مقالة منهجية

طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس

DOI:

10.3791/50318

⸱

مارس 21, 2013

 ,  ,  , 
1Department of Environmental Health Sciences, Program in Respiratory Biology and Lung Disease, Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health, 2Department of Pediatrics, Oregon Health Sciences University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وتصف هذه الورقة طريقة striaghforward وكفاءة تنبيب الفئران لقياس وظائف الرئة أو تقطير الرئوي، التي تسمح للفئران لاسترداد ويكون درس في أوقات لاحقة. الإجراء ينطوي على مصدر الضوء غير مكلفة الالياف البصرية الذي ينير مباشرة القصبة الهوائية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ومن شأن إجراء بسيط لينبب الفئران لقياس وظائف الرئة لديها مزايا عديدة في دراسات طولية مع عدد محدود من الحيوانات أو باهظة الثمن. واحدة من الأسباب التي لم يتم ذلك بشكل روتيني أكثر هو أنه من الصعب نسبيا، على الرغم من كونه هناك العديد من الدراسات المنشورة التي تصف طرق لتحقيق ذلك. في هذه الورقة نبين إجراء من شأنه أن يزيل واحدة من العقبات الرئيسية المرتبطة بهذا التنبيب، وذلك من خلال القصبة الهوائية تصور طوال الوقت من التنبيب. النهج يستخدم 0.5 مم مصدر الضوء الالياف البصرية التي تعد بمثابة التعريف لتوجيه قنية التنبيب إلى القصبة الهوائية الماوس. ونحن تبين أنه من الممكن استخدام هذا الإجراء لقياس ميكانيكا الرئة في الفئران الفردية على دورة زمنية لا تقل عن عدة أسابيع. يمكن تعيين هذه التقنية مع حساب قليلة نسبيا والخبرة، ويمكن أن يتحقق بشكل روتيني مع قليل من التدريب نسبيا. وهذا ينبغي أن ماكه من الممكن لأي مختبر لإجراء روتيني من هذا التنبيب، مما يسمح الدراسات الطولية في الفئران الفردية، وبالتالي تقليل عدد الفئران اللازمة وزيادة القدرة الإحصائية باستخدام الماوس كما كل ايقاعه.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في عام 1999، نشرت براون وآخرون ورقة تصف طريقة لإدخال أنبوب في الرئة الماوس 1. مثل هذا الأسلوب له فائدة كبيرة في القيام وظيفة تكرار الرئوي أو غسل القصبات في الفئران الفردية في الدراسات الطولية 2. منذ تلك الورقة الأصلية، كانت هناك العديد من الأوراق الأخرى التي وصفت نهج مختلفة لالتنبيب الماوس 3-9. في حين يمكن استخدام جميع هذه الأساليب بنجاح، فإنها تتطلب عادة التدريب أو تكلفة كبيرة. واحدة من القضايا الرئيسية مع التنبيب هو أن مثل هذه مع اقتراب قنية التنبيب يقترب من القصبة الهوائية المعلقة الإدراج، وقنية نفسه يمنع الضوء، وبالتالي تصور حيث يجب ان يرحل. وهكذا، فإن الإدراج يصبح أعمى في الوقت الأكثر حرجا. في هذه الورقة نعرض كيفية ببساطة وبتكلفة زهيدة القضاء على هذه المشكلة التصور، وبالتالي ضمان التنبيب ناجحة مع قليل من التدريب أو نسبياالخبرة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. التحضير لإجراء

يجب على المرء أولا الحصول على وإعداد العناصر التالية:

