مقالة منهجية

توحيد النقل عبر المختبرات بين أجهزة قياس التدفق الخلوي للكشف عن الخلايا الليمفاوية في الأطفال الذين تم تطعيمهم بالتهاب الدماغ الياباني

DOI:

10.3791/64949

⸱

فبراير 10, 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center of Excellence (Beijing), Becton Dickinson Medical Devices (Shanghai) Co Ltd, 2Beijing Key Laboratory of Pediatric Respiratory Infectious Diseases, Key Laboratory of Major Diseases in Children, Ministry of Education, National Clinical Research Center for Respiratory Diseases, Laboratory of Infection and Virology, Beijing Pediatric Research Institute, Beijing Children's Hospital, Capital Medical University, National Center for Children's Health, 3Research Unit of Critical Infection in Children, 2019RU016, Chinese Academy of Medical Sciences

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في هذه الدراسة ، تم تطوير طريقة لتسهيل نقل الإعدادات التجريبية وقوالب التحليل بين اثنين من مقاييس التدفق الخلوي في مختبرين للكشف عن الخلايا الليمفاوية في الأطفال اليابانيين الذين تم تطعيمهم ضد التهاب الدماغ. ستسمح طريقة التوحيد القياسي لتجارب مقياس التدفق الخلوي بإجراء مشاريع بحثية بفعالية في مراكز متعددة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يحتاج عدد متزايد من المختبرات إلى جمع البيانات من أجهزة قياس التدفق الخلوي المتعددة ، خاصة للمشاريع البحثية التي يتم إجراؤها عبر مراكز متعددة. تشمل تحديات استخدام مقياسين خلويين للتدفق في مختبرات مختلفة نقص المواد الموحدة ، ومشكلات توافق البرامج ، وعدم الاتساق في إعداد الأدوات ، واستخدام تكوينات مختلفة لأجهزة قياس التدفق الخلوي المختلفة. لإنشاء تجربة قياس التدفق الخلوي الموحدة لتحقيق اتساق وقابلية مقارنة النتائج التجريبية عبر مراكز متعددة ، تم إنشاء طريقة توحيد سريعة ومجدية لنقل المعلمات عبر مقاييس التدفق الخلوي المختلفة.

سمحت الطرق التي تم تطويرها في هذه الدراسة بنقل الإعدادات التجريبية وقوالب التحليل بين مقياسين للتدفق الخلوي في مختبرات مختلفة للكشف عن الخلايا الليمفاوية في الأطفال الذين تم تطعيمهم بالتهاب الدماغ الياباني (JE). تم الحصول على شدة مضان متسقة بين اثنين من أجهزة قياس الخلايا باستخدام حبات قياسية مضان لتحديد إعدادات مقياس الخلايا. تم الحصول على نتائج قابلة للمقارنة في مختبرين بأنواع مختلفة من الأدوات. باستخدام هذه الطريقة ، يمكننا توحيد التحليل لتقييم الوظيفة المناعية للأطفال الذين تم تطعيمهم في JE في مختبرات مختلفة بأدوات مختلفة ، وتقليل الاختلافات في البيانات والنتائج بين أجهزة قياس التدفق الخلوي في مراكز متعددة ، وتوفير نهج عملي للاعتماد المتبادل لنتائج المختبر. ستضمن طريقة التوحيد القياسي لتجارب مقياس التدفق الخلوي الأداء الفعال للمشاريع البحثية عبر مراكز متعددة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد توحيد قياس التدفق الخلوي مفيدا لمقارنة النتائج التي تم الحصول عليها من أجهزة قياس الخلايا المختلفة عبر المختبرات ومراكز الدراسة المختلفة ، ويؤدي إلى الاعتراف المتبادل بالنتائج لتحسين كفاءة العمل. وهناك عدد متزايد من السيناريوهات التي تتطلب توحيدا. أثناء عملية تطوير الدواء ، يعد توحيد قياس التدفق الخلوي أمرا مهما ، حيث أن الفحص المطور والمعتمد سيدعم عملية تطوير الدواء بأكملها من التحليل قبل السريري إلى التحليل السريري. كثيرا ما يتم نقل طرق قياس التدفق الخلوي بين صناعة الأدوية والمختبرات المتعاونة1. علاوة على ذلك ، من الضروري الحصول على بيانات قابلة للمقارنة من الدراسات السريرية متعددة المراكز. على سبيل المثال ، تم تطوير سير عمل التوحيد القياسي في مشروع الأبحاث السريرية متعددة المراكز لأمراض المناعة الذاتية الجهازية للحصول على بيانات قابلة للمقارنة من قياس التدفق الخلوي متعدد المراكز2.

توحيد طرق قياس التدفق الخلوي يمثل تحديا. تعزى التحديات التي تواجهها المختبرات إلى نقص المواد الموحدة ، ومشكلات توافق البرامج ، وعدم الاتساق في إعداد الأدوات ، واستخدام تكوينات مختلفة بين مقاييس التدفق الخلوي المختلفة واستراتيجيات البوابات المتباينة بين المراكز 3,4. لذلك ، من المهم إجراء تحليل الفجوة بين المختبرات. يجب مراجعة الوصول إلى العينات وأنظمة الجودة ومؤهلات الموظفين وتكوين الأداة لضمان تلبية المتطلبات.

في الوقت الحاضر ، الأطفال الذين تم تطعيمهم بلقاح التهاب الدماغ الياباني (JE) لديهم انخفاض كبير في حدوث JE5. يمكن أن تساعد مراقبة الخلايا المناعية للدم المحيطي في فهم التغيرات في المناعة التكيفية بوساطة الخلايا بعد التطعيم ، والعلاقة بين التغيرات في المجموعات الفرعية للخلايا الليمفاوية في الدم المحيطي وتأثيرات التطعيم. نظرا للاستقرار المحدود لعينات الدم الكاملة ، غالبا ما يتم إجراء تقييمات لفعالية اللقاح في مراكز متعددة. في هذا التحليل ، حددنا خلايا CD8 + أو CD4 + T الساذجة على أنها CD27 + CD45RA+ ، وخلايا الذاكرة التائية المركزية (TCM) على أنها CD27 + CD45RA- ، والخلايا التائية للذاكرة المستجيبة (TEM) على أنها CD27- CD45RA- ، والخلايا التائية للذاكرة المستجيبة المتمايزة نهائيا (TEMRA) على أنها CD27- CD45RA+. يمكن فصل خلايا CD19 + B إلى مجموعات تعبر عن CD27 مقابل IgD 6,7 ، ويمكن تحديد الخلايا البائية الساذجة التي تعبر عن خلايا الذاكرة البائية CD27n (mBCs) بناء على تعبير IgD6 ، ويمكن تحديد الخلايا التائية التنظيمية (Tregs) على أنها CD4 + CD25 + + CD127 منخفضة 8. لإنشاء تجربة موحدة لقياس التدفق الخلوي لتحقيق اتساق وقابلية مقارنة النتائج التجريبية في مراكز متعددة ، تم إنشاء طريقة توحيد سريعة ومجدية لتسهيل نقل البروتوكولات عبر أجهزة قياس التدفق الخلوي المختلفة للكشف عن الخلايا الليمفاوية في الدم الكامل للأطفال الذين تم تطعيمهم ب JE. تم تجنيد ستة أطفال أصحاء (2 سنة) من مستشفى بكين للأطفال ، جامعة العاصمة الطبية. بعد تلقي التطعيم الأولي والتطعيم المعزز بلقاح JE SA14-14-2 الموهن الحي قبل أقل من 6 أشهر ، تم جمع عينات الدم المحيطية من المتطوعين. تم الحصول على بيانات قابلة للمقارنة بدرجة كبيرة من أدوات مختلفة باتباع إجراءات موحدة ، وهو أمر مفيد للتقييمات متعددة المراكز.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على الدراسة من قبل لجنة الأخلاقيات في مستشفى بكين للأطفال ، جامعة العاصمة الطبية (رقم الموافقة: 2020-k-85). تم التنازل عن الموافقة المستنيرة للمواضيع البشرية حيث تم استخدام العينات المتبقية فقط بعد الاختبارات السريرية في هذه الدراسة. يشارك مختبران في هذه الدراسة. مختبر النقل هو المكان الذي تم فيه تطوير الطريقة الموحدة باستخدام مقياس تدفق خلوي واحد. يشار إلى مقياس الخلايا في هذا المختبر فيما يلي باسم مقياس المقياس الخلوي A. مختبر طريقة الاختبار هو المختبر الذي يستقبل الطرق باستخدام مقياس تدفق خلوي آخر ، ويشار إلى مقياس الخلايا في هذا المختبر فيما يلي باسم مقياس التدفق الخلوي B.

1. جمع عينات الدم المحيطية وإعداد الخلايا

  1. اجمع عينات الدم المحيطية (2 مل) من الأطفال الذين تم تطعيمهم في JE والأطفال غير الملقحين في أنابيب EDTA-K2 المضادة للتخثر عن طريق بزل الوريد القياسي.
  2. امزج عينة الدم بأكملها عن طريق قلب الأنابيب رأسا على عقب 10x. أضف 100 ميكرولتر من الدم الكامل إلى أنبوب 12 مم × 75 مم. اجعل كل عينة من نسختين.
  3. أضف 10 ميكرولتر من المخزن المؤقت للبقع اللامع (BV buffer) إلى أنبوب 12 مم × 75 مم. أضف 5 ميكرولتر من كل جسم مضاد (CD45 ، CD3 ، CD4 ، CD8 ، CD127 ، CD27 ، CD19 ، IgD ؛ عامل التخفيف: 1:20) و 20 ميكرولتر من الجسم المضاد (CD25 ، CD45RA ؛ عامل التخفيف: 1: 5) إلى المخزن المؤقت BV. دوامة بلطف.
    ملاحظة: يتم عرض أحجام ومعلومات كواشف الأجسام المضادة في الجدول 1.
  4. أضف كوكتيل الأجسام المضادة إلى الأنبوب مع عينة الدم بأكملها. دوامة بلطف واحتضان في درجة حرارة الغرفة لمدة 15 دقيقة في الظلام.
  5. قم بتخفيف محلول التحلل 10x 1:10 بالماء المقطر لتحضير محلول تحلل 1x. تحلل عينات الدم بإضافة 2 مل من محلول التحلل 1x. دوامة بلطف واحتضان لمدة 10 دقائق في الظلام في درجة حرارة الغرفة.
  6. أجهزة الطرد المركزي في 300 × غرام لمدة 5 دقائق وصب طاف.
  7. أعد تعليق الحبيبات في 2 مل من 1x PBS ، وأجهزة الطرد المركزي عند 300 × جم لمدة 5 دقائق ، وصب المادة الطافية.
  8. أعد تعليق الحبيبات في 0.5 مل من 1x PBS واخلطها جيدا. يحفظ في درجة حرارة 2 إلى 8 درجات مئوية. إرسال العينات إلى المعملين لتحليل التدفق الخلوي.
    ملاحظة: يجب معالجة عينة التحكم السلبية والتحكم أحادي الخلية في وقت واحد.

2. إعداد حبات التعويض والتحكم في بقعة واحدة

  1. التسمية V500-anti-CD45 أحادية اللون ، APC-H7-anti-CD3 أحادية اللون ، FITC-anti-CD4 أحادية اللون ، R718-anti-CD8 أحادية اللون ، BV605-anti-CD27 أحادية اللون ، APC-anti-CD45RA أحادية اللون ، PE-anti-CD25 أحادية اللون ، BV421-anti-CD127 أحادية اللون ، BB700-anti-CD19 أحادية اللون ، وأنابيب PE-CY7-anti-IgD أحادية اللون.
  2. أضف 100 ميكرولتر من 1x محلول ملحي مخزن بالفوسفات (DPBS) من Dulbecco يحتوي على 1٪ مصل بقري جنيني (FBS) إلى أنبوب اختبار البوليسترين المستدير القاع سعة 5 مل.
  3. أضف 50 ميكرولتر من الخرز السالب و 50 ميكرولتر من حبيبات Ig المضادة للفأر ، κ إلى كل أنبوب ودوامة.
  4. أضف 2 ميكرولتر من كل جسم مضاد مسمى (CD45 ، CD3 ، CD4 ، CD8 ، CD25 ، CD127 ، CD45RA ، CD27 ، CD19 ، IgD) إلى أنبوب مصبوغ واحد. يحوم المزيج برفق ويحتضنه لمدة 15 دقيقة في الظلام في درجة حرارة الغرفة (20 درجة مئوية إلى 25 درجة مئوية).
  5. أعد تعليق الخرزات في 2 مل من 1x PBS ، وأجهزة الطرد المركزي عند 300 × جم لمدة 5 دقائق ، وصب المادة الطافية.
  6. أعد تعليق الخرزات في 0.5 مل من 1x PBS واخلطها جيدا. يحفظ في درجة حرارة 2 إلى 8 درجات مئوية.

3. استخدام أسماء تكوين متطابقة على أجهزة قياس الخلايا المختلفة في مختبرين

  1. قم بإنشاء تكوين جديد في برنامج مقياس الخلايا A. انقر فوق الزر Cytometer واختر عرض التكوينات لعرض نافذة التكوين.
  2. في قائمة التكوين، انقر بزر الماوس الأيمن فوق مجلد التكوينات الأساسي، واختر مجلد جديد، وأعد تسميته.
  3. انقر بزر الماوس الأيمن فوق التكوين الأساسي واختر نسخ.
  4. انقر بزر الماوس الأيمن فوق المجلد الجديد والصق التكوين الأساسي لإنشاء تكوين جديد. إعادة تسمية التكوين الجديد "نقل الطريقة الموحدة".
  5. اسحب اسم المعلمة، مثل FITC، من قائمة المعلمات إلى الكاشف المناسب (530/30).
  6. قم بتحرير معلمات إضافية (PE و BB700 و PE-CY7 و APC و R718 و APC-H7 و BV421 و V500 و BV605) إلى التكوين الجديد.
  7. اتبع هذه الطريقة لإنشاء تكوين جديد على نموذج مقياس تدفق خلوي مختلف باستخدام نفس الاسم "نقل الطريقة الموحدة". تأكد من أن التكوين يتضمن نفس المعلمات لكل كاشف.
    ملاحظة: لتحديد قالب التجربة بنجاح على نموذجي مقياس التدفق الخلوي المختلفين، تأكد من تناسق الاسم.
  8. تحت تكوينات مقياس الخلايا ، استخدم خرز إعداد مقياس الخلايا وتتبعه (CST) لتحديد خط الأساس لمقياس الخلايا وتتبع أداء مقياس الخلايا. انقر فوق الزر Cytometer واختر CST لعرض إعداد مقياس الخلايا ومساحة عمل التتبع.
  9. أضف ثلاث قطرات (150 ميكرولتر) من حبات الإعداد إلى 0.5 مل من 1x PBS في أنبوب اختبار البوليسترين المستدير القاع سعة 5 مل. ضع أنبوب الخرز على مقياس الخلايا.
  10. في نافذة التحكم في الإعداد ، اختر تعريف الأساس، وانقر فوق تشغيل.

