مقالة منهجية

طريقة الميكروبيكشن للأجنة الغامبية Anopheles

DOI:

10.3791/62591

⸱

يوليو 7, 2021

 ,  ,  , 
1Department of Microbiology & Molecular Genetics, University of California, Irvine, 2Department of Molecular Biology & Biochemistry, University of California, Irvine

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقنيات الميكروجينكشن ضرورية لإدخال الجينات الخارجية في جينوم البعوض. يشرح هذا البروتوكول طريقة استخدمها مختبر جيمس لاستئصال الحمض النووي الدقيق في أجنة أنوفيليس غامبيا لتوليد البعوض المتحول.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تقنيات الميكروينجيكشن الأجنة ضرورية للعديد من الدراسات الجزيئية والجينية لأنواع الحشرات. أنها توفر وسيلة لإدخال شظايا الحمض النووي الخارجي ترميز الجينات ذات الاهتمام، فضلا عن الصفات المواتية في الجرثومة الحشرات بطريقة مستقرة وناقلة. ويمكن دراسة السلالات المعدلة وراثيا الناتجة عن التغيرات phenotypic الناتجة عن التعبير عن الحمض النووي المتكامل للإجابة على الأسئلة الأساسية أو استخدامها في التطبيقات العملية. على الرغم من أن التكنولوجيا واضحة ، فإنه يتطلب من المحقق الصبر والممارسة لتحقيق مستوى من المهارة التي تزيد من الكفاءة. يظهر هنا هو وسيلة لmicroinjection من أجنة البعوض الملاريا الأفريقية، Anopheles غامبيا. والهدف من ذلك هو تقديم الحمض النووي الخارجي عن طريق الميكروجين إلى الجنين بحيث يمكن تناوله في الخلايا الجرثومية النامية (القطب). التعبير من الحمض النووي المحقون للمتحولات أو العبارات الصحيحة أو إعادة التركيب أو النوى الأخرى (على سبيل المثال البروتينات المرتبطة ب CRISPR ، Cas) يمكن أن يؤدي إلى أحداث تؤدي إلى إدخاله التساهمي في الكروموسومات. وقد استخدمت الغامبية المعدلة وراثيا الناتجة عن هذه التكنولوجيات للدراسات الأساسية لمكونات الجهاز المناعي، والجينات المشاركة في تغذية الدم، وعناصر من نظام الشم. وبالإضافة إلى ذلك، استخدمت هذه التقنيات لإنتاج سلالات من الغامبيين ذات سمات قد تساعد على مكافحة انتقال طفيليات الملاريا.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد استخدمت تقنيات الميكروبيكشن للتلاعب تجريبيا الكائنات الحية منذ أوائل 1900s1. وقد استخدم الميكروبيكشن لدراسة كل من الوظائف البيولوجية الأساسية و / أو إدخال تغييرات هامة في بيولوجيا الكائن الحي المطلوب. وقد تقنية microinjection ذات أهمية خاصة لعلماء الأحياء ناقلات واستخدمت على نطاق واسع للتلاعب ناقلات الجينوم2-11. غالبا ما تهدف تجارب التكوين عبر المفصليات إلى جعل النواقل أقل كفاءة في نقل مسببات الأمراض إما عن طريق سن تغييرات تقلل من لياقة الناقل أو تزيد من الانكسار إلى مسببات الأمراض التي تنقلها. ينقل البعوض مجموعة متنوعة من مسببات الأمراض البشرية ويكون له تأثير كبير على المراضة والوفيات في جميع أنحاء العالم. جنس Anopheles من البعوض ينقل مسببات الأمراض الطفيلية الملاريا البشرية ، Plasmodium spp. وقد استهدفت تجارب الهندسة الوراثية مع Anopheles فهم أفضل لعلم الأحياء والحد من القدرة النواقل لهذه البعوض في الجهود الرامية إلى وضع استراتيجيات جديدة للقضاء على الملاريا.

وناقلات البعوض التي تسهم في أكبر عدد من الإصابات بالملاريا في جميع أنحاء العالم تقع في مجمع الأنواع الغامبية في أنوفيليس. ومع ذلك، فقد أجريت معظم التجارب الناجحة transgenesis على ناقلات الملاريا في شبه القارة الهندية، أنوفيليس ستيفنسي. في حين أن الكثير من السلالات الغامبية Anopheles تكييفها مختبرية موجودة, عدد من المعدلة وراثيا Anopheles غامبيا spp. خطوط ذكرت في الأدب لا يقارن إلى أن من أنوفيليس ستيفنسي. ويعتقد أن الجنين غامبي Anopheles هو أكثر صعوبة لحقن وتحقيق transgenesis ناجحة من أنوفيليس ستيفنسي, على الرغم من أن أسباب هذه الاختلافات غير معروفة. يصف هذا البروتوكول طريقة ثبت نجاحها باستمرار في تحقيق توليد الأجنة الغامبية الأنوفيليس عن طريق التلقيح الدقيق. ويستند البروتوكول على طريقة تم تطويرها سابقا من قبل هيرفي بوسين ومارك بنديكت12 مع بعض التفاصيل الإضافية والتعديلات المضافة التي تم العثور عليها لزيادة كفاءة transgenesis.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. إعداد البعوض للميكروبيكشن

  1. البذور قفص13 (~ 5000 سم3) مع ~ 100 ذكر و 200-300 أنثى 1-2 يوم الكبار بعد الانفجار البعوض والسماح لهم للتزاوج لمدة 2 أيام.
  2. بعد فترة التزاوج ، قدم للبعوض وجبة دم باستخدام إما 2 مل من الدم مع جهاز تغذية اصطناعي أو مخدرة حية اعتمادا على الممارسات الحشرية14. وفي اليوم التالي، يقدم البعوض وجبة دم ثانية لضمان حصول جميع الإناث المتزاوجات على فرصة لإطعامهن، وأن البعوض الذي يتغذى جزئيا أصبح محفورا بالكامل.
  3. استخدام البعوض لجمع الأجنة 2-4 أيام بعد وجبة الدم الثانية.
    ملاحظة: تعد تغذية اليرقات مهمة قوة البالغين واللياقة الإنجابية. انظر Benedict et al. (2020) للحصول على معلومات حول كيفية تربية الحشرات السليمة14. لم تلاحظ اختلافات كبيرة في وضع البيض عندما يتغذى البعوض على مغذي اصطناعي أو مخدرة حية. استخدام أي طريقة تستخدم بشكل روتيني لغامبي Anopheles في حشرة.

2. إعداد الجنين

  1. استخدام الطامح لوضع 20-30 الإناث في أنبوب شفاف مخروطي 50 مل التي تم قطع (مع منشار الفرقة) لتكون مفتوحة في كلا الطرفين وتغطي مع فيلم الأسنان اللاتكس في نهاية واحدة وشبكة النايلون وورق تصفية في الآخر(الشكل 1).
    ملاحظة: سيقوم البعوض بإيداع بيضه على ورق التصفية وستحافظ شبكة النايلون على ورقة التصفية في مكانها بشكل آمن. بيض البعوض أسطواني الشكل ، ~ 500 ميكرومتر في الطول ، ~ 200 ميكرومتر في القطر في أوسع نقطة ، ويندب في الطرفين الأمامي والخلفي (الشكل 2).
  2. ضع الأنبوب المملوء بالبعوض في طبق بيتري صغير (60 مم × 15 مم) مملوء بالماء المقطر المزدوج (ddH2O). ضع الأنبوب والطبق في حاضنة عند 28 درجة مئوية لمدة 45 دقيقة(الشكل 3).
  3. قم بإزالة الأنبوب من الحاضنة وأدخل الأنبوب في قفص فارغ. اضغط بلطف على الأنبوب للسماح للبعوض بالطيران وإزالة الأنبوب من القفص بمجرد أن يطير جميع البعوض.
  4. عندما يكون الأنبوب خاليا من البعوض ، فك الحلقة السفلية ، وإزالة النايلون ، واستخدام ملقط لإزالة ورق التصفية بعناية مع البيض من الأنبوب. ضع ورق الفلتر في طبق بتري بلاستيكي (100 مم × 15 مم) يحتوي على طبقة من ورق التصفية مرطب مع ddH2O.
  5. مراقبة البيض. البيض الذين تتراوح أعمارهم بين إلى النقطة التي تكون رمادي فاتح اللون (الشكل 4) على استعداد للمحاذاة.
    1. إذا كان البيض لا يزال أبيض، إعادتها إلى الحاضنة والتحقق من اللون كل 5 دقائق. البيض الأبيض هش، تمزق بسهولة، ولا البقاء على قيد الحياة بشكل جيد بعد عملية الحقن مما أدى إلى انخفاض الفقس.
    2. البيض الرمادي الداكن أو الأسود قد تتراوح أعمارهم بين أكثر من اللازم. لا تستخدمها.

3. محاذاة الجنين

  1. قطع قطعة من غشاء النشاف النايلون (2 سم × 1 سم) مع شفرة حلاقة، والتأكد من أن يتم قلصت بدقة الحافة.
    ملاحظة: إذا لم تكن الحافة مستقيمة، فلن يبقى البيض ملصقا على الغشاء بشكل صحيح أثناء عملية الحقن.
  2. وضع غشاء على شريحة زجاجية وتغطية الغشاء بقطعة من ورق التصفية (2 سم × 2 سم)، وترك ~ 1 مم من مرشح الغشاء كشف(الشكل 5).
    ملاحظة: تأكد من نظافة شرائح المجهر قبل الاستخدام واستخدام ملقط نظيف لمعالجة فلتر الغشاء.
  3. الرطب ورقة تصفية مع deionized H2O كما سوف يموت البيض إذا المجففة لفترات طويلة من الزمن.
    ملاحظة: لا تضع الكثير من الماء على الورق لأن الأجنة سوف تتحرك أثناء عملية الحقن، ولكن تأكد من أن هناك ما يكفي لمنع الجنين من التجفيف (الشكل 6A، B). يمكن إزالة المياه الزائدة عن طريق امتصاصه بقطعة من ورقالفلتر.
  4. نقل بلطف 30-50 الأجنة إلى حافة الغشاء مع فرشاة (حجم # 0). استخدم الفرشاة لمحاذاة البيض عموديا على طول الغشاء عن طريق لفها برفق على الشريحة بحيث يواجه الجانب البطني (محدب) إلى الأعلى.
  5. توجيه جميع البيض في نفس الاتجاه بحيث عندما لوحظ البيض تحت المجهر microinjection، والنهاية الخلفية (أكثر وضوحا، الشكل 6A،B) هو في موقف أسفل ويشكل زاوية ~ 15 درجة مع الإبرة(الشكل 6C). خط حافة كامل من الغشاء مع البيض (30-50) ووضع الشريحة تحت المجهر للحقن.
    ملاحظة: اختر البيض بعناية. تجاهل تلك التي هي بيضاء (صغيرة جدا أو غير متطورة) أو رمادي داكن (قديمة جدا وسوف كسر الإبرة)، وغير طبيعية منها(الشكل 7). تأكد من أن ورق الفلتر يبقى رطبا في جميعالأوقات.

4. إعداد الحمض النووي

  1. تنقية DNAs البلازميد للحقن، على الأقل، مع مجموعة ماكسيب الدنا خالية من السموم الداخلية بعد بروتوكولات الشركة المصنعة.
  2. إعادة إنفاق الحمض النووي في الماء والطرد المركزي من درجة PCR عند 17,100 × ز في جهاز طرد مركزي مبرد لمدة 30 دقيقة عند 4 درجات مئوية. ثم، نقل supernatant إلى أنبوب مخروطي جديد ونظيف 1.5 مل. بعناية ماصة صغيرة لتجنب نقل الجسيمات غير المرغوب فيها من العمود.
  3. تنفيذ هطول الأمطار الثاني من الحمض النووي باستخدام حجم عشر خلات الصوديوم 3M وحجم ضعفين من الإيثانول 100٪.
  4. Resuspend الحمض النووي في 300-500 ميكرولتر من الماء PCR الصف لتركيز البلازميد النهائي من 1000 نانوغرام / μL. مزيج كوكتيل البلازميد في المخزن المؤقت للحقن لتركيز البلازميد النهائي من 300-400 نانوغرام / ميكرولتر وجعل 10-20 ميكرولتر aliquots.
    ملاحظة: يمكن تخزين الحمض النووي في -20 درجة مئوية يمكن تخزين الاقتباسات الدقيقة للحمض النووي عند -20 درجة مئوية، أو عند -80 درجة مئوية إذا استخدمت مكونات الحمض النووي الريبي. لا تتجاوز 800 نانوغرام / ميكرولتر من الحمض النووي في مزيج الحقن لأن اللزوجة سوف تسبب الإبر تسد.

5. إعداد إبرة

  1. جعل الإبر عن طريق سحب الشعيرات الدموية الكوارتز 10 سم باستخدام سحب micropipette للبرمجة.
  2. فحص الإبرة تحت المجهر لضمان أن تتشكل طرف بشكل جيد. تأكد من أن إعداد الإبرة على سحب للبرمجة تسفر عن طرف أن يبدأ تفتق ~ 0.5 ملم من نهاية المحطة الطرفية وينتهي في نقطة غرامة (انظر الشكل 6). الإبر التي كسر بسهولة وعادة ما يكون وقتا طويلا من تفتق.
    ملاحظة: قد تختلف الظروف تبعا لسحب الإبرة (سيقوم المؤلفون بتوفير إعدادات السحب القابل للبرمجة التي يستخدمونها عند الطلب. تمنعنا قيود اليومية من ذكر علامة تجارية محددة). يمكن سحب الإبر باليد، ولكن هذا يتطلب مجموعة من المهارات غير متوفرة في معظم المختبرات.

6. الميكرويكشن الجنين

  1. استخدم طرف محمل صغير لملء الإبر ب 2 ميكرولتر من خليط الحمض النووي. أدخل الإبرة في حامل الإبرة وربط أنابيب مضخة الضغط الآلي (الشكل 8).
  2. هام: محاذاة الإبرة بحيث يجعل زاوية 15 درجة مع مستوى الشريحة(الشكل 8).
  3. افتح طرف الإبرة عن طريق لمس البيضة الأولى بعناية وحقنها عن طريق إدخال طرف الإبرة ≤ 10 ميكرومتر في القطب الخلفي. حقنة ناجحة سوف تؤدي إلى حركة صغيرة من السيتوبلازم داخل البيض.
  4. استخدم عناصر التحكم في المرحلة المحورية للمجهر للانتقال إلى البيضة التالية لمواصلة الحقن.
    1. لضمان بقاء طرف الإبرة مفتوحا وعدم انسداده، اضغط على زر الحقن قبل إدخال جنين آخر واتصور القطيرات الصغيرة عند فتح الإبرة.
    2. إذا تم انسداد الإبرة، فاضغط على الزر مسح لمسح الإبرة وكرر اختبار التصور القطير. ضبط الضغط حسب الحاجة إذا فتح طرف إبرة يحصل أكبر قليلا لضمان أن حجم القطيرات يبقى صغيرا.
    3. حقن ~40-50 البيض مع إبرة واحدة.
      ملاحظة: تأكد من أن ورق الفلتر يبقى رطبا في جميع الأوقات. الحفاظ على ما يكفي من الضغط الخلفي على الإبرة للحفاظ على تطهيرها. يجب استبدال إبرة لا يمكن فكها بإبرة جديدة. يتم إجراء وضع الجنين، غرز الإبرة والحقن أسهل مع المجاهر التي لديها ضوابط محورية للحركة الأفقية للمرحلة(الشكل 9).
  5. بعد اكتمال الحقن، شطف البيض قبالة في وعاء زجاجي اصطف مع ورقة مرشح ومليئة 50 مل من deionized H2O (الشكل 10).
    ملاحظة: تبدأ الأجنة في الفقس بعد يومين من الحقن وقد تستغرق ما يصل إلى 3-5 أيام. يجب نقل يرقات النجمة الأولى المفقسة على الفور (تحقق مرتين يوميا) إلى وعاء نظيف مع الماء والطعام.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويمكن الاطلاع على مثال تمثيلي لتطبيق بروتوكول الميكروبيكشن الموصوف في كاربالار - ليخارازو وآخرون5. وكان القصد هنا هو إدخال نظام مستقل للقيادة الجينية في الخط الجرثومي لسلالة مختبرية، G3، من An. gambiae. تم تصميم النظام لاستهداف الموضع التقويمي الكاردينال (Agcd)على الكروموسوم الثالث في هذا النوع ، والذي يشفر بيروكسيديز الهيم الذي يحفز تحويل 3-hydroxykynurenine إلى زانتوماتين ، وهي الخطوة الأخيرة في التمثيل الحيوي ommochrome (الشكل 11). البعوض...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ومع زيادة توافر تكنولوجيات الهندسة الوراثية الدقيقة والمرنة مثل CRISPR/Cas9، يمكن تطوير الكائنات المعدلة وراثيا بطريقة أكثر مباشرة واستقرارا مما كان ممكنا من قبل. وقد سمحت هذه الأدوات للباحثين بإنشاء سلالات معدلة وراثيا من ناقلات البعوض التي هي قريبة جدا من تحقيق الخصائص المرجوة إما الانكسار لمسببات الأمراض (تعديل السكان) أو العقم القابل للتربيت (قمع السكان). ومع ذلك، من أجل تطوير البعوض المعدل وراثيا الأكثر أمانا واستقرارا، يجب إنشاء خطوط معدلة وراثيا إضافية وتقييمها بحيث يتم اختيار الخطوط المثلى للدراسات الميدانية. ويم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ونحن ممتنون لدروزيلا ستيلينغر، كيونا باركر، باريش باول ومادلين نوتولي تربية البعوض. وقدمت مبادرة إيرفين للملاريا التابعة لجامعة كاليفورنيا التمويل. AAJ هو أستاذ دونالد برين في جامعة كاليفورنيا، إيرفين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
10x عازلة الحقن المجهري-1 ملي مولار NaHPO4< / sub> عازلة ، درجة الحموضة 6.8 ، غشاء نشاف KCl 50 ملي
(غشاء نشاف اختبار جيني Zeta-Probe GT)Bio-Radمقطعة بدقة وبشكل مستقيم إلى أنابيب مخروطية مقاس 2 × 1 سم
50 مل (أنبوب طرد مركزي يمكن التخلص منه ، بولي بروبيلين) نهاياتعلامة فيشرمقطوعة
الماء المقطر المنزوع الأيونات أو المقطر المزدوج (ddH20) Mili-Qفي زجاجة غسيل 
تشريح المجهر Leica Leica MZ12لمحاذاة الأجنة
ملقط  رقم 5 الحجم 
حاوية زجاجية بيركسرقم 3140125 × 65
شريحة زجاجية فيشر العلامة التجاريةرقم 12-549-375x26 مم
حاضنةBarnsted خط المختبرنموذج رقم 15028 درجة ؛ C
KCl50 ملي فيلم
أسنان اللاتكس  Crosstex InternationalNo. 19302
MicroinjectorSutter InstrumentXenoWorks Digital Microinjector
Microloader أطراف ماصة  Eppendorf 20 وميكرو ؛ L microloader epT.I.P.S.
MicromanipulatorSutter XenoWorksMicromanipulator
Micropipette  Rainin 20 وميكرو ؛ L
مجتذب الماصة الدقيقة Sutter InstrumentSutter P-2000 مجهر مجهر مجهر
 LeicaDM 1000 LED أو M165 FCللحقن
الدقيق الحد الأدنى من ورق ترشيح الألياف   ؛فيشر العلامة التجاريةرقم 05-714-4ورق كروماتوغرافيا ، سميك & nbsp ؛
البعوض MR4 ، مواردAnopheles gambiae ، الإناث البالغات المتزاوجة ، التي تغذى على الدم 4-5 أيام بعد الإغلاق
NaHPO4< / sub> buffer   ؛1 ملم ، درجة الحموضة 6.8
طلاء شبكية
Blickرقم 05831-7040ناعم ، مقاس 4/0
طبقبلاستيك ، (60 × 15 مم ، 90 × 15 مم)
أسيتاتالصوديوم   ؛
الشعيرات الدموية الزجاجية الكوارتز 3M رقم أداة Sutter QF100-70-10مع خيوط ، 1 مم OD ،   ؛ معرف 0.7 طول 10 سم
درجة PCR للمياه  روشرقم 03315843001
التجارية أداة BEI فرشاة من النايلون بتري

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Feramisco, J., Perona, R., Lacal, J. C. Needle Microinjection: A Brief History. Microinjection. Methods and Tools in Biosciences and Medicine. Lacal, J. C., Feramisco, J., Perona, R. , Birkhauser. Basel. (1999).
  2. Windbichler, N., et al. A synthetic homing endonuclease-based gene drive system in the human malaria mosquito. Nature. 473 (7346), 212-215 (2011).
  3. Meredith, J. M., et al. Site-specific integration and expression of an anti-malarial gene in transgenic Anopheles gambiae significantly reduces Plasmodium infections. PLoS One. 6 (1), 14587(2011).
  4. Hammond, A., et al. CRISPR-Cas9 gene drive system targeting female reproduction in the malaria mosquito vector Anopheles gambiae. Nature Biotechnology. 34 (1), 78-83 (2016).
  5. Carballar-Lejarazu, R., et al. Next-generation gene drive for population modification of the malaria vector mosquito, Anopheles gambiae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (37), 22805-22814 (2020).
  6. Simões, M. L., et al. The Anopheles FBN9 immune factor mediates Plasmodium species-specific defense through transgenic fat body expression. Develomental & Comparative Immunology. 67, 257-265 (2017).
  7. Arik, A. J., et al. Increased Akt signaling in the mosquito fat body increases adult survivorship. FASEB Journal. 4, 1404-1413 (2015).
  8. Riabinina, O., et al. Organization of olfactory centres in the malaria mosquito Anopheles gambiae. Nature Communications. 7, 13010(2016).
  9. Kyrou, K., et al. A CRISPR-Cas9 gene drive targeting doublesex causes complete population suppression in caged Anopheles gambiae mosquitoes. Nature Biotechnology. 36 (11), 1062-1066 (2018).
  10. Dong, Y., Simões, M. L., Dimopoulos, G. Versatile transgenic multistage effector-gene combinations for Plasmodium falciparum suppression in Anopheles. Science Advances. 6 (20), (2020).
  11. Grossman, G. L., et al. Germline transformation of the malaria vector, Anopheles gambiae, with the piggyBac transposable element. Insect Molecular Biology. 6, 597-604 (2001).
  12. Benedict, M. Q. Methods in Anopheles research. Chapter 3: Specific Anopheles techniques. 3.1 Embryonic Techniques. 3.1.1 Microinjection methods for Anopheles Embryos. BEI resources. , Manassas, Virginia. (2015).
  13. Pham, T. B., et al. Experimental population modification of the malaria vector mosquito, Anopheles stephensi. PLoS Genetics. 15 (12), 1008440(2019).
  14. Benedict, M. Q., et al. Pragmatic selection of larval mosquito diets for insectary rearing of Anopheles gambiae and Aedes aegypti. PLoS One. 15 (3), 0221838(2020).
  15. Carballar-Lejarazú, R., James, A. A. Population modification of Anopheline species to control malaria transmission. Pathogens and Global Health. 111 (8), 424-435 (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Anopheles Gambiae EmbryosEmbryo MicroinjectionMosquito Genetic EngineeringTransgenic MosquitoesGene Drive SystemCRISPR Cas9Germline TransformationDNA MicroinjectionMosquito Population ControlFluorescent Marker

مقالات ذات صلة