يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

رواية ضوء بارادايم ضرر للاستخدام في دراسات التجديد الشبكية في اسماك الزرد الكبار

10K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/51017

⸱

أكتوبر 24, 2013

 , 
1Department of Anatomy and Cell Biology, Wayne State University School of Medicine, 2Department of Opthalmology, Wayne State University School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

وقد وصفت متعددة البروتوكولات وقوع اضرار طفيفة للتلف خلايا مستقبلة للضوء وبالتالي تحفز على استجابة التجدد الشبكية في الزرد الكبار. يصف هذا البروتوكول وسيلة المحسنة التي يمكن استخدامها في الحيوانات المصطبغة وهذا يدمر الغالبية العظمى من قضيب مبصرات مخروط وعبر شبكية العين بأكملها.

الملخص

يستخدم تنكس الشبكية الناجم عن الضوء (LIRD) عادة في كل من القوارض والزرد إلى قضيب الضرر ومبصرات مخروط. في الزرد الكبار، تنكس مبصرة يؤدي الخلايا الدبقية مولر إلى إعادة إدخال دورة الخلية وإنتاج الأسلاف عابر تضخيم. تستمر هذه الأسلاف لتتكاثر كما تهاجر إلى المنطقة المتضررة، حيث أنها تعطي في نهاية المطاف إلى نشوء خلايا مستقبلة للضوء جديد. حاليا، هناك نوعان من النماذج المستخدمة على نطاق واسع LIRD، كل منها يؤدي إلى درجات متفاوتة من فقدان مبصرة والاختلافات المناظرة في استجابة التجدد. كما هي أدوات أكثر الوراثية والدوائية المتاحة لاختبار دور الجينات الفردية من الفائدة خلال التجديد، هناك حاجة إلى تطوير نموذج LIRD قوية. نحن هنا وصف بروتوكول LIRD أن يؤدي إلى خسارة على نطاق واسع وثابت من كل قضيب ومخروط خلايا مستقبلة للضوء الذي جمعنا بين استخدام اثنين من التقنيات LIRD المحددة سابقا. علاوة على ذلك، ويمكن تمديد هذا البروتوكول للاستخدام في الحيوانات المصطبغة، مما يلغي الحاجة للحفاظ على خطوط المعدلة وراثيا من الفائدة على خلفية البيضاء للدراسات LIRD.

المقدمة

يستخدم تنكس الشبكية الناجم عن الضوء (LIRD) عادة في كل من القوارض والزرد إلى قضيب الضرر ومبصرات مخروط. في الزرد الكبار، تنكس مبصرة يؤدي الخلايا الدبقية مولر إلى إعادة إدخال دورة الخلية وإنتاج الأسلاف عابر تضخيم. تستمر هذه الأسلاف لتتكاثر كما تهاجر إلى المنطقة المتضررة، حيث أنها تعطي في نهاية المطاف إلى نشوء خلايا مستقبلة للضوء جديد. حاليا، هناك نوعان من النماذج المستخدمة على نطاق واسع LIRD، كل منها يؤدي إلى درجات متفاوتة من فقدان مبصرة والاختلافات المناظرة في استجابة التجدد. كما هي أدوات أكثر الوراثية والدوائية المتاحة لاختبار دور الجينات الفردية من الفائدة خلال التجديد، هناك حاجة إلى تطوير نموذج LIRD قوية. نحن هنا وصف بروتوكول LIRD أن يؤدي إلى خسارة على نطاق واسع وثابت من كل قضيب ومخروط خلايا مستقبلة للضوء الذي جمعنا بين استخدام اثنين من التقنيات LIRD المحددة سابقا. علاوة على ذلك، ويمكن تمديد هذا البروتوكول للاستخدام في الحيوانات المصطبغة، مما يلغي الحاجة للحفاظ على خطوط المعدلة وراثيا من الفائدة على خلفية البيضاء للدراسات LIRD.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد وافق جميع الإجراءات الموضحة في هذا البروتوكول من قبل لجنة استخدام الحيوانات في مدرسة جامعة واين ستيت في كلية الطب.

1. التكيف مع الظلام

  1. نقل ~ 10 الكبار الأسماك البيضاء أو المصطبغة من نظام الإسكان العادي في العلبة المظلمة. إذا كانت متوفرة، استخدام العلبة المظلمة التي بنيت في وحدة سكنية الزرد، والذي يسمح لتدفق المياه الطبيعية من خلال الخزان. (إذا كان مثل هذا النظام غير متوفر، ووضع حوض للأسماك في الضميمة مظلمة تماما، والتأكد من أن يهوي السمك مع الأكسجين).
  2. الحفاظ على الأسماك في الظلام لمدة 10 يوما. عند تغذية الحيوانات أو إضافة أسماك جديدة إلى مربع مظلم، للتأكد من التحرك بأسرع وقت ممكن لتجنب تعريض الأسماك لفترة طويلة من ضوء.

2. الأشعة فوق البنفسجية التعرض للضوء

  1. تأكد من قوة إلى مصدر للأشعة فوق البنفسجية هو OFF. إزالة خيوط ضوء الأشعة فوق البنفسجية من stereomicroscope الفلورسنت.
    1. استخدام مقلوب15 سم القطر الزجاج طبق بتري (أو شيء من مماثلة 2 سم ارتفاع) باعتبارها تقف لخيوط الأشعة فوق البنفسجية. الشريط طبق بيتري على مقاعد البدلاء المختبر.
    2. الشريط خيوط ضوء الأشعة فوق البنفسجية إلى أعلى طبق بتري المقلوب. ترتيب بحيث ~ 2 ملم من نهاية يتدلى خيوط طبق بيتري.
  2. الحصول على 250 مل دورق زجاجي. تغطية ½ من القاع، والجانبين، والجزء الخلفي من الدورق مع رقائق الألومنيوم، والتأكد من الجانب "لامعة" من احباط يواجه الداخلية من الدورق. إذا تخرج الكأس، وتغطي النصف اللهجة من الدورق مع احباط، وترك نصف اضحة من الدورق عرضة للخطر.
  3. ملء كوب 250 مل مع 100 مل من الماء من نظام مرفق الأسماك.
  4. ضع الدورق 250 مل في دورق L 4. ملء كوب L 4 مع الماء حتى مستوى الماء حتى مع خط المياه 100 مل في دورق 250 مل.
  5. إضافة بحد أقصى 10 معاملة الحيوانات غامق إلى الدورق 250 مل. تغطية الدورق 250 مل مع قطعة صغيرة من الألمنيوماحباط.
  6. وضع جهاز دورق كامل متاخم لخيوط الأشعة فوق البنفسجية. خيوط ينبغي أن لمس السطح الخارجي للدورق L 4 والتي تواجه جزء مكشوف من الدورق 250 مل. تأكد من أن الدورق 250 مل يتركز في الجزء السفلي من الكأس L 4.
  7. ضع كبيرة، وشاشة مبهمة وراء الدورق 4L، مما يسمح للحيوانات أن تتعرض، ولكن منع أي أفراد المختبر من رؤية غيض من خيوط الأشعة فوق البنفسجية. تحذير: تأكد من هذا الحاجز هو في المكان قبل تشغيل الطاقة إلى مصدر للأشعة فوق البنفسجية.
  8. بدوره على مصدر الطاقة للأشعة فوق البنفسجية. تعيين مؤقت لمدة 30 دقيقة. وضع علامات تحذير كل ما يلزم للتأكد من أن أفراد المختبر المطمئنين لا تعرض نفسها بطريق الخطأ للأشعة فوق البنفسجية.
  9. بعد 30 دقيقة، اغلاق مصدر الطاقة للأشعة فوق البنفسجية. إزالة الدورق 250 مل مع السمك. ملاحظة: إذا كانت هناك حاجة جولات متعددة من التعرض للأشعة فوق البنفسجية، والسماح للمصدر الطاقة يبرد (~ 20 دقيقة) قبل تكرار التعرض البروتوكول. تأكد من استبدال رانه 100 مل من الماء بالماء نظام جديد للحصول على كل تعرض. لا يحتاج الماء في دورق L 4 لتحل محلها.

3. الهالوجين مصباح التعرض للضوء

  1. نقل الأسماك من 250 مل دورق إلى 1.8 L الاكريليك واضحة خزان الأسماك. ملء خزان إلى علامة تجاوز.
  2. إعداد مصباح ضوء الهالوجين منطقة العلاج. الحصول على أربعة 250 W مصابيح الهالوجين فائدة من متجر لاجهزة الكمبيوتر المحلي. تواجه اثنين من مصابيح في نفس الاتجاه، وترتيب 29 سم بعيدا عن المركز. ترتيب غيرها من المصابيح اثنين بطريقة مماثلة.
    1. وضع المجموعة الثانية من المصابيح بحيث أنهم يواجهون أول مجموعة من المصابيح، وترك ~ 73 سم في بين مجموعتين من المصابيح. وهذا يخلق منطقة المعالجة ضوء على شكل مستطيل من 29 × 73 سم.
  3. الحصول على مروحة صغيرة من متجر لاجهزة الكمبيوتر المحلي. وضع مروحة على مسافة واحدة بين مجموعتين من المصابيح، خارج للتو من منطقة المعالجة الخفيفة.
  4. وضع اثنين من الدبابات 1.8 L كامل من الماء في وسطمنطقة المعالجة الخفيفة، وعلى مسافة واحدة بين مجموعتين من المصابيح. المسافة بين المصابيح والجدار الخارجي لخزان الوقود يجب أن يكون ~ 29 سم. ملاحظة: حتى لو كان فقط 10 علاج الأسماك في خزان واحد 1.8 L، استخدم هذا الترتيب. وهناك حاجة إلى كل من الدبابات للحفاظ على درجة حرارة الماء من كل خزان ضمن النطاق المناسب.
  5. وضع جهاز للإشباع بالهواء الأكسجين في كل خزان.
  6. تغطية كل خزان مع الأغطية الاكريليك واضحة، وترك ~ 2 سم الفجوة في نهاية الأقرب إلى مروحة. ترتيب مروحة بحيث سوف تهب الهواء إلى هذه الفجوة. وضع ميزان الحرارة في واحد أو كلا من الدبابات.
  7. بدوره على السلطة إلى الأضواء، مروحة، وأجهزة التهوية. الحفاظ على ضوء العلاج لمدة تصل إلى 4 أيام. لا ينبغي أن يتم تغذية الأسماك خلال العلاج ضوء، لأن هذا سوف تؤثر على نوعية المياه ويؤدي إلى مزيد من الضغط على الحيوانات.
  8. رصد درجة الحرارة ومنسوب المياه على أساس يومي. المحافظة على درجة حرارة 30-33 درجة مئوية. إذا لزم الأمر، وضبط سرعة المروحة و / أو المسافة بين الدبابات ولىghts.
    1. أعلى قبالة كل خزان المياه مع نظام حسب الحاجة، عادة يومية.
    2. دائما استخدام الزرد البالغين الأصحاء (عادة 6-9 أشهر من العمر) للحفاظ على معدل البقاء على قيد الحياة من قرب 100٪. ومع ذلك، إذا تم العثور على الأسماك النافقة في الخزان، وإزالته فورا واستبدال المياه في الخزان بأكمله.

4. مجموعة الأنسجة

  1. 48 ساعة بعد بداية العلاج ضوء الهالوجين إزالة الأسماك من منطقة العلاج.
    1. إعداد الطازجة تثبيتي الايثانول الفورمالديهايد (1 جزء الفورمالديهايد بنسبة 37٪، 9 أجزاء الإيثانول بنسبة 100٪).
    2. الموت ببطء الزرد مع جرعة زائدة من مخدر 2-فينوكسييثانول (0.4 ملغم / لتر).
    3. نقل الزرد الموت الرحيم إلى منشفة ورقية. استأصل العين باستخدام ملقط المنحني.
    4. ضع عيون منزوعة النواة في تثبيتي، ومخزن O / N عند 4 درجة مئوية.
  2. Cryoprotect العينين.
    1. غسل العينين في 5٪ سكروز برنامج تلفزيوني 1X لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة، ثم استبدل معالطازجة 5٪ سكروز برنامج تلفزيوني 1X لمدة 2 ساعة. المقبل، وغسل العيون في 30٪ سكروز 1X PBS O / N عند 4 درجة مئوية. غسل العينين في 01:01 (أجزاء متساوية) من الأنسجة تجميد المتوسطة و 30٪ سكروز 1X PBS O / N عند 4 درجة مئوية.
  3. تضمين عيون في 100٪ نسيج تجميد المتوسطة وتخزينها في -80 درجة مئوية. توجيه نظر بحيث يتم تنفيذ cryosectioning من النسيج على المحور الظهري / بطني.
  4. Cryosection الأنسجة ومكان على الشرائح الزجاجية. الشرائح دافئ لمدة 2 ساعة على 55 درجة مئوية. الشرائح مخزن في -80 درجة مئوية أو تنفيذ فورا المناعية القياسية.
  5. أداء المناعية القياسية على الأنسجة مقطوع والصورة مع المجهر الفلورسنت 40،51.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تمت مقارنة نظام العلاج ضوء المذكورة حتى الآن إلى كل أسلوب الفردية من LIRD. في الحيوانات البيضاء الكبار المعالجة غامق (الشكلان 3-5)، أدى ضوء العلاجات الفردية في خسارة كبيرة من قضيب (الشكل 3) ومخروط (الشكل 4) خلايا مستقبلة للضوء. ومع ذلك، كل العلاجات الفردية تلف في المقام الأول المستقبلات الضوئية في النصف الظهري من شبكية العين، وترك شبكية العين بطني محمية نسبيا من العلاجات الخفيفة (الشكلان 3 و 4).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

هنا تبين لنا أن الجمع بين التعرض للأشعة فوق البنفسجية قصيرة مع استمرار التعرض للضوء الساطع النتائج في فقدان مبصرة على نطاق واسع واستجابة التجدد قوية. مقارنة مع الأساليب LIRD الفردية، وهذه الطريقة مجتمعة هو أيضا على البروتوكول الأكثر فعالية لإتلاف كلا قضبان ومخاريط في كل شطر من شبكية العين. الأهم من ذلك، من فعالية هذا العلاج في الحيوانات المصطبغة وكذلك الحيوانات البيضاء.

على الرغم من أننا تقديم الدليل على...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

شكر وتقدير

فإن الكتاب أود أن أشكر شيشيا لوه لتربية الأسماك الممتازة والدعم التقني. وقد تم تمويل هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة منح R21EY019401 (RT) وP30EY04068 (RT)، وبدء الأموال لRT، بما في ذلك منحة غير مقيد من البحوث للوقاية من العمى في جامعة واين ستيت، قسم طب وجراحة العيون. كان مدعوما من قبل JT توماس C. الدمدمة الزمالة التي تقدمها مدرسة جامعة واين ستيت العليا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مصدر ضوء الأشعة فوق البنفسجيةLeicaEL600
صحن بتري زجاجي (150 × 20 مم)دورق زجاجي سيجما ألدريتش / بيركسCLS3160152BO
250 مل دورق زجاجيسيجما ألدريتش / بيركسCLS1000250
4 لتر كوب زجاجيسيجما ألدريتش / بيركسCLS10004L
فيشر01-213-105
250 واط هالوجين مصابيحالقوى العاملة265-669
خزانات أكريليك شفافة سعة 1.8 لترAquaneeringZT180T
1.8 لتر أغطية خزان أكريليك شفافة مروحةAquaneeringZT180LCL
HoneywellHT-900
مهويةTetra77853-900
حرارةCole-ParmerYO-08008-58
عازمة ملقط (5/45)أدوات الدقة العالمية504155
رقائق الألومنيوم ميزان