4. توحيد التجربة باستخدام مقياس الخلايا A في مختبر النقل

  1. قم بإجراء فحص أداء باستخدام إعداد مقياس الخلايا وتتبع الخرز للتحقق من أن مقياس الخلايا يعمل بشكل جيد.
  2. في نافذة مستعرض البرامج، انقر بزر الماوس الأيمن فوق إعدادات مقياس الخلايا واختر إعدادات التطبيق لإنشاء ورقة عمل.
  3. باستخدام عينة غير ملوثة ، اضبط جهد أنبوب المضاعف الضوئي (PMT) ل FSC و SSC وجميع معلمات التألق. FSC: 260 ؛ SSC: 460 ؛ FITC: 490 ؛ PE: 575 ؛ BB700: 620 ؛ PE-CY7: 640 ؛ APC: 600 ؛ R718: 620 ؛ APC-H7: 620 ؛ BV421: 466 ؛ V500: 420 ؛ و BV605: 505.
  4. انقر بزر الماوس الأيمن فوق إعدادات مقياس الخلايا التجريبي واختر إعدادات التطبيق لحفظه.
  5. انقر على زر التجربة واختر قائمة إعداد التعويض . ثم اختر إنشاء عناصر تحكم في التعويض لإضافة عناصر التحكم في التعويض تلقائيا.
  6. تسجيل البيانات لجميع حبات التحكم في التعويض.
  7. انقر على التجربة واختر إعداد التعويض. ثم احسب التعويض تلقائيا.
  8. تسجيل البيانات لعناصر التحكم أحادية اللون للخلية.
  9. استخدم CD45RA APC لتعديل قيمة التعويض من R718 إلى 15٪ APC. استخدم CD19 BB700 لتعديل قيمة تعويض APC-H7 إلى 14٪ BB700. استخدم CD8 R718 لتعديل قيمة تعويض APC-H7 إلى 60٪ R718.
  10. سجل البيانات لخرز CST.
  11. قم بإنشاء ورقة عمل عمومية لقالب القيمة الهدف للخرز اللامع CST.
  12. باستخدام مخطط FSC / SSC ، ارسم بوابة المضلع للخرز اللامع CST. احصل على مخططات الرسم البياني ل 10 قنوات مضان للخرز اللامع CST: FITC و PE و BB700 و PE-Cy7 و APC و R718 و APC-H7 و BV421 و V500 و BV605. إنشاء بوابات الفاصل الزمني في مخططات الرسم البياني. قم بإنشاء طريقة عرض الإحصائيات من خلال إظهار وسيط بوابات الفاصل الزمني.
  13. تشغيل العينات على مقياس التدفق الخلوي ؛ جمع ما مجموعه 25000 الخلايا الليمفاوية.
  14. إنشاء ورقة عمل عمومية لقالب التحليل للعينات.
  15. استخدم نموذج استراتيجية البوابة التالية:
    1. باستخدام مخطط نقطي CD45 / منطقة التشتت الجانبية (SSC-A) ، ارسم بوابة المضلع لتحديد مجموعة الخلايا الليمفاوية السليمة مع استبعاد الحطام.
    2. باستخدام مخطط نقطي CD3 / CD19 ، ارسم بوابة مستطيلة لتحديد خلايا CD3 + T وخلايا CD19 + B.
    3. باستخدام مخطط نقطي CD4 / CD8 ، ارسم بوابة رباعية لتحديد خلايا CD4 + أو CD8 + T (خلايا ذات مضان عالي لهذه العلامات ، على التوالي).
    4. باستخدام مخطط نقطي CD45RA/CD27، ارسم بوابة رباعية لتقسيم خلايا CD8+ أو CD4+ T إلى خلايا ساذجة (CD27+CD45RA+) وTCM (CD27+ CD45RA-) وT EM (CD27-CD45RA-) وTEMRA (CD27-CD45RA+).
    5. باستخدام مخطط نقطي CD25 / CD127 ، ارسم بوابة رباعية لتقسيم خلايا CD4 + T إلى خلايا Treg (CD4 + CD25 + + CD127 منخفضة).
    6. باستخدام مخطط نقطي CD27 / IgD ، ارسم بوابة رباعية لتقسيم خلايا CD19 + B إلى خلايا B ساذجة (CD27-IgD +) وخلايا ذاكرة B (CD27 + IgD-).
  16. احفظ القالب التجريبي على مقياس الخلايا A.
  17. استخدم القرص المضغوط لتصدير القالب التجريبي.

5. نقل القالب التجريبي إلى مقياس الخلايا B في مختبر طريقة الاختبار

ملاحظة: يتضمن القالب التجريبي إعدادات الجهاز وقالب التحليل وقالب القيمة المستهدفة لمتوسط شدة التألق (MFI).

