يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

التهاب التامور المعقم في Aachener Minipigs كنموذج لاعتلال العضلات الأذيني والرجفان الأذيني

2.8K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/63094

⸱

سبتمبر 24, 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Physiopharmacology, University of Antwerp, 2Department of Cardiac Surgery, University Hospital Antwerp, 3Department of Animal Welfare, University of Antwerp, 4Comparative Perinatal Development, University of Antwerp, 5Department of Cardiology, University Hospital Antwerp, 6Department of Cardiology, ZNA Middelheim Hospital, 7Research Group Cardiovascular Diseases, GENCOR, University of Antwerp

في هذه المقالة

ملخص

نحن نصف نموذج التهاب التامور المعقم في الخنازير الصغيرة لدراسة اعتلال عضلي الأذيني والرجفان الأذيني (AF). نقدم تقنيات جراحية ومخدرة ، واستراتيجيات للوصول إلى الأوعية الدموية ، وبروتوكول لدراسة إمكانية حدوث الرجفان الأذيني.

الملخص

الرجفان الأذيني (AF) هو عدم انتظام ضربات القلب الأكثر شيوعا الناجم عن إعادة التشكيل الهيكلي للأذينين، ويسمى أيضا اعتلال عضلي أذيني. تستهدف العلاجات الحالية فقط التشوهات الكهربائية وليس الاعتلال العضلي الأذيني الأساسي. لتطوير علاجات جديدة ، من الضروري وجود نموذج حيواني كبير قابل للتكرار من الاعتلال العضلي الأذيني. تقدم هذه الورقة نموذجا للاعتلال العضلي الأذيني المعقم الناجم عن التهاب التامور في خنازير Aachener الصغيرة. تم تحفيز التهاب التامور المعقم عن طريق رش التلك المعقم وترك طبقة من الشاش المعقم فوق سطح التامور الأذيني. أدى ذلك إلى التهاب وتليف ، وهما مكونان حاسمان في الفيزيولوجيا المرضية للاعتلال العضلي الأذيني ، مما يجعل الأذينين عرضة لتحريض الرجفان الأذيني. تم وضع قطبين كهربائيين لجهاز تنظيم ضربات القلب بشكل فوق القلب على كل أذين وتوصيلهما بجهازي تنظيم ضربات القلب من مختلف الشركات المصنعة. سمحت هذه الاستراتيجية بالتحفيز الأذيني المبرمج غير الجراحي المتكرر لتحديد إمكانية تحفيز الرجفان الأذيني في نقاط زمنية محددة بعد الجراحة. تم استخدام بروتوكولات مختلفة لاختبار استنشاق التركيز البؤري التلقائي. مزايا هذا النموذج هي أهميته السريرية ، مع تحريض AF والحث السريع للالتهاب والتليف - كلاهما موجود في الاعتلال العضلي الأذيني - وقابليته للتكرار. سيكون النموذج مفيدا في تطوير علاجات جديدة تستهدف الاعتلال العضلي الأذيني والرجفان الأذيني.

المقدمة

الرجفان الأذيني (AF) هو عدم انتظام ضربات القلب الأكثر انتشارا ، مما يؤدي إلى اعتلال كبير والوفيات ونفقات الرعاية الصحية1. في كثير من الحالات ، يكون الرجفان الأذيني مجرد عرض كهربائي للاعتلال العضلي الأذيني الأساسي ، والذي يتم تعريفه من خلال إعادة تشكيل الأذينين الهيكلية والكهربائية والذاتية والانقباضية. يمكن أن يؤدي هذا الاعتلال العضلي الأذيني إلى الرجفان الأذيني والسكتة الدماغية 2,3. تستهدف معظم العلاجات فقط إعادة التشكيل الكهربائي ولكنها لا تستهدف التغيرات الهيكلية الكامنة في الأذينين (الالتهاب والتليف)4،5،6،7. ربما يكون هذا أحد الأسباب التي تجعل العلاجات الحالية فعالة بشكل هامشي فقط ، خاصة في الاعتلال العضلي الأذيني الأكثر تقدما8.

يعد النموذج الحيواني القابل للتكرار أمرا بالغ الأهمية لاستهداف الالتهاب والتليف الموجودين في الاعتلال العضلي الأذيني. تم تطوير نماذج تسرع الأذين في العديد من أنواع الحيوانات الكبيرة9،10،11،12. في هذه النماذج ، يتم تسريع الأنسجة الأذينية باستمرار لفترات طويلة للحث على تغييرات كهربائية وهيكلية في نهاية المطاف. العيوب الرئيسية لنماذج عدم انتظام دقات التنفس هي المدة الطويلة قبل ظهور العلامات الهيكلية للاعتلال العضلي الأذيني وأهميتها فقط للمتلازمات السريرية التي تتطور فيها التشوهات الكهربائية قبل اعتلال العضلات الأذيني. الخطر النظري هو فشل سرعة الرصاص بسبب التليف أثناء المتابعة الطويلة9.

