Summary
هنا ، نقدم بروتوكولا لتقديم بدائل سريعة وسهلة وموثوقة لجمع الدم لنموذج الفئران. وصفنا ثلاث طرق مختلفة لأخذ عينات الدم وفقا للسياق: ثقب الوريد الذيل تحت التخدير أو على واع ، وثقب الوريد الظهري للقضيب تحت التخدير.
Abstract
عينات الدم مطلوبة في معظم تصاميم الحيوانات التجريبية لتقييم المعلمات الدموية المختلفة. تقدم هذه الورقة إجراءين لجمع الدم في الفئران: ثقب الوريد الجانبي للذيل وثقب الوريد الظهري للقضيب ، والتي توفر مزايا كبيرة على التقنيات الأخرى الموصوفة سابقا. تظهر هذه الدراسة أن هذين الإجراءين يسمحان بأخذ عينات سريعة (أقل من 10 دقائق) وإنتاج كميات دم كافية لمعظم المقايسات (202 ميكرولتر ± 67.7 ميكرولتر). يجب إجراء ثقب الوريد الظهري للقضيب تحت التخدير ، في حين يمكن إجراء ثقب الوريد الجانبي على واع ومقيد.
وبالتالي ، فإن التناوب بين هاتين التقنيتين يتيح سحب الدم في أي موقف. في حين أنه يوصى دائما بمساعدة المشغل أثناء الإجراء لضمان رفاهية الحيوان ، فإن هذه التقنيات تتطلب عاملا واحدا فقط ، على عكس معظم طرق أخذ عينات الدم التي تتطلب اثنين. علاوة على ذلك ، في حين أن هذه الطرق الموصوفة سابقا (على سبيل المثال ، العصا الوداجية ، وسحب الدم من الوريد تحت الترقوة) تتطلب تدريبا مسبقا مكثفا لتجنب إلحاق الأذى بالحيوان أو موته ، فإن الوريد الذيل وثقب الوريد الظهري للقضيب نادرا ما يكون قاتلا. لكل هذه الأسباب ، ووفقا للسياق (على سبيل المثال ، للدراسات التي تشمل ذكور الفئران ، خلال الفترة المحيطة بالجراحة أو فترة ما بعد الجراحة مباشرة ، للحيوانات ذات الأوردة الذيل الرقيقة) ، يمكن استخدام كلتا التقنيتين بالتناوب لتمكين عمليات سحب الدم المتكررة.
Introduction
أخذ عينات الدم ضروري لمعظم الدراسات على الحيوانات ، سواء في الجسم الحي أو في المختبر. في الفئران ، نظرا لأن تواتر وكمية أخذ عينات الدم يمكن أن يكونا كبيرين ، فمن المفيد أن يكون لديك بدائل مختلفة للجمع. تم وصف طرق مختلفة في الدراسات السابقة.
التقنيات الأكثر استخداما هي ثقب الوريد الذيل وسحب الدم الوريدي الصافن. أخذ عينات الوريد الذيل مناسب لجميع سلالات الفئران. مع التدريب المناسب ، يكون الإجراء بسيطا ويسبب الحد الأدنى من الضيق للحيوان1. وبالمثل ، فإن سحب دم الوريد الصافن ، بشرط أن يتم بشكل صحيح ، هو أيضا طريقة جمع سريعة وبسيطة. لا تتطلب أي من الطريقتين تخديرا ، وكلاهما يسمح بسحب كميات صغيرة من الدم بشكل متكرر. ومع ذلك ، فإن ثقب الوريد الصافن عادة ما ينتج عنه حجم دم أقل1 ويتطلب وجود شخصين لترك أحد الأطراف الخلفية مكشوفا للثقب2.
