يصف هذا التقرير طرق توليد نموذج لصرع الفص الصدغي بناء على الإشعال الكهربائي للفئران المعدلة وراثيا VGAT-Cre. قد تكون فئران VGAT-Cre المشابهة مفيدة في تحديد أسباب الصرع وفحص العلاجات الجديدة.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
تحضير وزرع أقطاب كهربائية لفئران VGAT-cre المشتعلة كهربائيا لتوليد نموذج لصرع الفص الصدغي
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
تم اكتشاف أن إشعال كهربائي لفئران VGAT-Cre أدى إلى نوبات تلقائية وإلكتروغرافية. ركزت ورقة بحثية حديثة على كيفية استخدام فئران VGAT-Cre الفريدة في تطوير نوبات متكررة عفوية (SRS) بعد إشعال النار وآلية محتملة - إدخال Cre في جين VGAT - عطلت تعبيرها وقللت من نغمة GABAergic. توسع الدراسة الحالية هذه الملاحظات لتشمل مجموعة أكبر من الفئران ، مع التركيز على القضايا الرئيسية مثل المدة التي يستمر فيها SRS بعد إشعال النار وتأثير جنس الحيوان وعمره. يصف هذا التقرير البروتوكولات الخاصة بالخطوات الرئيسية التالية: صنع سماعات رأس مزودة بأقطاب عمق الحصين للتحفيز الكهربائي ولقراءة مخطط كهربية الدماغ. عملية جراحية لتثبيت سماعة الرأس بشكل آمن على جمجمة الماوس حتى لا تسقط ؛ والتفاصيل الرئيسية لبروتوكول إشعال النار الكهربائي مثل مدة النبضة وتردد القطار ومدة القطار وكمية التيار المحقون. بروتوكول إشعال النار قوي من حيث أنه يؤدي بشكل موثوق إلى الصرع في معظم الفئران VGAT-Cre ، مما يوفر نموذجا جديدا لاختبار الأدوية الجديدة المضادة للصرع.
المقدمة
الصرع هو اضطراب عصبي كبير مع أعباء اقتصادية وبشرية كبيرة. تقدر NINDS أن هناك 3 ملايين أمريكي يعانون من الصرع. يعاني ما يقرب من 0.6 مليون من هؤلاء المرضى من صرع الفص الصدغي (TLE)1. لسوء الحظ ، فشل العلاج الطبي ل TLE في ثلث المرضى بسبب عدم الفعالية أو تطور مقاومة الأدوية أو عدم تحمل الآثار الجانبية2. من الواضح أن هناك حاجة كبيرة لتطوير علاجات جديدة ل TLE، وهو استنتاج تشاركه لجنة العلوم الأساسية لجمعية الصرع الأمريكية، ومجموعة عمل الرابطة الدولية لمكافحة الصرع لاكتشاف أدوية الصرع قبل السريرية، والمجلس الاستشاري الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية3،4.
تستخدم النماذج الحيوانية الحالية لصرع الفص الصدغي إما الاختلاجات الكيميائية (على سبيل المثال ، kainate ، pilocarpine) أو التحفيز الكهربائي لفترات طويلة للحث على حالة صرع طويلة الأمد5،6،7. تموت العديد من الحيوانات أثناء العملية (10٪ -30٪ في الفئران ، حتى 90٪ في الفئران8). الحيوانات التي تنجو وتطور الصرع تظهر موتا عصبيا واسع النطاق في جميع أنحاء الدماغ 9,10. يؤدي هذا الموت إلى سلسلة من الاستجابات ، بدءا من تنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة والخلايا النجمية والخلايا الوحيدة المتسللة. تشمل الاستجابات العصبية إعادة تنظيم الدوائر (على سبيل المثال ، تنبت الألياف الطحلبية) ، ولادة خلايا عصبية جديدة تفشل في الاندماج بشكل صحيح في الدوائر (على سبيل المثال ، الخلايا الحبيبية خارج الرحم) ، والتغيرات الجوهرية التي تؤدي إلى فرط الاستثارة (على سبيل المثال ، تنظيم قنوات Na +). نموذج الصرع دون موت عصبي كبير سيسهل البحث عن أدوية جديدة مضادة للصرع.
أثناء اختبار فرضية GABA للصرع ، تم اكتشاف أن علاج الفئران VGAT-Cre ببروتوكول إشعال كهربائي خفيف أدى إلى نوبات تلقائية وكهربائية11. بشكل عام ، لا يؤدي إشعال القوارض الكهربائية إلى نوبات عفوية تحدد الصرع ، على الرغم من أنه يمكن ، في حالات الإفراط في إشعال11. تعبر فئران VGAT-Cre عن Cre recombinase تحت سيطرة جين ناقل GABA الحويصلي (VGAT) ، والذي يتم التعبير عنه على وجه التحديد في الخلايا العصبية المثبطة GABAergic. وقد وجد أن إدخال Cre عطل التعبير عن VGAT عند مستويات mRNA والبروتين ، مما يضعف انتقال GABAergic المشبكي في الحصين. وخلص إلى أن الفئران VGAT-Cre المشتعلة يمكن أن تكون مفيدة لدراسة الآليات المشاركة في تكوين الصرع ولفحص العلاجات الجديدة11. ويقدم هذا التقرير بالتفصيل الأساليب المستخدمة في وضع النموذج.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
اتبع استخدام الحيوانات إرشادات REACH12 وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان بجامعة فيرجينيا.
1. صنع سماعات الرأس بقطبين كهربائيين ثنائي القطب (الشكل 1)
الشكل 1: الخطوات الرئيسية في تصنيع سماعة EEG. (أ) ظهور الأقطاب الكهربائية في الخطوات المختلفة في البروتوكول (الأرقام في خطوة المطابقة اليسرى). (ب) صورة للمنتج النهائي مثبتة في حامل منزلي الصنع يلائم الإطار المجسم. لاحظ أن الحامل ينتهي بمجموعة دبوس طوق تتناسب مع قاعدة سماعة الرأس. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
- قطع 3.5 سم من أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ المطلية بالبولي تترافلوروإيثيلين.
- قم بتجريد حوالي 1 مم من طبقة العزل من السلك من كلا الطرفين. لا تقم بتجريد الكثير من الأسلاك.
- ضع دبوسين على حامل الملزمة بحيث يكون الجزء السفلي من الدبوس الذي يحتوي على شق أطول متجها لأسفل.
- ضع التدفق على الأطراف المجردة من السلك وعلى قمم المسامير.
- قم بقصدير الجزء المجرد من السلك بلحام كاف لتغطيته.
- أضف الحد الأدنى من اللحام إلى الجزء العلوي من الدبوس دون أن يفيض على الجانبين.
- ضع أحد طرفي الطرف المجرد من السلك في الدبوس بعمق يسمح به أثناء ذوبان اللحام.
ملاحظة: يوجد ثقب جانبي حيث يمكن أن يخرج السلك - لا تدع السلك يخرج من الدبوس. يجب أن يبقى كل السلك المجرد داخل الدبوس. - كرر الخطوات 1.6-1.7 للدبوس الثاني ، الآن مع الأطراف الأخرى المجردة من السلك.
- اترك المسامير لمدة 30 ثانية لضبطها ، وقم بإزالتها من حامل الملزمة ، ثم اسحبها للتأكد من أن الاتصال بين السلك والدبابيس قوي ويثبت.
- شطف المسامير في الماء البارد ، ثم تجف.
- تحقق من التوصيل بين الدبوس 1 والسن 2 باستخدام مقياس الأومتر.
- اجمع المسامير الموجودة في نهايات السلك معا ؛ امسكها بالتوازي والإغلاق. المشبك مرقئ إلى وسط السلك. ثم ، قم بتدوير مرقئ ، بحيث يلتوي السلك حول نفسه ضيق إلى حد ما. إزالة مرقئ.
- ثبت ملقط على السلك الملتوي 2 مم أسفل المسامير وثني السلك بزاوية 90 درجة.
- ادفع نفس السلك مرة أخرى 90 درجة للخلف فوق الملقط مما يؤدي إلى انحناء آخر 1 مم من الأول.
- قطع السلك الملتوي بزاوية 45 درجة أسفل الانحناء عند 3.5 مم بمقص حاد صغير.
- قم بإعداد اثنين من هذه الأقطاب الكهربائية ثنائية القطب (الملتوية ذات الدبوس المزدوج) لكل سماعة رأس (اختياري ، والثاني احتياطي في حالة حدوث مشاكل كهربائية مع الأول).
- قم بإعداد قطب مرجعي واحد عن طريق قطع سلك به دبابيس ملحومة من كلا الطرفين إلى قسمين (الخطوات 1.1-1.17 ، الشكل 1 أ).
- قطع السلك في 7 ملم.
- ثني النهاية 1 مم أسفل الحافة.
- بعد ذلك ، قم بتغطية طرف السلك المثني 1 مم بالملقط وقم بتدوير السلك بإحكام حول الملقط لإنشاء حلقة صغيرة (قطرها 1 مم).
- ثني الملف عموديا على الجزء المستقيم من السلك لجعل طرف السلك يشير إلى الخارج مرة أخرى.
- قم بتجميع القطبين ثنائي القطب والقطب المرجعي الفردي في قاعدة التمثال ذات الستة سنون بطريقة تكون فيها الأقطاب ثنائية القطب جنبا إلى جنب مع مسافة 6 مم بينهما ، وأن يتم وضع القطب المرجعي في الفتحة الخارجية الوسطى (الشكل 1 ب).
ملاحظة: هناك طريقة بديلة تتمثل في زرع الأقطاب الكهربائية ، وتثبيتها في مكانها ، ثم إدخال دبابيسها في القاعدة.
2. زرع القطب التجسيمي
- تعقيم جميع الأدوات الجراحية ومجموعة القطب الكهربائي ذات الستة سنون عن طريق التعقيم قبل الجراحة. يجب الحفاظ على مجال جراحي معقم أثناء الجراحة ، ويجب استخدام قفازات جراحية معقمة. يوصى باستخدام الستائر المعقمة (على سبيل المثال ، Press n 'Seal) لتغطية الحيوان باستثناء منطقة الجراحة.
- استخدم فئران VGAT-Cre البالغة من العمر 8 أسابيع (المتطابقة مع العمر ، ذكورا وإناثا) لإجراء العمليات الجراحية بعد 4 أسابيع من الفطام. سجل وزن الحيوان قبل الجراحة للسماح بقياس فقدان الوزن بعد الجراحة.
- استخدم مبخر إيزوفلوران معتمد أو نظام تخدير منخفض التدفق مزود بمضخة حقنة دقيقة ومبخر رقمي متكامل ووسادة حرارية مرتدة.
ملاحظة: أنظمة التدفق المنخفض قادرة على تقديم التخدير بمعدلات تدفق منخفضة تتناسب مع حجم الحيوان إما في غرفة الحث أو من خلال مخروط الأنف على الإطار التجسيمي (70 مل / دقيقة ، تركيز الأيزوفلوران في الهواء هو 4٪ للحث و 2٪ للجراحة). إن استخدام تخدير أقل لا يفيد الحيوان أثناء العمليات الجراحية فحسب ، بل يقلل أيضا من خطر تعرض موظفي المختبر للأيزوفلوران. - ضع الحيوان المخدر على ضمادة ساخنة دافئة إلى 37 درجة مئوية لإبقائه دافئا أثناء الجراحة. في حالة استخدام نظام درجة حرارة يتم التحكم فيه بالتغذية المرتدة ، أدخل مسبار درجة الحرارة المشحم قليلا في مستقيم الحيوان لمراقبة درجة الحرارة أثناء الجراحة.
- قم بتركيب الحيوان على الإطار التجسيمي عن طريق وضع قضبان الأذن برفق في الأذنين والأسنان العلوية الأمامية في شريط القاطعة. ضع مخروط الأنف على الأنف لتوصيل التخدير المناسب. تأكد من أن الرأس مستوي ومتمركز ولا يمكن تحريكه عند فحصه قليلا.
- حقن تحت الجلد 0.5 مل من النورموسول للترطيب.
- تطبيق مواد التشحيم العينية لمنع جفاف القرنية.
- مراقبة عمق التخدير من خلال عدم وجود منعكس الانسحاب بعد معسر إصبع القدم الخلفي ، ثم تقليل الأيزوفلوران إلى 1.5٪ -2.0٪ أثناء الجراحة.
- إزالة الشعر في وحول المنطقة الجراحية عن طريق نتف أو استخدام كليبرز (الحلاقة) أو كريم مزيل الشعر ، وتطهير الجلد مع ثلاث دورات من التطبيق بالتناوب من اليود والإيثانول ، والانتهاء من اليود. يوصى بإزالة الشعر بعيدا عن موقع الجراحة فقط إذا كانت هناك وسائل للحفاظ على التخدير في ذلك الموقع. إذا لزم الأمر ، استخدم أدوات وضع أطراف قطنية مغموسة بالكحول لإزالة الشعر من المنطقة المحيطة بالرأس مباشرة. حقن 0.05 مل من بوبيفاكايين مسكن محلي (0.25 ٪) تحت الجلد.
- قم بعمل شق على الجمجمة باستخدام مشرط ، ثم قطع جزء من الجلد بمقص جراحي حاد ، وفضح الجمجمة. دفع الجلد جانبا ، باستخدام قطعة قطن ، وتنظيف الجمجمة من جميع العضلات والأنسجة الكامنة التي تعيق الرؤية.
ملاحظة: لوقف النزيف العرضي ، اضغط على موقع النزيف بقطعة قطن معقمة حتى تتوقف. - نظف الجمجمة باستخدام بيروكسيد الهيدروجين باستخدام مسحات قطنية معقمة لجعل خيوط الجمجمة وكل من البريجما واللامدا مرئية.
- جفف الجمجمة جيدا ، ثم ضع قطرة واحدة من لاصق الأسنان ذاتي النقش باستخدام قضيبها. قم بتنظيفه في الجمجمة ، وانتظر 60 ثانية ، وعالجه بضوء الأشعة فوق البنفسجية للأسنان لمدة 40 ثانية. يشير السطح اللامع إلى أن المادة اللاصقة قد تم ربطها بشكل فعال مع الجمجمة.
ملاحظة: هذه الخطوة ضرورية للتثبيت الآمن لسماعة الرأس. - استخدم مثقاب 0.031 بوصة (0.79 مم) لحفر فتحتين من النتوءات بشكل ثنائي لزرع أقطاب عمق الحصين (حوالي 5000 دورة في الدقيقة). احفر ثقبا إضافيا للقطب المرجعي فوق المخيخ خلف لامدا.
ملاحظة: عند الحفر ، احرص على خفض الحفر ببطء وتجنب الحفر في الدماغ. - إحداثيات الأقطاب الكهربائية هي كما يلي (من bregma بالملليمتر): أقطاب الحصين عند عمق 3 مم خلفي و 3 مم جانبي وعمق 3 مم. والقطب المرجعي المخيخي عند 6 مم خلفي ، 0 مم جانبي ، وعمق 0 مم (تحت الجافية).
- لزيادة الدقة ، استخدم مثقابا مثبتا بشكل مجسم ، وقم بصفر محور X / Y للمناور التجسيمي عند لمس bregma - هذه هي النقطة المرجعية للإحداثيات.
- قم بتجميع سماعة رأس عن طريق إدخال جميع الأقطاب الكهربائية في القاعدة ذات الستة سنون ، مع التأكد من دفع المسامير بالكامل إلى القاعدة. قم بتركيب القاعدة في حامل القطب على إطار مجسم (الشكل 1 ب).
- قم بمحاذاة الأقطاب الكهربائية فوق فتحات الأزيز المقابلة. زرع أقطاب كهربائية من أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ ثنائية القطب الملتوية بشكل مجسم في الحصين الأيمن والأيسر والقطب المرجعي في المخيخ عن طريق خفض سماعة الرأس ببطء وتوجيه الأقطاب الكهربائية إلى ثقوب الأزيز.