في نماذج التهاب التامور المعقم ، يتم رش التلك المعقم على سطح الأذينين للحث على تفاعل التهابي وتليفي حاد ، مما يؤدي إلى اعتلال عضلي أذيني13,14. الخنازير لديها تشريح القلب وعلم وظائف الأعضاء مماثلة لتلك الموجودة في البشر ، وبالتالي ، فإن نماذج الخنازير لها أهمية انتقالية عالية. مزايا استخدام الخنازير الصغيرة هي أنها أسهل في التعامل معها بسبب صغر حجمها من سلالات الخنازير التقليدية ويمكن الحفاظ عليها لفترة طويلة دون أي زيادة كبيرة في وزن الجسم10. كل هذه الأسباب تجعل التهاب التامور العقيم في الخنازير الصغيرة نموذجا ممتازا للتحقيق في اعتلال العضلات الأذيني والرجفان. يهدف هذا البروتوكول والفيديو إلى تسهيل إعداد هذا النموذج في مرافق بحثية مختلفة وتوحيد البروتوكولات لدراسة إمكانية تحفيز التركيز البؤري التلقائي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل اللجنة الأخلاقية للاختبارات على الحيوانات بجامعة أنتويرب (رقم الحالة 2019-29) ويتبع إرشادات رعاية الحيوانات في جامعة أنتويرب. تم اختيار سبعة عشر خنزيرا صغيرا من Aachener يبلغ من العمر 6 أشهر (ذكر ، مخصي) يزن ~ 20 كجم لهذه الدراسة.

1. الأدوية والتخدير

  1. التطبيب المسبق
    1. تأكد من صيام الخنازير لمدة 12 ساعة ، ولكن مع وصول غير محدود إلى الماء.
    2. للتخدير ، قم بإعطاء ما يلي في حقنة عضلية واحدة: الأتروبين 0.05 مجم / كجم ، الكيتامين 10 مجم / كجم ، ميدازولام 0.5 مجم / كجم.
    3. حدد الوزن الدقيق للخنزير بعد أن فقد وعيه (حوالي 10 دقائق بعد الجرعة). نقل الخنزير إلى غرفة العمليات.
    4. ضع الخنزير على وسادة تدفئة.
    5. تطبيق مراقبة تخطيط القلب ، ومقياس التأكسج النبضي ، وإجراء قياس الحرارة الأولي.
    6. أدخل قسطرة فوق الإبرة (22 جم) في وريد الأذن الهامشي أو الوريد الصافن الخارجي.
  2. تخدير
    1. لتحريض التخدير ، قم بإعطاء بلعة من البروبوفول (1-4 مجم / كجم IV) قبل البدء في التنبيب. إذا لوحظ التخدير السطحي ، فقم بإعطاء بلعة إضافية من الميدازولام 0.2 ملغم / كغ IV ، وانتقل إلى التنبيب بعد حوالي 5 دقائق.
    2. تنبيب
      1. ضع الخنزير في وضع الانبطاح.
      2. اطلب من أحد المساعدين إبقاء فم الحيوان مفتوحا باستخدام رافعتين من الشاش و / أو موزع الفم. رش 1 مل (10 ملغ) من يدوكائين في الحنجرة باستخدام حقنة بدون إبرة 2 مل ، وانتظر 30-60 ثانية لإزالة حساسية الحنجرة ، ثم استمر.
      3. ضع أنبوبا للقصبة الهوائية (ETT) بقطر داخلي يبلغ 6.5 مم باستخدام منظار الحنجرة. استخدم منظار الحنجرة لتصور ، وإزاحة لسان المزمار من الحنك الرخو ، ووضع نمط في ETT لتحسين المعالجة.
        ملاحظة: لا يمكن فتح فم الخنزير على نطاق واسع ، والمسافة من طرف الأنف إلى الحنجرة طويلة. لذلك ، فإن تصور المزمار ريما محدود. وبالتالي ، فإن ETT و stylet يساعدان في التصور.
    3. عند توصيل جهاز التنفس الصناعي ، أعط أدوية تكميلية إذا لزم الأمر: ميدازولام 0.5 مجم / كغم IV و / أو الفنتانيل 30 ميكروغرام / كغم IV.
    4. استخدم إعدادات جهاز التنفس الصناعي التالية: تهوية التحكم في مستوى الصوت (VCV) مع حجم مد وجزر محدد مسبقا يبلغ 10 مل / كجم ، مما يؤدي إلى ذروة الضغط الإلهامي (PIP) من 11-15 سمH2 0 ، وضغط انتهاء الزفير الإيجابي PEEP من 2-5 سم H20 ؛ معدل التنفس: 12-16 دورة في الدقيقة للحفاظ على نهاية المد والجزر CO2 (ETCO2) بين 35-45 مم زئبق ؛ FiO2: 50٪ (يتم تقليله عندما يكون التشبع 100٪) ؛ سيفوفلوران 2.5٪.
    5. للتسكين ، استخدم الفنتانيل 0.5-1 ميكروغرام · (كجم·دقيقة) -1 كوستاريكا.
    6. إدارة بلعة من 10 مل / كغم من البلازما 3-5 مل · (كجم·ساعة) -1 أكثر من 10-20 دقيقة لتصحيح انخفاض ضغط الدم بسبب نقص حجم الدم.
    7. إدارة 1 غرام من سيفازولين الرابع. لكل 2 ساعة من الجراحة ، قم بإدارة 500 ملغ إضافية من سيفازولين IV.
      ملاحظة: للحصول على نظرة عامة على أدوية الطوارئ التي يجب أن تكون في متناول اليد في غرفة العمليات، انظر الجدول 1. قسطرة المثانة البولية صعبة في الخنازير الذكور ، وبشكل عام ، ليست ضرورية لهذا الإجراء.
    8. حلق منطقة الصدر والرقبة من الحيوان.
    9. ضع مرهم بيطري على العينين لمنع جفاف العين وتهيجها أثناء التخدير.
    10. مراقبة المعلمات الحيوية باستمرار. تحقق من عمق التخدير كل 10 دقائق على الأقل من خلال تقييم ما إذا كان توتر الفك مسترخيا ، أو أن منعكس الجفن غائب ، أو يتم تدوير العينين ، ولا توجد علامات سلوكية للإثارة. تحقق من لون الغشاء المخاطي ووقت إعادة ملء الشعيرات الدموية لتقييم تروية الأنسجة. سجل جميع البيانات، جنبا إلى جنب مع جميع الأدوية التي يتم إعطاؤها، في مخطط تخدير فردي.
    11. وضع الخط الشرياني
      1. إعداد نظام توصيل الضغط. أضف 5000 وحدة دولية من الهيبارين إلى كيس وريدي من 500 مل من 0.9٪ كلوريد الصوديوم.
      2. إعادة الحيوان إلى وضع ضعيف. قم بتمديد الساق وتحديد موقع الشريان الفخذي باستخدام الموجات فوق الصوتية مع مسبار الأوعية الدموية في وضع السباتي. تطهير المنطقة الإربية مع الكلورهيكسيدين. استخدم الأومونيوم لتعقيم مسبار الموجات فوق الصوتية (أو استخدم غطاء محول طاقة معقم) واستخدم قفازات معقمة لضمان تقنية مطهرة.
      3. ثقب الشريان الفخذي باستخدام التوجيه بالموجات فوق الصوتية. أدخل غمد 3 Fr باستخدام تقنية Seldinger.
        ملاحظة: نظرا لصغر قطر الشريان الفخذي، قد يكون من المفيد السماح لمساعد بإدخال سلك التوجيه عبر الإبرة. مجرد عمل رفع مسبار الموجات فوق الصوتية قد يؤدي إلى خلع طرف الإبرة.
      4. تثبيت الغمد مع خياطة. قم بتوصيل الغمد بمحول الطاقة واغسله. مراقبة ضغط الدم الشرياني في الوقت الحقيقي.