إذا كانت هناك حاجة إلى جمع كميات كبيرة من الدم من واحد ، يمكن استخدام ثقب القلب أو ثقب الوريد الأجوف (يمكن سحب ما يصل إلى 10 مل من الدم من فأر 150 غرام مع ثقب القلب2). تتطلب هذه التقنيات تخديرا وهي إجراءات نهائية. يجب القتل الرحيم للحيوان بعد أي من هاتين التقنيتين2. العصا الوداجية هي بديل يمكن استخدامه إذا كانت هناك حاجة إلى جمع كميات كبيرة من الدم في دراسة لم تصل بعد إلى نقطة النهاية. ومع ذلك ، تتطلب هذه التقنية أيضا مهارات تقنية كبيرة لتجنب الإضرار بالحيوان ؛ وبالتالي ، يجب أن يكون استخدامه محدودا3.
لا تحتاج التقنيات الأخرى ، مثل سحب الدم في الوريد تحت الترقوة ، إلى استخدام التخدير قبل جمع الدم وتسمح بأخذ عينات متكررة من كميات صغيرة من الدم. ومع ذلك ، هناك حاجة إلى معالجة مقيدة وشق إبرة مناسب لهذه التقنية. قد تؤدي العملية غير السليمة إلى ألم الحيوانات أو حتى الوفيات ، وقد يكون التدريب على هذه الطريقة صعبا4.
تشمل الإجراءات القصصية الأخرى البزل المداري وثقب الوريد تحت اللسان ، وكلاهما يتطلب مخدرا ، ولا يوصى به ولا يستخدم على نطاق واسع. على الرغم من أن الدراسات السابقة أظهرت أن جمع الدم عن طريق البزل المداري أسرع من ثقب الوريد الذيلي ، فقد وجد أن البزل المداري تحت تخدير ثنائي إيثيل الأثير كان أقل تحملا من الطريقة الأخيرة (بناء على درجات إثارة الحيوانات وإنتاج البول)5. علاوة على ذلك ، تتأثر هذه الطريقة بشدة بمهارة الشخص الذي يقوم بالإجراء ويتم تنفيذها بشكل أساسي من قبل الأطباء البيطريين ذوي الخبرة. وبالمقارنة ، فإن ثقب الوريد تحت اللسان أقل إزعاجا ويوصى به لأخذ عينات الدم المتكررة6. ومع ذلك ، فإن هذه التقنية تقدم آثارا ضارة شديدة مثل انخفاض تناول الطعام والماء ، مما قد يؤدي إلى وفاة الحيوان7.
تصف هذه الدراسة طريقتين مستخدمتين في مختبرنا لأخذ عينات الدم المتكررة. يمكن إجراء ثقب الوريد الذيل على واع ، وتلف الأنسجة والآثار الضارة ضئيلة. يتضمن تعديل هذه التقنية في هذه الدراسة تثبيت الذيل بالسبابة والإصبع الأوسط ، مما يسمح لمشغل واحد بإجراء جمع الدم. تم بالفعل وصف ثقب الوريد الظهري للحقن الوريدي البسيط. يتم تنفيذ هذه التقنية تحت التخدير وتسمح بمصدر دم موثوق به في حالة وجود صعوبات في طرق أخرى (على سبيل المثال ، خلال فترة ما بعد الجراحة مباشرة ، مع صغير ، عند إجراء سحب الدم في الفترة المحيطة بالجراحة تحت التخدير). على غرار أخذ عينات الوريد الذيل ، سيكون للإصابة في موقع البزل تأثير عام طفيف على الحيوان مقارنة بالتقنيات المذكورة أعلاه8. الهدف من ورقة الطرق هذه هو تقديم بدائل بسيطة وموثوقة لأخذ عينات الدم للباحثين عديمي الخبرة وفقا للسياق (على سبيل المثال ، للإجراءات التي تتم تحت التخدير ، للدراسات التي تشمل الفئران الذكور ، للحيوانات ذات الأوردة الذيل الرقيقة).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تم تنفيذ الإجراءات على ذكور فئران لويس البالغة من العمر 3 أشهر ، ويزن كل منها 300-400 جم. تم تضمين ما مجموعه 24 حيوانا ، مع ثلاث حالات ثقب: خضع 12 فأرا لثقب وريد الذيل بدون تخدير (تلفزيون المجموعة بدون تخدير) ، وتم تخدير 12 فأرا آخر للخضوع لكل من ثقب الوريد الذيل (مجموعة التلفزيون مع التخدير) وثقب الوريد القضيب (المجموعة PV مع التخدير). تمت الموافقة على جميع الإجراءات واحترام إرشادات اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوان (IACUC). تم القتل الرحيم لجميع الحيوانات في نهاية الدراسة (بعد متابعة شهر 1) عن طريق جرعة زائدة من ثاني أكسيد الكربون. انظر جدول المواد للحصول على التفاصيل المتعلقة بجميع المواد والأدوات المستخدمة في هذا البروتوكول.
1. إرشادات عامة
- تماشيا مع إرشادات IACUC ، تأكد من أن الحد الأقصى لحجم الدم المسحوب لا يزيد عن 10٪ من إجمالي حجم الدم كل 2 أسابيع9. على سبيل المثال ، يجب أن يكون حجم الدم الكلي للفأر الذي يبلغ 300 غرام حوالي 19.2 مل. في حالة البروتوكول الذي يتطلب أربعة سحب للدم في الأسبوع الأول وحده (اليوم 0 ، اليوم 1 ، اليوم 3 ، اليوم 7) ، حدد الجمع بحد أقصى 250 ميكرولتر من الدم لكل عينة.
- بالنسبة للإجراءات التي تتم تحت التخدير ، يتم تطبيق الأيزوفلوران بواسطة مبخر دقيق لتخدير الحيوان. حث التخدير في غرفة بجرعة 3٪ -5٪ إيزوفلوران لمدة 5 دقائق ، والحفاظ على استخدام جرعة 1٪ -3٪ إيزوفلوران من خلال مخروط الأنف أثناء العملية. اضبط مستوى الأيزوفلوران بناء على المراقبة المستمرة لمعدل التنفس. تحقق مما إذا كان التخدير كافيا عن طريق قرصة إصبع القدم قبل بدء الإجراء.
- لا تترك الحيوان دون مراقبة أثناء العملية أو حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي.
- بعد جمع الدم ، راقب الحيوان حتى الشفاء التام قبل إعادته إلى قفصه ، ولا تقدمه إلى شركة الحيوانات الأخرى حتى يتعافى تماما.
ملاحظة: بالاتفاق مع الخدمات البيطرية ، لم يكن من الضروري تناول مسكنات الألم بعد الإجراء بعد ثقب الوريد الذيلي أو الوريد القضيبي.
2. سحب الدم من الوريد القضيب
- اعداد
- قم بإعداد المعدات التالية: شاش معقم ، قفازات ، مناديل كحولية ، أنبوب EDTA لجمع الدم الشعيرات الدموية الدقيقة (غطاء أرجواني) ، وحقنة أنسولين 30 جم (30 وحدة أو 50 وحدة مئوية).
- أخرج الجرذ من قفصه ، وضعه في غرفة للتحريض مع الأيزوفلوران عبر مبخر دقيق (الجرعة: 3٪ -5٪). بمجرد تخدير الحيوان ، قم بنقله إلى طاولة الإجراءات ، ووضع الحيوان على ظهره مع وضع أنفه في مخروط الأنف للحفاظ على التخدير. مراقبة معدل التنفس ، وضبط مستوى الأيزوفلوران وفقا لذلك (جرعة الصيانة: 1٪ -3٪). تحقق من أن الحيوان مخدر بما فيه الكفاية عن طريق قرصة إصبع القدم قبل البدء في الإجراء.
- أخذ عينات الدم
- حرك المكبس ذهابا وإيابا في المحقنة عدة مرات لتنعيم الانسحاب. خلق ضغط سلبي في المحقنة عن طريق سحب المكبس لإزالة بضعة ميكرولتر.
- بمساعدة اليد غير المهيمنة ، اسحب القلفة من نهاية القضيب ، وأمسك الحشفة بين السبابة والإبهام ، واسحب برفق. سيظهر الوريد الظهري للقضيب كحبل أزرق سطحي. انظر الشكل 1 والشكل 2.
- مع توجيه عين الإبرة لأعلى ، أدخل حقنة الأنسولين في الوريد بزاوية 35 درجة. بمجرد دخول الإبرة إلى الوريد ، سوف يتدفق الدم إلى المحقنة.
- اسحب المكبس من المحقنة ببطء بمعدل بطيء وثابت لجمع الحجم المطلوب.
ملاحظة: لا تسحب المكبس بسرعة كبيرة ، لأن ذلك سيؤدي إلى انهيار الوريد ووقف تدفق الدم. - إذا انخفض تدفق الدم ، قم بتدوير الإبرة قليلا في اتجاه عقارب الساعة أو عكس اتجاه عقارب الساعة.
- قم بإزالة المحقنة. سوف تتشكل قطرة دم على موقع البزل ، وسيسمح طموحها بجمع بضعة ميكرولترات أخرى من الدم في حالة إجراء غير معقم.
- إذا فشل البزل الأول ، فأعد إدخال الإبرة بشكل أقرب على الوريد.
ملاحظة: على عكس أخذ عينات الوريد الذيلي ، عادة ما يكون الثقب التكراري لوريد القضيب الظهري غير ناجح. - ضع ضغطا خفيفا على موقع البزل لوقف النزيف ، وامسح المنطقة بمسح كحول جديد.
- ضع القضيب مرة أخرى في موضعه المحايد.
- قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران ، ومراقبة الفئران حتى الشفاء التام. إعادة الفئران إلى قفصها.
3. ثقب الوريد الذيل
- اعداد
- قم بإعداد المعدات التالية: حامل تقييد بلاستيكي ، شاش معقم ، قفازات ، مناديل كحولية ، أنبوب EDTA لجمع الدم الشعيرات الدموية الدقيقة (غطاء أرجواني) ، وحقنة أنسولين 28 جم 1/2 (30 وحدة أو 50 وحدة مئوية).
- أخرج الجرذ من قفصه ، وقم بتثبيته بسرعة في مخروط تقييد بلاستيكي. أغلق الطرف الكبير من المخروط حول قاعدة الذيل. تأكد من أن الحيوان مريح وأن التنفس غير مقيد طوال العملية بأكملها.
- اغمس الذيل في ماء دافئ (37 درجة مئوية) لمدة 1 دقيقة لتوسيع الوريد. تجفيف الذيل بمنشفة ورقية. ضع الحيوان (في المقيد) ووجهه لأسفل ، مع وضع الذيل على وسادة التدفئة.
- حدد وريد الذيل الأيمن أو الأيسر (الخط الأزرق) لأخذ العينات عن طريق تدوير الحيوان بأكمله إلى أي من الجانبين (وهذا يتجنب التواء الذيل). استخدم الثلث الطرفي من الذيل لثقب الأوعية الدموية لأن الأوعية تصبح أكثر سطحية في هذه المنطقة. الشريان بطني ، والأوردة الجانبية10.
- امسح الذيل بمناديل الإيثانول بنسبة 70٪ في موقع البزل.
- ضع الذيل على حافة وسادة التدفئة لإنشاء زاوية في الثلث الطرفي من الذيل. هذا يجلب الوريد إلى السطح ويخلق مساحة أكبر لأخذ العينة.
- أخذ عينات الدم
- حرك المكبس ذهابا وإيابا في المحقنة عدة مرات لتنعيم الانسحاب. خلق ضغط سلبي في المحقنة عن طريق سحب المكبس لإزالة بضعة ميكرولتر.
- بمساعدة الفهرس غير المهيمن والإصبع الأوسط ، قم بتأمين الذيل بشكل مسطح على وسادة التدفئة. ضع الإصبع الأوسط بالقرب من السبابة بعيدا ، مع وضع موقع البزل بين هذين الإصبعين. قم بالضغط على الإصبع الأوسط أكثر من الضغط على السبابة لتأمين الذيل ، وإغلاق الوعاء عن قرب فقط والسماح للدم بالتجمع. انظر الشكل 1 والشكل 3.
- مع توجيه عين الإبرة لأعلى ، حرك حقنة الأنسولين على السبابة حتى يتم إدخالها في الوريد (وهذا يخلق زاوية 35 درجة بين الإبرة والذيل). بمجرد دخول الإبرة إلى الوريد ، سوف يتدفق الدم إلى المحقنة. في هذه المرحلة ، حرر الضغط على السبابة والإصبع الأوسط لضمان عدم انسداد تدفق الدم.
- اسحب ببطء مكبس المحقنة بمعدل ثابت لجمع الحجم المطلوب.
ملاحظة: لا تسحب المكبس بسرعة كبيرة ؛ سيؤدي ذلك إلى انهيار الوريد ووقف تدفق الدم. - إذا انخفض تدفق الدم ، قم بتدوير الإبرة قليلا في أي من الاتجاهين.
- إزالة حقنة من الذيل. سوف تتشكل قطرة دم على موقع ثقب الذيل. يسمح طموح هذا الدم بجمع بضعة ميكرولترات أخرى من الدم في حالة إجراء غير معقم.
- إذا فشل البزل الأول ، فأعد إدخال الإبرة بشكل أقرب على الوريد.
ملاحظة: يصبح الوريد أكثر عمقا تدريجيا مع اقترابه من قاعدة الذيل. إذا لم يكن هناك تدفق دم في المحقنة ، فقم بزيادة الزاوية بين المحقنة والذيل ، أو قم بتدوير الإبرة. - اضغط على موقع البزل لوقف النزيف ، وامسح المنطقة بمسح كحول جديد. أخرج الجرذ من المخروط البلاستيكي ، وأعده إلى قفصه.
- ثقب الوريد الذيل تحت التخدير
- نفذ الخطوة 2.1.1 والخطوة 2.1.2 لتحفيز التخدير والحفاظ عليه.
- تنفيذ الخطوات 3.1.3-3.2.7 لجمع الدم ؛ انظر الشكل 1.
- نفذ الخطوة 2.2.10 لاستعادة الحيوانات.
الشكل 1: مخططات طرق البزل المختلفة في هذا البروتوكول. (أ) ثقب وريد الذيل المعدل على واع ومقيد ؛ (ب) ثقب وريد الذيل المعدل وثقب وريد القضيب تحت التخدير. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
تم تعريف النجاح على أنه سحب دم ينتج عنه ما لا يقل عن 100 ميكرولتر من الدم في أقل من 10 دقائق (من وقت البزل إلى نهاية جمع الدم) ، وتم تعريف الفشل على أنه سحب دم ينتج أقل من 100 ميكرولتر من الدم أو يستغرق أكثر من 10 دقائق لاسترداد حجم الدم المطلوب. تم السماح بحد أقصى 250 ميكرولتر من الدم لكل عينة. تم إجراء التحليلات الإحصائية باستخدام اختبار ANOVA أحادي الاتجاه لإجراء مقارنات متعددة واختبار كاي تربيع. وعرضت البيانات كقيمة متوسطة ± انحراف معياري، واستخدمت p < 0.05 كحد أقصى لتحديد الدلالة الإحصائية.
أظهرت مقارنة معدلات النجاح نتائج مماثلة لثقب الوريد الذيل في الفئران الواعية (92٪) وثقب الوريد القضيبي تحت التخدير (83٪) (p = 0.0543) ، كما هو موضح في الشكل 4. ومن المثير للاهتمام ، تحت التخدير ، أصبح الوريد الذيل غير موثوق به للغاية ، وكان ثقب الوريد الذيل تحت التخدير معدل نجاح 25 ٪ فقط في هذه الدراسة ، ربما بسبب ترقق الوريد. في حالة التخدير ، كان ثقب الوريد القضيبي أكثر نجاحا من ثقب الوريد الذيل لأخذ العينات (p < 0.0001).
قارنا أحجام الدم التي تم جمعها ومدد الإجراء بين الوريد الذيل وثقب الوريد الظهري للقضيب الذي تم إجراؤه على الفئران تحت التخدير وثقب الوريد الذيلي الذي تم إجراؤه على الفئران الواعية. يوضح الشكل 5 أن ثقب الوريد الذيل بدون تخدير (217.5 ميكرولتر ± 69.04 ميكرولتر) والوريد القضيبي تحت التخدير (185.8 ميكرولتر ± 66.4 ميكرولتر) أنتجت كميات مماثلة من الدم (p = 0.4966) ، وكانت هذه الكميات من الدم أعلى بكثير من الحجم الذي تم جمعه مع ثقب الوريد الذيلي تحت التخدير (54.4 ميكرولتر ± 68.8 ميكرولتر) (p < 0.0001).
كانت مدة الإجراء مماثلة في ثقب الوريد القضيبي تحت مجموعة التخدير (315.2 ثانية ± 160 ثانية) وثقب الوريد الذيلي بدون مجموعة التخدير (262.5 ثانية ± 171 ثانية) (p = 0.6632). يوضح الشكل 6 أن أخذ العينات تم إجراؤه في أقل من 6 دقائق في كلا المجموعتين ، في حين أن ثقب الوريد الذيل تحت التخدير استغرق أكثر من 8 دقائق (500.8 ثانية ± 196 ثانية) بسبب حالات فشل متعددة (p < 0.0382).
الشكل 2: طريقة ثقب الوريد الظهري للقضيب. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الشكل 3: طريقة ثقب الوريد الذيل المعدلة. لاحظ أن الذيل مثبت لأسفل وأن موقع البزل يقع بين السبابة والأصابع الوسطى. يجب أن تستقر المحقنة وتنزلق على السبابة للحفاظ على زاوية ثقب ثابتة. يسمح استخدام اليد غير المهيمنة بتثبيت الذيل على واع. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 4: معدلات نجاح ثقب الوريد الذيل تحت التخدير ، وثقب الوريد القضيبي تحت التخدير ، وثقب الوريد الذيلي بدون تخدير . **** p < 0.0001 مع اختبار كاي تربيع. الاختصارات: TV = الوريد الذيل. PV = الوريد القضيب. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 5: مقارنة بين أحجام الدم (بالميكرولتر) التي تم الحصول عليها في المجموعات الثلاث . ***p < 0.001; p < 0.0001 مع تحليل ANOVA لمقارنات متعددة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 6: مقارنة بين مدة أخذ العينات (بالثواني)، وتعرف بأنها الوقت من لحظة البزل إلى نهاية سحب الدم، في المجموعات الثلاث. تم تعريف الفشل على أنه مدة سحب دم تستمر لفترة أطول من 600 ثانية (10 دقائق). * ص < 0.05 ؛ ** p < 0.01 مع تحليل ANOVA لمقارنات متعددة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
ثقب الوريد الذيل هو وسيلة فعالة للحصول على الدم من الفئران الواعية. ومع ذلك ، عندما يكون الحيوان تحت التخدير ، يمكن أن يؤدي تأثير الأيزوفلوران إلى تشنجات الأوعية الدموية ويجعل ثقب الوريد الذيل غير مناسب11. كما هو موضح في هذه الدراسة ، فإن البديل في هذه الحالة هو جمع الدم من الوريد القضيبي ، وهو أكثر نجاحا وينتج حجما أكبر بكثير من الدم في وقت أقل. من المهم أن تتذكر أنه في حالة الفشل بهذه الطريقة في المحاولة الأولى ، قد لا تنجح المحاولات اللاحقة. في المقابل ، يسمح ثقب الوريد الذيل بالعديد من الثقوب اللاحقة في حالة الصعوبة في المحاولة الأولى (هناك عروقان ، ويمكن محاولة ثقب أعلى على الذيل)1. ومع ذلك ، يمكن أن تسبب الثقوب التكرارية انحلال الدم في العينة ، مما يشوه النتائج بسبب إطلاق الهيموغلوبين والمكونات الداخلية لأغشية كرات الدم الحمراء. هذا صحيح بشكل خاص إذا تم تحليل البلازما12. يفضل تجنب الثقوب المتعددة والحصول على العينة في سحب دم واحد.
في هذا العمل ، لم يتجاوز أخذ عينات الدم 250 ميكرولتر لكل عينة وفقا لهذا البروتوكول وإرشادات IACUC لاحترام رعاية الحيوان في حالة أخذ عينات متعددة. مكن التقدم في تقنيات التحليل الحيوي من استخدام عينات دقيقة أقل من 50 ميكرولتر لتقييم الكيمياء الحيوية للدم والمعلمات الأيضية 13. لذلك ، 250 ميكرولتر كافية لاستنتاج أن كلتا الطريقتين فعالتان للدراسات المستقبلية. ومع ذلك ، فإن كل من الوريد الذيل والوريد القضيب عبارة عن أوعية صغيرة ولا تسمح بجمع كميات كبيرة من الدم. هذه الطرق الموصوفة مناسبة لأخذ العينات المتكررة ومراقبة الحيوانات الحية. إذا كانت كميات كبيرة من الدم ضرورية (على سبيل المثال ، لإجراءات نهاية الدراسة) ، فيجب التفكير في طرق أخرى تنتج المزيد من الدم - مثل ثقب القلب.
هذه الإجراءات الموصوفة هي اثنان من بين العديد من الإجراءات. كان اختيارنا للإجراء مدفوعا ببعض المزايا. يمكن إجراء كل من هذه التقنيات بواسطة مشغل واحد. إن استخدام السبابة والإصبع الأوسط لتثبيت وريد الذيل في تقنية الوريد الذيل المعدلة يجعل التقييد البشري التكميلي غير ضروري. ومع ذلك ، من الضروري تقييم رفاهية الحيوان ، ويوصى دائما بالمساعدة من قبل محترف (على سبيل المثال ، طبيب بيطري أو فني بيطري) لتجنب تعريض الحيوان لألم أو ضيق غير ضروري2.
علاوة على ذلك ، تتطلب الطرق الموصوفة سابقا (على سبيل المثال ، العصا الوداجية ، وسحب الدم من الوريد تحت الترقوة) تدريبا مسبقا مكثفا لتجنب إلحاق الأذى بالحيوان أو موته. في المقابل ، نادرا ما يكون الوريد الذيل أو ثقب الوريد الظهري للقضيب قاتلا للفأر ، حتى لو لم يتم تنفيذه بشكل جيد. كان لهذه الدراسة بعض الإخفاقات في كلتا الطريقتين ، ولكن لم يلاحظ أي آثار ضارة أو وفيات أخرى. تم الإبلاغ عن بعض حالات احتباس البول بعد حقن القضيب الظهري ، ولكن من غير الواضح ما إذا كان الحقن نفسه أو العامل المحقون مسؤولا عن هذه النتيجة. لم يلاحظ هذا التأثير الضار ولا الشفاء غير الطبيعي أو العدوى في موقع البزل خلال فترة الدراسة. علاوة على ذلك ، لم تكشف التقييمات اليومية لظروف الحيوانات عن ألم أو ضيق في أي مجموعات (لا تلطيخ البورفيرين ، ولا فقدان الوزن ، والحيوانات التي اعتبرها فريق البحث والمهنيون البيطريون مريحة على أنها مريحة). ومع ذلك ، فإن التقييد المطول والثقوب المتعددة يمكن أن تسبب ضائقة حيوانية. لتجنب ذلك ، يجب تدوير الإبرة عندما يتباطأ تدفق الدم بدلا من تكرار الثقب. يوصى بتسخين الذيل بشكل صحيح بالماء الساخن ووسادة التدفئة لتوسيع الوريد الذيل ، وكذلك ممارسة هذه الأساليب ، لتقليل وقت التقييد.
تسمح طرق ثقب الوريد الذيلي وثقب الوريد الظهري للقضيب بأخذ عينات سريعة (أقل من 6 دقائق) وتنتج كميات دم كافية لمعظم المقايسات. عند القيام به على واع ، يعد ثقب الوريد الذيل طريقة فعالة وموثوقة للحصول على الدم. ومع ذلك ، على مخدر ، تميل عوامل التخدير إلى التسبب في تشنجات الأوعية الدموية ، والوريد الذيل يخضع لترقق مهم11. في هذا السيناريو، يوفر ثقب الوريد الظهري للقضيب معدل نجاح أفضل من ثقب الوريد الذيلي، والذي يميل إلى أن يكون غير موثوق به لجمع الدم. ومع ذلك ، فإن أحد قيود سحب دم الوريد القضيبي هو أنه لا يمكن إجراؤه إلا على ذكور الفئران ، وبالتالي فهو غير مناسب لدراسات الفئران الإناث. لذلك ، وفقا للسياق (أي جنس الحيوان ، وسحب الدم في الفترة المحيطة بالجراحة أو بعد الجراحة ، والحيوانات ذات الأوردة الذيل الرقيقة) ، يمكن استخدام كل من ثقب الوريد في القضيب وثقب الوريد الذيل بالتناوب لسحب الدم المتكرر ، حتى من قبل الباحثين الذين لديهم خبرة قليلة أو معدومة في الدراسات على الحيوانات.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى أي من المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.
Acknowledgments
تم تمويل هذا العمل من قبل Shriners Children's Boston (B. E. U. ، K.U. ، C.L.C.). يتم تمويل L.C. من قبل "La Bourse des Gueules Cassées" و "La Bourse Année Recherche" و "La Bourse de l'Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris". Y.B. بتمويل من "بورصة Gueules Cassées". يتم تمويل Y.B. و I.F.v.R. من قبل مستشفيات Shriners للأطفال (معرف الزمالات هو # 84308-BOS-22 # 84302-BOS-21 على التوالي). تستند هذه المادة جزئيا إلى العمل الذي تدعمه المؤسسة الوطنية للعلوم بموجب المنحة رقم. 1941543 الجماعة الاقتصادية الأوروبية. الدعم الجزئي من المعاهد الوطنية الأمريكية للصحة (R01EB028782 و R56AI171958 و R01DK114506) معترف به بامتنان. تم إنشاء الشكل 1 باستخدام BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mL | 28 G ½ Insulin Syringes | BD | 329424 | for tail vein puncture |
| 0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes | BD | 320468 | for penile vein puncture |
| 250 L Microtainer blood collection tubes with K2EDTA | BD | 365974 | |
| Gauze Sponges | Curity | 6939 | |
| Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine | E-Z Systems | EZ-190F | for penile vein puncture |
| Isoflurane, USP | Patterson Veterinary | 1403-704-06 | for penile vein puncture |
| Nosecone for Anesthesia | World Precision Instruments | EZ-112 | for penile vein puncture |
| Rodent Restraint Cone | Harvard Apparatus | ST2 52-95-86 | for tail vein puncture |
| Small Animal Heated Operating Table (Adjustable) | Peco Services Ltd | 69023 | |
| Webcol Alcohol prep pads | Simply Medical | 5110 |
References
- Lee, G., Goosens, K. A. Sampling blood from the lateral tail vein of the rat. Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).
- Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
- Luzzi, M., et al. Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum. Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).
- Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
- Van Herck, H., et al. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).
- Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
- Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
- Nightingale, C. H., Mouravieff, M. Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat. Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).
- Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program. , Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022).
- Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods. Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).
- Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).
- Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method. Medicine. 96 (38), 7976 (2017).
- Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).