  1. وقنية. للالتنبيب من الفئران ز 20-35، نستخدم 1 بوصة أو 1.5 الطويل، 20 قسطرة IV قياس (BD Insylte، سباركس، MD أو Optiva Jelco، كارلسباد، كاليفورنيا). ويمكن استخدام قسطرة جديدة معقمة في كل الماوس، ولكن يمكن أيضا القسطرة إعادة استخدامها بعد التعقيم عن طريق نقع في الايثانول 70٪ بين عشية وضحاها. على الرغم من أن أيا من البلعوم ولا القصبة الهوائية من الفأرة عاقر إجراءات النظافة السليمة، بما في ذلك استخدام القفازات المعقمة والأدوات، ينبغي اتباعها.
  2. كابل الالياف البصرية. نحن نستخدم ≈ 70 سم من الكابلات البصرية 0،5 مم من ادموند البصريات، ولكن طول ليست حرجة. من المهم للتأكد من الألياف وسهلت لها حافة، منذ بعد قطع الكبل طول بشفرة الحلاقة، يتم ترك حافة حادة نسبيا، وأنها لا تأخذ الكثير من الجهد لاختراق الجدار القصبة الهوائية. ومع ذلك، فإنه طمن السهل جدا لتسهيل هذه الحافة من خلال عقد الألياف حوالي 2 سم من نهاية، وجعل دوائر صغيرة ثم لبضع ثوان مع حواف من طرف لمس قطعة ورق الصنفرة من 1،000 الحصباء (انظر الفيديو مظاهرة في الشكل و1 من ماكدونالد، وآخرون 10). يتم إدراج الطرف الآخر من خلال سدادة مطاطية. هو الأكثر بسهولة تحقيق ذلك عن طريق دفع الإبرة أولا 18-قياس من خلال سدادة، إدراج الألياف البصرية من خلال تحمل الإبرة، ثم سحب الإبرة. توصيل سدادة مطاطية لمصدر ضوء الهالوجين 150 واط (مثل NCL-150، فولبي الولايات المتحدة الأمريكية، أو أي مصدر آخر أو الضوء، حتى أقل من 150 واط). من المهم التأكد من استخدام سدادة مصنوعة من مطاط السيليكون (أو غيرها من المواد المقاومة للحرارة)، منذ المطاط أو الفلين العادية قد تحرق عندما تقع على مقربة من مصدر ضوء الساخنة.

2. أداء تنبيب

  1. أنظر الشكلين 1 و 2. إدراج كابل الألياف البصرية رhrough قطعة قصيرة من أنابيب مطاط السيليكون (≈ 0.8 مم × 4 مم ID OD، كول بالمر، EW-96410-13). ربط هذا الأنبوب المطاطي ضيق إلى حد ما، في حين لا يزال يسمح ليتم ضبط كابلات الالياف البصرية. إدخال أنابيب السيليكون بشكل مريح في نهاية الأنبوب للقنية يحدد موقف كابلات الالياف البصرية في داخل قنية. ضبط موضع كابل الالياف البصرية بحيث يمتد من خلال قنية 4 مم ≈ أمام الطرف قنية.
  2. ضع الماوس على تخدير الدعم العمودي، علقت من قبل القواطع العلوية في (الشكل 3). معظم المحققين العثور على أفضل التصور مع الجانب البطني من الفأرة التي تواجه أنفسهم. سحب بلطف جدا من اللسان وعقد مع الإبهام والسبابة. يتم وضع الإصبع الأوسط بين الرقبة والدعم من البلاستيك. يتم استخدام الجر على اللسان مع السبابة والإبهام لفتح الفم، وتصويب المسار التنبيب، يتم ضبط زاوية الرأس مع الاصبع الأوسط خلف الرقبةهو موضح في الشكل 3.
  3. باستخدام كابل الألياف البصرية كمصدر الضوء والتعريف، ودفع من خلال الحبال الصوتية والمرئية. إذا كانت الحبال تكون غير مرئية، وسحب بلطف أصعب على اللسان باستخدام الاصبع الوسطى والدعم. عند إدراجها، دفع ≈ 5 مم قنية أخرى. ثم، ويجري حريصا جدا على ألا نقل قنية، سحب كابلات الألياف البصرية. تقع أسفل الماوس وتأمين قنية مع قطعة من الشريط ودعم مركز قنية على قطعة من البلاستيسين (النمذجة الطين)، كما هو مبين في الشكل 4.
  4. لا يمكن إجراء في الخطوة 3 أن تدرس بسهولة أو حتى تظاهر، لأنها عملية منفردة. ومع ذلك، تعديلات خفية من الجر على لسان والدعم خلف الرأس تقريبا كل الذين يحاولون هذا سرعان ما تجد الطريق الصحيح لوضع الماوس على تصور الحبال الصوتية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

