مقالة منهجية

تسجيل للضغط إينتراكافيرنوس في الفئران وتحفيز العصب الكهفي

DOI:

10.3791/56807

⸱

أبريل 23, 2018

 ,  ,  , 
1Biomedical Laboratory and the Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Surgery, University of Vermont, 3Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 4Department of Urology, Odense University Hospital

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تصف هذه الدراسة إجراء العمليات الجراحية مبسطة وتقنية للقيام بتحفيز العصب الكهفي مع عزل العصب-مسرى معقدة باستخدام غراء السيليكون وقياس الضغط إينتراكافيرنوس.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تحفيز العصب الكهفي (CN) وقياس ضغط إينتراكافيرنوس (برنامج المقارنات الدولية) وقد استخدمت على نطاق واسع لاختبار وتقييم العلاج لضعف الانتصاب. ومع ذلك، تختلف الأساليب المستخدمة بين المختبرات، والمخاطر لا تزال قائمة. وكان الهدف من هذه الدراسة لوصف تقنية جراحية توفر نموذج موثوق بها واستنساخه. وذلك بتعريض عضلة إيشيوكافيرنوسوس في نقطة الإدراج في الاحدوبه إيشيال، يمكن أن مقني ساق القضيب مع الحد الأدنى من تشريح والإصابة إلى الهياكل المعنية في وظيفة الانتصاب. وقد تحقق التحفيز المتكرر من CN، دون الحاجة إلى رفع والتجفيف، باستخدام 125 ميكرومتر القطبين قطب الفضة والتصاق السليكون متوافق حيويا لعزل مجمع العصب الكهربائي. هذا الأسلوب يمنع neuropraxia عن طريق الحد من التمدد وتجفيف العصب ويوفر العزل الكامل للعصب، ينفي تسرب الكهربائية ومنع الحث على مسارات بديلة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بدأت الدراسة في فيفو الانتصاب في الحيوانات التجريبية في عام 1863 بأعمال تجريبية رائدة إيكهارد1. واستخدمت اليكتروستيموليشن أعصاب الحوض للحث على زيادة برنامج المقارنات الدولية في الكلاب. خلال القرنال 20، وبروتوكولات تجريبية مماثلة استخدمت في أكبر من الحيوانات مثل الكلاب والقرود والقطط والأرانب. أولاً وضع كوينلان et al. في عام 19892تقييم وظيفة الانتصاب في الفئران. منذ ذلك الحين تم تعديل الأسلوب وتحديثها بواسطة عدة أخرى مجموعات34. اليوم، الفأر نموذج الحيوان الأكثر استخداماً لدراسة علم الأمراض الانتصاب وتقييم خيارات العلاج الناشئة. وتشمل الخطوات الرئيسية لهذا الإجراء، تسجيل ضغط الدم النظامية باستخدام خط في الشريان السباتي، كانوليشن ساق القضيب لتدبير برنامج المقارنات الدولية، وحفز CN للحث على زيادة في برنامج المقارنات الدولية. على الرغم من أن العديد من الباحثين قد صقل النموذج، في إمكانية تكرار نتائج لا يزال يمثل مشكلة، وقد أبلغت نتائج متغير عن مختبرات مختلفة. مطبات عدة لا تزال قائمة.

السابقة المواد5،،من67،،من89،10 وصف استخدام التعرض القضيب كامل مع ديجلوفينج القضيب للجسم الكهفي cannulation. هذا ليس نهج أمثل كالتلاعب وتشريح التخريبية يسبب الضرر للهياكل، التي تعتبر أساسية لوظيفة الانتصاب. وقد تم تشريح CN وصفاً جيدا10،11، ولكن تحفيز العصب ليس الحل الأمثل بسبب العوامل المتعددة التي يمكن أن تؤثر على النتائج التجريبية. ويتضمن أسلوب التحفيز CN رفع العصب من الأنسجة المحيطة بسحب على مسرى هوك ثنائي القطب، الذي يتم وضعه حول العصب، وتجفيف العصب قبل كل التحفيز. وهذا يمكن أن يؤدي إلى درجات مختلفة من تلف الأعصاب والكهربائية التسرب الحالي، أسفر عن تقلص ردا أو زيادة كاذبة في برنامج المقارنات الدولية من خلال تحفيز مسارات بديلة مثلاًوعضلات قاع الحوض والمثانة والجهاز الهضمي 12من المسالك. وكل هذه العوامل تحد من إمكانية تكرار نتائج.