  1. قم بإجراء فحص الأداء باستخدام حبات CST للتحقق من أن مقياس الخلايا يعمل بشكل جيد.
  2. استيراد القالب التجريبي وإنشاء تجربة لمقياس الخلايا B باستخدام القالب.
  3. استخدم نفس الكمية من حبات CST لضبط جهد معلمة الفلورسنت لكل قناة مضان لتتناسب مع أداة MFI السابقة.
    ملاحظة: تختلف قيم MFI في حدود ±5٪ (يظهر في الجدول 2 MFI للخرز اللامع قبل وبعد النقل).
  4. اضبط الجهد ل FSC باستخدام العينة غير الملوثة ، إذا لزم الأمر.
  5. انقر بزر الماوس الأيمن فوق إعدادات مقياس الخلايا التجريبي واختر إعدادات التطبيق لحفظ إعدادات التطبيق .
  6. استخدم CD45RA APC لتعديل قيمة التعويض من R718 إلى 15٪ APC. استخدم CD19 BB700 لتعديل قيمة تعويض APC-H7 إلى 24٪ BB700. استخدم CD8 R718 لتعديل قيمة تعويض APC-H7 إلى 60٪ R718.
  7. تشغيل العينات على مقياس التدفق الخلوي ؛ جمع ما مجموعه 25000 الخلايا الليمفاوية.

6. الاتساق بين النتائج التجريبية التي تم الحصول عليها على اثنين من أجهزة القياس الخلوي

  1. تقييم الاختلافات في المجموعات الفرعية للخلايا الليمفاوية بين الأدوات باستخدام ANOVA أحادي الاتجاه (p < 0.05).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يوضح الشكل 1 ورقة عمل عالمية لقالب القيمة المستهدفة للخرز اللامع CST. باستخدام مخطط FSC / SSC ، يتم رسم بوابة مضلعة لتحديد حبات CST الساطعة. تم الحصول على مخططات الرسم البياني ل 10 قنوات مضان للخرز اللامع CST: FITC و PE و BB700 و PE-Cy7 و APC و R718 و APC-H7 و BV421 و V500 و BV605. يتم عرض القيمة المستهدفة لكل معلمة من خلال إظهار الوسيط داخل بوابات الرسم البياني في الجدول 2. يتم عرض لقطات الشاشة للقوالب وإعدادات المعلمات في برنامج مقياس الخلايا A ومقياس الخلايا B في ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن أن يساعد التنميط المناعي للمجموعات الفرعية من الخلايا الليمفاوية في الدم المحيطي في فهم التغيرات في المناعة التكيفية بوساطة الخلايا بعد التطعيم لدى الأطفال. في التطبيقات السريرية ، تحدث حالات غير متوقعة ، مثل الفشل في اكتشاف العينات في الوقت المناسب أو استبدال مقياس التدفق الخلوي ؛ لذلك ، هناك حاجة إلى طرق موحدة سريعة تسهل عمليات النقل بين أجهزة قياس التدفق الخلوي في المختبرات المختلفة9،10،11. هنا ، نصف طريقة موحدة سريعة لض...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم RW من قبل مؤسسة بكين للعلوم الطبيعية ، الصين (رقم 7222059) ، والمؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (رقم 82002130) ، وتم دعم XZ من قبل صندوق CAMS للابتكار للعلوم الطبية (رقم 2019-I2M-5-026).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
BD CompBeads المضادة للفأر Ig ، & kappa ؛ / مجموعة جزيئات تعويض التحكم السلبيBDتعويض 552843 BD
FACSCantoBDFACSالقياسالخلوي لتدفق التدفق A في مختبر النقل
BD FACSDiva CS & T Research BeadsBD655051تحديد خط الأساس لمقياس التدفق الخلوي وتتبع أداء مقياس الخلوي
BD Horizon BV421 Mouse Anti-Human CD127BD562436الأجسام المضادة الفلورية   ؛
BD Horizon BV605 ماوس مضاد للإنسان CD27BD562656الأجسام المضادة الفلورية  
BD Horizon V500 ماوس مضاد للإنسان CD45BD560777الأجسام المضادة الفلورية  
BD LSRFortessaBDLSRFortessaتدفق القياس الخلوي B في مختبر طريقة الاختبار
BD OptiBuild BB700 Mouse Anti-Human CD19BD745907الأجسام المضادة الفلورية  
BD OptiBuild R718 ماوس مضاد للإنسان CD8BD751953الأجسام المضادة الفلورية 
BD Pharmingen APC Mouse Anti-Human CD45RABD550855الأجسام المضادة الفلورية  
BD Pharmingen APC-H7 ماوس مضاد للإنسان CD3BD560176أجسام مضادة للفلورسنت  
BD Pharmingen FITC ماوس مضاد للإنسان CD4BD566320جسم مضاد فلورسنت  
BD Pharmingen PE Mouse Anti-Human CD25BD555432الأجسام المضادة الفلورية  
BD Pharmingen PE-Cy7 Mouse Anti-Human IgDBD561314الأجسام المضادة الفلورية  
Brilliant Staining Buffer PlusBD566385Staining Buffer
الطرد المركزيEppendorf5810أنبوب الطرد المركزي للخلايا
BD FalconBD-3520971515 مل أنبوب الطرد المركزي
CS& حبات T IVDBD662414الخرز القياسي لإعداد إعدادات مقياس الخلوي في مقياس التدفق الخلوي المختلف
محلول التحلل 10xمركز BD349202تحلل خلايا الدم الحمراء
محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS)Gibco10010-023PBS
أنبوب اختبار دائريالقاع BD Falcon352235مل أنبوب اختبار
5

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cabanski, M., et al. Flow cytometric method transfer: Recommendations for best practice. Cytometry Part B. Clinical Cytometry. 100 (1), 52-62 (2021).
  2. Le Lann, L., et al. Standardization procedure for flow cytometry data harmonization in prospective multicenter studies. Scientific Reports. 10 (1), 11567(2020).
  3. Linskens, E., et al. Improved standardization of flow cytometry diagnostic screening of primary immunodeficiency by software-based automated gating. Frontiers in Immunology. 11, 584646(2020).
  4. Glier, H., et al. Standardization of 8-color flow cytometry across different flow cytometer instruments: A feasibility study in clinical laboratories in Switzerland. Journal of Immunological Methods. 475, 112348(2019).
  5. Wang, R., et al. The epidemiology and disease burden of children hospitalized for viral infections within the family Flaviviridae in China: A national cross-sectional study. PLOS Neglected Tropical Diseases. 16 (7), e0010562(2022).
  6. Ding, Y., et al. Reference values for peripheral blood lymphocyte subsets of healthy children in China. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 142 (3), 970-973 (2018).
  7. Zhang, L., et al. Detection of polyfunctional T cells in children vaccinated with Japanese encephalitis vaccine via the flow cytometry technique. Journal of Visualized Experiments. (187), e64671(2022).
  8. Yu, N., et al. CD4(+) CD25 (+) CD127 (low/-) T cells: a more specific Treg population in human peripheral blood. Inflammation. 35 (6), 1773-1180 (2012).
  9. Kalina, T. Reproducibility of flow cytometry through standardization: opportunities and challenges. Cytometry Part A. 97 (2), 137-147 (2020).
  10. Sommer, U., et al. Implementation of highly sophisticated flow cytometry assays in multicenter clinical studies: considerations and guidance. Bioanalysis. 7 (10), 1299-1311 (2015).
  11. Glier, H., et al. Comments on EuroFlow standard operating procedures for instrument setup and compensation for BD FACS Canto II, Navios and BD FACS Lyric instruments. Journal of Immunological Methods. 475, 112680(2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Flow CytometryLymphocyte DetectionInstrument StandardizationFluorescence IntensityCompensation ControlsCST BeadsAnalysis TemplateMulticenter StudyImmune Function

مقالات ذات صلة