistent Candida albicans bloodstream infection in an adult receiving hemodialysis. Pharmacotherapy. 34 (7), e120-e127 (2014).
- Bouza, E., Guinea, J., Guembe, M. The role of antifungals against candida biofilm in catheter-related candidemia. Antibiotics (Basel). 4 (1), 1-17 (2014).
- Raad, I., et al. Ultrastructural analysis of indwelling vascular catheters: a quantitative relationship between luminal colonization and duration of placement. The Journal of Infectious Diseases. 168 (2), 400-407 (1993).
- Yousif, A., Jamal, M. A., Raad, I. Biofilm-based central line-associated bloodstream infections. Advances in Experimental Medicine and Biology. 830, 157-179 (2015).
- Douglas, L. J. Candida biofilms and their role in infection. Trends in Microbiology. 11 (1), 30-36 (2003).
- Mack, D., et al. Biofilm formation in medical device-related infection. International Journal of Artificial Organs. 29 (4), 343-359 (2006).
- Schinabeck, M. K., et al. Rabbit model of Candida albicans biofilm infection: liposomal amphotericin B antifungal lock therapy. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (5), 1727-1732 (2004).
- Anaissie, E. J., Rex, J. H., Uzun, O., Vartivarian, S. Predictors of adverse outcome in cancer patients with candidemia. The American Journal of Medicine. 104 (3), 238-245 (1998).
- Fujimoto, K., Takemoto, K. Efficacy of liposomal amphotericin B against four species of Candida biofilms in an experimental mouse model of intravascular catheter infection. Journal of Infection and Chemotherapy. 24 (12), 958-964 (2018).
- Shuford, J. A., Rouse, M. S., Piper, K. E., Steckelberg, J. M., Patel, R. Evaluation of caspofungin and amphotericin B deoxycholate against Candida albicans biofilms in an experimental intravascular catheter infection model. The Journal of Infectious Diseases. 194 (5), 710-713 (2006).
- Koh, A. Y., Köhler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), e35 (2008).
- Tucey, T. M., et al. Glucose homeostasis is important for immune cell viability during candida challenge and host survival of systemic fungal infection. Cell Metabolism. 27 (5), 988-1006 (2018).
- Lawrence, E. L., Turner, I. G. Materials for urinary catheters: a review of their history and development in the UK. Medical Engineering & Physics. 27 (6), 443-453 (2005).
- Schumm, K., Lam, T. B. Types of urethral catheters for management of short-term voiding problems in hospitalized adults: a short version Cochrane review. Neurourology and Urodynamics. 27 (8), 738-746 (2008).
- Mo, F., et al. Development and evaluation of a film forming system containing myricetin and miconazole nitrate for preventing candida albicans catheter-related infection. Microbial Drug Resistance. 28 (4), 468-483 (2022).
- Balikci, E., Yilmaz, B., Tahmasebifar, A., Baran, E. T., Kara, E. Surface modification strategies for hemodialysis catheters to prevent catheter-related infections: A review. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 109 (3), 314-327 (2021).
- María, L. T., Alejandro, G. S., María Jesús, P. G. Central venous catheter insertion: Review of recent evidence. Best Practice & Research. Clinical Anaesthesiology. 35 (1), 135-140 (2021).
- Kojic, E. M., Darouiche, R. O.
- He, Y., et al. Retrospective analysis of microbial colonization patterns in central venous catheters, 2013-2017. Journal of Healthcare Engineering. 2019, 8632701 (2019).
- Mo, F., et al. In vitro and in vivo effects of the combination of myricetin and miconazole nitrate incorporated to thermosensitive hydrogels on C. albicans biofilms. Phytomedicine. 71, 153223 (2020).
- Cantón-Bulnes, M. L., Garnacho-Montero, J. Practical approach to the management of catheter-related bloodstream infection. Revista Espanola de Quimioterapia. 32 Suppl 2 (Suppl 2), 38-41 (2019).
- Böhlke, M., Uliano, G., Barcellos, F. C. Hemodialysis catheter-related infection: prophylaxis, diagnosis and treatment. The Journal of Vascular Access. 16 (5), 347-355 (2015).
- Fang, X., et al. Effects of different tissue specimen pretreatment methods on microbial culture results in the diagnosis of periprosthetic joint infection. Bone & Joint Research. 10 (2), 96-104 (2021).
- Naumenko, Z. S., Silanteva, T. A., Ermakov, A. M., Godovykh, N. V., Klushin, N. M. Challenging diagnostics of biofilm associated periprosthetic infection in immunocompromised patient: A clinical case. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (5), 786-790 (2019).
- Cai, Y., et al. Metagenomic next generation sequencing improves diagnosis of prosthetic joint infection by detecting the presence of bacteria in periprosthetic tissues. International Journal of Infectious Diseases. 96, 573-578 (2020).
- Samanipour, A., Dashti-Khavidaki, S., Abbasi, M. R., Abdollahi, A. Antibiotic resistance patterns of microorganisms isolated from nephrology and kidney transplant wards of a referral academic hospital. Journal of Research in Pharmacy Practice. 5 (1), 43-51 (2016).
- Huang, G., Huang, Q., Wei, Y., Wang, Y., Du, H. Multiple roles and diverse regulation of the Ras/cAMP/protein kinase A pathway in Candida albicans. Molecular Microbiology. 111 (1), 6-16 (2019).
- Garlito-Díaz, H., et al. A new antifungal-loaded sol-gel can prevent candida albicans prosthetic joint infection. Antibiotics (Basel). 10 (6), 711 (2021).