2. الجراحة

  1. اعداد
    1. تأكد من أن الحيوان ضعيف في وضع مستقر. لمزيد من الاستقرار ، ضع أكياس IV الجاهزة في وضع شبه شوكي لدعم الحيوان.
    2. ضع لوحة التأريض الخاصة بالكي الكهربائي أسفل الحيوان. استخدم كمية صغيرة من جل الموجات فوق الصوتية لضمان التلامس السليم مع الجلد.
    3. تحضير الجلد: حلق الحيوان في المناطق التالية: الرقبة ، الأطراف العلوية ، الصدر الأمامي ، الجزء العلوي من البطن ، مواقع القطب الإربي وتخطيط القلب. قم بإجراء ثلاث مقشرات بالتناوب مع الكحول 70٪ واليود 2٪ لتطهير الجلد بشكل صحيح.
    4. ضع ستائر معقمة. لف مخالب الحيوان في أوراق معقمة أو قفازات كذلك. استخدم شاشا معقما لسحبها.
    5. لضمان ظروف معقمة ، قم بتغطية المنطقة الجراحية بأغطية جراحية معقمة ، واستخدم أدوات معقمة ، واعمل تحت ظروف معقمة حتى إغلاق الجلد.
      ملاحظة: طوال العملية ، يجب على الجراحين ارتداء قبعة شعر وقناع فم وثوب جراحي وقفازات معقمة.
  2. التنسيب الجراحي للقسطرة الوريدية المركزية الدائمة (CVC)
    1. قم بعمل شق 5 سم في الأخدود عند الحدود الإنسية للعضلة القصية. تشريح بصراحة حتى يتم الوصول إلى الوريد الوداجي الداخلي.
    2. قم بإزالة الأنسجة الليفية حول الوريد ووضع خياطة مربعة (= 3 إلى 4 غرز تشكل دائرة) مع Prolene 6-0 حول موقع القسطرة المطلوب للحصول على السيطرة على الوعاء.
    3. قم بتقليب الوريد الوداجي الداخلي باستخدام 3 CVC فرنسي ثلاثي التجويف باستخدام تقنية Seldinger. شد خياطة برولين 6-0 حول القسطرة.
    4. ثبت مقبض القسطرة على العضلة القصية.
    5. نفق القسطرة الثلاثة لومينا بشكل منفصل: استخدم زوجا كبيرا من مقص التشريح الحاد لإنشاء النفق والمشبك اللاصدمي يسحب لومينا القسطرة عبر النفق.  قم بتوصيل نهايات القسطرة بإحكام بالجلد وضعها على منفذ الحقن الخالي من الإبرة. تقع مواقع الخروج من لومينا القسطرة خلف الأذن وبعيدا قدر الإمكان عن موقع الشق لضمان أقصى طول مسار للقسطرة تحت الجلد.
    6. أغلق موقع الشق في طبقتين.
  3. بضع القص
    1. قم بعمل شق متوسط من manubrium من القص إلى 3 سم تحت عملية الخناق حتى يصبح القص واضحا.
    2. تشريح بصراحة سببيا من عملية خنفساء. ضع إصبعك على الجانب الحشوي من القص وقم بإزالة النسيج الضام قدر الإمكان بعد السطح القصي الحشوي.
      ملاحظة: تتم إزالة النسيج الضام لمنع إصابة عضلة القلب أثناء إجراء بضع القص.
    3. استخدم منشار القص لشق القص. السيطرة على جميع مواقع النزيف. استخدم موزع القص لتوسيع الوصول إلى التجويف الصدري. تجنب إتلاف غشاء الجنب.
    4. افتح التامور بعناية واستخدم خيوط التعليق لإبعاده عن المجال الجراحي.
  4. وضع الرصاص جهاز تنظيم ضربات القلب (انظر الشكل 1)
    1. ضع رصاص جهاز تنظيم ضربات القلب على الأذين الأيسر.
      1. اختبر آلية التمديد والتراجع لبرغي تثبيت الرصاص. ثم ، ضع الطرف على ملقط (منحني) وانحني النمط بمقدار 60 درجة إذا لزم الأمر.
      2. ضع ضغطا على البطين الأيسر واسحبه جانبا برفق للحصول على منظر للأذين الأيسر.
        ملاحظة: الضغط على البطين سوف يسبب بسرعة انخفاض ضغط الدم. تأكد من أن طبيب التخدير يتوقع ذلك بجرعة منخفضة من النورادرينالين من خلال CVC. حرر البطين عندما ينخفض متوسط ضغط الدم إلى أقل من 40 مم زئبق لمدة >20 ثانية. المضي قدما فقط عندما يكون ضغط دم الحيوان قد تم تطبيعه.
      3. عند تصور الأذين الأيسر ، ضع طرف الرصاص بقوة على الجدار الحر الأذيني الأيسر ، أقرب ما يمكن إلى الأوردة الرئوية وبعيدا قدر الإمكان عن البطين. قم بتثبيته عن طريق تمديد الحلزون إلى الأنسجة الأذينية ، ويفضل أن يكون ذلك بميل طفيف. افعل ذلك في أسرع وقت ممكن وحرر الضغط على البطين الأيسر على الفور.
      4. قم بقياس عتبة الاستشعار والسرعة ومقاومة الرصاص باستخدام محفز كهربائي قابل للبرمجة أو مبرمج منظم ضربات القلب. تأكد من عدم وجود تجاوز للبطين (QRS واسع على ECG) عند السرعة عند الفولتية العالية (10 فولت). إذا لم تكن راضيا ، فقم بسحب حلزون الرصاص وابدأ من جديد من الخطوة 2.4.1.1.
        ملاحظة: يجب أن تكون عتبة السرعة العادية <1 فولت مع عرض نبضة يبلغ 0.5 مللي ثانية (عادة ~ 0.5 فولت @ 0.5 مللي ثانية).
    2. ضع رصاص جهاز تنظيم ضربات القلب على الأذين الأيمن ، مشابها تماما لوضع الرصاص الأذيني الأيسر.
    3. تأكد من أن كلا القائدين يغادران الصدر عند خط الوسط ؛ يجب نفق الرصاص الأذيني الأيسر عبر الدهون تحت الجلد في البطن من عملية الخنفساء إلى الجناح الأيسر ، ويؤدي الأذين الأيمن إلى الجناح الأيمن.
    4. اصنع جيب جهاز تنظيم ضربات القلب في الدهون تحت الجلد في الجناح الأيسر والأيمن للخنزير. قم بتوصيل أجهزة تنظيم ضربات القلب بالعملاء المحتملين ووضعها داخل الجيوب. قم بتوصيل جهاز تنظيم ضربات القلب القادر على أداء سرعة الاندفاع (50 هرتز) مع الرصاص الأذيني الأيسر (للسماح بالسرعة) وجهاز تنظيم ضربات القلب من مصنع مختلف (من أجل تجنب الحديث المتبادل أثناء قراءة كل من أجهزة تنظيم ضربات القلب في وقت واحد) إلى الرصاص الأذيني الأيمن (للسماح بالاستشعار). أغلق في طبقتين مع خيوط مفردة كلاسيكية ، الطبقة الداخلية مع Vicryl 1-0 والطبقة الخارجية مع Mersilene 0.
  5. تحريض التهاب التامور المعقم
    1. كشف الأذينين مرة أخرى عن طريق سحب البطينين جانبا بلطف. قم بتغطية البطينين بالشاش (وخذ الشاش بعيدا بعد ذلك).
    2. رش التلك المعقم على سطح الشريان باستخدام الموزع المضمن في العبوة. نظرا لأن بطء القلب وانخفاض ضغط الدم سيتبعان هذا التلاعب ، امنح القلب وقتا كافيا للتعافي تلقائيا بعد دقيقة واحدة تقريبا ؛ إذا لزم الأمر ، ابدأ أو زاد (معدل التسريب) بالتنقيط النورادرينالين.
    3. اترك طبقة واحدة من الشاش المعقم (5 سم × 5 سم) على السطح اللبني على كلا الأذينينين: قطعة واحدة إلى اليسار وأخرى إلى اليمين.
    4. تحقق من موضع جهاز تنظيم ضربات القلب مرة أخيرة قبل بدء الإغلاق.
  6. إغلاق الصدر
    1. اترك تصريفا في المنصف ونفقه إلى سطح الجلد. قم بتوصيل التصريف بجرة فراغ معقمة ؛ افتح الاتصال عند إغلاق الطبقة الأولى من الجلد (لتجنب تسرب الهواء). قم بإزالة التصريف عند إعادة الحيوان إلى مستقره.
    2. أغلق التامور مع برولين 6-0.
    3. أغلق القص باستخدام تقنية تطويق كلاسيكية بسلك من الفولاذ المقاوم للصدأ.
    4. أغلق subcutis في طبقتين مع مؤشر ترابط قابل للامتصاص.
    5. أداء كتلة قصية عن طريق التسلل 5 مل من 0.5 ٪ بوبيفاكايين في الجلد. ضمان ملامسة العظام للقص للتسلل إلى السمحاقي.
      ملاحظة: بدلا من ذلك ، قد يكون من الأفضل استخدام مسكن وقائي عن طريق إجراء الكتلة القصية قبل شق القص.
    6. أغلق الجلد بخياطة مستمرة داخل الأدمة باستخدام خيط قابل للامتصاص.

3. رعاية ما بعد الجراحة

  1. تدريجيا ، قم بإيقاف تشغيل جميع المهدئات أثناء إغلاق جلد الحيوان.
  2. حافظ على الحيوان في غرفة الجراحة مع مراقبة دقيقة لدرجة حرارة الجسم والتهوية والمباح في مجرى الهواء والأوكسجين ومعلمات الدورة الدموية.
  3. بسبب الانخفاض الكبير في درجة حرارة الجسم الذي يحدث بشكل متكرر أثناء العملية ، حافظ على دفء الحيوان باستخدام البطانيات ووسادة التدفئة والعبوات الساخنة. توفير الأكسجين أثناء الشفاء ، خاصة عند ملاحظة الارتعاش.
  4. ضع رقعة الفنتانيل من 50 ميكروغرام / ساعة للتسكين بعد العملية الجراحية. نظرا لوجود تأخير لمدة 6-8 ساعات قبل أن تصبح رقعة الفنتانيل فعالة ، قم بإعطاء 0.05-0.1 مجم / كجم من المورفين تحت الجلد لسد هذه الفترة.
  5. عندما يكون الحيوان مستقرا ، يظهر زيادة في درجة حرارة الجسم ؛ يمكن أن ترفع رأسها. هو البلع. يظهر ردود فعل العين الطبيعية. ويتنفس تلقائيا وبحرية وعمق دون وجود ETT في مكانه ، دون علامات على انسداد مجرى الهواء العلوي ؛ يمكن نقله مرة أخرى إلى القلم. توفير وسائل التدفئة خلال مرحلة الاسترداد (على سبيل المثال ، مصباح الأشعة تحت الحمراء ، حصيرة التدفئة ، البطانيات).
    ملاحظة: تجنب وضع الحيوان مرة أخرى في القلم في وقت مبكر جدا لأن توقف التنفس ممكن، حتى بعد ساعات من التوقف عن المخدرات.
  6. قم بإجراء فحص على الحيوان: كل 15 دقيقة خلال الساعة الأولى بعد العملية الجراحية ، ثم كل ساعة لأول 4-6 ساعات أو أكثر بشكل متكرر إذا كان الحيوان غير مرتاح. عندما يظهر الحيوان علامات الألم ، قم بإعطاء المورفين التكميلي تحت الجلد 0.025-0.05 ملغم / كغ كل 2 ساعة حتى يصبح مريحا. إدارة 1 غرام من سيفازولين 8 و 16 ساعة بعد الجراحة.
    ملاحظة: يتكون تقييم الألم من عناصر ذاتية مثل الموقف والسلوك (الوقوف والأكل والشرب) والكآبة. العلامات الموضوعية للألم هي ارتفاع معدل ضربات القلب ، وارتفاع معدل التنفس ، والتنفس السطحي. سيعود الحيوان إلى حالته الطبيعية وسلوكه في غضون 24 ساعة. قم بإزالة رقعة الفنتانيل في اليوم 3 بعد العملية.

