يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

حقنة واحدة من الدم الذاتي قبل Chiasmatic للحث على نزيف تحت العنكبوتية التجريبي في نموذج الفئران

2.7K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/62567

⸱

يونيو 18, 2021

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Rigshospitalet, 2Department of Clinical Experimental Research, Glostrup Research Institute, Rigshospitalet, 3Department of Clinical Medicine, University of Copenhagen, 4Department of Clinical Sciences, Division of Experimental Vascular Research, Lund University, 5Department of Clinical Neuroscience, Karolinska Institutet

في هذه المقالة

ملخص

لا يزال النزف تحت العنكبوتية يحمل عبئا كبيرا من الوفيات والمراضة لدى الإنسان. لتسهيل إجراء مزيد من البحث في الحالة والفيزيولوجيا المرضية ، يتم تقديم نموذج حقن واحد قبل chiasmatic.

الملخص

على الرغم من التقدم في العلاج على مدى العقود الماضية ، لا يزال النزف تحت العنكبوتية (SAH) يحمل عبئا كبيرا من المراضة والوفيات ، مما يصيب إلى حد كبير السكان الشباب إلى حد ما. تم تطوير العديد من النماذج الحيوانية ل SAH للتحقيق في الآليات الفيزيولوجية المرضية وراء SAH واختبار التدخلات الدوائية. نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الفئران المعروضة في هذه المقالة هو نموذج تجريبي ل SAH مع حجم دم محدد مسبقا. باختصار ، يتم تخدير الحيوان وتنبيبه وحفظه تحت التهوية الميكانيكية. يتم تنظيم درجة الحرارة مع وسادة التدفئة. يتم وضع قسطرة في شريان الذيل ، مما يتيح قياس ضغط الدم المستمر وكذلك أخذ عينات الدم. يتم شق الغشاء الأطلسي القذالي ويتم وضع قسطرة لتسجيل الضغط في الصهريج الكبير لتمكين قياس الضغط داخل المخ. يمكن أيضا استخدام هذه القسطرة للتدخلات العلاجية داخل القراب. يتم وضع الجرذ في إطار تجسيمي ، ويتم حفر ثقب لدغ من الأمام إلى bregma ، ويتم إدخال قسطرة من خلال ثقب لدغ ووضعها أمام chiasm البصرية. يتم سحب الدم الذاتي (0.3 مل) من قسطرة الذيل وحقنه يدويا. هذا يؤدي إلى ارتفاع الضغط داخل المخ وانخفاض تدفق الدم الدماغي. يتم الاحتفاظ بالحيوان مخدرا لمدة 30 دقيقة ويعطى محلول ملحي ومسكنات تحت الجلد. يتم نزع الأنبوب من الحيوان وإعادته إلى قفصه. يحتوي نموذج ما قبل chiasmatic على معدل استنساخ مرتفع وتباين محدود بين الحيوانات بسبب حجم الدم المحدد مسبقا. إنه يحاكي SAH في البشر مما يجعله نموذجا مناسبا لأبحاث WAH.

المقدمة

النزف تحت العنكبوتية غير الرضحي (SAH) هو شكل من أشكال السكتة الدماغية ، يمثل حوالي 5 ٪ من جميع الحالات. السبب الأكثر شيوعا ل SAH غير الرضحي هو التمزق المفاجئ لتمدد الأوعية الدموية (aSAH) ، والذي يمثل 85٪ من SAHs. تشمل الأسباب الأخرى تمزق التشوه الشرياني الوريدي ، واعتلال التخثر ، وتمزق الأوردة في نزيف محيط الدماغ1. معدل الإصابة هو 9 لكل 100,000 شخص في السنة مع معدل وفيات حوالي واحد من كل ثلاثة وثلث آخر يتطلب دعم الحياة اليومية بعدSAH 2,3.

بعد التثبيت الأولي وتأكيد التشخيص ، يعتمد العلاج على شدة النزيف. سيتم إدخال استنزاف خارج البطين للمرضى الأكثر إصابة في البطينين لتقليل الضغط داخل المخ (ICP) وسيتم إدخالهم إلى وحدة العناية المركزة العصبية ، حيث تتم مراقبتهم عن كثب. سيخضع المرضى لتصوير الأوعية لتحديد تمدد الأوعية الدموية (المحتمل) وبعد ذلك يتم لف تمدد الأوعية الدموية أو قصه لمنع إعادة النزيف4. على الرغم من التجارب العديدة للعلاجات الدوائية ، إلا أن النيموديبين فقط ، وهو مضاد لقناة الكالسيوم ، أظهر أنه يحسن النتائج5. تجري حاليا تجارب سريرية متعددة. يرجى الاطلاع على المراجعة التي أجراها ضو وزملاؤه للحصول على قائمة شاملة6.

تم وصف تمزق تمدد الأوعية الدموية بأنه البداية المفاجئة لأسوأ صداع شهدته على الإطلاق أو صداع الرعد. يؤدي التمزق إلى ارتفاع حاد في برنامج المقارنات الدولية يليه انخفاض في تدفق الدم الدماغي (CBF). يؤدي هذا الانخفاض إلى نقص تروية الدماغ الشامل ، مما قد يؤدي إلى فقدان الوعي. هذا المسار الأكثر ميكانيكية ، جنبا إلى جنب مع الانهيار الذي بدأ لعناصر الدم المتسربة ، يؤدي إلى إطلاق السيتوكين وتنشيط الجهاز المناعي الفطري مما يؤدي إلى التهاب عصبي عقيم. علاوة على ذلك ، غالبا ما يلاحظ انهيار الحاجز الدموي الدماغي ، مما يؤدي إلى وذمة دماغية واضطراب في التوازن الأيوني. كل هذه التغييرات وأكثر ، صاغ إصابة الدماغ المبكرة (EBI) ، تحدث خلال اليومين الأولين وتؤدي إلى فقدان الخلايا العصبية وموت الخلايا المبرمج7.

ما يقرب من 1/3 من المرضى المصابين ب aSAH سيصابون بنقص التروية الدماغية المتأخر (DCI) بين اليوم 4-148. يتم تعريف DCI إما لاول مرة من ضعف بؤري أو عصبي أو انخفاض نقطتين على الأقل على مقياس غلاسكو غيبوبة يستمر لمدة لا تقل عن 1 ساعة ، عندما يتم استبعاد الأسباب الأخرى ، بما في ذلك النوبات وإعادة النزيف. يرتبط DCI بزيادة خطر الوفاة وانخفاض النتائج الوظيفية بعد aSAH9. من المعروف أن التشنج الوعائي الدماغي (CVS) ، وهو تضيق الشرايين الدماغية ، مرتبط ب DCI منذ عقود وكان يعتقد سابقا أنه السبب الوحيد ل DCI. وقد تبين منذ ذلك الحين أن CVS يمكن أن يحدث دون تطور DCI والمزيد من العوامل ، بما في ذلك تجلط الأوعية الدموية الدقيقة والانقباض ، والاكتئاب انتشار القشرة ، والاستجابة الالتهابية ل EBI منذ ذلك الحين تم تحديد10،11،12.

نظرا للتأثير الكبير ل EBI و DCI على مسار المرض ونتائج المرضى المصابين ، تحتاج النماذج الحيوانية إلى تقليدها إلى أقصى درجة ممكنة ، بينما لا تزال قابلة للتكرار. استخدم الباحثون مجموعة واسعة من النماذج المختلفة في مجموعة متنوعة من الحيوانات من الفئران إلى الرئيسيات غير البشرية لمحاولة محاكاة aSAH. تعد فئران Sprague-Dawley و Wistar البرية حاليا أكثر المختبر استخداما ، والنماذج الأكثر شيوعا هي نموذج الانثقاب داخل الأوعية الدموية ، ونموذج الحقن المزدوج cisterna-magna ، وأخيرا نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic ، والذي سيتم وصفه في هذه المقالة13.

تم تطوير نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الأصل من قبل Prunell وزملائه لمواجهة بعض أوجه القصور في النماذج التجريبية الأخرى14. الجراحة ، عندما تتقن ، قابلة للتكرار بدرجة كبيرة وتقلل من التباين بين الحيوانات. يحاكي النموذج SAH في البشر في نقاط متعددة ، بما في ذلك الارتفاع المفاجئ في برنامج المقارنات الدولية بعد حقن الدم ، مما يؤدي إلى نقص التروية العالمي العابر بسبب انخفاض CBF15,16. يؤثر على الدورة الدموية الأمامية ، حيث تحدث معظم aSAH في البشر17. يتراوح معدل الوفيات من 10٪ إلى 33٪ اعتمادا على الدراسة وكمية الدم المحقونة14,18. يمكن الكشف عن تأخر موت الخلايا والالتهاب العصبي في اليوم 2 و 7 وبالتالي توفير متغيرات لدراسة عواقب EBI و DCI19,20.

تقدم الدراسة وصفا محدثا لنموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic في الفئران جنبا إلى جنب مع وصف لكيفية استخدام مسبار ICP كمنفذ لإدارة الأدوية داخل القراب.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

يتم هذا الإجراء وفقا لتوجيه الاتحاد الأوروبي 2010/63 / EU بشأن حماية الحيوانات المستخدمة للأغراض العلمية والمعتمد من قبل مفتشية التجارب الحيوانية الدنماركية (ترخيص رقم 2016-15-0201-00940). يتم إجراء الجراحة باستخدام تقنية التعقيم إلى أقصى حد ممكن ، بما في ذلك الأدوات المعقمة والقفازات والقسطرة والغرز. استخدمت الدراسة ذكور وإناث فأران Sprague-Dawley التي تزن 230-350 جم ، وهي مجموعة موجودة في دورة ضوء / مظلمة مدتها 12 ساعة ، مع درجة حرارة ثابتة تبلغ 22 درجة مئوية (± 2 درجة مئوية) ، ورطوبة 55٪ (± 10٪). يتم تزويد الحيوانات مع تشاو القياسية والمياه ad libitum. يتم إيواء الحيوانات في أقفاص فردية بعد الجراحة ولكن يمكن إعادتها إلى أقفاص جماعية عند إزالة مسبار برنامج المقارنات الدولية. المخدر في هذا البروتوكول هو غاز إيزوفلوران ولكن 1.5 مل / كجم من خليط 3: 2 داخل الصفاق من الكيتامين (100 مجم / مل) والزيلازين (20 مجم / مل) فعال أيضا21.

1. الاستعدادات

  1. تعديل قسطرة الوريد المحيطي 16 G للتنبيب. للتعديل ، قم بتقصير الإبرة بمقدار 1 سم وثني الإبرة المتبقية 1 سم × 30 درجة باتجاه صمام الحقن. إزالة أجنحة القسطرة (متعددة الاستخدامات).
  2. لعمل مسبار ICP ، اقطع قطعة 20 مم من أنابيب البوليثين (القطر الداخلي (ID): 0.58 مم ، القطر الخارجي (OD): 0.96 مم) واحرق أحد طرفيه لعمل لوحة دائرية ، مع الحفاظ على تجويف مفتوح. التحايل على أنبوب البوليثين بأنبوب سيليكون 1 مم (المعرف: 1.0 مم ، OD: 3.0 مم) قبل توصيل 10 مم من أنابيب السيليكون (المعرف: 0.76 مم ، OD: 2.4 مم) بنهاية أنبوب البوليثين.
  3. قم بتشغيل الكمبيوتر المحمول وافتح برنامج الحصول على البيانات. قم بمعايرة محولات ضغط الدم (BP) والضغط الدماغي الداخلي (ICP) ، و Laser-Doppler وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
  4. تحضير جهاز تحليل غازات الدم.
    تنبيه: تأكد من وجود ما يكفي من الأيزوفلوران في المرذاذ.
  5. قم بتشغيل O2 وتدفق الهواء في الغلاف الجوي. اضبط تدفق O2 عند 30٪ والهواء الجوي على 70٪.
  6. ضع وسادة التدفئة واضبط درجة الحرارة على 37 درجة مئوية.

2. التخدير

  1. ضع الفئران في غرفة التخدير بتدفق 30٪ من O2 و 70٪ من الهواء الجوي. إدارة 5 ٪ من غاز إيزوفلوران في الغرفة. سيستغرق التخدير الكافي حوالي 4 دقائق. السيطرة على التنفس بعناية.
  2. عند التخدير ، ضع الجرذ في وضع ضعيف على صفيحة ثقيلة يتم التحايل عليها بواسطة شريط مطاطي. ضع الأسنان الأمامية للفأر أسفل الشريط المطاطي.
  3. ارسم اللسان بعناية باستخدام ملقط منحني. نظف الحنجرة بطرف من القطن. ضع ضوءا خارجيا في خط الوسط من الحلق لتصور الأحبال الصوتية.
  4. التنبيب أثناء الإلهام باستخدام قسطرة الوريد المحيطي المعدلة 16 G. عند إدخالها بشكل صحيح ، قم بإزالة الخنجر. قم بتوصيل القسطرة بجهاز التنفس الصناعي.
    ملاحظة: يتم تأكيد الموضع الصحيح للأنبوب من خلال حركات الصدر المتزامنة مع معدل التنفس. إذا شوهدت حركات البطن ، فقم بإخراج الفئران وإعادة إدخالها في جرس التخدير. لا تكرر الإجراء أكثر من ثلاث مرات بسبب خطر إتلاف الشعب الهوائية.
  5. عند التنبيب ، حافظ على الحيوان على التنفس الاصطناعي مع 30 ٪ من O2 و 70 ٪ من الهواء الجوي. الحفاظ على التخدير في 1.5 ٪ -3 ٪ من إيزوفلوران. اضبط الأيزوفلوران للحفاظ على ضغط الدم بين 80-100 مم زئبق.
  6. حافظ على حجم الشهيق لجهاز التنفس عند 3 مل والتردد عند 40-45 إلهاما / دقيقة. ضبط حجم الشهيق وفقا لتحليل غازات الدم.
  7. جعل غرزة من خلال الأنسجة الرخوة الداخلية للخد مع خياطة 2-0. اربط الخيط حول أنبوب الحقن وصمام الحقن لقسطرة الوريد المحيطي لربط القسطرة.
  8. انقل الجرذ إلى حقل العمليات وضعه في وضع الاستلقاء مع توجيه الذيل نحو الجراح.
  9. ضع جل العين عند الحاجة لمواجهة جفاف العين.
  10. قم بإجراء قرصة إصبع القدم لتأكيد عمق التخدير الكافي. تقييم والحفاظ على عمق التخدير أثناء الجراحة.

3. قسطرة الذيل

  1. تطهير القريب 3-4 سم من الذيل مع 0.5 ٪ من الإيثانول الكلورهيكسيدين.
    ملاحظة: من الآن فصاعدا ، استخدم المجهر الجراحي وفقا لتقدير الجراح.
  2. قم بعمل شق جلدي 15-20 مم في الطرف القريب من الذيل على الجانب البطني. احرص على عدم شق الشريان.
  3. قم بفك الجلد من النسيج الضام الأساسي باستخدام ملقط منحني.
  4. اخترق بعناية اللفافة التي تعرض الشريان.
  5. حرر شريان الذيل بعناية من الأنسجة الكامنة باستخدام ملقط منحني.
  6. انزلق ثلاثة خيوط الحرير الأسود تحت الوعاء. ضع خيطا واحدا بعيدا قدر الإمكان واربط عقدة جراحية بإحكام حول الشريان. امسك الأطراف السائبة للخيط باستخدام مرقئ.
  7. اربط الخيطين المتبقيين بشكل فضفاض حول الشريان.
  8. ادفع الخيط القريب بالقرب قدر الإمكان. ضع مرقئا لتثبيت نهايات الخيط القريب. اسحب مرقئ الدم برفق ، ولكن يكفي لتقييد ومنع تدفق الدم. ضع مرقئ على البطن.
  9. قطع طرف القسطرة بزاوية 45 درجة. قطع النقطة الحادة لمنع اختراق جدار الشرايين.
  10. باستخدام مقص Vannas ، قم بعمل شق شرياني 1/3 من قطر الشريان بزاوية 30 درجة ، 3-5 مم من العقدة البعيدة.
  11. أدخل القسطرة في الشريان باستخدام ملقطين مستقيمين. استخدم ملقطا واحدا لتثبيت القسطرة والآخر لسحب الشريان بعناية فوق القسطرة.
  12. أدخل القسطرة في أعلى الوعاء إلى العقدة القريبة وقم بفك العقدة من المرقئ. تصور تدفق الدم في القسطرة. اربط الخيط الأوسط بشكل فضفاض بالقسطرة.
  13. استمر في الإدخال إلى النقطة التي يتم فيها تغطية الشريان مرة أخرى بواسطة اللفافة، وإذا أمكن بعدها.
  14. التحكم في وضع القسطرة والتسرب المحتمل عن طريق التنظيف بالمحلول الملحي.
  15. اربط الخيطين القريبين باستخدام عقدة جراحية.
    ملاحظة: يجب أن يكون قياس ضغط الدم نابضا. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فلن يتم وضع القسطرة بشكل صحيح.
  16. اربط القسطرة في نهاية الشق عن طريق ربط عقدة جراحية باستخدام الخيط البعيد.
  17. قم بخياطة شق الجلد بشكل فضفاض مع خيطين أحاديين غير قابلين للامتصاص 4-0. احرص على عدم اختراق القسطرة.
    ملاحظة: طوال الجراحة كن على دراية بسعة النبض. إذا كان هذا منخفضا ، اغسل القسطرة بالمحلول الملحي.
  18. قم بفك القسطرة الشريانية من ترجام الضغط للسماح بتدفق الدم لأخذ عينات من غازات الدم. ضع أنبوبا شعريا دقيقا في نهاية القسطرة. دع الدم يتدفق إلى الأنبوب. أعد توصيل القسطرة بالترجام بعد جمع الدم واغسل القسطرة.
  19. أدخل الأنبوب الشعري في محلل غازات الدم. قم بقياس الأس الهيدروجيني و pCO2 و pO2 وقم بتدوينها
    ملاحظة: اعتمادا على قيم غازات الدم وضغط الدم ، قم بتغيير معدل التهوية. إذا كان متوسط الضغط الشرياني (MAP) منخفضا جدا ، فحاول خفض معدل تدفق الأيزوفلوران. اختبر ردود الفعل لضمان عمق التخدير المناسب.

4. مسبار برنامج المقارنات الدولية

  1. ضع الجرذ في الإطار المجسم. من المهم وضع الفئران بشكل متماثل.
  2. ضع وسادة أسطوانية تحت الإطار التجسيمي لإنشاء ثني أمامي للرقبة.
  3. حلق فروة رأس الجرذ ورقبته والمنطقة خلف الأذنين. إزالة الشعر الزائد.
  4. تطهير المنطقة مع 0.5 ٪ من الإيثانول الكلورهيكسيدين.
  5. تخدير موضعيا ب 0.7 مل من 10 ملغ / 5 ميكروغرام / مل يدوكائين مع الأدرينالين ، أدخل الإبرة في الطرف الذيلي من الجمجمة في خط الوسط. حقن في عضلات الرقبة مع 0.3-0.4 مل. حقن الباقي تحت الجلد حول وأمام بريجما.
  6. قم بعمل شق جلدي من ثقب الإبرة ~ 8 مم ذيليا في خط الوسط.
  7. تشريح جميع العضلات بصراحة في طبقات لتحديد الغشاء الأطلسي القذالي (مثلث رخامي اللون ذيليا إلى الجمجمة في خط الوسط).
  8. استخدم مبعثر Alm لكبح جماح عضلات الرقبة. ضع المانع ذو الشوكة ذيليا إذا لزم الأمر.
  9. تحقق مما إذا كان مسبار ICP المعقم متصلا بمحول طاقة ICP. اغسل مسبار برنامج المقارنات الدولية بالمحلول الملحي. تأكد من عدم وجود فقاعات هواء في مسبار ICP.
  10. شق الغشاء الأطلسي القذالي باستخدام إبرة 23 جرام. اصنع ثقبا لإقناع مسبار برنامج المقارنات الدولية من خلال الغشاء.
  11. أقنع المسبار من خلال الغشاء الأطلسي القذالي بلطف. اسحب المسبار برفق وتأكد من أنه يظهر منحنى نابض يتراوح بين 0-5 مم زئبق. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فقم بإزالة المسبار ، وتحقق من الاتصال بمحول الطاقة ، وتأكد من التدفق عبر التجويف.
  12. ضع قطرتين من غراء الأنسجة. حرك أنبوب السيليكون 1 مم للأمام إلى الغشاء وقم بتطبيق غراء إضافي لتقليل مخاطر إزاحة مسبار ICP.
  13. قم بإزالة المبعدة (المبعدات).
  14. اصنع خيطا أفقيا واحدا للمرتبة في الطرف الرأسي للشق وخيطا بسيطا متقطعا للطرف الذيلي باستخدام خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.

5. وضع الإبرة ومسبار الليزر دوبلر

  1. قم بعمل شق في خط الوسط أمام العينين مباشرة ، 15 مم ذيليا.
  2. إزالة النسيج الضام والعضلات بالملقط. استخدم نهاية قطعة قطن معقمة كروجين مما يجعل من الممكن التعرف على البريجما والخيوط الإكليلية.
  3. ضع مبعثر Alm.
  4. ضع إبرة العمود الفقري 25 G في الإطار المجسم. ضع الإبرة بالضبط على bregma ولاحظ الموضع.
    ملاحظة: ضع مفصل خط الوسط للإطار التجسيمي عند 30 درجة باتجاه الحيوان في المستوى الرأسي.
  5. قم بإزالة الإبرة من bregma ، وحرك الإطار 65 مم إلى الأمام ثم استبدل الإبرة في خط الوسط لتحديد موقع الحفر.
  6. حفر حتى يتم التعرف على الأم الجافية تحت العظم. قم بإزالة شظايا العظام برفق باستخدام ملقط مستقيم واملأ التجويف بشمع العظام.
  7. حفر حفرة أخرى 3-4 مم جانبية على يمين bregma وفقط أمام الخيط الإكليلي لليزر دوبلر. ليس من الضروري الحفر على طول الطريق من خلال العظام. احرص على عدم اختراق الأم الجافية.
  8. ابحث عن الأوعية حيث يمكن لدوبلر الليزر قياس تدفق الدم. ضع دوبلر الليزر وتحقق من القيم. مطلوب قيمة لا تقل عن 100 FU. قم بإزالة المجهر (الضوء الاصطناعي).
  9. إذا كانت القيم لا تزال مقبولة ، أضف قطرة واحدة من الغراء لإصلاح المسبار.
  10. أعد التحقق للتأكد مما إذا كانت القيمة أعلى من 80 FU. إذا كانت القيمة أقل من 80 FU ، فقم بإزالة المسبار وإعادة وضعه للوصول إلى قيمة أعلى من 80 FU.
    ملاحظة: القيمة ، FU ، هي وحدة تعسفية تظهر تدفق الدم الدماغي (CBF).

6. تحريض SAH

  1. أدخل الإبرة برفق من خلال الجمجمة في خط الوسط بين نصفي الكرة الأرضية حتى يتم الشعور بمقاومة قاعدة الجمجمة. اسحب الإبرة بمقدار 1 مم لضمان الموضع الصحيح أمام الشق البصري.
  2. أدر الإبرة 90 درجة في اتجاه عقارب الساعة بحيث يشير طرف الإبرة إلى اليمين لضمان النتيجة الأكثر تجانسا عند حقن الدم. إزالة الخنجر (الشكل 3).
  3. التوازن لمدة 15 دقيقة وضبط مستوى التخدير للحصول على متوسط ضغط الدم الشرياني في حدود 80-100 مم زئبق.
  4. إجراء تحليل غازات الدم. اضبط مستوى التخدير وفقا لذلك.
  5. سحب 500 ميكرولتر من الدم من قسطرة الذيل باستخدام حقنة 1 مل بإبرة حادة 23 جرام.
  6. املأ المساحة الميتة لغرفة الإبرة الشوكية بالدم لتجنب حقن الهواء. أزل إبرة 23 جم من المحقنة المملوءة بالدم وتأكد من أن المحقنة تحتوي على 300 ميكرولتر من الدم.
  7. قم بتوصيل المحقنة بالإبرة الشوكية. أمسك بقوة وحقن الدم يدويا لتجاوز MAP.
  8. لاحظ ارتفاعا حادا في برنامج المقارنات الدولية وانخفاضا حادا في CBF على الكمبيوتر المحمول.
    ملاحظة: يجب أن يكون CBF 50٪ أو أقل مقارنة بالنتيجة الأساسية لمدة 5 دقائق على الأقل حتى تنجح الجراحة ، انظر الشكل 4. لا تخضع فئران الشام للخطوات 6.1-6.7 ، وبالتالي تحذف إدخال الإبرة الشوكية في المخ ، مما يقلل من النزيف التلقائي المحتمل ، وتلف الدماغ علاجي المنشأ.

7. الانتعاش والصحوة

  1. تطبيق 0.1 مل/ 100 غ من وزن الحيوان 5.0 ملغ/مل من كاربروفين و1 مل/100 غ من وزن الحيوان من محلول ملحي متساوي التوتر تحت الجلد. تأكد من أن السوائل في درجة حرارة الغرفة على الأقل قبل تناولها.
  2. بعد ذلك ، احتفظ بالجرذ تحت التخدير لمدة 30 دقيقة بعد SAH.
  3. قم بإزالة الإبرة ، مسبار دوبلر بالليزر ، ثم املأ التجاويف بشمع العظام. أغلق الشق باستخدام خيطين أفقيين للمرتبة مع خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
  4. لاستخدام مسبار ICP للحقن في الصهريج الكبير ، قم بإزالة أنبوب السيليكون وأدخل محولا دقيقا في أنبوب البوليثين.
  5. إذا لم يتم التخطيط لأي تدخل ، فقم بقطع الخيط البسيط المتقطع. تقصير مسبار ICP قدر الإمكان باستخدام مقص ثم الصق النهاية لمنع تسرب السائل النخاعي (CSF). أغلق الشق بخيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
  6. إزالة الفئران من الإطار المجسمة ووضعها في موقف ضعيف. قم بإزالة الغرز السائبة من شق الذيل.
  7. ضع خياطة واحدة قريبة وعميقة إلى القسطرة الشريانية. قم بإزالة القسطرة وربط الخيط لمنع النزيف. خياطة شق الذيل مع خيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0 خياطة.
  8. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران.
  9. تنظيف الفئران والفراء قدر الإمكان.
  10. عندما يتم استعادة منعكس سحب الدواسة ويكون لدى الجرذ تنفس تلقائي عند فصله عن جهاز التنفس الصناعي ، قم بنزع أنبوبه.
  11. ضع الجرذ في قفص واحد مع الطعام والماء ad libitum. ضع نصف القفص تحت صفيحة تسخين وضع الفئران في هذه المنطقة من القفص.
  12. قم بإجراء الإعطاء داخل القراب عن طريق تكييف حاقن الدبوس مع حقنة دقيقة وإدارة العلاج من خلال محول الدبوس. هذا التدخل ممكن في الحيوانات المستيقظة. انظر الشكل 5.

8. إزالة مسبار ICP (إذا لم تتم إزالته أثناء الجراحة)

ملاحظة: استخدم المجهر الجراحي حسب تقدير الجراح.

  1. ضع الفئران في غرفة التخدير كما هو موضح سابقا.
  2. عند التخدير ، ضع الجرذ في وضع ضعيف في مجال التشغيل مع وسادة التدفئة.
  3. ضع الأنف في قناع التخدير. اضبط مستويات O 2 إلى 30٪ ، والهواء الجوي على 70٪ ، والأيزوفلوران على2 ٪.
  4. ضعي جل العين باستمرار لمواجهة جفاف العين.
  5. قطع الخيط الذيلي البسيط المتقطع. افتح الشق وقم بإزالة الأنسجة الميتة المحتملة أو جلطات الدم.
  6. تقصير مسبار ICP قدر الإمكان باستخدام مقص والغراء النهاية لمنع تسرب السائل النخاعي (CSF). أغلق الشق بخيوط أحادية غير قابلة للامتصاص 4-0.
  7. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران.
  8. عندما يبدأ الجرذ في التحرك ، ضعه في قفص واحد مع الطعام والماء الإعلاني. ضع نصف القفص فوق صفيحة تسخين وضع الفئران في هذه المنطقة.
  9. عند العودة إلى الحالة المعتادة ، أعد إدخال الحيوانات لبعضها البعض في قفص مشترك تحت الإشراف لمدة 15 دقيقة الأولى.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

النساء لديهن خطر متزايد من aSAH مقارنة بالرجال. على الرغم من ذلك ، يتم استخدام القوارض الذكور في المقام الأول في التجارب بسبب التحيز المحتمل من عدم تجانس دورة شبق في الإناث. النتائج التمثيلية المعروضة هنا مأخوذة من منشور حديث يقارن بين إناث وذكور الفئران ، مما يؤكد أن النموذج ينتج نتائج مماثلة في إناث الحيوانات مقارنة بذكور21. شملت الدراسة 34 أنثى فأر Sprague-Dawley (18 SAHs و 16 شمس). لم يكن لدى شمس إبرة العمود الفقري التي نزلت إلى التشنج البصري أو حقن الدم. تم تنفيذ جميع الإجراءات الأخرى على شمس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يحاكي نموذج الحقن الفردي قبل chiasmatic ل SAH العديد من العناصر المهمة ل SAH البشري ، بما في ذلك الارتفاع في برنامج المقارنات الدولية ، والحد من CBF ، ونقص التروية العالمي العابر ، وتنظيم علامات الالتهاب العصبي ، و CVS14،15،16،18،19،20. كما تم استخدام مسبار ICP كمنفذ للإدارة داخل القراب (الشكل 5)...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين مصالح متضاربة يعلنونها.

شكر وتقدير

تم دعم العمل من قبل مؤسسة Lundbeck ومنحة Lundbeck للتميز (رقم R59-A5404). لم يكن للممولين أي دور في أي جزء من المخطوطة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
قسطرة الوريد المحيطي 16 جمBD Venflon393229إبرة تقصير ، بعيدة 1 سم منحنية. تمت إزالة الأجنحة
جرس / غرفة التخديرغير معروف
محلل غازات الدممقياس الإشعاعABL80
جهاز قياس ضغط الدم (BP)AdinstrumentsML117يتصل ب Powerlab
ملقط منحني ، 12 سم × 3FST11001-12للتخدير
وسادة أسطوانية ، 28 سم × 4 سمصنعمن المناشف الجراحية أجهزة
الحصول على البياناتAdinstrumentsML870 Powerlab
برنامج الحصول على البياناتAdinstrumentsLabChart 6.0
DrillKMD1189
وحدة تحكم الحفرSilfradent300 IN
ضوء مرنSchottKL200
وسادة تدفئةMinco1135
إبرة تحت الجلد ، 20 جيجاديترا طبيا301300يتصل بشاشة ICP ذات الإطار التجسيمي
AdinstrumentsML117يتصل ب Powerlab
IsofluraneVaporizer OhmedaTEC3
كمبيوتر محمولLenovoT410
شاشة دوبلر بالليزرAdinstrumentsML191
مسبار دوبلر ليزرأكسفورد أوبترونيكسMSF100XPيتصل بشاشة دوبلر ليزر
حامل إبرة ، 13 سمFST12001-13للتخدير
حقنة دقيقة ، 0.025 ملهاميلتون547407
إطار ستيريوكسيكKopf InstrumentsM900
مجهر جراحيCarl ZeissF170
خياطة إبرةAllgaier1245للتخدير
وحدة تحكم درجةالحرارة CWE، INC.TC-1000
محول الطاقة × 2أدواتإضافية MLT0699يتصل بجهاز التنفس الصناعي لشاشة BP و ICP
Ugo Basile7025
المقص البيطريAesculapGT421
ضام بلير ثلاثي المحاور ، 13.5 سمAgnthos17022--13
ضام بلانت المFST17008-07
ملقط منحني، 12 سم × 2FST11001-12
حامل إبرة، 13 سمFST12001-13
ملقط دومون مستقيم، 11 سمFST11252-00
مرقئ مستقيم من البعوض × 2FST13008-12
مقص قزحية مستقيمة، 9 سمFST14090-09
مقص فاناس مستقيم، 10.5 سمFST15018-10
مسحات قابلة للامتصاصKettenbach31603
خيط حرير أسود ، 4-0 ، 5 × 15 سمV & ouml ؛ ميل14757
شمع العظامAesculap1029754
جل العين Carbomer 2 مجم / جممسحة قطنية Paranova
Heinz HerenzWA-1
قضيب قطني مائل × 4إبرة Selefa120788
تحت الجلد ، 23 جم × 2دينار كويتي900284يتصل بمحبس. قم بإزالة إبرة تحت الجلد البعيدة
، 23 جم × 3دينار كويتي900284طبي إزالة الطرف البعيد. 2 يتصل بمحبس محبس ، 1 بحقنة
مسبار ICP:محلي الصنعمصنوع مما يلي:
أنابيب البوليثين ، 20 ممسميثس الطبية800/100/200القطر الداخلي (ID): 0.58 مم ، القطر الخارجي (OD): 0.96 مم.
أنابيب سيليكون ، 10 مممعرف 15202710 فيشر: 0.76 مم ، OD: 2.4 مم.
أنابيب سيليكون ، 2 مممعرف 11716513 فيشر: 1.0 مم ، OD: 3.0 مم.
أنابيب الهيماتوكريت الدقيقةالعلامة التجارية7493 11
منشفة OP ، 45 سم × 75 سمM & ouml ؛ محول lnlycke800430
PinPort ، حاقن 22 GInstechPNP3F22
PinPortInstechPNP3M
، 2 × 20 سمسميث الطبية800/100/200يتصل بحقنة. معرف: 0.58 مم ، OD: 0.96 مم.
مطاطيغير معروف
، 10 شفراتكياتو23110
سبينال نيتل ، 25 جم × 3.5 بوصةبراون5405905-01
، ديسكوفيكس × 2براون16494Cيتصل بخيوط محول
الطاقة ، 4-0 ، مونوفيل ، غير قابل للامتصاص × 3إيثيكونEH7145H
، 1 ملدينار بحريني 1710023
، قفل لور ، 10 مل × 4BD Plastipak305959تتصل بمحول الطاقة
غراء لاصق للأنسجة3M1469SB
0.5٪ روح الكلورهيكسيدينFaaborgPharma 210918
كاربروفين 50 مجم / ملScanVet43715مخفف 1:10
IsofluraneBaxter
محلول ملحي متساوي التوترأمغروس16404
ليدوكائين أدرينالين 10 مجم / 5 ميكرو ؛ جم / ملأمغراس16318
طبي أنابيب البوليثين مشرط نظام محبس حقنة حقنة Plastipak

المراجع

  1. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), London, England. 306-318 (2007).
  2. de Rooij, N. K., Linn, F. H. H., vander Plas, J. A., Algra, A., Rinkel, G. J. E. Incidence of subarachnoid haemorrhage: a systematic review with emphasis on region, age, gender and time trends. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 78 (12), 1365-1372 (2007).
  3. Feigin, V. L., Lawes, C. M., Bennett, D. A., Barker-Collo, S. L., Parag, V. Worldwide stroke incidence and early case fatality reported in 56 population-based studies: a systematic review. The Lancet, Neurology. 8 (4), 355-369 (2009).
  4. Maher, M., Schweizer, T. A., Macdonald, R. L. Treatment of spontaneous subarachnoid hemorrhage: guidelines and gaps. Stroke. 51 (4), 1326-1332 (2020).
  5. Pickard, J. D., et al. Effect of oral nimodipine on cerebral infarction and outcome after subarachnoid haemorrhage: British aneurysm nimodipine trial. British Medical Journal (Clinical Research ed.). 298 (6674), 636-642 (1989).
  6. Daou, B. J., Koduri, S., Thompson, B. G., Chaudhary, N., Pandey, A. S. Clinical and experimental aspects of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. CNS Neuroscience and Therapeutics. 25 (10), 1096-1112 (2019).
  7. Fujii, M., et al. Early brain injury, an evolving frontier in subarachnoid hemorrhage research. Translational Stroke Research. 4 (4), 432-446 (2013).
  8. Roos, Y. B., et al. Complications and outcome in patients with aneurysmal subarachnoid haemorrhage: A prospective hospital based cohort study in the Netherlands. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 68 (3), 337-341 (2000).
  9. Vergouwen, M. D. I., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
  10. Brown, R. J., Kumar, A., Dhar, R., Sampson, T. R., Diringer, M. N. The relationship between delayed infarcts and angiographic vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 72 (5), 702-707 (2013).
  11. Dhar, R., et al. Relationship between angiographic vasospasm and regional hypoperfusion in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 43 (7), 1788-1794 (2012).
  12. Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature Reviews. Neurology. 10 (1), 44-58 (2014).
  13. Marbacher, S., et al. Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: species, standard parameters, and outcomes. Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).
  14. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Svendgaard, N. -A. A new experimental model in rats for study of the pathophysiology of subarachnoid hemorrhage. Neuroreport. 13 (18), 2553-2556 (2002).
  15. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  16. Prunell, G. F., et al. Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Cerebral blood flow and brain metabolism during the acute phase in three different models in the rat. Neurosurgery. 54 (2), 426-437 (2004).
  17. Velthuis, B. K., et al. Subarachnoid hemorrhage: Aneurysm detection and preoperative evaluation with CT angiography. Radiology. 208 (2), 423-430 (1998).
  18. Leclerc, J. L., et al. A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71(2018).
  19. Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Inflammation in the brain after experimental subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 56 (5), 1082-1091 (2005).
  20. Prunell, G. F., Svendgaard, N. A., Alkass, K., Mathiesen, T. Delayed cell death related to acute cerebral blood flow changes following subarachnoid hemorrhage in the rat brain. Journal of Neurosurgery. 102 (6), 1046-1054 (2005).
  21. Spray, S., Haanes, K. A., Edvinsson, L., Johansson, S. E. Subacute phase of subarachnoid haemorrhage in female rats: increased intracranial pressure, vascular changes and impaired sensorimotor function. Microvascular Research. 135, 104127(2020).
  22. Ansar, S., Vikman, P., Nielsen, M., Edvinsson, L. Cerebrovascular ETB, 5-HT1B, and AT1 receptor upregulation correlates with reduction in regional CBF after subarachnoid hemorrhage. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 293 (6), 3750-3758 (2007).
  23. Hansen-Schwartz, J., et al. Subarachnoid hemorrhage enhances endothelin receptor expression and function in rat cerebral arteries. Neurosurgery. 52 (5), 1188-1194 (2003).
  24. Hayman, E. G., Wessell, A., Gerzanich, V., Sheth, K. N., Simard, J. M. Mechanisms of global cerebral edema formation in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurocritical Care. 26 (2), 301-310 (2017).
  25. Miyata, H., et al. Vasa vasorum formation is associated with rupture of intracranial aneurysms. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2019).
  26. Tada, Y., et al. Roles of hypertension in the rupture of intracranial aneurysms. Stroke. 45 (2), 579-586 (2014).
  27. Nuki, Y., et al. Elastase-induced intracranial aneurysms in hypertensive mice. Hypertension. 54 (6), Dallas, Tex. 1337-1344 (1979).
  28. Marbacher, S., Wanderer, S., Strange, F., Grüter, B. E., Fandino, J. Saccular aneurysm models featuring growth and rupture: A systematic review. Brain Sciences. 10 (2), 101(2020).
  29. Altay, O., et al. Isoflurane on brain inflammation. Neurobiology of Disease. 62, 365-371 (2014).
  30. Hockel, K., Trabold, R., Schöller, K., Török, E., Plesnila, N. Impact of anesthesia on pathophysiology and mortality following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4 (1), 5(2012).
  31. Kamp, M. A., et al. A Systematic and meta-analysis of mortality in experimental mouse models analyzing delayed cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. Translational Stroke Research. 8 (3), 206-219 (2017).
  32. Povlsen, G. K., Johansson, S. E., Larsen, C. C., Samraj, A. K., Edvinsson, L. Early events triggering delayed vasoconstrictor receptor upregulation and cerebral ischemia after subarachnoid hemorrhage. BMC Neuroscience. 14, 34(2013).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

حقن الدم الذاتيالحقن ما قبل التصالب البصريالضغط داخل الجمجمةالإطار المجسمدوپلر الليزريالاختبارات السلوكية العصبيةتحليل الكيمياء النسيجية المناعيةتحليل لطخة ويسترن
حقنة واحدة من الدم الذاتي قبل Chiasmatic للحث على نزيف تحت العنكبوتية التجريبي في نموذج الفئران
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.