- عندما يكون قطب الحصين الملتوي فوق الفتحة مباشرة ، قم بتصفير المحور Z وانخفض ببطء إلى -3.0 مم.
- قم بتغطية سطح الجمجمة والأقطاب الكهربائية بأسمنت الأسنان واملأ الفراغ بين سطح الجمجمة وأسفل القاعدة. ستكون حواف الجلد مجاورة لأسمنت الأسنان بحيث لا تبقى الأنسجة الكامنة مكشوفة. انتظر حتى يجف الأسمنت ويتصلب. ثم افصل حامل القطب الكهربائي عن الذراع التجسيمي وقم بإزالة الحامل من قاعدة التمثال.
- حقن 0.1 مل من كيتوبروفين (1 ملغ / مل ، SC) للتسكين وجرعة ثانية من 0.5 مل من النورموسول (SC) للترطيب وإزالة الحيوان من الإطار المجسم.
- ضع وسادة متساوية الحرارة مسخنة مسبقا إلى 37 درجة مئوية داخل قفص فارغ مغطى بمنشفة ورقية. بمجرد أن يستيقظ تماما ، ضع الحيوان في قفص نظيف مع الفراش والطعام اللين ، وأعده إلى بيت الحيوان. يتم إيواء الحيوانات منفردة من هذه النقطة فصاعدا لمنع مضغ سماعات الرأس الخاصة ببعضها البعض. لا يتم استخدام قواديس شريط الأسلاك لتجنب تعطل سماعات الرأس ، وبدلا من ذلك ، يتم ربط زجاجات المياه بالجانب السفلي من قمم القفص ، ويوجد تشاو في الفراش.
- إطعام الحيوان بعض الطعام اللين لمدة 72 ساعة بعد الجراحة ، ومراقبة فقدان الوزن ودرجة حالة الجسم. يمكن إعطاء الحيوانات المجففة 0.5 مل من النورموسول تحت الجلد إذا كانت مجففة (فقدان الوزن ، زيادة تورم الجلد ، العيون الغائرة). يمكن إعطاء كيتوبروفين تحت الجلد مرة واحدة يوميا لمدة 2 أيام أخرى بعد الجراحة (اتبع نظام التسكين وفقا لإرشادات IACUC المحلية). اسمح للحيوانات بالتعافي تماما في أقفاصها لمدة 4-7 أيام قبل نقلها إلى نظام تسجيل EEG.
3. بروتوكول إشعال كهربائي
- قم بتوصيل الفئران بنظام تسجيل EEG باستخدام كابل مرن يناسب المقابس الموجودة على رأس الماوس والمبدل (انظر قائمة جدول المواد ). اسمح للحيوانات بالتأقلم لمدة يوم واحد قبل متابعة بروتوكول التحفيز الكهربائي أدناه. مراقبة صحتهم العامة وتأقلمهم على أساس يومي ، وإزالتهم من النظام عندما تكون هناك علامات للمرض و / أو الضيق و / أو فقدان وزن الجسم المستمر الذي يتجاوز 25٪
- قم بتوصيل كلا الخيوط من القطب المنجذب بإخراج محفز تيار ثابت.
ملاحظة: من المفيد جدا أن يكون لديك لوحة دائرة تقوم بتبديل هذه الأقطاب الكهربائية بعيدا عن مسجل EEG وإلى المحفز. - اضبط المحفز لتوصيل نبضات 1 مللي ثانية عند 50 هرتز لمدة قطار 2 ثانية.
- اضبط خرج المحفز على 20 ميكروأمبير (μA) وقمبتوصيل النبضة 1.
- راقب مخطط كهربية الدماغ بحثا عن خاصية ما بعد التفريغ للطفرات عالية التردد التي تدوم أكثر من نبض التحفيز الكهربائي.
- إذا لم يلاحظ أي تفريغ ، فقم بزيادة كمية التيار المحقون بزيادات قدرها 20 μA حتى يتم تشغيل التفريغ اللاحق. مقدار التيار المطلوب هو عتبة ما بعد التفريغ (ADT).
- ADTs النموذجية هي 20-50 μA. إذا لم يلاحظ أي تفريغ حتى بعد زيادته إلى 200 μA ، فيجب استكشاف أخطاء التوصيلات الكهربائية وأسلاك سماعات الرأس ذات مقياس الحساسية العالية وإصلاحها. إذا كانت المشكلة في القطب المحفز ، فحاول التحفيز باستخدام أقطاب العمق الأخرى.
- يتم إشعال الحيوانات عن طريق تحفيز إما 2x أو 6x يوميا باستخدام تيار يبلغ 1.5x قيمة ADT لهذا الماوس.
- مراقبة الاستجابة السلوكية للتحفيز ، والتي ترتفع من تغيير الحالة إلى نوبات الصرع التوتري الرمعي الثنائية مع السقوط. سجل باستخدام نظام فئة راسين المعدل11. لتجنب نوبات منشط قاتلة ، يجب إيقاف الإشعال مؤقتا إذا أدت المحفزات المتتالية إلى تصاعد شدة وطول النوبات حتى درجة راسين المعدلة 6 (الجري والقفز)
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
الحيوانات
تم تطوير النموذج في الأصل باستخدام فئران VGAT-Cre (Slc32a1tm2 (cre) Lowl / J) 13 على خلفية مختلطة. ومع ذلك ، فقد تم تطبيقه أيضا على سلالة VGAT-Cre الملائمة مع C57BL / 6J. لم يلاحظ أي فرق في الصرع الذي يتطور بين السلالات. تعبر كلتا السلالتين عن Cre recombinase تحت سيطرة مروج ناقل GABA الحويصلي. تم إنشاء هذه الفئران عن طريق الطرق في شريط IRES-Cre بعد كودون التوقف في جين Vgat . تتكاثر هذه الفئران بشكل طبيعي ، لذلك يتم الحفاظ عليها كزيجوت متماثل. لمنع ...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
يصف هذا التقرير بروتوكولا يؤدي فيه إشعال الفئران كهربائيا إلى الصرع. نظرا لأن القطب المنبه يوضع في الحصين ، فهذا صرع حوفي بؤري يصمم صرع الفص الصدغي (TLE) في المرضى. تتمثل الخطوة الحاسمة في هذا البروتوكول في استخدام فئران VGAT-Cre ، والتي بسبب إدخال شريط IRES-Cre recombinase في جين Vgat ، تظهر تيارات GABA المثبطةالضعيفة 11. C57BL / 6 لا تتطور الصرع بعد إشعال هذا البروتوكول ، على الرغم من أنه من الممكن أن سلالات أخرى من الفئران سوف.
تم تطوير البروتوكول باستخدام و...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
ليس لدى المؤلفين أي تعارضات للكشف عنها.
شكر وتقدير
يشكر المؤلفون جون ويليامسون على المناقشات المفيدة حول هذا البروتوكول. تم دعم هذا العمل من خلال منحة NIH / NINDS NS112549.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| 16 قناة خارج الخلية التفاضلية AC مكبر للصوت (115V / 60Hz) | AD Instruments | AM3500-115-60 | مضخم EEG البديل |
| 363 / CP طوق التوصيل ، دبابيس كم | P1 Technologies | 363SLEEVPIN0NL | لكابل حامل القطب الكهربائي |
| ، 363-363 5 سم - 100 سم W / MESH 6TCM | P1 Technologies | 363363XXXXCM004 | الدوائر التلفزيونية المغلقة من الماوس إلى العاكس |
| Qcwox HD Sony IR LED | سوني | QC-SP316 | |
| العاكس SL6C / SB (فرشاة واحدة) | P1 Technologies | 8BSL6CSBC0MT | سابقا Plastics One، Inc. |
| مكبر للصوت الحالي | أنظمة AM | موديل 2100 | |
| أسمنت الأسنان | Stoelting | 51459 | |
| لقم الثقب ، # 75 ، OD & nbsp ؛ 0.310 "LOC 130 PT | Kyocera | 105-0210.310 | |
| E363 / 0 مقبس الاتصال منحرف | P1 Technologies | 8IE3630XXXE | دبابيس للموصل |
| iBond Self Etch الغراء | Kulzer | CE0197 | |
| MS363 PEDESTAL 2298 6 PIN WHITE | P1 Technologies | 8K000229801F | موصل سماعة الرأس EEG |
| Ohmeter | Simpson | 260 | High Sensitivity |
| PowerLab 16/35 و LabChart Pro | AD Instruments | PL3516 / P | برنامج EEG البديل |
| SomnoSuite | Kent Scientific Corp. | SS-01 | وحدة التخدير & مراقبة RightTemp |
| الحفر التجسيمي ومجموعة المحركات الدقيقة | شركة Foredom Electric Co. | K.1070 | |
| الإطار التجسيمي | ديفيد كوبف إنسترومنتس | موديل 940 | |
| سلك مطلي بالتفلون لقطب العمق ، OD 0.008'A-M | Systems | 791400 | |
| VGAT-Cre الفئران على خلفية C57BL / 6J المنشأة | مختبر جاكسون | 000664 |
المراجع
- Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. Nationwide trends in medical expenditures among adults with epilepsy: 2003-2014. Journal of the Neurological Sciences. 384, 113-120 (2018).
- Hauser, W. A., Hesdorffer, D. C. Epilepsy: Frequency, Causes, and Consequences. Epilepsy Foundation of America. , (1990).
- Galanopoulou, A. S., et al. Identification of new epilepsy treatments: issues in preclinical methodology. Epilepsia. 53 (3), 571-582 (2012).
- Kehne, J. H., Klein, B. D., Raeissi, S., Sharma, S. The National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NINDS) Epilepsy Therapy Screening Program (ETSP). Neurochemical Research. 42 (7), 1894-1903 (2017).
- Buckmaster, P. S. Laboratory animal models of temporal lobe epilepsy. Comparative Medicine. 54 (5), 473-485 (2004).
- Levesque, M., Avoli, M., Bernard, C. Animal models of temporal lobe epilepsy following systemic chemoconvulsant administration. Journal of Neuroscience Methods. 260, 45-52 (2016).
- Loscher, W. Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs. Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).
- Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).
- Wang, L., Liu, Y. H., Huang, Y. G., Chen, L. W. Time-course of neuronal death in the mouse pilocarpine model of chronic epilepsy using Fluoro-Jade C staining. Brain Research. 1241, 157-167 (2008).
- Dey, D., et al. A potassium leak channel silences hyperactive neurons and ameliorates status epilepticus. Epilepsia. 55 (2), 203-213 (2014).
- Straub, J., et al. Characterization of kindled VGAT-Cre mice as a new animal model of temporal lobe epilepsy. Epilepsia. 61 (10), 11(2020).
- Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8 (6), 1000412(2010).
- Vong, L., et al. Leptin action on GABAergic neurons prevents obesity and reduces inhibitory tone to POMC neurons. Neuron. 71 (1), 142-154 (2011).
- Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis. Frontiers in Physiology. 6, (2016).
- Lothman, E. W., Bertram, E. H., Bekenstein, J. W., Perlin, J. B. Self-sustaining limbic status epilepticus induced by 'continuous' hippocampal stimulation: electrographic and behavioral characteristics. Epilepsy Research. 3 (2), 107-119 (1989).
- Lothman, E. W., Williamson, J. M. Influence of electrical stimulus parameters on afterdischarge thresholds in the rat hippocampus. Epilepsy Research. 13 (3), 205-213 (1992).
- Lewczuk, E., et al. Electroencephalography and behavior patterns during experimental status epilepticus. Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2018).
- Wenker, I. C., et al. Postictal death is associated with tonic phase apnea in a mouse model of sudden unexpected death in epilepsy. Annals of Neurology. 89 (5), 1023-1035 (2021).
- Morimoto, K., Fahnestock, M., Racine, R. J. Kindling and status epilepticus models of epilepsy: rewiring the brain. Progress in Neurobiology. 73 (1), 1-60 (2004).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
الوسوم