كما تقييما لطريقة مستخدمة لدينا أربعة القديمة ذكر 20 الاسبوع BALB / ج الفئران مع الوزن المتوسط ​​(± SEM) قدره 27.7 ± 0.40 غرام. ودرسوا على خمسة أسابيع متتالية، حيث تم قياس المقاومة الرئة باستخدام نظام كما هو موضح سابقا 11. كان كل تخدير الماوس مع الكيتامين (100 ميكروغرام / BW ز) وزيلازين (15 ميكروغرام / غرام BW) في المياه المالحة عن طريق الحقن IP. وبعد ذلك مدخل أنبوب كما هو موضح أعلاه. إذا كان هناك أي شك في ما إذا كان هو قنية في القصبة الهوائية والمريء لا يمكن التحقق من ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الإجراءات الموصوفة هنا ديها العديد من المزايا. أول جهاز بسيط وغير مكلف نسبيا .. تلفيق جهاز لا يتطلب أي أدوات خاصة أو معدات مكلفة. استخدام قسطرة يدخل هذا هو أيضا مصدر الضوء يعني أن واحدا لم يفقد البصر لفتح القصبة الهوائية كما تقترب من جهة التعريف افتتاح القصبة الهوائية. استخدام التعريف 0.5 مم يعمل أيضا على تقليل الصدمات التي قد تحدث مع الإدراج الأولي لأكبر قنية. نلاحظ هنا أن تحقيق مماثلة البصرية تتوفر من بائع التجارية (برينتري العلمية وبرينتري، MA). أجهزتهم يستخدم بطارية تعمل بالطا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أي من الكتاب لديها أي تضارب في المصالح للكشف.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بدعم من المعاهد الوطنية للصحة HL-10342.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مادة شركة كتالوج # تعليق
التنبيب قنية BD Insylte، سباركس، MD أو Jelco Optiva، كارلسباد، CA 1-فيه لمدة 20 عيار الوريد (IV) القسطرة
كابلات الألياف البصرية ادموند البصريات، بارينغتون، NJ # NT02-542 ما يقرب من 2 قدم طول 0.5 ملم الألياف الضوئية (الألياف البلاستيكية الصف الاتصالات). وينبغي على حافة نهاية الألياف التي يتم إدراجها في القصبة الهوائية تقريب بلطف من خلال عقد الألياف ≈ 2 سم من النهاية ثم جعل دوائر صغيرة أثناء سحب تلميح لبضع ثوان على 1،000 ورقة حصى إيموري.
ضوء المصدر فولبي NCL-150 على الرغم من أننا استخدام ضوء الهالوجين 150-W مصدر، أي مصدر ضوء ما يعادلها، حتى مع القوة الكهربائية أقل بكثيريمكن استخدامها.
سيليكون المطاط سدادة A سدادة مطاطية رقم 1 سيليكون يناسب مصدر الضوء المستخدمة في هذه المظاهرة. قد مصادر الضوء المختلفة تتطلب حجم مختلف.
أنبوب المطاط سيليكون صغيرة كول بالمر EW-96410-13 A ≈ قطعة الطول 1.5 من أنابيب مطاط السيليكون (0.8 القطر الداخلي، القطر الخارجي 4 مم)
الزاوية دعم موقف وconstucted لنا من زجاج شبكي، ولكن يمكن استخدام أي مواد التي يمكن اضافته للمواضيع أو الأسلاك لعقد الماوس في زاوية عمودية تقريبا.

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
  2. Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice. Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).
  3. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).
  4. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).
  5. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).
  6. Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab Animal. 35, 39-42 (2006).
  7. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).
  8. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).
  9. Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).
  10. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
  11. Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion. Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).
  12. MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة