مقالة منهجية

تقييم الجدوى من الدهون الإنسان الحقن في الفئران عارية مع مايكرو-التصوير المقطعي

10.7K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/52217

⸱

يناير 7, 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Hagey Laboratory for Pediatric Regenerative Medicine, Department of Surgery, Plastic and Reconstructive Surgery Division, Stanford University School of Medicine, 2Institute for Stem Cell Biology and Regenerative Medicine, Stanford University School of Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

تطعيم الدهون هو تقنية أساسية لإعادة بناء عجز الأنسجة الرخوة. ومع ذلك ، فإنه لا يزال إجراء لا يمكن التنبؤ به يتميز ببقاء متغير للكسب غير المشروع. كان هدفنا هو ابتكار نموذج فأر يستخدم طريقة تصوير جديدة لمقارنة الاحتفاظ بالحجم بين التقنيات المختلفة لإعداد الطعوم الدهنية وتسليمها.

الملخص

Lipotransfer هو أداة حيوية في عتاد الجراح لعلاج العجز الأنسجة اللينة من جميع أنحاء الجسم. الدهون مثالية حشو أنسجة لينة كما هو متاحة بسهولة، يمكن الحصول عليها بسهولة، وغير مكلفة، وحيويا بطبيعتها. 1 ومع ذلك، على الرغم من شعبيتها المتنامية، ويعوق تطعيم الدهون التي كتبها نتائج غير متوقعة وبقاء الكسب غير المشروع متغير، مع معدلات الاحتفاظ نشرت تتراوح في أي مكان من 10 -80٪. 1-3

لتسهيل التحقيقات على تطعيم الدهون، وبالتالي قمنا بتطوير نموذج حيواني الذي يسمح للتحليل في الوقت الحقيقي من حقن الاحتفاظ حجم الدهون. لفترة وجيزة، يتم إجراء قطع صغير في فروة الرأس من CD-1 الفأر عارية ويتم وضع 200-400 ميكرولتر من lipoaspirate معالجتها خلال الجمجمة. يتم اختيار فروة الرأس مثل موقع المتلقي بسبب غيابها من الدهون تحت الجلد الأصلي، وبسبب تباين الخلفية الممتاز الذي قدمته القبة، والذي يساعد فيعملية التحليل. ويستخدم التصوير المقطعي الصغيرة المحسوبة (الصغير-CT) لمسح الكسب غير المشروع في الأساس وكل أسبوعين بعد ذلك. وأعيد بناؤها الصور CT، ويتم استخدام برامج التصوير لتحديد حجم الكسب غير المشروع.

تقليديا، وتقنيات لتقييم حجم الكسب غير المشروع الدهون استوجبت القتل الرحيم للحيوان دراسة لتوفير مجرد تقييم واحد من وزنه الكسب غير المشروع وحجم التداول بنسبة قياس البدني خارج الحي. مقارنات البيوكيميائية والنسيجية ويتطلب كذلك الحيوان الدراسة إلى أن الموت الرحيم. هذه التقنية التصوير وصفها تقدم ميزة تصور وموضوعية قياس حجم عند نقاط زمنية متعددة بعد التطعيم الأولي دون الحاجة للتضحية الحيوان الدراسة. وهذه التقنية محدودة بسبب حجم الكسب غير المشروع قادرا ليتم حقنه والجلد خطر الطعوم أكبر ونخر الدهون. هذه الطريقة لها فائدة لجميع الدراسات تقييم الجدوى الدهون الكسب غير المشروع والاحتفاظ الحجم. بشكل خاص مناسبة تماما لprovidiنانوغرام تمثيل مرئي الطعوم الدهون وبعد التغيرات في حجم مرور الوقت.

المقدمة

تنشأ عيوب الأنسجة الرخوة من مجموعة متنوعة من الأسباب بما في ذلك الصدمة واستئصال الورم والشيخوخة والتشوهات الخلقية. يمكن أن تكون منهكة للمرضى ، وتمثل واحدة من أكثر المشاكل شيوعا ولكنها صعبة للجراحين الترميمينيين. توجد العديد من الطرق لمعالجة نقص الأنسجة الرخوة ، مثل اللوحات المحلية والحرة ، وحقن الكولاجين ، والحشوات الاصطناعية. 4-8 ومع ذلك ، منذ أول استخدام موثق لها من قبل Neuber في عام 18931 ، يظل نقل الدهون الذاتية هو المعيار الذهبي لإصلاح عجز الأنسجة الرخوة ، حيث إنه جاهز ومتاح وسهل وآمن للحصاد ومتوافق بشكل طبيعي. 1,2

على الرغم من هذه المزايا ، تعاني ترقيع الدهون الذاتية من بقاء متغير وغير متوقع ، حيث تتراوح معدلات الاحتفاظ في أي مكان من 10-80٪ بمرور الوقت. 1-3،9 من أجل حساب هذا الفقدان المتوقع للحجم والتماثل ، يجب على الجراحين في كثير من الأحيان الإفراط في التصحيح عند ملء عيوب الأنسجة الرخوة ، أو إجراء إجراءات متابعة متعددة.

أسرة الكسب غير المشروع الوعائية سيئة هي المسؤولة جزئيا عن ارتشاف الأنسجة هذا. بالإضافة إلى ذلك ، قد يساهم عدم وجود طريقة تحليل معيارية لمقارنة بقاء الكسب غير المشروع أيضا في عدم الاتساق في النتائج المبلغ عنها. من شأن الطريقة الدقيقة لقياس حجم الكسب غير المشروع أن تقلل من خطأ القياس عند تقييم معدلات الاستبقاء. وهذا بدوره سيساعد الباحثين على تحديد العوامل المسببة التي تؤثر على بقاء الكسب غير المشروع بشكل أكثر دقة. على الرغم من أن العديد من نماذج المختبر سهلت التقييم الكمي والنوعي لبقاء الكسب غير المشروع للدهون البشرية ، إلا أن معظمها يعتمد على الوسائل النسيجية والكيميائية الحيوية ويتطلب التضحية بحيوان الدراسة للحصول على قياس واحد. 3،10-12 تم الإبلاغ عن القليل عن استخدام تقنيات التصوير لتعداد الاحتفاظ بحجم الكسب غير المشروع للدهون في الجسم الحي.

أظهرت حفنة من الدراسات السريرية تقنيات قياس أكثر فعالية باستخدام التصوير. تم استخدام التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) بواسطة Hörl et al. لقياس بقاء الكسب غير المشروع للدهون13 ، وتم استخدام التصوير المقطعي المحوسب بواسطة Har-Shai et al. و Fontdevila et al. في تحليلاتهم للاحتفاظ بالحجم بعد التطعيم في المرضى الذين عانوا من فيروس نقص المناعة البشرية. 14،15 استخدام برنامج تصوير ثلاثي الأبعاد (ثلاثي الأبعاد) ، ماير وآخرون. قياس الاحتفاظ بالحجم في البشر بعد تطعيم الدهون الذاتية من خلال مقارنة الصور من فترة ما قبل الجراحة وبعدها. 16

ومع ذلك ، فإن طريقة موحدة تستخدم التصوير لقياس بقاء الكسب غير المشروع للدهون غير متوفرة في أبحاث العلوم الأساسية. إن نهج التصوير عالي الدقة لتقييم أحجام الطعوم الدهنية لن يسمح فقط بقياسات دقيقة وقابلة للتكرار ، ولكن أيضا بالقياسات المتكررة التي تسمح بتصور تطور بقاء الطعوم الدهنية في الوقت الفعلي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

ملاحظة: تم استعراض البروتوكولات التجريبية ونماذج موافقة المرضى للحصول على الدهون والموافقة عليها من قبل جامعة المؤسسي مجلس مراجعة ستانفورد (بروتوكول # 2188). وقد وافق جميع الإجراءات الحيوانية من جانب الفريق الإداري ستانفورد على رعاية الحيوان المعملية (APLAC) تحت بروتوكول # 9999. وأجريت جميع التجارب مع الالتزام الصارم سلامة الحيوان والمبادئ التوجيهية الرعاية الإنسانية.

1. الدهون الحصاد

  1. باستخدام الإجراء كولمان 17-19، الحصول على الأنسجة الدهنية لجسم الإنسان من البطن، الجناح، و / أو المناطق الفخذ من المرضى من النساء الأصحاء تمر شفط الدهون انتخابي.
  2. لمعالجة lipoaspirate للتطعيم، تبدأ من خلال السماح للدهون ليستقر لمدة 30 دقيقة.
  3. Lipoaspirate يستقر عادة إلى ثلاث طبقات، مع النفط في الجزء العلوي، والدهون في الوسط، والدم في الأسفل. نضح وتجاهل طبقة النفط العليا والطبقة السفلى الدم.
  4. لمزيد من إزالة أي tumesc المتبقيةالسوائل والأنف والحنجرة أو الحطام الخلية، جهاز طرد مركزي الدهون لمدة 5 دقائق في 350 x ج و 4 ° C، ونضح طبقة المائية أسفل.
  5. حساب كمية الدهون اللازمة للتطعيم، والسماح للخطأ تسليم 20٪، ونقل حجم المطلوب من الدهون إلى 50 مل المخروطية (ق). اضرب 400 من قبل عدد من الفئران في الدراسة للحصول ميكرولتر من الدهون اللازمة للتطعيم.
  6. عند هذه النقطة، إذا أداء الخلية بمساعدة Lipotransfer 20،21، وحجم المكان من الدهون للتطعيم على الجليد. ثم حصاد الخلايا الدهنية المشتقة اللحمية (ASCS) من الدهون المتبقية باستخدام تقنية القياسية التي وصفها Zuk وآخرون 22.

2. الدهون التطعيم

  1. الحصول على الإناث، متماثل CD-1 الفئران عارية للدراسة التجريبية. اختيار الفئران بين 8-12 أسابيع من العمر.
  2. للحث على التخدير ومكان الماوس في مربع ضربة قاضية مع 2.5٪ خليط الأيزوفلورين / الأكسجين في 2 لتر / دقيقة لحوالي 10 دقيقة. يرجى ملاحظة أن قوات العمليات الخاصة العراقية الموصى بهاجرعة lurane يختلف مع سلالة الماوس.
  3. عندما يكون معدل التنفس من الفأرة قد تباطأ، تأكيد التخدير الكافي مع قليل أخمص قدميه. تطبيق البيطري التشحيم مرهم للعين لكلتا العينين من الفأرة.
  4. إذا كان الماوس لا تتوانى في استجابة لقرصة أخمص قدميه، وهذا يؤكد طائرة كافية من التخدير. وضع الأنف الماوس، الى الرؤوس تقديم 2.5٪ خليط الأيزوفلورين / الأكسجين في 1-2 لتر / دقيقة. إذا تتراجع الماوس من قرصة أخمص قدميه، والعودة إلى مربع ضربة قاضية وإعادة الاختبار بعد 5 دقائق.
  5. إنشاء حقل معقمة تحت الماوس ومن ثم تعقيم فروة الرأس مع 2.5٪ بوفيدون اليود تليها 70٪ محلول الإيثانول. كرر مرتين أخريين.
  6. وضع الستائر الجراحية خلال الماوس وتوخي الحذر للحفاظ على حقل معقمة. أدوات معقمة، والقفازات، ومعدات الوقاية الشخصية ينبغي أن تستخدم في جميع الأوقات.
  7. إذا حجم الدهون ليتم المطعمة وضعت سابقا على الجليد، والسماح الدهون لضبط أول من RT قبل التسليم.
  8. Backload 1 مل بالتركيبة قفل المحاقن مع 1 ملمن الدهون.
  9. توصيل 14 G، 8 سم الدهون طويلة تطعيم قنية إلى نهاية الحقنة.
  10. نظام رئيس بالضغط على المكبس حقنة حتى بين 200 و 400 ميكرولتر من الدهون لا يزال في المحقنة. في حين تضغط على المكبس حقنة تأكيد أن قنية قد ملأت تماما مع الدهون من خلال مراقبة الدهون الخروج من حفرة قنية البعيدة.
  11. باستخدام ملقط غرامة، ورفع الجلد الظهري في خط الوسط تغمر الذيلية أقصى الجانب من الجمجمة. جعل 1.5 مم قطع في الجلد باستخدام مقص غرامة.
  12. وضع واحدة خياطة 6-0 النايلون خلال منتصف قطع التي سيتم لاحقا تستخدم لجلب الجرح حواف معا بعد يتم إجراء التطعيم. لا ربط الخيط.
  13. إنشاء جيب تحت الجلد فوق الجمجمة عن طريق إدخال قنية من خلال شق الجلد واجتياز قنية ذهابا وإيابا في نمط على شكل مروحة فوق الجمجمة لتحرير أي مرفقات النسيج الضام في الجلد المغطي.
  14. مرة واحدة وقد تم إنشاء جيب، ضع جannula في خط الوسط من الماوس مباشرة عبر الجمجمة حتى غيض تقع في منقاري أقصى الجانب من جيب التي ينبغي أن تكون خلف خط مرسوم بين العينين. (الشكل 1A)
  15. حقن ببطء الدهون بطريقة الوراء، ودفع المكبس في حين سحب قنية الظهر. باستخدام ملقط، وجلب حواف الجرح معا ورفع عنها للحفاظ على أي الدهون من تسرب من الجيب.
  16. ربط الخيط الذي تم وضعه سابقا، والتأكد من أن عقدة الأولى تكمن بخفة على الجلد. ربط ثلاثة عقدة مربعة وقطع الخيط مع 3 مم الذيل. (الشكل 1B)
  17. مع تأكيد التصور والجس اليدوي أن جيب لا مملوء والجلد المغطي للجيب ليست متوترة. إذا كان قد تم مملوء الجيب، وقطع الخيط، وإزالة جميع الدهون من داخل الجيب. غسل جيب خارجا مع الفوسفات مخزنة المالحة (PBS) ودرجة الحموضة 7.4 وإعادة حقن-حجم أصغر من الدهون.
  18. إزالة الماوس منnesthesia ومكان على ظهرها أو الجانب في قفص نظيفة في حد ذاته. مراقبة الحيوان للتنفس منتظم، والحركات الطبيعية، وغياب النزيف، وعلامات الألم أو الضيق. إدارة البوبرينورفين 0.1 ملغ / كغ تحت الجلد كل 6 ساعات لمدة تصل إلى 48 ساعة إذا كان الحيوان في الألم.
  19. تأكد من أن الحيوان قد استيقظ بما فيه الكفاية للحفاظ على الاستلقاء القصية قبل تركها دون حراسة. لا تضع حيوان في قفص مع غيرها من الحيوانات حتى تعافى بشكل كامل.
  20. بعد 4 ساعات، وضمان أن الحيوان قادر على تناول الطعام والشراب، ونقل، والتنفس بشكل طبيعي وأنه لا يوجد نزيف من موقع المنطوق. إعادته إلى مرفق رعاية الحيوان.

3. مايكرو-CT

  1. الفئران مسح لحجم خط الأساس التي كتبها يوم 3 بعد الجراحة، ثم كرر بالاشعة في أسابيع 2 و 4 و 6 و 8 ما بعد الجراحة.
  2. عندما التصوير الفئران في كل نقطة زمنية، اتبع تخدير ورعاية الحيوان المبادئ التوجيهية قبل وبعد الإجرائية على النحو المبين سابقا في Steps 2،2-2،4 و2،17-2،19.
  3. القيام بمسح على الماسح الضوئي الصغير-CT مع حجم فوكسل إعادة بناء 100 ميكرون أو أفضل.
  4. مع ذروة kilovoltage الأشعة X 80 KVP وتيار الأنود من 450 أمبير، وإدارة جرعة التموينية ما يقرب من 5 centiGy أثناء الفحص 9 دقيقة لكل الماوس. يرجى ملاحظة هذه القيم تختلف تبعا للبروتوكول المسح الضوئي.
  5. قبل إجراء الفحص الأول، ومعايرة الدقيقة CT مع الوهمية التصوير الذي يميز بين الهواء والماء وكثافة العظام.
  6. وضع أربعة الفئران في الماسح الضوئي في موقف بطني مع اثنين من الفئران على رأس واثنين على الجزء السفلي. يمكن بسهولة أن شيدت سرير المسح باستخدام 60 مل المحاقن لعقد جسم الفأر و 10 مل الحقن كما الأقماع الأنف. 23
  7. الحفاظ على الفئران تحت التخدير مع 2.5٪ خليط الأيزوفلورين / الأكسجين في 1-2 L لكل دقيقة.
  8. تأكيد مع صورة الكشفية ان الجمجمة كاملة من الماوس، من الأنف إلى أول فقرة الرقبية، ومن أعلى الجمجمة لقاعدة SKUليرة لبنانية، سيتم تصويرها.

تحليل 4. مايكرو-CT

  1. فتح الصور التي أعيد بناؤها مع CT الجزئي التصوير تحليل البرامج التي تسمح بإنشاء المناطق المهمة (في ROI) عن طريق تحديد voxels باستخدام عتبات كثافة بكسل. البرنامج أيضا يسمح خلق 3D السطوح من خلال الاستيفاء من voxels المحدد، وللتحليل وحدة التخزين.
  2. تبدأ من خلال تحميل الصور CT أعيد بناؤها في ثنائي الأبعاد (2D) الإكليلي، محوري، والآراء السهمي. (الشكل 2A)
  3. باستخدام شريحة المحورية كدليل، انتقل إلى شريحة السهمي الذي يتوافق مع الجانب الأيسر الأكثر من الكسب غير المشروع الدهون. تحديد عتبة العلوية والسفلية لكثافة بكسل الذي يلتقط كل voxels الموافق الكسب غير المشروع الدهون، ولكن هذا لا يشمل الأنسجة المحيطة والعظام. (الشكل 2B)
  4. تعريف العائد على الاستثمار في رأي سهمي الذي يتوافق مع الكسب غير المشروع الدهون باستخدام المحددة سابقا بكسل عتبات كثافة. REPEAT هذا الإجراء كل شريحة السهمي الخامسة، تبحر حتى يتم الوصول إلى أقصى اليمين الجانب من الكسب غير المشروع. (الشكل 2C)
  5. أقحم voxels مختارة من كل من 2D ROI إلى واحد، جنبا إلى جنب ROI 3D. (الشكل 2D)
  6. حجم العائد على الاستثمار قياسي وتحسب على أساس البرامج.
  7. جعل isosurface 3D لتصور نهائي حجم الدهون الكسب غير المشروع. (الشكل 2E)
  8. في تحليلات لاحقة، تأكد للحفاظ على أقصى كثافة بكسل والقيم عتبة الحد الأدنى من نفس تلك المستخدمة لتحليل خط الأساس.

5. الدهون الحصاد

  1. بعد وقد تم تفحص الفئران للأسبوع 8 24،25 نقطة زمنية، تخدير الفئران كما هو موضح سابقا أعلاه في خطوات 2،2-2،4 و2،17-2،19.
  2. المبادئ التوجيهية التالية APLAC، الموت ببطء الفئران عن طريق فصل أعمدتها في العمود الفقري.
  3. ضع الماوس في حقل من المنطوق. باستخدام مقص بضع الوتر، وفتح بعناية جيب وتشريح رانه المغطي الجلد والمرفقات النسيج الضام من الكسب غير المشروع الدهون.
  4. عند هذه النقطة، قد تساعد على استئصال رقعة من الجلد المغطي الظهرية للمساعدة في استخراج الكسب غير المشروع. (الشكل 3A)
  5. الحفاظ طفيفة الجر على الكسب غير المشروع مع ملقط وتحويل الكسب غير المشروع من جانب إلى آخر لتصور نقاط متتالية من التوتر التي تحتاج إلى إصدارها مع مقص.
  6. البقاء على مقربة من الكسب غير المشروع ممكن عندما استئصال للحد من النسيج الضام التي اتخذت مع الكسب غير المشروع. (الشكل 3B)
  7. بعد استئصال الكسب غير المشروع، وقياس كتلة على نطاق وtared هذا هو دقة إلى 0.01 غرام على الأقل.
  8. حساب حجم الكسب غير المشروع الدهون باستخدام القيمة الجماعية قياس ومتوسط ​​كثافة من الدهون البشري (0.9 غرام / مل)، ومعدل التحويل.
  9. قارن حجم المحسوبة الكسب غير المشروع الدهون إلى أن الحصول عليها باستخدام CT الصغيرة.
  10. يمكن معالجة الطعوم الدهون عن الأنسجة أو إجراء مزيد من التحليل إذا لزم الأمر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