4. تسرع الأذين لتحريض AF

  1. حقن الكيتامين 10 مغ/كغ وميدازولام 0.5 مغ/كغ في العضل (بدون الأتروبين) وانتظر حتى يتم الوصول إلى مستوى كاف من التخدير.
  2. وزن الخنزير مرة أخرى للمتابعة. ضع الحيوان في حبال مقيدة وأحضره إلى غرفة العمليات.
  3. قم بتوصيل ECG ومراقبة تشبع الأكسجين ووضع رؤوس المبرمج فوق أجهزة تنظيم ضربات القلب المقابلة. استجواب أجهزة تنظيم ضربات القلب.
  4. تحقق من إعدادات جهاز تنظيم ضربات القلب لمعرفة حدوث التركيز البؤري التلقائي التلقائي. ابحث عن تحذير من الرصاص البطيني عند استخدام جهاز تنظيم ضربات القلب ثنائي الغرفة.
  5. تحديد المعاوقة وعتبات الاستشعار والوتيرة. عند إجراء دراسات الفيزيولوجيا الكهربية (EP) ، قم دائما بتسريع ضعف جهد العتبة وراقب زيادة في عتبة الجهد أثناء التجربة.
  6. حدد فترة المقاومة الفعالة الأذينية (AERP) التي تقاربها أقصر طول دورة يتم فيها الحفاظ على التقاط 1:1 أثناء سرعة الاندفاع.
    ملاحظة: تختلف هذه الطريقة عن تحديد AERP السريري ولكنها أكثر صلة بهذا البروتوكول.
  7. حدد وقت التوصيل بين الخيوط الأذينية اليسرى واليمنى عن طريق قياس الوقت بين بدء ارتفاع السرعة وإزالة الاستقطاب الأذيني على الرصاص الأذيني الأيمن.
  8. بالنسبة للبروتوكول الأول ، قم بتطبيق وتيرة اندفاع لمدة 20 ثانية بطول دورة AERP + 30 مللي ثانية. بعد توقف الوتيرة، تحقق من وجود التركيز البؤري التلقائي وقياس المدة التي تستغرقها الحلقة. توقف مؤقتا لمدة 5 ثوان على الأقل بين كل جلسة إيقاع وانتظر حتى يتعافى معدل ضربات القلب لإيقاع الجيوب الأنفية إلى خط الأساس. كرر هذا ≥10 مرات ؛ لاحظ عرض استحراج التركيز البؤري التلقائي كنسبة مئوية - نسبة المحاولات "الناجحة" إلى إجمالي عدد محاولات تحفيز التركيز البؤري التلقائي.
    ملاحظة: تعتبر الحلقات > 5 ثانية فقط ذات صلة.
  9. بالنسبة للبروتوكول الثاني ، قم بتطبيق وتيرة اندفاع لمدة 20 ثانية ، بدءا من طول دورة AERP + 20 مللي ثانية. أثناء الاندفاع التالي، قم بتقليل طول الدورة حتى الحد الأدنى لطول الدورة باستخدام التقاط 1:1. كرر هذا 10 مرات على الأقل. لاحظ مدة التركيز البؤري التلقائي وإمكانية تحفيز التركيز البؤري التلقائي.
  10. بالنسبة للبروتوكول الثالث ، قم بتطبيق وتيرة اندفاع لمدة 5 ثوان عند 50 هرتز. كرر ذلك 10 مرات على الأقل. لاحظ مدة التركيز البؤري التلقائي وإمكانية تحفيز التركيز البؤري التلقائي.
  11. دع الحيوان يستيقظ أو يستمر في إجراءات أخرى (مثل تخطيط صدى القلب والعلاج وسحب الدم)

5. القتل الرحيم

  1. بعد التجربة - التي استمرت شهرا واحدا - يتم قتل الحيوانات الرحيم بجرعة زائدة من بنتوباربيتال IV (50 مجم / كجم ، IV). كانت نقاط النهاية الإنسانية للقتل الرحيم هي علامات مستمرة على الألم الشديد أو عدم الراحة ، على الرغم من العلاج المناسب. يتم تقييم ذلك سريريا على أساس يومي: تشمل العلامات المزعجة ارتفاع ضغط الدم وعدم انتظام دقات القلب وزيادة معدل التنفس والتغيرات السلوكية (الأرق والتجميد والنطق) وشد الفك.

6. جراحة الشام

  1. قم بتنفيذ نفس البروتوكول دون رش التلك فوق epicardium الأذيني أو ترك طبقة من الشاش المعقم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

المراضة والوفيات:
عندما بدأنا في تطوير هذا النموذج من التهاب التامور المعقم في خنازير Aachener الصغيرة ، لاحظنا وفيات في الفترة المحيطة بالجراحة من 4 من أصل 17 خنزيرا (23.5٪): حدثت 3 من أصل 4 وفيات في أول 6 عمليات جراحية بسبب "تأثير منحنى التعلم". كانت المسببات كما يلي: توفي 2 خنزير بسبب توقف التنفس بعد العملية الجراحية. تم حل هذه المشكلة عن طريق تقليل جرعة الفنتانيل. توفي خنزير واحد بسبب الرجفان البطيني خلال جلسة الإيقاع الأولى وواحد أثناء اختبار الرصاص الإيقاعي: كان هذا بسبب فرط التقاط البطين لأن ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يعد النموذج الحيواني الكبير الموثوق به أحد الأصول الرئيسية لدراسة الاعتلال العضلي الأذيني والرجفان الأذيني وتطوير علاجات جديدة للرجفان الأذيني. سمح زرع خيوط جهاز تنظيم ضربات القلب على epicardium الأذيني بالمتابعة الطولية والاختبارات الكهروفسيولوجية المتكررة ، وهو أمر صعب في الحيوانات الصغيرة. من السهل التعامل مع الخنازير الصغيرة ، وقلوبهم تشبه هيكليا وفسيولوجيا قلب الإنسان10.

نموذج التهاب التامور المعقم بسيط نسبيا مقارنة بتسرع التاكيت الأذيني المستمر لأنه لا توجد حاجة إ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى أي من المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

شكر وتقدير

وقد تم دعم هذا العمل من خلال منحة بحثية من Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) ومنحة Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) من جامعة أنتويرب؛ من خلال زمالة باحث سريري أول (إلى VFS) ومنح بحثية من صندوق البحث العلمي في فلاندرز (أرقام الطلبات 1842219N و G021019N و G0D0520N و G021420N) ؛ من خلال منحة بحثية بقيمة ERA.Net RUS Plus (2018 ، Project Consortium 278) ؛ من قبل منحة Vlaamse Interuniversitaire Raad / Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR / iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). نشكر شركتي أبوت وبوسطن ساينتيفيك على رعايتهما جزءا كبيرا من رواد أجهزة تنظيم ضربات القلب وشركتي ميدترونيك وبيوترونيك على قرض مبرمج جهاز تنظيم ضربات القلب. نشكر موظفي الحيوانات في منشأة الحيوانات بجامعة أنتويرب على رعايتهم الممتازة للحيوانات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Aachener minipig ، 6 أشهر ، ذكر ، مخصي ، الوزن 15-25 كجمCarfil
< em> التخدير والتحضير < / قوي >< / u>< / em> أقطاب
تخطيط القلب
أنبوب القصبة الهوائية 6.5 مم معرفCovidien115-65OR
تنظيم القلب الخارجي لمزيل الرجفانInnomedCardio-aid 200B
OK.OUB60321
قسطرة وريدية 22 GA ، 1 بوصةBD381323
شفرة منظار الحنجرة مقاس 4ميلرSUS426601
مراقبGE MedicalSystems 2600040-003
جهاز التنفسالصناعي Datex-Ohmeda1009-9000-000
ماكينة حلاقةAesculapGT 104 / REF 985203
مضخة سائق حقنةفريسينيوس كابي082470
<قوي> الشرياني ووضع الخط الوريدي المركزي< / قوي >< / em >< / u>
3 لومن ، 7 فرنسي ، 16 سم ، 0.032 بوصة دليلالسهم الطبيEU-22703-EN
الشرياني قسطرة 3 فرنسية ، 8 سمVygon1،15،090
جهاز وصول Caresite LuerB. Braun415122-01
السوائل: أكياس IV من البلازما ، الجلوكوز 5٪ ، كلوريد الصوديوم 0.9٪ (500 مل أو 1000 مل)
ملحية
هيبارينية: 18 Ga / 40 مم و 22 Ga / 40 مم
مجموعة مراقبة الضغط ، 195 سمEdwards Lifesciences T005021M
أنابيب الضغط 180 سمخياطة Edwards Lifesciences50P172
مع محااقن إبرة
Luerlok: 2 مل ، 5 مل ، 10 مل ، 20 مل ، 50 مل
جل بالموجات فوق الصوتية446-1
الموجات فوق الصوتية مع مسبار الأوعيةالدموية Philips healthcareEPIQ 7C / REF BZE1723
مجموعة جراحية < / قوية >< / em >< / u >
مقص جراحيطرف مارتن11-934-25
60 درجة ملقط Debakey منحنيAesculapFB403
ملقط تشريحيAS13-102-16
ملقط DebakeyGeister10-0634
وحدة الكي الكهربائيAlsaAlsatom SU 140 / D حاملي MPC
لأسلاك الفولاذ المقاومCOBE013-123
MosquitoLeibinger32-01008
Needledriver ، Delacroix-Chevalier50302-21
Needledriver ، عاديAesculapBM 77
Rib SpreaderMartin24-178-01
مشرطسوان مورتون0511رقم 24
مقص لأسلاك الفولاذ المقاومجاكوبي411830
موزعاتAS16-058-00
منشار القصEure-Power5000020
شفرة المنشارMicroAireZR-032M
مستهلكات جراحية < / قوي >< / em >< / u >
مطهر: اليود ، قلم رصاص الكي الكهربائي الكلورهيكسيدين
مع زر ضغط ، كابل 5 ممعدات Dongguan QueenMedESPB4001LQ
أنبوب المعدةVygon390.12
Mersilene-0 ، 75 سمEthiconF2505H
Monocryl 3-0 ، 70 سمEthiconY423H
أقنعة الفم ، شبكات الشعر قارورة
فراغ Oriflex-4 للتصريف الجراحيOriplast KrayerVK00352
Prolene 6-0 ، 75 سمEthicon8711H
خيوط أحادية من الفولاذ المقاوم للصدأ غير قابلة للامتصاصEthiconW995
معقمة ستائر3M9010
شاش معقم 20 × 10 سمStella35921
قفازات
ثوب
Steritalc PF3Novatech16863
Vicryl-0 ، 75 سمEthiconV324H
Heartpacing< / em >< / u >
ثنائي القطب الرصاص Fineline II Sterox EZ 58 سمBoston Scientific4474
ثنائي القطب الرصاص الوقاص STS 58 سمAbbott2088TC
Ellegaard G & ouml ؛ إطار صغير 3لوميرDF H1PU
Ellegaard G & ouml; ttingen Minipig غطاء حبالLomirSS CEG1
محفز القلب MicropaceBoston ScientificEPS 320
جهاز تنظيم ضربات القلب لإيقاعMedtronicAzure XT DR MRI SureScan
جهاز تنظيم ضربات القلب لاستشعارBiotronikEluna 8 DR-T
مبرمج جهاز تنظيم ضربات القلب لإيقاعMedtronicCareLink Encore 29901A
مبرمج جهاز تنظيم ضربات القلب لاستشعارBiotronikICS 3000 DS CD-W US
Medicine
الأدرينالين 1 ملغم/مل، 1 ملستيروب
أتروبين 0.5 ملغم/مل، 1 ملستيروب
كاتابريسان 150 وميكرو؛ جم / مل ، 1 مل كلونيدينبوهرينجر إنجلهايمBE021402
سيفازولين 2 جم مسحوقمايلانBE319794
كوردارون 50 مجم / مل ، 3 مل أميودارونسانوفي
دوروجيسيك 50 وميكرو ؛ جم / ساعة لصقات الفنتانيلJanssen-Cilag
Glucose 5٪ ، 500 ملباكسترAE0063
كيتالار 50 مجم / مل ، 10 ملفايزر804101
لانوكسين 0.25 مجم / مل ، 2 مل ديجوكسينأسبن
ماركائين 0.5٪ + أدرينالين 1: 200،000أسبن
ميدازولام 5 مجم / مل ، 3 ملب.براون 3521740
مورفين 10 مجم / مل ، 1 ملستيروب
كلوريد الصوديوم 0.9٪ ، 500 ملباكسترAKE1323
نيترو بول 1 مجم / مل ، 5 مل نتروجليسرينبول بوسكامب
نورادرينالين 1 مجم / مل ، 4 ملAguettant
Plasmalyte 1000 ملباكسترAKE0324
بروبوفول 10 مجم / مل ، 20 ملB.Braun 3521810
بروتامين 1400 وحدة دولية / مل ، 5 ملليو فارما
رابيفين 0.5 مجم / مل ، 2 مليانسن سيلاج95103
سيلوكين 1 مجم / مل ، 5 مل ميتوبرولولأسترازينيكا
سيفوران تعبئة سريعة 100٪ سيفوفلوران ، 250 ملأبفي1283-415
تراكريوم 10 مجم / مل ، 5 مل أتراكوريومأسبن
جهاز وسادة تسخين إبر طلاء حاد للصدأ للصدأ معقمةجراحي معقم

المراجع

  1. Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373(2021).
  2. Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
  3. Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
  4. Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
  5. Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
  6. Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528(2020).
  7. Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
  8. Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
  9. Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
  10. Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
  11. Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
  12. Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
  13. Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
  14. Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
  15. BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
  16. Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
  17. Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652(2011).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

نموذج التهاب التأمور العقيمنموذج الخنزير القزمأسلاك منظم ضربات القلب فوق التأموريةالتحفيز الانفجاريتليف الأذيندراسات الفيزيولوجيا الكهربائيةصبغ ماسون ثلاثي الألوانتصوير القلب
التهاب التامور المعقم في Aachener Minipigs كنموذج لاعتلال العضلات الأذيني والرجفان الأذيني
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.