المراجع

  1. Bernardos, R. L., Barthel, L. K., Meyers, J. R., Raymond, P. A. Late-stage neuronal progenitors in the retina are radial Muller glia that function as retinal stem cells. J. Neurosci. 27, 7028-7040 (2007).
  2. Fausett, B. V., Goldman, D. A role for alpha1 tubulin-expressing Muller glia in regeneration of the injured zebrafish retina. J. Neurosci. 26, 6303-6313 (2006).
  3. Fimbel, S. M., Montgomery, J. E., Burket, C. T., Hyde, D. R. Regeneration of inner retinal neurons after intravitreal injection of ouabain in zebrafish. J. Neurosci. 27, 1712-1724 (2007).
  4. Sherpa, T., et al. Ganglion cell regeneration following whole-retina destruction in zebrafish. Dev. Neurobiol. 68, 166-181 (2008).
  5. Thummel, R., et al. Pax6a and Pax6b are required at different points in neuronal progenitor cell proliferation during zebrafish photoreceptor regeneration. Exp. Eye Res. 90, 572-582 (2010).
  6. Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. J. Neurobiol. 44, 289-307 (2000).
  7. Vihtelic, T. S., Soverly, J. E., Kassen, S. C., Hyde, D. R. Retinal regional differences in photoreceptor cell death and regeneration in light-lesioned albino zebrafish. Exp. Eye Res. 82, 558-575 (2006).
  8. Yurco, P., Cameron, D. A. Responses of Muller glia to retinal injury in adult zebrafish. Vision Res. 45, 991-1002 (2005).
  9. Kassen, S. C., et al. Time course analysis of gene expression during light-induced photoreceptor cell death and regeneration in albino zebrafish. Dev. Neurobiol. 67, 1009-1031 (2007).
  10. Raymond, P. A., Barthel, L. K., Bernardos, R. L., Perkowski, J. J. Molecular characterization of retinal stem cells and their niches in adult zebrafish. BMC Dev. Biol. 6, 36(2006).
  11. Thummel, R., et al. Characterization of Muller glia and neuronal progenitors during adult zebrafish retinal regeneration. Exp. Eye Res. 87, 433-444 (2008).
  12. Thummel, R., Kassen, S. C., Montgomery, J. E., Enright, J. M., Hyde, D. R. Inhibition of Muller glial cell division blocks regeneration of the light-damaged zebrafish retina. Dev. Neurobiol. 68, 392-408 (2008).
  13. Montgomery, J. E., Parsons, M. J., Hyde, D. R. A novel model of retinal ablation demonstrates that the extent of rod cell death regulates the origin of the regenerated zebrafish rod photoreceptors. J. Comp. Neurol. 518, 800-814 (2010).
  14. Morris, A. C., Scholz, T. L., Brockerhoff, S. E., Fadool, J. M. Genetic dissection reveals two separate pathways for rod and cone regeneration in the teleost retina. Dev. Neurobiol. 68, 605-619 (2008).
  15. Bignami, A., Dahl, D. The radial glia of Muller in the rat retina and their response to injury. An immunofluorescence study with antibodies to the glial fibrillary acidic (GFA) protein. Exp. Eye Res. 28, 63-69 (1979).
  16. Bringmann, A., et al. Muller cells in the healthy and diseased retina. Prog. Retin. Eye Res. 25, 397-424 (2006).
  17. Bringmann, A., Wiedemann, P. Muller glial cells in retinal disease. Ophthalmologica. 227, 1-19 (2012).
  18. Eisenfeld, A. J., Bunt-Milam, A. H., Sarthy, P. V. Muller cell expression of glial fibrillary acidic protein after genetic and experimental photoreceptor degeneration in the rat retina. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 25, 1321-1328 (1984).
  19. Anderson, D. H., Guerin, C. J., Erickson, P. A., Stern, W. H., Fisher, S. K. Morphological recovery in the reattached retina. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 27, 168-183 (1986).
  20. Bruce, A. E., Oates, A. C., Prince, V. E., Ho, R. K. Additional hox clusters in the zebrafish: divergent expression patterns belie equivalent activities of duplicate hoxB5 genes. Evol. Dev. 3, 127-144 (2001).
  21. Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Res. Bull. 49, 377-391 (1999).
  22. Lewis, G. P., Fisher, S. K. Muller cell outgrowth after retinal detachment: association with cone photoreceptors. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 41, 1542-1545 (2000).
  23. Fischer, A. J., Bongini, R. Turning Muller glia into neural progenitors in the retina. Mol. Neurobiol. 42, 199-209 (2010).
  24. Karl, M. O., Reh, T. A. Regenerative medicine for retinal diseases: activating endogenous repair mechanisms. Trends Mol. Med. 16, 193-202 (2010).
  25. Close, J. L., Liu, J., Gumuscu, B., Reh, T. A. Epidermal growth factor receptor expression regulates proliferation in the postnatal rat retina. Glia. 54, 94-104 (2006).
  26. Das, A. V., et al. Neural stem cell properties of Muller glia in the mammalian retina: regulation by Notch and Wnt signaling. Dev. Biol. 299, 283-302 (2006).
  27. Ikeda, T., Puro, D. G. Regulation of retinal glial cell proliferation by antiproliferative molecules. Exp. Eye Res. 60, 435-443 (1995).
  28. Liu, B., et al. Wnt signaling promotes muller cell proliferation and survival after injury. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54, 444-453 (2013).
  29. Osakada, F., et al. Wnt signaling promotes regeneration in the retina of adult mammals. J. Neurosci. 27, 4210-4219 (2007).
  30. Wan, J., et al. Preferential regeneration of photoreceptor from Muller glia after retinal degeneration in adult rat. Vision Res. 48, 223-234 (2008).
  31. Wan, J., Zheng, H., Xiao, H. L., She, Z. J., Zhou, G. M. Sonic hedgehog promotes stem-cell potential of Muller glia in the mammalian retina. Biochem. Biophys. Res. Commun. 363, 347-354 (2007).
  32. Roesch, K., et al. The transcriptome of retinal Muller glial cells. J. Comp. Neurol. 509, 225-238 (1002).
  33. Chang, G. Q., Hao, Y., Wong, F. Apoptosis: final common pathway of photoreceptor death in rd, rds, and rhodopsin mutant mice. Neuron. 11, 595-605 (1993).
  34. Marc, R. E., et al. Extreme retinal remodeling triggered by light damage: implications for age related macular degeneration. Mol. Vis. 14, 782-806 (2008).
  35. Portera-Cailliau, C., Sung, C. H., Nathans, J., Adler, R. Apoptotic photoreceptor cell death in mouse models of retinitis pigmentosa. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 91, 974-978 (1994).
  36. Noell, W. K., Walker, V. S., Kang, B. S., Berman, S. Retinal damage by light in rats. Invest. Ophthalmol. 5, 450-473 (1966).
  37. Wenzel, A., Grimm, C., Samardzija, M., Reme, C. E. Molecular mechanisms of light-induced photoreceptor apoptosis and neuroprotection for retinal degeneration. Prog. Retin. Eye Res. 24, 275-306 (2005).
  38. Cicerone, C. M. Cones survive rods in the light-damaged eye of the albino rat. Science. 194, 1183-1185 (1976).
  39. La Vail, M. M. Survival of some photoreceptor cells in albino rats following long-term exposure to continuous light. Invest. Ophthalmol. 15, 64-70 (1976).
  40. Thomas, J. L., Nelson, C. M., Luo, X., Hyde, D. R., Thummel, R. Characterization of multiple light damage paradigms reveals regional differences in photoreceptor loss. Exp. Eye Res. 97, 105-116 (2012).
  41. Qin, Z., et al. FGF signaling regulates rod photoreceptor cell maintenance and regeneration in zebrafish. Exp. Eye Res. 93, 726-734 (2011).
  42. Craig, S. E., et al. The zebrafish galectin Drgal1-l2 is expressed by proliferating Muller glia and photoreceptor progenitors and regulates the regeneration of rod photoreceptors. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 51, 3244-3252 (2010).
  43. Morris, A. C., Schroeter, E. H., Bilotta, J., Wong, R. O., Fadool, J. M. Cone survival despite rod degeneration in XOPS-mCFP transgenic zebrafish. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 4762-4771 (2005).
  44. Nelson, C. M., Hyde, D. R. Muller glia as a source of neuronal progenitor cells to regenerate the damaged zebrafish retina. Adv. Exp. Med. Biol. 723, 425-430 (2012).
  45. Powell, C., Elsaeidi, F., Goldman, D. Injury-dependent Muller glia and ganglion cell reprogramming during tissue regeneration requires Apobec2a and Apobec2b. J. Neurosci. 32, 1096-1109 (2012).
  46. Ramachandran, R., Reifler, A., Wan, J., Goldman, D. Application of Cre-loxP recombination for lineage tracing of adult zebrafish retinal stem cells. Methods Mol. Biol. 884, 129-140 (2012).
  47. Ramachandran, R., Zhao, X. F., Goldman, D. Ascl1a/Dkk/beta-catenin signaling pathway is necessary and glycogen synthase kinase-3beta inhibition is sufficient for zebrafish retina regeneration. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 15858-15863 (2011).
  48. Ramachandran, R., Zhao, X. F., Goldman, D. Insm1a-mediated gene repression is essential for the formation and differentiation of Muller glia-derived progenitors in the injured retina. Nat. Cell Biol. 14, 1013-1023 (2012).
  49. Wan, J., Ramachandran, R., Goldman, D. HB-EGF is necessary and sufficient for Muller glia dedifferentiation and retina regeneration. Dev. Cell. 22, 334-347 (2012).
  50. Morris, A. C., Forbes-Osborne, M. A., Pillai, L. S., Fadool, J. M. Microarray analysis of XOPS-mCFP zebrafish retina identifies genes associated with rod photoreceptor degeneration and regeneration. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 52, 2255-2266 (2011).
  51. Thummel, R., Bailey, T. J., Hyde, D. R. In vivo electroporation of morpholinos into the adult zebrafish retina. J. Vis. Exp. (58), e3603(2011).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

رواية ضوء بارادايم ضرر للاستخدام في دراسات التجديد الشبكية في اسماك الزرد الكبار
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.