انخفض ترقيع الدهون تدريجيا في حجم على مدار الدراسة، مما أدى إلى متوسط ​​البقاء على قيد الحياة 62.2٪ من أسبوع 8. (الشكل 4A) 24 عند الانتهاء من الفحص أسبوع 8، تم استخراج كل الدهون الكسب غير المشروع في قطعة واحدة. تم استخدام اختبار Wilcoxan مبلغ رتبة لمقارنة الفرق بين قياسات حجم الطعوم الدهون التي حصلت عليها إما الصغير-CT أو تحسب من الكتلة الجسدية. لم يوجد فرق كبير بين هاتين الطريقتين (ع الوجهين -value = 0.9362). (الشكل 4B)

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

حتى هذه النقطة، وقد اعتمدت معظم الباحثين على طرائق غير التصوير لقياس البقاء على المدى الطويل الطعوم الدهون، ولكن هذه الأساليب تتطلب التضحية من الحيوان الدراسة وتسفر عن قياس واحد فقط. تمثل 3،10-12 دراستنا لتحسين أسلوب التحليل الذي يسمح الهدف، في الوقت الحقيقي الكمي للبقاء الكسب غير المشروع الدهون في نموذج الفأر.

ثقلهم في هذه العملية هو ضمان استخدام الفئران المناعة بما فيه الكفاية للدراسة، حيث أن هذا يمن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى أي من المؤلفين أي مصلحة مالية متنافسة للإبلاغ عنها.

شكر وتقدير

وأيد هذه الدراسة من قبل مؤسسة البلوط، ومختبر Hagey للأطفال الطب التجديدي، والمعهد الوطني للصحة، منح NIHR21DE019274، NIHR01DE019434، NIHR01DE021683، وNIHU01HL099776 إلى MTLDCW كان مدعوما من زمالة أبحاث ACS فرانكلين H. مارتن كلية، وHagey مختبر للطب الأطفال التجديدي الطب، وجائزة معهد بحوث صحة الطفل بجامعة ستانفورد كلية إجابات. وقد أجريت مايكرو-CT في مركز ستانفورد للإبداع في التصوير في الجسم الحي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
جهاز الطرد المركزي
50 مل أنابيب مخروطية BDBiosciences ، سان خوسيه ، كاليفورنيا
CD-1 الفئران العارية (Crl: CD1-Foxn1 nu < / sup>)تشارلز ريفر Laboratories، Inc. ، ويلمنجتون ، ماساتشوستس
2.5٪ بيتادينبوردو فارما ، LP ، ستامفورد ، CT
70٪ محلول الإيثانول   ؛Gold Shield ، Hayward ، CA
1cc luer-lock حقنةBD Biosciences ، سان خوسيه ، كاليفورنيا
قنية قياس 14Shippert Medical ، Centennial ، CO
ComppsFine Science Tools ، هايدلبرغ ، ألمانيا
مقص Tenotomyأدوات العلوم الدقيقة ، هايدلبرغ ، ألمانيا
6-0 خياطة نايلونEthicon، الرماد الأزرق ، OH
Phosphate الملحي المخزنGibco ، Carlsbad ، CA
micro-CT الماسح الضوئي   ؛سيمنز للرعاية الصحية، بليسانتون، كاليفورنيا
فانتوم TriFoil Imaging ، نورثريدج ، كاليفورنيا
برنامج تحليل التصويرIRW ، Siemens Healthcare ، بليسانتون ، CA
Scale  ؛شركة Mettler-Toledo International، Inc. ، كولومبوس ، أوهايو
لشفط الدهون SAL Beckman Coulter، Inc. ، باسادينا ، كاليفورنيا إيزوفلوران هنري شاين ، دبلن ، أوهايو

المراجع

  1. Gir, P., et al. Fat grafting: evidence-based review on autologous fat harvesting, processing, reinjection, and storage. Plast Reconstr Surg. 130 (1), 249-258 (2012).
  2. Kaufman, M. R., et al. Autologous fat transfer national consensus survey: trends in techniques for harvest, preparation, and application, and perception of short- and long-term results. Plast Reconstr Surg. 119 (1), 323-331 (2007).
  3. Smith, P., et al. Autologous human fat grafting: effect of harvesting and preparation techniques on adipocyte graft survival. Plast Reconstr Surg. 117 (6), 1836-1844 (2006).
  4. Eppley, B. L., Dadvand, B. Injectable soft-tissue fillers: clinical overview. Plast Reconstr Surg. 118 (4), 98e-106e (2006).
  5. Yarborough, J. M. The treatment of soft tissue defects with injectable collagen. Am J Med Sci. 290 (1), 28-31 (1985).
  6. Baumann, D. P., Butler, C. E. Soft tissue coverage in abdominal wall reconstruction. Surg Clin North Am. 93 (5), 1199-1209 (2013).
  7. Tukiainen, E. Chest wall reconstruction after oncological resections. Scand J Surg. 102 (1), 9-13 (2013).
  8. Zan, T., et al. Surgical treatment of facial soft-tissue deformities in postburn patients: a proposed classification based on a retrospective study. Plast Reconstr Surg. 132 (6), 1001e-1014e (2013).
  9. Bucky, L. P., Percec, I. The science of autologous fat grafting: views on current and future approaches to neoadipogenesis. Aesthet Surg J. 28 (3), 313-321 (2008).
  10. Lee, J. H., et al. The effect of pressure and shear on autologous fat grafting. Plast Reconstr Surg. 131 (5), 1125-1136 (2013).
  11. Kirkham, J. C., et al. The impact of liposuction cannula size on adipocyte viability. Ann Plast Surg. 69 (4), 479-481 (2012).
  12. Medina, M. A., et al. 3rd et al. Polymer therapy: a novel treatment to improve fat graft viability. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2270-2282 (2011).
  13. Horl, H. W., Feller, A. M., Biemer, E. Technique for liposuction fat reimplantation and long-term volume evaluation by magnetic resonance imaging. Ann Plast Surg. 26 (3), 248-258 (1991).
  14. Har-Shai, Y., Lindenbaum, E. S., Gamliel-Lazarovich, A., Beach, D., Hirshowitz, B. An integrated approach for increasing the survival of autologous fat grafts in the treatment of contour defects. Plast Reconstr Surg. 104 (4), 945-954 (1999).
  15. Fontdevila, J., et al. Assessing the long-term viability of facial fat grafts: an objective measure using computed tomography. Aesthet Surg J. 28 (4), 380-386 (2008).
  16. Meier, J. D., Glasgold, R. A., Glasgold, M. J. Autologous fat grafting: long-term evidence of its efficacy in midfacial rejuvenation. Arch Facial Plast Surg. 11 (1), 24-28 (2009).
  17. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  18. Coleman, S. R. Structural fat grafting: more than a permanent filler. Plast Reconstr Surg. 118 (3 Suppl), 108S-120S (2006).
  19. Pu, L. L., Coleman, S. R., Cui, X., Ferguson, R. E., Vasconez, H. C. Autologous fat grafts harvested and refined by the Coleman technique: a comparative study. Plast Reconstr Surg. 122 (3), 932-937 (2008).
  20. Matsumoto, D., et al. Cell-assisted lipotransfer: supportive use of human adipose-derived cells for soft tissue augmentation with lipoinjection. Tissue Eng. 12 (12), 3375-3382 (2006).
  21. Yoshimura, K., Suga, H., Eto, H. Adipose-derived stem/progenitor cells: roles in adipose tissue remodeling and potential use for soft tissue augmentation. Regen Med. 4 (2), 265-273 (2009).
  22. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  23. Habte, F., et al. Impact of a multiple mice holder on quantitation of high-throughput MicroPET imaging with and without Ct attenuation correction. Mol Imaging Biol. 15 (5), 569-575 (2013).
  24. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  25. Thanik, V. D., et al. A murine model for studying diffusely injected human fat. Plast Reconstr Surg. 124 (1), 74-81 (2009).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة