Summary
Denne artikkelen presenterer en manipulasjon for behandling av kronisk kompresjon av dorsalrotganglion hos rotter ved bruk av Tuina-terapi, sammen med en metode for å evaluere effektiviteten basert på smerteadferd og histopatologiske resultater.
Abstract
Neuropatisk smerte er en utbredt tilstand som rammer 6,9% -10% av befolkningen og skyldes nerveskader på grunn av ulike etiologier, som lumbal skiveprolaps, spinalkanalstenose og intervertebral foramenstenose. Selv om Tuina, en tradisjonell kinesisk manuell terapi, har vist smertestillende effekter i klinisk praksis for behandling av nevropatisk smerte, forblir de underliggende nevrobiologiske mekanismene uklare. Dyremodeller er avgjørende for å belyse de grunnleggende prinsippene for Tuina. I denne studien foreslår vi en standardisert Tuina-protokoll for rotter med kompresjon av dorsalrotganglion (DRG), som innebærer å indusere DRG-kompresjon ved å sette inn en rustfritt stålstang i intervertebral foramen, utføre Tuina-manipulering med spesifikke parametere for plassering, intensitet og frekvens i et kontrollert miljø, og vurdere atferdsmessige og histopatologiske utfall av Tuina-behandling. Denne artikkelen diskuterer også de potensielle kliniske implikasjonene og begrensningene i studien og foreslår retninger for fremtidig forskning på Tuina.
Introduction
I kliniske omgivelser er det vanlig å observere nevrologisk patologisk smerte forårsaket av nerverotkompresjon på grunn av ulike årsaker. Den mest typiske formen for denne nevropatiske smerten er lumbal skiveprolaps (LDH), som ofte er vedvarende, tilbakevendende og vanskelig å kurere. Omtrent 9% av verdens befolkning er berørt av LDH, noe som fører til betydelige sosiale og økonomiske byrder1. Forekomsten av denne typen nevropatisk smerte øker årlig, med en trend mot yngre pasienter, på grunn av endringer i menneskelig produksjon og livsstil2. Til tross for bruk av ikke-steroide smertestillende midler, kan pasientens symptomer ikke lindres fullstendig. Som et resultat har alternative terapier, som Tuina, for behandling av smerte forårsaket av LDH fått økende oppmerksomhet.
Tuinaterapi, en form for konservativ behandling for LDH, er allment anbefalt i ulike retningslinjer for klinisk praksis over hele verden for å forebygge og behandle korsryggsmerter 3,4. Forskning har vist at Tuina kan redusere inflammatoriske faktorer som serum IL-6 og tumornekrosefaktor-alfa (TNF-α) nivåer i LDH-pasienter, samtidig som pasientens smerte og lumbalfunksjonsnedsettelseforbedres 5. Den spesifikke mekanismen bak Tuina-terapiens smertelindrende effekt er imidlertid fortsatt uklar.
Dyremodeller er et verdifullt verktøy for å studere nevropatisk smerte forårsaket av LDH6. De tillater atferdsmålinger for å evaluere effektiviteten av Tuina-terapi og gi prøver av LDHs patologiske fysiologi. For eksempel kan det tas prøver fra dorsalrotgangliene i låret for å verifisere forandringer i dorsalrotganglionceller. Den kroniske kompresjonen av Dorsal Root Ganglion (CCD) -modellen brukes ofte til å evaluere den patologiske fysiologien til LDH, da den forårsaker skade på morfologien til dorsale rotganglionceller som er i samsvar med de patologiske endringene som er sett i kliniske tilfeller av nervekompresjon forårsaket av skiveprolaps7.
Mange forskere har gjennomført flere dyreforsøk på akupressuranalgesi 8,9,10. Men når de implementerer akupressuroperasjoner på dyremodeller, etterligner de ofte menneskelig akupressur. Den terapeutiske effekten av akupressur påvirkes av faktorer som størrelse, frekvens og retning av den påførte kraften11,12,13. Hvis eksperimentet mangler en enhetlig akupressurstandard, for eksempel kraften, frekvensen og varigheten av operasjonen, kan dette føre til noe avvik i de eksperimentelle resultatene. Denne artikkelen introduserer et sett med akupressurbehandlingsplaner basert på egenskapene til CCD-rotter, og fremmer utviklingen av standardiserte akupressuroperasjoner i dyremodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dette arbeidet ble utført på smertelaboratoriet ved Neurobiology Institute ved Fudan University. Forsøkene ble godkjent og strengt fulgt retningslinjene for beskyttelse av forsøksdyr etablert av International Association for the Study of Pain (LASP) for alle kirurgiske prosedyrer og dyrehåndtering. Clean-grade Sprague-Dawley (SD) rotter, bestående av 32 hanner mellom 40-50 dager gamle, med en gjennomsnittlig vekt på 220 ± 1,38 g, ble brukt i denne studien. Disse rottene ble hentet fra Experimental Animal Center of Shanghai Academy of Life Sciences, Chinese Academy of Sciences. Dyrene ble tatt godt vare på og plassert i et eget rom med uavhengig ventilasjon, regulert temperatur (22 ± 1 °C) og fuktighet (40 % -50 %). Rottene hadde tilgang til tilstrekkelig mat og vann i burene sine. Forsøksdyrrommet fulgte en 12 timers lys-mørk syklus for å opprettholde regelmessigheten av rottenes sirkadiske rytmer, og utpekt personell erstattet regelmessig polstringen. Røntgenbildet ble utført ved radiologisk avdeling ved Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, tilknyttet Shanghai University of Traditional Chinese Medicine.
1. Studiedeltakere og gruppering
- Tilordne 32 rotter til fire grupper: naiv (kontroll), sham (sham operasjon), CCD (kronisk dorsalrotganglionkompresjon) og CCD + Tuina (8 rotter / gruppe). Rotter hadde fri tilgang til mat og vann på dyreavdelinger.
MERK: Naive rotter hadde ingen intervensjon, mens sham-gruppen gjennomgikk samme kirurgiske prosedyre som CCD-grupperotter, men uten å etterlate en "L" -formet rustfritt stålstang i L4 og L5 intervertebral foramen. Rotter i CCD-gruppen gjennomgikk fullstendig kronisk dorsalrotganglionkompresjonsmodellkirurgi. Rotter i CCD + Tuina-gruppen fikk tuinaterapi som startet den fjerde dagen etter CCD-operasjonen.
2. Etablering av dyremodell
- Administrer isofluoran for å bedøve rotter. Når rottene mister bevisstheten (ingen refleksrefleks eller benfleksjonsrefleks), barberer du håret i operasjonsområdet ved hjelp av en barberhøvel.
MERK: Analgetiske legemidler ble påført 15 min før operasjonen og rotter ble injisert subkutant med tramadol 20 mg / kg. - Fest rotta på et skumbrett (se materialfortegnelse) og bruk gummibånd for å sikre lemmer og fortenner. Tørk det forberedte området med en steril prep av alkohol og jodveksling i minst 3 sykluser.
- Sett inn den "L"-formede sonden (se Materialfortegnelse).
- Bruk saks til å lage et 2-3 cm snitt gjennom huden, overfladisk fascia og dyp fascia lag for lag. Først finner du den fremre overlegne iliac ryggraden, som tilsvarer den femte lumbale ryggraden. Deretter finner du sekvensielt de tredje og fjerde spinøse prosessene.
- Klem den spinøse prosessen med tanntang og løft den slik at saksen kan være nær høyre side av den spinøse prosessen og kutte muskelen festet til høyre side av den spinøse prosessen.
- Deretter dissekerer du stumpt muskelen festet til den ytre overflaten av vertebralplaten til det er motstand mot høyre side. Fremspringet er zygapofysialleddet. På samme måte dissekerer du sløvt muskelen og fascia på zygapofysialleddet.
MERK: Den tverrgående prosessen som peker mot rottens hoderetning vil bli berørt først i den nedre ytre fronten av zygapofysialleddet. Under den tverrgående prosessen er intervertebral foramen, som er fylt med nerverøtter og omkringliggende bløtvev og er vanligvis ikke lett å finne. - Bruk først en "L" -formet sonde for å bestemme posisjonen til det intervertebrale foramen, og bruk deretter en "L" -formet rustfritt stålstang (som må lages med en diameter på 0,4 mm og en lengde på 4 mm) for å sette den inn i intervertebral foramen.
- Hvis dorsalrotganglionet komprimeres vellykket, vil rotta vise en haleflikk og benfleksjonsrefleks. Sett den rustfrie stålstangen inn i fjerde og femte lumbale intervertebrale foramen. Deretter sutur (3-0, se tabell over materialer) muskel, fascia og hud lag for lag.
- Plasser rotta i en termostatboks til den våkner. Etter å ha våknet, observer om funksjonen til rottens høyre bakre lem er normal. Hvis det drar, betyr det at operasjonen har skadet motornervene, og rotta skal kastes. Hvis funksjonen til høyre bakre lem er normal, kan rotta brukes og plasseres i et bur for fôring.
3. Tuina terapi
- Etabler et komfortabelt miljø: Før du starter Tuina-behandling, må du akklimatisere rotta i fastholderen i 30 minutter for å la den tilpasse seg (figur 1). Denne enheten kan fullt ut eksponere rottens lår og immobilisere det, noe som letter Tuina-manøvrer (se materialfortegnelse).
MERK: Temperaturen i behandlingsrommet bør opprettholdes mellom 22-26 °C, og luftfuktigheten bør være mellom 40%-50%. - Standardisering av Tuina: sørg for at terapeutene bruker trådløse fingerermer som kan overvåke trykket og frekvensen til Tuina og gi tilbakemeldingsdata i sanntid. Først trener du Tuina med tilbakemeldingsdataene til fingerermene, justerer kraften til 5 N og frekvensen til 2 Hz. Deretter utfører du de samme manøvrene på rottene, og opprettholder en konsistent kraft og frekvens gjennom hele prosedyren (figur 2).
MERK: Basert på vårt tidligere arbeid er den beregnede optimale trykkkraften 5 N (se diskusjonsdelen for detaljer). - Identifiser acupoint: velg gastrocnemiusmuskelen i høyre bakre lem som Tuina-området av rotten, ved krysset mellom de to hodene til gastrocnemius-muskelen, omtrent på stedet for BL5714.
- Utfør Tuina: Sørg for at terapeuten vender mot det bakre aspektet av rottens lår og holder rottens høyre bakre lem med høyre øvre lem. Plasser tommelen vertikalt på BL57 acupoint, og sørg for at underarmen og fingrene utøver kraft for å utføre rytmisk roterende bevegelse med lite rekkevidde mens du påfører et 5 N-trykk (figur 3).
- Under behandlingen må du sørge for at manipulasjonstilbakemeldingens kraft og frekvens samsvarer med de forhåndsinnstilte verdiene. Start intervensjonen fra den fjerde dagen etter operasjonen, med Tuina utført en gang daglig i 15 minutter, kontinuerlig i 18 dager.
4. Atferdstesting for smerte
MERK: Atferdstester ble utført før modellering, etter modellering, på intervensjonsdag 1, intervensjonsdag 3, intervensjonsdag 7, intervensjonsdag 14, intervensjonsdag 17 og intervensjonsdag 21.
- Utfør terskel for mekanisk stimuleringsrespons (poteuttaksterskel, PWT) ved å følge trinnene nedenfor (figur 4).
- Bruk von Frey-metoden for å teste responsterskelen for mekanisk stimulering i rottenes føtter. Plasser rottene i et gjennomsiktig herdet glassrom som måler 20 cm × 10 cm × 20 cm, som ble plassert på et metalltrådstativ med 10 mm × 10 mm åpninger i en høyde på 40 cm. Hold romtemperaturen på 23 ± 2 °C, og omgivelsene stille.
- Mål den mekaniske uttaksterskelen med elektroniske Von Frey-fibre (se materialtabell). Stimuler rottens fotsenter til den beveger seg merkbart, for eksempel å heve benet eller unngå det. Maskinen registrerer den maksimale trykkverdien (N) automatisk.
- Vent i 15 s eller mer før du stimulerer den samme rotta igjen. Hold hver stimulering under 5 s for å forhindre taktil sensibilisering i rottens poter. Gjenta testen fem ganger til de tre påfølgende målingene avviker med mindre enn 10 N.
- Utfør poteuttakslatens (PWL) som respons på termisk stimulering (figur 5).
- Vurder PWL ved hjelp av Hargreaves-metoden15,16. Plasser rottene i et lite kammer laget av gjennomsiktig herdet glass, som måler 20 cm x 10 cm x 20 cm, med et gjennomsiktig glasslokk med et ventilasjonshull. Varm opp det sentrale området av glasslokket til 45 °C ved hjelp av en varmeplate til det når en stabil temperatur.
- Under atferdstestfasen, akklimatisere rottene til atferdslaboratoriet i minst 2 timer hver dag for å minimere virkningen av miljøfaktorer på testresultatene.
- Før den formelle testingen, plasser rottene i atferdslaboratoriet i 30 minutter for å la dem tilpasse seg miljøet og redusere forstyrrelser.
- Varm opp varmeplaten til 45 °C, og plasser rottens baklemmer på varmeplaten.
- Paw withdrawal latency (PWL) ble definert som tiden fra oppvarming startet til poteuttaksrefleksen dukket opp som respons på termisk stimulering. I hver test, test den samme bakre lemmen tre ganger på rad, og gjennomsnittsverdien for å oppnå responslatensen til den bakre lemmen. Etter testing, returner rottene til burene sine for fôring.
5. Perfusjon
- Forberedelse: Forbered en 0,9% saltoppløsning og en 4% paraformaldehydløsning på forhånd. Sett saltoppløsningen i en ovn med konstant temperatur på 37 °C, og oppbevar paraformaldehydoppløsningen i kjøleskap ved 4 °C for senere bruk.
- Utfør anestesi og etablere tilgang.
- Start med å injisere 25 % uretan (0,6 ml/100 g, se materialfortegnelse) i rottens bukhule for å indusere dyp anestesi. Vent til ingen tå-, hornhinne- eller svingrefleks er observert. Fest rotta på et skumbrett.
- Klipp brystbenet med saks og åpne huden og fascia lag for lag. Klipp membranen og kutt av ribbeina på begge sider for å fullstendig eksponere hjertet. Forsiktig skille perikardiet. Separat lungene fra hjertet.
- Bruk tang til å trekke og eksponere aorta ved å trekke hjertet mot seg selv. Juster nålen, venstre ventrikkel og aorta i en rett linje og på samme horisontale plan. Sett deretter nålen fra venstre ventrikkel inn i aorta til nålen er synlig inne i aorta.
- Bruk tang til å klemme aorta og nålen inne i aorta, og kutt deretter opp venstre atrium med saks. På dette tidspunktet vil en stor mengde blod sprute ut av venstre atrium. Åpne ventilen for saltoppløsningen og koble saltvannsinjeksjonen til 37 °C saltvannsoppløsning, totalt ca. 150-200 ml.
- Etter at saltvannsperfusjonen er fullført, bytt til 4 % paraformaldehydoppløsning og perfus med 4 % paraformaldehydoppløsning for totalt ca. 400 ml ved 4 °C. Når du starter paraformaldehydperfusjonen, hold rottens fortenner med ett par tang og trekk dem fremover, mens du holder halen med en hånd og trekker den bakover, noe som er fordelaktig for å utvide ryggraden helt og øke intervertebral foramen for å lette DRG-prøvetaking.
- Under perfusjonen blir rottens lever, mesenteri og større omentum gradvis blek til leveren blir stiv. Deretter senker du strømningshastigheten og justerer den til ca. 2 dråper per sekund til alt paraformaldehydet er perfusert.
6. Dorsal rot ganglion samling
NOTAT: Etter perfusjon, kutt raskt av lumbalseksjonen av rotteryggen. Finn L5 og L4 intervertebral foramen ved å koble de høyeste punktene i hoftekammen på begge sider til L5 lumbal spinous prosess ved hjelp av denne posisjoneringsmetoden, og fjern dorsalrotganglion fra intervertebral foramen. Den spesifikke innsamlingsmetoden er som følger:
- Fra inngangen til ryggraden (thoracic spinalkanalen), sett saksen inn i ryggraden og kutt av lamina på begge sider til alle laminae kan fjernes helt, og utsetter hele ryggraden.
MERK: Vær forsiktig så du ikke skader ryggmargen og nerverøttene utenfor spinalkanalen når du skjærer laminae. - Fjern forsiktig ryggmargen og bakre langsgående ligament. Separat dura mater festet til det indre hullet i intervertebral foramen.
- Bruk oftalmisk tang til å klemme og trekke ut dorsalrotganglion, som er formet som en perle og litt gulaktig.
MERK: På grunn av skjøthet og dårlig seighet i nervesvev, er det nødvendig å forstå styrken og trekke retningen når du trekker ut dorsalrotganglionet og ikke bruker brute force. - Når du trekker ut dorsalrotganglionen, må du sørge for å rengjøre det omkringliggende myke vevet, inkludert dura mater og arachnoid, på forhånd for å lette den jevne trekkingen av dorsalrotganglion.
- Plasser dorsalrotganglionen på absorberende papir, kutt av axonen med et blad og rengjør blodkarene på overflaten av dorsalrotganglion.
- Etter trimming, vei dorsalrotganglionet og senk det i en 4% paraformaldehydløsning med en konsentrasjon på 4% og en temperatur på 4 ° C i tilstrekkelig tid, vanligvis ca. 2-4 timer, og overfør deretter dorsalrotganglion til 10%, 20% og 30% PB sukroseoppløsning (4 ° C) forberedt på forhånd for trinnvis dehydrering.
7. Kryoseksjonering
- Start med å plassere dorsalrotganglion i en 0,01 M PBS-løsning. Rist dem i 10 minutter og vask deretter bort sukroseoppløsningen. Trim forsiktig aksonfibrene i begge segmentene av dorsalrotganglia. Rengjør kryoseksjoneringsmaskinens frysehode og tilsett den optimale skjæretemperaturforbindelsen (OCT) (se Materialtabell).
- Plasser frysehodet på overflaten av et metallskall som inneholder flytende nitrogen, vent til vevet er frosset, fjern det og trim det flatt. Deretter plasserer du frysehodet på undersiden av sliceren. Tykkelsen på dorsalrotgangliaskivene skal være 15 mm. Ordne de skivede tynne seksjonene i en treboks i rekkefølge og oppbevar dem i et kjøleskap på -20 °C, borte fra lys.
8. Farging av hematoksylin og eosin
- Plasser seksjonene 2 minutter i xylen, og dehydrer dem i en serie alkoholer, inkludert 100%, 95%, 80% og 70%, i 2 minutter hver. Legg deretter seksjonene 2 min i destillert vann, 1 min i hematoksylin, utfør 5 min skyll av kranvann og utfør differensiering i 1% saltvannsalkoholoppløsning i 30 s, etterfulgt av 30 s i mettet litiumkarbonat.
- Legg deretter skivene 2 min hver i destillert vann og vann fra springen, 5 min i eosinoppløsning (0,5%), en 1 min rask skylling i destillert vann, to runder på 2 min hver i 95% og 100% alkohol, 30 s i 100% xylen med tilsatt natriumbikarbonat, tre runder på 3 min hver i xylen, og til slutt, forsegling med nøytral balsam (se materialfortegnelse).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Tuinaterapi kan bidra til å redusere rotters mekaniske og termiske stimuleringsterskler forårsaket av CCD-modellering
Etter 17 dagers Tuinabehandling ble det observert en signifikant forskjell i PWT-terskler mellom CCD-rotter som fikk Tuinabehandling og den ubehandlede CCD-gruppen (P = 0,021, <0,05) (figur 6 og tabell 1).
Rottene i CCD-gruppen som fikk Tuina-behandling viste bedring i smerteterskel fra behandlingsstart, og det ble funnet en signifikant forskjell i terskel for termisk smerte mellom CCD-gruppen og gruppen som fikk Tuinabehandling fra dag 14 etter modellering (P = 0,0047, 0,0056, 0,0049 < 0,01) (figur 7 og tabell 2).
Anvendelsen av Tuina-terapi forbedret ikke cellenekrosen forårsaket av CCD-modellen
Basert på HE-fargingen av dorsalrotgangliene hadde CCD-gruppen av rotter, som ble utsatt for fysisk kompresjon med en "L"-formet rustfritt stålstang, pådratt seg cellemembranskade og apoptose (figur 8). Derimot hadde kontrollgruppen av rotter pent definerte kanter, intakte nevronkonturer og fullcellelegemer (figur 9). I CCD + Tuina-gruppen var noen nevronkonturer i ryggrotgangliene hos rotter ufullstendige (figur 10).
Figur 1: Sikringsmiddel for rotter. Det er et hjemmelaget apparat produsert av Tongji University, som effektivt kan immobilisere rotter og fullt ut eksponere bakre lemmer. Sølvskruen styrer baffelen som holder rottens hale og holder rotta fast. Den svarte skruen justerer enheten til rottens lengde. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Bruk av trådløse taktile kraftmålingsfingerermer. En enhet som måler og viser kraften og frekvensen av fingertrykk, gir tilbakemelding i sanntid om intensiteten og frekvensen under Tuina-manipulering. (a) Trykksensor og overføringsutstyr. (b) Måling av fingertrykk. (c) Kraften målt under Tuina-manipulasjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Kroppsposisjon og akupunktplassering for rotte Tuina. Rotteholderen kan helt avsløre posisjonen til BL57. Lammene, sammen med tommelen, griper rottens underekstremiteter for å feste den på plass slik at rotta kan samarbeide stille under behandlingen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4. Terskeltest for poteuttak. Dette er en test for å måle smerteatferd hos rotter. Det innebærer å stimulere føttene mekanisk og måle lapsforsinkelsen for poteuttak. (a) viser apparatet, og (b) viser hvordan det ble manipulert på musen under eksperimentet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Latenstest for poteuttak. Dette oppsettet måler rottenes smerteterskel ved deres følsomhet overfor varmen som genereres av en spotlight. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Resultater av terskeltesten for poteuttak. Målinger representeres ved hjelp av gjennomsnittlig pluss- eller minusstandardfeil (
). Resultater av den mekaniske stimulusinduserte terskeltesten for tilbaketrekking av baklemmer på forskjellige stadier for hver gruppe rotter. Signifikante forskjeller (P < 0,05) ble observert mellom CCD + Tuina og CCD modellgruppene fra dag 17 og utover. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Resultater av latenstesten for poteuttak. Målinger representeres ved hjelp av gjennomsnittlig pluss- eller minusstandardfeil (). Resultater av terskeltesting av varmestimuleringsindusert benuttaksrefleks i forskjellige stadier av rotter i hver gruppe. Signifikante forskjeller ble observert mellom CCD + Tuina-gruppen og CCD-modellgruppen fra den syvende dagen (P < 0,05). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 8: Mikroskopisk observasjon av dorsale rotganglionnevroner i CCD-gruppen (lengdesnitt). Dette bildet ble tatt ved å skanne den HE-fargede prøven av dorsalrotganglion. Den røde ellipsen i figuren indikerer at noen nevroner gjennomgår nekrose. Dette indikerer at CCD-modellen har forårsaket skade på nevronene i dorsalrotganglion. Skala bar = 50 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 9. Mikroskopisk observasjon av dorsale rotganglionnevroner i den naive gruppen (lengdesnitt og tverrsnitt). Som vist i figuren ovenfor, er (a) et langsgående snitt, og (b) er et tverrsnitt. Det er ikke noe CCD-gruppeledighetsfenomen i området der den blanke gruppen av rotters ryggrotganglier er samlet. Nevronene er kontinuerlige og kompakte, og cellelegemene er fylt. Satellittgliacellene befinner seg mellom nevronene. Skala bar: (a), 50 μm; (b), 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 10: Mikroskopisk observasjon av dorsale rotganglionnevroner i CCD + Tuina-gruppen (tverrsnitt). Nevronene er kontinuerlige, og det er et celleoppløsningsfenomen. Dette indikerer at massasjeterapi på kort sikt ikke var i stand til å forbedre cellenekrosen (rød ellipse) forårsaket av CCD-modellen. Skala bar = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 11: Tuina trykktest. Rotter med minimum hissing-escape reflekskompresjonsverdier varierer i størrelse, fra 5 N til 25 N. Abscissa representerer graden av trykk, mens ordinaten representerer antall rotter. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 12: Røntgenbilder av CCD-rotter. Validering av CCD-fabrikasjon ved hjelp av røntgenavbildning av rottemodeller. (a) viser røntgenbildet tatt i vertikalplanet, og (b) viser røntgenbildet tatt i sagittalplanet. De to forskjellige tverrsnittsrøntgenstrålene gir en klarere oversikt over posisjonen til den "L" -formede rustfrie stålstangen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| N | Før modellering | D1 | D3 | D7 | D14 | D17 | D21 | |
| Naiv | 8 | 18.1±1.4 | 16.8+1.5 | 16.8±1.5 | 18.6±1.7 | 16.8±1.5 | 15.6±1.8 | 16.8±1.5 |
| Uekte | 8 | 18.0±1.7 | 18.6±1.7 | 16.0±1.3 | 17.6±1.7 | 16.8±1.5 | 18.9±1.7 | 16.8±1.5 |
| CCD | 8 | 17.7±1.1 | 10.7±2.8# | 10.0±1.5 | 4.4±2.2 | 3.8±1.7 | 4.1±2.4 | 3.8±2.5 |
| CCD + Tuina | 8 | 18.9±1.7 | 9.8±2.3# | 8.3±1.4 | 4.8±1.2 | 5.8±2.0 | 7,2±1,8* | 7,5±1,8* |
| #Sammenligning før og D1 modellering, s<0.05. | ||||||||
| *Sammenligning mellom CCD-gruppen og CCD+Tuina-gruppen, s<0,05. | ||||||||
Tabell 1: Terskel for poteuttak, PWT (, s). Sammenligning før og D1 modellering, #p < 0,05. Sammenligning mellom CCD-gruppen og CCD + Tuina-gruppen, *p < 0,05.
| N | Før modellering | D1 | D3 | D7 | D14 | D17 | D21 | |
| Naiv | 8 | 11.9±1.2 | 12.0±1.6 | 12.2±1.9 | 12.4±1.1 | 12.2±1.9 | 12.0±1.4 | 12.0±1.4 |
| Uekte | 8 | 11.9±1.2 | 11.6±1.5 | 12.2±1.9 | 11.6±1.5 | 12.2±0.9 | 11.6±1.5 | 11.6±1.5 |
| CCD | 8 | 10.8±1.1 | 8.9±0.7# | 7.9±0.8 | 7.7±0.5 | 7.8±1.0 | 7,7±0,8 | 7,7±0,8 |
| CCD + Tuina | 8 | 11.3±1.5 | 9.1±0.6# | 8.0±0.7 | 8,3±0,7* | 8,9±0,6* | 9,1±0,7* | 9,2±0,9* |
| #Sammenligning før og D1-modellering, p < 0,05. | ||||||||
| Sammenligning mellom CCD-gruppe og CCD+Tuina-gruppe,*p < 0,05. | ||||||||
Tabell 2: Latensforsinkelse for poteuttak, PWL (, s). Sammenligning før og D1 modellering, #p < 0,05. Sammenligning mellom CCD-gruppen og CCD + Tuina-gruppen,*p < 0,05.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Vår forskningsgruppe har gjennomført relevante studier på parametrene for Tuina-manipulasjon i tidlig fase. For det første er det viktig å stille inn kraftintensiteten for Tuina-manipulasjon. I klinisk Tuina justerer utøverne kraftintensiteten i henhold til deres erfaring og pasientenes subjektive følelser, og oppnår den beste Tuina-effekten gjennom kommunikasjon. Dette er imidlertid ikke gjennomførbart i dyreforsøk. I dyreforsøk brukes en "responsterskel" for å definere intensiteten av Tuina-manipulasjon. Disse vurderer om den påførte Tuina-kraften er hensiktsmessig basert på dyrets instinktive respons. Randall17 brukte denne metoden til å studere smerteatferd i rottebetennelsesmodeller. Forskjellen er at Randall opererte i det lokale betennelsesområdet, mens dette eksperimentet opererte i ikke-skadeområdet. Tung Tuina-manipulasjon vil få rotter til å produsere skriking og unnslippe reflekser. Innstillingen av denne tunge kraftintensiteten bestemmer at den formelle Tuina-kraftintensiteten er mindre enn denne tunge kraftintensiteten. Basert på fordelingen av maksimale skrik- og fluktreflekspresseverdier på 150 rotter mellom 5-25 N, med et gjennomsnitt og standardavvik på 9,93 og 3,018 (figur 11), beregnet vårt tidligere arbeid den optimale trykkkraftverdien til å være 5 N. For det andre er driftsfrekvensen til Tuina-metoden beskrevet i Science of Tuina som 120-160 ganger / min18. Derfor ble Tuina-frekvensen i dette forsøket satt til 2 Hz.
CCD-modellen er en kirurgisk modell som kan være traumatisk, da den krever eksponering for leddprosessen og intervertebralt foramen. Derfor trenger rotter 1-3 dager for å komme seg etter operasjonen. Ifølge både litteraturen og foreløpige eksperimentelle data har smerteoppførselen til rotter en tendens til å være stabil på den fjerde dagen etter operasjonen. Dette gir en gunstig tid til å observere den smertestillende effekten av Tuina-intervensjon. Imidlertid kan langvarig Tuina ikke være gunstig for den smertestillende effekten av rotter og kan føre til vevskader. Denne studien sammenlignet de smertestillende effektene av Tuina og elting i 5, 15 og 30 minutter, og valgte til slutt 15 min som optimal varighet av intervensjonen.
Denne metoden har begrensninger, da bare en del av de kliniske operasjonene ble brukt til å velge manipulasjoner og kroppsdeler. BL57 (Chengshan) ligger i triceps surae hos rotter, og den er innervert av dorsalrotgangliene til L4 og L519. Fordi triceps surae-musklene er tykke og egnet for Tuina, kan massering av dette området ha en direkte innvirkning på dorsalrotgangliene til L4 og L5 i lumbale ryggvirvler hos rotter som brukes til eksperimentell prøvetaking.
Under støpeprosessen må man sikre nøyaktig innsetting av den "L" -formede rustfrie stålstangen i intervertebral foramina av L4 og L5 i CCD-smertemodellen ved å utføre røntgenverifisering. Før røntgen ble tatt, administrerte vi intraperitoneal anestesi med 25 % varighet (0,6 ml/100 g) for å bedøve rottene. Røntgenbildet bekreftet vellykket innsetting av den "L" -formede rustfrie stålstangen i intervertebral foramina av L4 og L5 (figur 12).
Samlet sett fokuserte denne studien på å observere Tuina-behandlingsoperasjoner og evaluere de terapeutiske effektene av Tuina på CCD-rotter. Teamet gjennomførte et dyreforsøk for å utforske hvordan man angir Tuina-parametere, velger passende deler og bestemmer passende behandlingstider. Dette gir en standardisert og reproduserbar dyremodellintervensjonsdemonstrasjon for fremtidig forskning på den smertestillende effekten av Tuina.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av ShanghaiCritical Clinical Specialties ConstructionProject (tilskuddsnummer: Shslczdzk04001); seilingsprogrammet til Shanghai Science and Technology Commission (tilskuddsnummer: 22YF1444300); Prosjekter innenfor budsjettet tilShanghai University of Traditional ChineseMedicine (Grant Number: 2021LK091).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| "L" stainless steel rod (4 mm long and 0.4 mm in diameter) | hand-made | / | For CCD models making |
| ALMEMO admeasuring apparatus | ahlborn | 2450-1 | Mechanical Withdrawal Threshold test |
| Constant temperature slicer CM-1900 | Leica | 1491950C1US | For specimen production |
| Disinfectant (iodine) 100 mL/bottle | LIRCON/Shandong Lilkang | / | For disinfection |
| Disposable sterile syringe 5 mL | Shanghai Misha Wa Medical Industry | / | For injection |
| Electron microscope CX-31 | Olympus, Japan | BJ002318 | For specimen observation |
| Finger pressure recordings | Suzhou Changxian Optoelectronic Technology | CX1003w | For Tuina manipulation |
| Foam board (35 cm x 20 cm) | hand-made | / | It is our homemade apparatus for fixing rats |
| MERSILK W2512 | Johnson & Johnson | / | For tissue suture |
| Neutral balsam | Sinopharm Chemical Reagent | 10004160 | For specimen production |
| paraformaldehyde | China National Chemical Reagent | / | For specimen production |
| Pentobarbital sodium | Sigma-Aldrich | P3761 | For anesthesia of rat |
| Plantar Test Apparatus (Hargreaves Method) for Mice and Rats | IITC Life Science | / | Paw Withdrawal Latency |
| Precision electronic scale for experiment JY3002 | Shanghai Precision Scientific Instrument | / | Weighing of rat |
| Rat hair clipper | Philips | HP6341/00 | Shaving of rat fur |
| Restrainer for rats | Tongji University (self-made) | / | It is a homemade apparatus made by Tongji University, which can effectively immobilize the rats and fully expose their hind limbs. |
| Tissue-Tek O.C.T. Compound | SAKURA | 4583 | For specimen production |
| Uratan | China National Chemical Reagent | / | For anesthesia of rat |
| X-ray detector XR-600 | Dongguan Kaso Electronic Technology | / | Examination of CCD models |
| xylene | Shanghai Sinopharm Group | 100092 | For specimen production |
References
- Vos, T., et al. national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
- Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J.
- Stochkendahl, M. J., et al. National Clinical Guidelines for non-surgical treatment of patients with recent onset low back pain or lumbar radiculopathy. European Spine Journal. 27 (1), 60-75 (2018).
- Bostelmann, R., Steiger, H. J. Comment on "An evidence-based clinical guideline for the diagnosis and treatment of lumbar disc herniation with radiculopathy". The Spine Journal. 14 (9), 2273 (2014).
- Tang, J., et al. Effect of bone-setting massage combined with acupuncture and moxibustion on simple lumbar disc herniation and its effect on pain and sensory disorder of lower limbs. Chinese Archives of Traditional Chinese Medicine. 38 (10), 244-247 (2020).
- Lin, X. -Y., Yang, J., Li, H. -M., Hu, S. -J., Xing, J. -L. Dorsal root ganglion compression as an animal model of sciatica and low back pain. Neuroscience Bulletin. 28 (5), 618-630 (2012).
- Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 36 (5), 1305-1312 (2018).
- Zhao, X. -y, et al. Effect of Tuina on the expression of TNF-α,IL-6,TGF-β1 and CTGF in the degenerative tissue of rabbits′lumbar intervertebral disc. Journal of Chengdu Medical College. 14 (6), 741-745 (2019).
- Zhang, L., Li, Z. -y, Yu, Z. -y, Yue, X. -y, Fu, R. -y Effect of GABA and GABAAR in analgesic loop of CCI rats by pressing manipulation based on "Taking Tenderness as Acupoints" theory. Journal of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. 28 (3), 50-53 (2014).
- Long, B. -cal, et al. Analgesic effect of massage on rats with neuropathic pain and its mechanism. Guangxi Medical Journal. 44 (17), 2003-2009 (2022).
- Al-Bedah, A., Ali, G., Aboushanab, T., Qureshi, N. Tui Na (or Tuina) massage: A minireview of pertinent literature, 1970-2017. Journal of Complementary and Alternative Medical Research. 3, 1-14 (2017).
- Au, D. W. H., et al. Effects of acupressure on anxiety: a systematic review and meta-analysis. Acupuncture in Medicine: Journal of the British Medical Acupuncture Society. 33 (5), 353-359 (2015).
- Hsiung, W. -T., Chang, Y. -C., Yeh, M. -L., Chang, Y. -H. Acupressure improves the postoperative comfort of gastric cancer patients: A randomised controlled trial. Complementary Therapies in Medicine. 23 (3), 339-346 (2015).
- Wu, S., et al. Neural interconnection between acupoint "Chéngshān (BL57)" and sciatic nerve in the rat. World Journal of Acupuncture - Moxibustion. 31 (2), 129-135 (2021).
- Banik, R. K., Kabadi, R. A. A modified Hargreaves method for assessing threshold temperatures for heat nociception. Journal of neuroscience methods. 219 (1), 41-51 (2013).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio-protocol. 7 (16), e2506 (2017).
- Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales De Pharmacodynamie Et De Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
- Yan, J. -t Science of Tuina. , Traditional Chinese Medicine Publishing House. (2003).
- Himes, B. T., Tessler, A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats. The Journal of Comparative Neurology. 284 (2), 215-230 (1989).