أثناء دراستنا، لاحظنا أن كل من العمق ونوع من التخدير تأثيراً عميقا في برنامج المقارنات الدولية. المسكنات المستخدمة هي بينتوباربيتال الصوديوم أو حقن الكيتامين/إكسيلازيني أو الكيتامين/الميدازولام isoflurane/الأكسجين استنشاق.

هنا يصف لنا طريقة جراحية مبسطة وتقديم البيانات لدعم توحيد بروتوكول تجريبي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم إيواء الحيوانات في مرفق الرعاية الحيوانية في جامعة جنوب الدنمارك وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية. أجريت جميع التجارب على الحيوانات وفقا لدليل "المعاهد الوطنية للصحة" لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية. هذا إجراء جراحة الحادة، وعدم البقاء على قيد الحياة.

1-إعداد أنابيب والقطب، وأدوات لإجراء العمليات الجراحية

  1. استخدام الصكوك microsurgical التالية: المقص الجراحي والمقص الصغير في الزاوية، ملقط أنسجة، زوج من دومون #7 والملقط الصغير منحنى #5، حامل إبرة الصغير والكامشات.
    ملاحظة: هذا هو إجراء حادة، الصكوك التي لا تحتاج إلى تعقيم. بعد الاستخدام، تنظيف ومسح التلميحات مع الإيثانول 70%.
  2. نقع في الأنابيب في الإيثانول 70% وثم طرد مع العقيمة 0.9% كلوريد الصوديوم مع الهيبارين يو/مليلتر 100 قبل الاستخدام. اترك الأنبوب شغلها لتجنب إدخال فقاعات الهواء في النظام.
  3. قص قطعة طول 20-30 سم من أنابيب البولي إيثيلين (PE)-50 جعل قسطرة لقياس برنامج المقارنات الدولية. التأكد من أن الأنبوب قصيرة قدر الإمكان للحد من الملطف الضغط.
  4. ينحني معقم ز 24 إبرة لجنبا إلى حتى الإبرة فواصل في الوسط. قم بتوصيل القطعة مع المجسم مشطوف الحواف إلى نهاية الأنبوب PE للإدراج في ساق القضيب البعيدة. إدراج أخرى نصف إلى محور للاتصال الضغط على المفاتيح. ملء هذا النظام مع هيبارينيزيد المالحة (100 U/mL).
  5. جعل ثنائي القطب الكهربائي المغلفة تفلون، الأسلاك قطع اثنين 125 ميكرومتر الفضة إلى متساوية الطول. استخدام قطعة من الشريط لإرفاق الأسلاك إلى حافة الجدول ومؤشر ترابط لهم معا. وفي وقت لاحق، إرفاق مسرى إلى لوحة سوداء.
  6. جعل شق صغير في تفلون واستخدام الملقط الصغير #5 لقطاع بطول 4-5 مم لطلاء تفلون قبالة النصائح من أقطاب كهربائية. قطع النصائح مع مشرط لتحقيق حتى الطول وإنشاء هوكس بثني نهايات حول حافة حادة من شفرة المبضع.
  7. الشريط الكهربائي مع نهاية تمتد قليلاً على حافة اللوحة السوداء مع هوكس مشيراً إلى أعلى. خلط الغراء السيليكون على لوحة بلاستيكية 10 s والتفاف فقاعة غراء حول القطب 1-2 مم من مأزق.
  8. السماح لتجف لمدة حوالي 5 دقائق قبل الاستخدام (الشكل 1). قطاع تفلون من مقطع أطول على الطرف الآخر، للسماح لاتصال مشجعا.
    ملاحظة: مع إعادة القيام خطاف في النهاية البعيدة، مسرى يمكن إعادة استخدامها مرات عديدة.

2-إعداد الحيوانات

  1. بعد أنيسثيتيزينج الحيوان، حلق النصف السفلي للبطن والرقبة، والعجان. فرك الحيوان بالكحول 70% تليها بوفيدون ثلاث مرات. مكان الفئران على لوح جراحية ساخنة في موقف ضعيف. تطبيق مرهم العين الطبيب البيطري وتبديل التخدير مخروط الآنف مع الأكسجين 2.5% إيسوفلوراني و 0.8 لتر في الدقيقة كالناقل.
    ملاحظة: قم بضبط مستوى isoflurane والأكسجين تحقيق مستوى مقبول من التخدير.

3-إعداد بريسورجيكال

  1. القيام بالإجراءات الجراحية بأكملها تحت مجهر جراحي: تكبير تتراوح بين 3.15 X 20 X غير كافية. استخدام قفازات والحفاظ على بيئة نظيفة طوال عملية جراحية. وضع الفئران في ثني.

4-تشريح العضلات إيشيوكافيرنوسوس لقياس برنامج المقارنات الدولية

  1. استخدام المبضع، ومقص مستقيم ومنحني دومون #7 الملقط الصغير جعل من 1 سم عمودي الجانبي 5 مم شق الجلد على خط الوسط ابتداء من مستوى قاعدة القضيب وتوسيع النزولي (الشكل 2A). استخدم قطن وتفصل بعناية الجانبي اللفافة إلى الصفن (الشكل 2). وبعد تشريح اللفافة، إرفاق الكامشات وجس مع القطن-مقلوب-مبادلة للعثور على الاحدوبه إيشيال (الشكل 2).
  2. تشريح من خلال الآنسي الأنسجة الدهنية لهذه النقطة حتى يتم تصور العضلات إيشيوكافيرنوسوس (الشكل 3A). استخدام زوج من الملقط الصغير منحنى دومون #7 وفصل طوليا في العضلات. سوف تظهر الباجينا الغلالة كبنية بيضاء مشرقة (الشكل 3B). استخدام الملقط الصغير ومقص الصغرى، تعرض albuginea الغلالة على نحو كاف لمعرفة مساره (الشكل 3).
  3. وبعد معايرة إعدادات أنظمة، إدراج الأنابيب عن طريق الجلد على العجان، مع التأكد من أنه يتم تشغيله في موازاة ساق القضيب (الشكل 4). اترك السطر في المكان والحفاظ على الشق رطبة مع المالحة.

5-CN تشريح للتحفيز

  1. جعل سم 2 السفلي، شق البطن خط الوسط عن طريق الجلد باستخدام، أولاً، مشرط، ومن ثم على زوج من مقص مستقيم والملقط الصغير. إنشاء شق مطابقة من خلال اللفافة على طول ينيا ألبا وأنسجة العضلات الأساسية لفضح المثانة والبروستاتا.
  2. استخدام الكامشات لتحقيق التعرض جيدة. استخدام مسحات القطن-نصيحة لفصل البروستاتا من الأنسجة الدهنية للحصول على تصور واضح للعقدة الحوض الرئيسية (ميلا في الغالون) و CN، يعمل على الجانب دورسولاتيرال من البروستات (الشكل 5).
  3. بعد التصور ميلا في الغالون و CN، بعناية جداً اللفافة السطحية العصبية 2-5 مم البعيدة لميلا في الغالون مع مقص الزاوية الصغرى (الشكل 6a). باستخدام الملقط الصغير #5، تنتشر الأنسجة على كل جانب للعصب وتحته لتحرير جزء طويل 4 ملم (الشكل 6b)، والشريحة خياطة 9-0 تحت العصب (الشكل 6 ج).
  4. رفع العصب قليلاً بمساعدة الخياطة (الشكل 7 أ) لتسهيل إيداع هوكس القطب بين القطبين حول العصب (الشكل 7). واسمحوا مزيج مساعد الغراء السيليكون المكون الثاني مع غيض من الأنسولين إبرة الجاف 5 س. العصب وتطبيق الغراء للمنطقة المحيطة خطاف والعصب (الشكل 7 ج، د). الحفاظ على العصب مرتفعة عن طريق سحب قليلاً على مسرى لحوالي 1 دقيقة للسماح للغراء لتجف.
  5. إزالة الكامشات، باستثناء الكامشات على الجانب الأيمن لتجنب أي سحب أو التواء القطب. الرطب أجهزة مكشوفة مع شاش المالحة والعلمانيين غارقة في المياه المالحة على الشق.

6-مجوف الجسم كانوليشن لقياس برنامج المقارنات الدولية

  1. استعادة تصور albuginea الغلالة باستخدام الكامشات. تأكد من عدم إرفاق الكامشات للعضلات إيشيوكافيرنوسوس حيث أنها سوف تشوه الساق.
  2. إرفاق الإبرة وتدفق الأنابيب مع هيبارينيزيد المالحة قبل إدخاله في الباجينا الغلالة. تبقى من albuginea الغلالة امتدت، استخدام الملقط الصغير منحنى دومون #7 في يد واحدة (غير المهيمنة)، عقد albuginea الغلالة وبقية العضلات السطحية البعيدة إلى نقطة الإدراج. اضغط الإبرة بالملقط الصغير مباشرة في اليد الأخرى المهيمنة وتأكد من إدخال فإنه بالتوازي مع مسار الجسم الكهفي (الشكل 8).
  3. ادفع الإبرة 5-8 مم داخل الجسم الكهفي. دافق الأنابيب واضغط الساق لاختبار الخط (الشكل 9). تأكد من أنه لا يوجد أي تسرب. ربط الأنابيب إلى الجدول مع الشريط لمنع سحب عرضي على الخط. قم بإزالة الكامشات.

7-الحث على CN

  1. مع تسجيل البرنامج (مثلاً، 2 سبايك) قيد التشغيل، سجل باستمرار الضغط الشرياني إينتراكافيرنوس ويعني.
  2. تعيين المعلمات التالية على مشجعا (مثلاً، SD9 العشب الصكوك، انظر الجدول للمواد) لتحفيز CN: الحالية 1.5 mA، والتردد في 16 هرتز، والجهد في 3 الخامس، وعرض النبض في السيدة 5 s 50 تطبيق التحفيز مع الحد أدنى من 1 دقيقة من الراحة بين التحفيز.
    ملاحظة: التحفيز الأولى عادة ما يؤدي إلى تناقص استجابة (الشكل 10).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الاستخدام هذا البروتوكول باستخدام الإعدادات الموصى بها تحفيز، تحت التخدير استنشاق مع الأكسجين 2.0% isoflurane 0.8 لتر في الدقيقة، ينبغي أن تسفر عن نتائج كما هو مبين في الشكل 11 و الرقم12، حيث يوجد العديد من العودة إلى الوراء يظهر التحفيز بين 75-80 مم زئبق الرقم 13 نفس الاستجابة مستقرة على حفز 20 دقيقة مع الاستجابة مستقرة في 73-77 ملم زئبق. اختبار الخط لقياس برنامج المقارنات الدولية بيغ الأنبوب وا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وكان الهدف الرئيسي لهذه الدراسة لوصف تقنية جراحية مبسطة من ساق القضيب كانوليشن لتسجيل برنامج المقارنات الدولية والعزلة من CN اليكتروستيموليشن. ادخلنا تعديلات على التشريح للجسم الكهفي لتبسيط عملية جراحية وتوفير تسجيلات استنساخه من الزيادة في برنامج المقارنات الدولية مع تحفيز CN. مع شق جلد عمودي 1 سم، الجانبية لقاعدة للقضيب، باستخدام الاحدوبه إيشيال ملموسة كالتوجيه، حققنا التعرض جيدة من الباجينا العضلات والغلالة إيشيوكافيرنوسوس. هذا الإجراء أسرع (تحت 15 دقيقة) من تلك الموصوفة في الأدب وأسباب الأنسجة الحد الأدنى تعطل

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

المؤلفين قد لا شكر وتقدير.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
ملقط Adsonأداة العلومالدقيقة 11006-12
Dumont # 7 ملقطأداة العلوم الدقيقة11271-30
Dumont # 5 ملقطأداة العلوم الدقيقة11273-20
أداة العلوم الدقيقة ToughCut Mayo ScissorFine Science Tool 14110-15
مصغرة Vannas Spring Scissorأداة العلوم الدقيقة15006-09
أداة العلومالدقة13020-12
Crile Hemostat13004-14
Kwik-Sil لاصقالعالم أدوات الدقةKWIK-SIL
الأسلاك الفضية المطلية بالتفلون 0.125 ممأدوات الدقة العالميةAGT0510
مباعرات الأسلاك المرنةحسب الطلب
شفرة مشرطأداة العلوم الدقيقة10023-00
PE-50 أنابيبWarner Instruments64-0753
23 G إبرةKruuse121272
SD-9 محفز النبض المربعSomatco1077/183
محول ضغط الدم والكابلWorld Precision InstrumentsBLPR2
Raucotupf أدوات تطبيق القطنLohmann-Raucher11966
Pro-ophta Ocular SticksLohmann-Raucher16515
كلوريد الصوديوم 0,9٪ 100 ملصيدلية
هيبارينصيدلية
25 مل حقنةمستشفى
مرهم بيطري للعين - صيدلية
Viscotears المحليةالأسلاك الفضية Science Products GmbH, هايدلبرغ, ألمانيا
غراء السيليكون Kwik-Sil ، الأدوات الدقيقة العالمية ، ساراسوتا ، فلوريدا ، الولايات المتحدة الأمريكية
الدقيقة فائقة أداة العلوم الدقيقة محليةمحليةجامعة أودنسي

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
  2. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
  3. Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
  4. Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
  5. Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
  6. Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
  7. Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
  8. Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
  9. Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
  10. Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
  11. Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
  12. Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
  13. Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
  14. Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
  15. Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة