يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

استكشاف حلول التروية البديلة باستخدام الجيل التالي من ناقلات الأكسجين المبلمرة القائمة على الهيموجلوبين في نموذج لنضح الرئة خارج الجسم الحي للفئران

1.6K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/66702

⸱

يونيو 14, 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1COPPER Laboratory, Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 2Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, The Ohio State University Wexner Medical Center, 3William G. Lowrie Department of Chemical and Biomolecular Engineering, College of Engineering, The Ohio State University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

هنا ، نصف تطبيق حامل أكسجين قائم على الهيموجلوبين البشري المبلمر (PolyhHb) باعتباره معطلا والبروتوكول الذي يمكن من خلاله اختبار محلول التروية هذا في نموذج نضح الرئة خارج الجسم الحي للفئران.

الملخص

يعوق زرع الرئة عدم وجود متبرعين مناسبين. في السابق ، تم تجاهل المانحين الذين كان يعتقد أنهم هامشيون أو غير كافيين. ومع ذلك ، فإن التكنولوجيا الجديدة والمثيرة ، مثل التروية الرئوية خارج الجسم الحي (EVLP) ، تقدم لمقدمي خدمات زراعة الرئة تقييما موسعا للطعم الخيفي للمتبرعين الهامشيين. أدت منصة التقييم الديناميكية هذه إلى زيادة في زراعة الرئة وسمحت لمقدمي الخدمات باستخدام المتبرعين الذين تم تجاهلهم سابقا ، وبالتالي توسيع مجموعة المتبرعين. تستخدم تقنيات التروية الحالية المعطرات الخلوية أو اللاخلوية ، وكلاهما له مزايا وعيوب مميزة. تكوين التروية أمر بالغ الأهمية للحفاظ على بيئة الاستتباب ، وتوفير الدعم الأيضي الكافي ، وتقليل الالتهاب والموت الخلوي ، وتحسين وظائف الأعضاء في نهاية المطاف. يجب أن تحتوي محاليل التروية على تركيز بروتين كاف للحفاظ على ضغط الأورام المناسب. ومع ذلك ، غالبا ما تؤدي محاليل التروية الحالية إلى تسرب السوائل من خلال البطانة الرئوية ، مما يؤدي إلى وذمة رئوية غير مقصودة وتلف. وبالتالي ، من الضروري تطوير حلول نضح جديدة تمنع الضرر المفرط مع الحفاظ على التوازن الخلوي المناسب. هنا ، نصف تطبيق حامل الأكسجين القائم على الهيموغلوبين البشري المبلمر (PolyhHb) باعتباره perfusate والبروتوكول الذي يمكن من خلاله اختبار محلول التروية هذا في نموذج EVLP للفئران. الهدف من هذه الدراسة هو تزويد مجتمع زراعة الرئة بالمعلومات الأساسية في تصميم وتطوير حلول نضح جديدة ، بالإضافة إلى البروتوكولات المناسبة لاختبارها في نماذج زرع متعدية ذات صلة سريريا.

المقدمة

مثل أي مجال في زراعة الأعضاء الصلبة ، تعاني زراعة الرئة من نقص في الأعضاء المانحة. من أجل زيادة مجموعة المتبرعين ، تم تكريس بحث كبير للتحقيق في إمكانات الطعم الخيفي الذي كان يعتقد في السابق أنه غير مناسب للزرع ، أي المتبرعين بالمعايير الموسعة (ECD). يمكن اعتبار هذه الطعم الخيفي لتنمية الطفولة المبكرة لمجموعة من الأسباب ، بما في ذلك الجودة المشكوك فيها ، وضعف الوظيفة ، والعدوى ، والصدمات ، وأوقات نقص تروية الدفء أو البرودة المطولة ، والتقدم في سن 1,2. في بعض الحالات ، حيث تكون هذه الرئتين مناسبة للزرع الفوري3 ، غالبا ما يكون من المفيد لمقدمي الخدمات والمتلقين على حد سواء تقييم هذه الرئتين لفترة إضافية لتحديد مدى ملاءمتها للزرع. نضح الرئة خارج الجسم الحي (EVLP) هو تقنية تسمح بإجراء تقييم موسع للطعم الخيفي الرئوي المحتمل في دائرة مغلقة خارج المتبرع2،4،5،6،7 ، مما يمنح مقدم الزرع القدرة على تحديد مدى ملاءمة الزرع. أظهر EVLP القدرة على تقييم الأعضاء المانحة بشكل كاف8،9،10،11 ، وتقليل آثار إصابة نقص تروية الدم (IRI) 12،13 وزيادة مجموعة المتبرعين14،15 مما يجعل زراعة الرئة علاجا أكثر سهولة للجميع.

بشكل عام ، نظام EVLP هو نظام مغلق مع دائرة تهوية (يتم تحقيقه عن طريق توصيل جهاز التنفس الصناعي بالقصبة الهوائية لإدخال الهواء في النظام) ودائرة الأوعية الدموية (يتم تحقيقه عن طريق توصيل الأذين الأيسر (LA) بالشريان الرئوي (PA) مع الأنابيب)7. تحتوي الدائرة الوعائية على مادة بيروزوت تمر عبر الأنبوب لإعطاء الرئة العناصر الغذائية الحيوية والأكسجين مع الحد من الوقت الإقفاري البارد (CIT)5،8،16،17. هذا الحل إما قائم على الدم (أي عن طريق إضافة خلايا الدم الحمراء المعبأة (PRBCs))16,17 أو قائم على الخلايا (أي بدون PRBCs)4,5. ومع ذلك ، هناك العديد من العيوب الملحوظة لاستخدام PRBCs. في حالة استخدام PRBCs من المتبرعين الذين ماتوا من الصدمات أو المتبرعين المتوفين دماغيا (BDD) ، غالبا ما تحتوي هذه السوائل على كميات كبيرة من السيتوكينات الالتهابية ، والتي قد تزيد من تلف الخلايا أثناء EVLP بالإضافة إلى زيادة مستويات الهيموجلوبين الخالي من الخلايا (Hb) والهيم والحديد وشظايا الخلايا التي تسبب أضرارا إضافية للخلايا18,19. علاوة على ذلك ، نظرا لأن هؤلاء المتبرعين غالبا ما يكونون متعددي الأعضاء ، فإن جمع PRBCs قبل الشراء يمكن أن يؤدي إلى انخفاض حجم الدم في المتبرع وبالتالي زيادة نقص التروية لجميع الأعضاء. في حالة استخدام PRBCs من مصدر آخر ، قد يواجه مقدمو الخدمة نقصا في الدم لأن هذه مادة نادرة في حد ذاتها 20,21. أخيرا ، تكون PRBCs عرضة للتحلل الميكانيكي على دائرة EVLP بغض النظر عن مصدرها ، مما يؤدي إلى إطلاق Hb والمكونات الأخرى التي تساهم في تلف الخلايا.

وبالتالي ، لأسباب عديدة ، قد يكون من المفيد استخدام بديل لخلايا الدم الحمراء الاصطناعية ، أي ناقلات الأكسجين القائمة على الهيموغلوبين (HBOCs) ، كمكمل بيروسات. أحد HBOC الواعد بشكل خاص هو الهيموغلوبين البشري المبلمر (PolyhHb). يتم تصنيع PolyhHb من Hb المنقى من PRBCs منتهية الصلاحية والتي اعتبرت غير مناسبة لنقل الدمالفوري 22. لقد ثبت أنها بدائل دم قابلة للحياة في الصدمة النزفية23 والزرع24 ويمكن إنتاجها بكميات كبيرة22. ومع ذلك ، فإن اعتماد PolyhHb على نطاق واسع لم ينجح بسبب المضاعفات غير المتوقعة مثل تضيق الأوعية ، وزيادة ضغط الدم ، والسكتة القلبية23,25. من المحتمل أن تكون الأسباب الكامنة وراء هذه النتائج بسبب وجود Hb الخالي من الخلايا أو بوليمرات Hb منخفضة الوزن الجزيئي (< 500 كيلو دالتون) في محلول PolyhHb ، حيث أن لديهم ميلا إلى التسرب في مساحة الأنسجة ، مما أدى إلى انخفاض توافر أكسيد النيتريك ، وتضيق الأوعية اللاحقة ، وارتفاع ضغط الدم الجهازي ، وإصابة الأنسجة المؤكسدة في نهاية المطاف26,27. لتحسين هذه المشكلات ، عمل مختبر بالمر على تطوير الجيل التالي من PolyhHb الذي يحتوي على الحد الأدنى من أنواع MW المنخفضة و Hb الخالية من الخلايا ، والتي أظهرت خصائص فيزيائية حيوية محسنة واستجابات في الجسم الحي 22،28،29،30. أظهرت العديد من دراسات نقل الدم في أنه إذا تم التخلص من بوليمرات Hb منخفضة الوزن الجزيئي من HBOC ، يمكن تخفيف تضيق الأوعية وارتفاع ضغط الدم الجهازي والضرر التأكسدي28،29،31،32،33،34،35. لذلك ، جعل هذا الجيل القادم من PolyhHb مرشحا واعدا.

هنا ، نصف تطبيق الجيل التالي من PolyhHb لاستخدامه في perfusate والبروتوكول الذي يمكن من خلاله اختبار محلول التروية هذا في نموذج EVLP للفئران. الهدف من هذه الدراسة هو تزويد مجتمع زراعة الرئة بالمعلومات الأساسية في تصميم وتطوير حلول نضح جديدة ، بالإضافة إلى توفير بروتوكولات لاختبارها في نماذج زرع متعدية ذات صلة سريريا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم الحصول على فئران Sprague-Dawley (300 غرام من وزن الجسم) تجاريا وإيوائها في ظل ظروف خالية من مسببات الأمراض في مرفق التابع لمركز ويكسنر الطبي بجامعة ولاية أوهايو. تم تنفيذ جميع الإجراءات بشكل إنساني وفقا للمعاهد الوطنية للصحة ودليل المجلس القومي للبحوث للرعاية الإنسانية واستخدام المختبر وبموافقة لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة ولاية أوهايو (بروتوكول IACUC 2023A00000071).

1. توليف وتنقية PolyhHb

ملاحظة: تم نشر إنتاج وتوليف مادة PolyhHb التي تم استخدامها في تجارب EVLP التالية في البداية بواسطة Cuddington et al. في 202022. يرجى الرجوع إلى هذا العمل للحصول على مخططات متعمقة وتحليل لتوليف PolyhHb. فيما يلي ملخص لتوليف وتنقية PolyhHb على نطاق تجريبي وإعداده اللاحق باعتباره perfusate.

  1. غسل كرات الدم الحمراء ، والتحلل ، وتنقية الهيموغلوبين
    1. شراء 18 وحدة من كرات الدم البيضاء البشرية منتهية الصلاحية وصبها في وعاء ترشيح سعة 20 لترا ، مخففا بنسبة 0.9٪ بالوزن إلى الهيماتوكريت النهائي بنسبة 22٪ (الشكل 1B ، C).
    2. قم بإجراء ستة تبادلات حجم النظام (diacycles) على وحدة ترشيح التدفق العرضي (TFF) المعدلة من البولي إيثيلين سلفون (mPES) 0.65 ميكرومتر مع محلول ملحي بنسبة 0.9٪ بالوزن على محلول كرات الدم الحمراء. ملاحظة: الغرض من خطوة الغسيل هذه هو إزالة كرات الدم الحمراء التالفة وشظايا الغشاء والمواد الأخرى خارج الخلية قبل انحلال الدم (الشكل 1B ، C).
    3. تحلل محلول كرات الدم الحمراء مع 10 لتر من المخزن المؤقت للفوسفات (PB ، 3.75 mM ، درجة الحموضة 7.4) لمدة 1 ساعة عند 4 درجات مئوية مع التحريك المستمر.
    4. قم بإزالة شظايا الغشاء المحللة والركام الآخر عن طريق ترشيح المحلول على وحدة TFF 500 كيلو دالتون وجمع النفاذية في وعاء مفاعل الدفعات 30 لترا (الشكل 1A-C).
    5. بمجرد وجود 480 جم من Hb في المفاعل ، أضف شحنة ملح لتحويل PB إلى محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS).
    6. أعد تدوير الهيموغلوبين من خلال موصل غاز يتم تغذيته بالنيتروجين ، بالإضافة إلى الحفاظ على مساحة رأس النيتروجين في المفاعل ، لإزالة الأكسجين من البروتين طوال الليل. تبرد إلى 14 درجة مئوية للحد من تكوين الميثيموغلوبين (metHb).
  2. بلمرة الهيموغلوبين
    1. سخن محلول الهيموغلوبين إلى درجة حرارة فسيولوجية (37 درجة مئوية) أثناء إعادة تدوير المحلول على حلقة قواطع الغاز.
      ملاحظة: الهدف هو إزالة الأكسجين من البروتين إلى pO2 بين 0-10 مم زئبق لضمان أن معظم الهيموغلوبين في الحالة الرباعية المتوترة (الشكل 1 أ).
    2. أضف 1 غرام من ثنائي ثيونايت الصوديوم ، حسب الحاجة ، لضمان إزالة الأكسجين بشكل فعال.
    3. مع الحفاظ على حلقة إعادة التدوير وإزالة الغاز من محلول Hb ، أضف نسبة مولية 30: 1 من الجلوتارالدهيد (GA) إلى Hb المخفف في 3 لتر من PBS غير المؤكسج (الرقم الهيدروجيني 7.4).
    4. أضف المحلول إلى وعاء المفاعل على مدى 3 ساعات مع ساعة إضافية من وقت التفاعل.
    5. إخماد تفاعل التشابك بنسبة 7: 1 مولية من سيانوبوروهيدريد الصوديوم إلى GA ، مخففة في 3 لتر PBS (درجة الحموضة 7.4). أضفه إلى المفاعل لأكثر من 10 دقائق.
    6. مفاعل التبريد عند 14 درجة مئوية بين عشية وضحاها.
  3. تنقية بوليهب
    1. قم بضخ محتويات المفاعل في وعاء ترشيح سعة 10 لتر وابدأ الدوران من خلال وحدة TFF من البولي إيثيلين سلفون (PES) 0.2 ميكرومتر (المرحلة 1). ستزيل هذه الخطوة الركام الكبير والملوثات غير المرغوب فيها.
    2. قم بتغذية النفاذية في وعاء ترشيح ثانوي سعة 10 لترات يقوم بتدوير أكثر من وحدة TFF بولي سلفون (PS) 500 كيلو دالتون (المرحلة 2) بمجرد امتلائها. استمر حتى يتم إفراغ المفاعل (الشكل 1B ، D).
    3. بمجرد إفراغ المفاعل في دائرة التنقية ، ابدأ تبادل السواغ في المرحلة 1 بمحلول رينغر المعدل (الرقم الهيدروجيني 7.4). بعد كل تبادل كامل الحجم ، قم بقياس تركيز البروتين في نفاذ المرحلة 1 باستخدام التحليل الطيفي المرئي للأشعة فوق البنفسجية.
    4. عندما يكون تركيز المرحلة 1 أقل من 1 ملغ Hb / mL ، انقل محلول Ringer المعدل إلى المرحلة 2. أي تأخير في المرحلة 1 هو مضيعة ويجب التخلص منه بشكل مناسب. في المجموع ، تأكد من إجراء 12 عملية تبادل كاملة الحجم لحل Ringer المعدل عبر كلتا المرحلتين.
    5. بعد الانتهاء من الدورات ، ركز محتويات المرحلة 2 على 10 جم / ديسيلتر على الأقل على وحدة TFF 500 كيلو دالتون.
    6. قم بتعبئة المحلول المركز في أنابيب مخروطية سعة 50 مل واحفظه في درجة حرارة -80 درجة مئوية حتى الاستخدام.

2. صياغة البيروسات

  1. تحضير perfusate إلى حجم نهائي من 165 مل. خفف PolyhHb إلى تركيز نهائي قدره 3.7 جم / ديسيلتر باستخدام وسيط ويليام E.
  2. أضف ألبومين المصل البشري (HSA) إلى تركيز نهائي بنسبة 3٪ HSA بالوزن. أضف 1 مل من الهيبارين إلى المحلول النهائي.

3. إعداد دائرة نضح الرئة خارج الجسم الحي

  1. ضع PolyhHb perfusate في خزان دائرة EVLP وقم بتشغيل حمام الماء الدافئ إلى 37 درجة مئوية. تأكد من دوران البيرفوسات داخل الدائرة عن طريق تشغيل المضخات الدوارة.
  2. قم بتوصيل غاز إزالة الأكسجين (أي 6٪ O2 ، 8٪ CO2 ، 84٪ N2) بجهاز أكسجين الألياف المجوف لإزالة الأكسجين من البيروسات. يتم ذلك لتقييم قدرة الرئة على أكسجة البيرفوسات.
  3. افتح برنامج الحصول على البيانات على جهاز كمبيوتر قريب. تأكد من توصيل ضغط الشريان الرئوي والضغط التفاضلي للقصبة الهوائية والضغط التفاضلي لتدفق الجهاز التنفسي ووزن الرئة ومحولات سرعة المضخة بكل من الدائرة وصندوق محول البيانات.
  4. تأكد من عدم وجود تسرب في جميع أنحاء النظام من خلال فحص جميع وصلات الأنبوب بعناية وأن الماء الدافئ يدور في جميع الأنحاء (الشكل 2). اضغط على تشغيل في برنامج الحصول على البيانات للتأكد من أن جميع محولات الضغط تعمل. بمجرد أن يعمل النظام بشكل صحيح ، قم بإيقاف تشغيل المضخات الدوارة.

4. شراء كتلة رئة الفئران المانحة

  1. قم بإعداد الطاولة الجراحية وتخطيط الأدوات (الشكل 3). الأوتوكلاف جميع الأدوات على حرارة 121 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
  2. تحضير 1200 وحدة / كجم من الهيبارين ، خليط الكيتامين / الزيلازين للتخدير (60 مجم / كجم من الكيتامين و 5 مجم / كجم) ، بالإضافة إلى خيوط حرير بطول 5-10 سم (3-0 أو 4-0).
  3. حقن الكيتامين / محلول زيلازين داخل الصفاق في الفئران. انتظر 5-10 دقائق حتى تتطور طائرة التخدير. لضمان مستوى مناسب من التخدير ، قرصة إصبع القدم الفئران لإثارة رد فعل. إذا لم يكن هناك رد فعل ، فقد تم استيفاء المستوى المناسب من التخدير.
  4. حلق بطن الفئران ووضع الفئران في وضع ضعيف على اللوحة الجراحية. تنظيف البطن مع البوفيدون اليود و 70 ٪ من الإيثانول. ضع مرهم العيون تحت عيون الفئران لمنع الجفاف.
  5. انقل الجرذ إلى اللوحة الجراحية وقم بتثبيت الجرذ في مكانه (الشكل 4 أ). قم بتشغيل برنامج الحصول على البيانات وابدأ التسجيل. قم بتشغيل جهاز التنفس الصناعي عند 4 مل / كجم وتأكد من أن ضغط الزفير الإيجابي (PEEP) حوالي 2 سم / ساعة2درجة مئوية.
    ملاحظة: هذه الإعدادات الأولية خاصة بالتجربة. الأمر متروك لجميع الباحثين لتحديد أفضل استراتيجيات التهوية للتجارب الفردية.
  6. بمجرد استيفاء عمق التخدير المناسب ، قم بإجراء بضع البطن في خط الوسط من عملية الخنجري إلى ارتفاق العانة باستخدام مقص. بعد ذلك ، قم بإجراء دوران حشوي وسطي جانبي وتصور الوريد الأجوف السفلي تحت الكبدي باستخدام أداة حادة (IVC)36،37،38 (الشكل 4B). حقن الهيبارين في IVC بإبرة 20G (الشكل 4C).
  7. لفت الانتباه إلى الرقبة وقطع الجلد من الشق القصي إلى أسفل زاوية الفك السفلي بزوج من المقص. بعد ذلك ، ابدأ في تشريح القصبة الهوائية (الشكل 5 أ).
  8. في الرقبة ، قم بتشريح عضلات الشريط اللازمة بصراحة لفضح القصبة الهوائية (الشكل 5 ب). قم بعمل شق عرضي بمقص على القصبة الهوائية الأمامية بين الحلقات الغضروفية الكبيرة بما يكفي لأنبوب القصبة الهوائية (ET) (عدة ملليمترات) ، لكن لا تقطع الجزء الخلفي من القصبة الهوائية. ضع خيطا حريريا 5-0 حول القصبة الهوائية (الشكل 5 ج).
  9. أدخل الأنبوب الرغامي وثبته في مكانه باستخدام خياطة الحرير 5-0 المذكورة أعلاه (الشكل 5 د). قم بتوصيل أنبوب ET بجهاز التنفس الصناعي وتأكد من ارتفاع الصدر بشكل صحيح.
  10. إجراء بضع القص المتوسط وأدخل التجويف الصدري مرة أخرى باستخدام المقص. ضع مبعدات جدار الصدر لكشف القلب والرئتين (الشكل 6 أ). تجنب أي تلاعب غير مقصود بالرئتين ، لأنها قابلة للتفتيت بشكل لا يصدق.
  11. قم بإزالة الغدة الصعترية من المنصف الأمامي عن طريق مزيج من الحاد (المقص) والتشريح الحاد. احرص على عدم إتلاف الأوعية أو الرئتين الكبيرتين.
  12. تحديد الشريان الرئوي (PA; الشكل 6 ب) ووضع خيط حرير 5-0 حوله للتحضير للقنية (الشكل 6 ج). بسبب التشريح المجهري لأوعية الفئران الكبيرة ، غالبا ما يكون من الأسهل وضع الخيط حول السلطة الفلسطينية والشريان الأورطي في نفس الوقت.
  13. قم بعمل شق 2-3 مم في مسار تدفق البطين الأيمن (RVOT) باستخدام مقص (الشكل 6D-E) لوضع القنية الشريانية داخل السلطة الفلسطينية وتثبيتها في مكانها باستخدام خياطة 5-0 الموصوفة قبل خطوة (الشكل 6F).
  14. قم بعمل شق 5 مم في البطين الأيسر (LV) وكذلك IVC تحت الكبد باستخدام مقص للقتل الرحيم للفئران. قم بتوصيل سائل الحفاظ على الرئة بسرعة بالقنية الشريانية لتدفق الرئتين بالجاذبية بحوالي 20 مل (الشكل 7A-B). تأكد من إزالة تهوية سائل الحفاظ على الرئة قبل توصيله بالقنية الشريانية لأن الصمات الهوائية ضارة جدا بالرئتين.
  15. قم بتوصيل القنية الشريانية بدائرة EVLP. قم بتشغيل المضخة الدوارة واترك كمية صغيرة من البيرفوسات تتدفق عبر الرئة وتخرج من البطين الأيسر إلى التجويف الصدري. بمجرد أن يبدأ البيروسات في التدفق من الأذين الأيسر ، قم بإيقاف تشغيل المضخة الدوارة (الشكل 7C). مع السماح للبيرفوسات بالتدفق ، تأكد من عدم ارتفاع ضغط PA - مما يشير إلى انسداد أو وضع غير صحيح.
  16. ضع ملقط صغير في الجهد المنخفض وقم بتمديد حلقة الصمام التاجي برفق ، مما سيسمح بإدخال قنية الأذين الأيسر (LA) (الشكل 8A). ضع ربطة عنق حريرية 5-0 حول القلب واربطها بشكل فضفاض (الشكل 8 ب).
  17. أدخل قنية LA في LV وقم بدفع قنية LA حتى يمكن رؤيتها داخل الأذين. قم بإنهاء تأمين LA بالخيط المربوط مسبقا 5-0 (الشكل 8C).
  18. تحديد المريء وتثبيته مع مرقئ أقرب ما يمكن إلى الحجاب الحاجز. اقطع المريء أسفل المرقئ لضمان عدم وجود انسكاب في التجويف الصدري (الشكل 9 أ).
  19. باستخدام العمود الفقري كدليل ، قم بقطع جميع المرفقات الرباطية التي تربط كتلة القلب والرئة بالهياكل المحيطة باستخدام مقص (الشكل 9 ب). بمجرد أن تصبح كتلة القلب والرئة متحركة بحرية ، قم بتشريح القصبة الهوائية من الرقبة وأخيرا قم بقطع القصبة الهوائية فوق أنبوب ET باستخدام مقص لتحرير كتلة القلب والرئة (الشكل 9C).
  20. انقل كتلة القلب والرئة إلى الغلاف الصدري داخل دائرة EVLP وقم بتوصيل قنية LA بدائرة EVLP (الشكل 9 د). قم بتشغيل مضخة الأسطوانة وتوصيل جهاز التنفس الصناعي.
  21. تحقق من مصيدة الفقاعات للتأكد من عدم إدخال الصمات الهوائية في النظام.
  22. قم بتغيير إعدادات التهوية والتروية ببطء إلى المستويات التجريبية المرغوبة خلال ال 15 دقيقة الأولية36،37،38. بالإضافة إلى ذلك ، خلال مرحلة التكثيف الأولية هذه ، قم بزيادة معدل تدفق التروية إلى المعدل و / أو الضغط المطلوبين.
  23. في النقاط الزمنية المحددة للتجربة ، تحقق من مستويات غاز البيروسات وكذلك اختبارات وظائف الرئة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يوضح الشكل 10 التحقق من صحة البيروسات القائم على PolyhHb ، علاوة على ذلك ، استقرار هذا البيروسات على مدار عدة ساعات. خلال أول ساعة واحدة ، أظهرت جميع perfusates التي تم اختبارها (PolyhHb ، Control (Williams Media + 5٪ HSA) ، RBC based) انخفاضا طفيفا في LA pO2 (Post pO2). ومع ذلك ، أظهر perfusate القائم على RBC انخفاضا كبيرا في 1 ساعة مقارنة ب PolyhHb (p < 0.05). عند اختباره على مدار الساعات العديدة التالية ، كان لكل من PolyhHb و Control perfusates LA pO2 مستقر ،...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يعد تطوير واختبار حلول التروية مسعى جديدا يشرع فيه الكثيرون في جميع أنحاء العالم. تقليديا ، توفر perfusates القياسية القدرة على تعليق الوقت الإقفاري وتخفيف الإصابات المرتبطة بنقص التروية ، وكذلك إعادة التروية18. ومع ذلك ، فإن التطور التالي ل EVLP هو تحسين تقنية المعطيات الحالية بالإضافة إلى دمج علاجات الإصلاح والتجديد39،40،41،42،

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

بالنسبة للمواد المعروضة في هذا العمل ، فإن A.F.P. ، A.G. ، و C.C. هم مخترعون في طلب البراءة الأمريكي PCT / US2022/041743. A.F.P. ، C.C. ، B.A.W. ، و S.M.B. هم مخترعون في طلب براءة الاختراع الأمريكي PCT / US2023 / 017765.

شكر وتقدير

تم دعم هذا البحث بسخاء من قبل مؤسسة عائلة جويل وفرانك بنسون وأستاذية أبحاث الجوهرة وفرانك بنسون. يتم دعم B.A.W. جزئيا من قبل المعاهد الوطنية للصحة (NIH) منحة R01HL143000. يتم دعم AFP من خلال منح المعاهد الوطنية للصحة R01HL126945 و R01EB021926 و R01HL131720 و R01HL138116 ومنحة قيادة العتاد الطبي للجيش الأمريكي W81XWH1810059. يتم دعم SMB من قبل المعاهد الوطنية للصحة R01 DK123475.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
حقنة الأنسولين 10 سم مكعب 29 جم × 1/2 بوصة إبرةBD309301
30 لتر دفعة زجاجية مفاعل حيويزجاج
30 جرام إبرةميدإبر BD-305106
بايتريل (إنروفلوكساسين) أقراص مضادة للبكتيرياElancoNA
كلوريد الكالسيوم ثنائي هيدرات (CaCl2< / sub>.2H2< / sub>O)سيجما ألدريتش10035-04-8
لمكبر للصوت جسر التردد الناقل CFBA من Ringer المعدل 672Harvard Apparatus731747
Connect D150Cole-Parmer  VK 73-3763
Dumont # 5العلوم الدقيقة11252-50
Dumont Medical # 5/45 ملقط - بزاوية 45 درجة ؛أدوات العلوم الدقيقة11253-25
Ecoline Star Edition 003 ، E100 سخان المياهLaudaLCK 1879
لوكو بشري منتهي الصلاحية ، وحدات كرات الدم الحمراء المخفضة والمعبأةويكسنر الطبي
خدمات الدم الكندية
Zen-Bio Inc
Fiberoxygenator D150Hugo Sachs ElektronikPY2 73-3762
ملقطأدواتالعلوم الدقيقة11027-12
الجلوتارالديهايد (C5< / sub>H8< / sub>O2< / sub> 70 wt٪)Sigma Aldrich111-30-8 (G7776)
HemostatRoboz SurgicalRS-7112
Heparin 30,000 وحدة لكل 30 ملAPP Pharmaceuticals
Human Serum Albumin (HSA)OctaPharma Plasmaمجموعة أنابيب IL2 المضافة
للتعقيمهارفارد733842
IPL-2 نظام نضح الرئة الأساسيهارفارد
الكيتامين 500 مجم لكل 5 ملJHP المستحضرات الصيدلانية
قنية الأذين الأيسرجهاز هارفارد730712
Liqui-Cel EXF Series G420 Membrane Contactor3MG420قواطع الغاز
محلول جلوكوز منخفض البوتاسيوم ديكستران (بيرفاديكس)XVIVOيغسل أنابيب الرئة
المطلية بالبلاتين Masterflex (الحجم: 73،17،16،24)Cole-Palmer
N-Acetyl-L-cysteine (NALC ، C5< / sub>H9< / sub>NO3< / sub>S)Sigma Aldrich616-91-1 (A7250)لأوعية Ringer's Lactate
Nalgene المعدلة ( 10 لتر ، 20 لتر)أوعية ترشيحNalgene
مضخة تمعجية  ؛ Ismatec  ISM 827B
PES ، 0.65 & m وحدة TFFRepligenN02-E65U-07-N
PhysioSuiteKent Scientific CorporationPS-MSTAT-RT
بولي إيثر سلفون (PES) ، 0.2 ومايكرو ؛ m وحدة TFFRepligenN02-S20U-05-N
Polysulfone (PS) ، وحدة TFF 500 كيلو دالتونRepligenN02-P500-05-N
كلوريد البوتاسيوم (KCl) فيشرScientific7447-40-7ل PBS
PowerLab 8/35  ؛ ADnstruments730045
قنية الشريان الرئويHarvard Apparatus730710
أنابيب رأس المضخة (الحجم: 73،17،16،24)PharMed BPT
Puralube  مرهم العيونDechraNA
مقصأدوات العلومالدقيقة 14090-11
SCP وحدة تحكم مؤازرة لنوع التروية 704جهاز هارفارد732806
التنفس الصناعي للحيوانات الصغيرة نموذج 683جهاز هارفارد55-000
كلوريد الصوديوم (كلوريد الصوديوم) فيشرالعلمي7647-14-5 (S271-10)ل PBS والمحلول الملحي
سيانوبوروهيدريد الصوديوم (NaCNBH3< / sub>)سيجما ألدريتش25895-60-7
ثنائي ثيونيت الصوديوم (Na 2< / sub>S2< / sub>O4< / sub>)سيجما ألدريتش7775-14-6
هيدروكسيد الصوديوم (NaOH)فيشر Scientific1310-73-2للاكتات
المعدلة من Ringerلاكتات الصوديوم (NaC3H5O3)Sigma Aldrich867-56-1لعقات رينجر المعدلة
فوسفات الصوديوم ثنائي القاعدة (Na2HPO4) فيشرالعلمي7558-79-4لبرنامج
تلفزيوني فوسفات الصوديوم أحادي القاعدة (NaH2PO4< / sub >)فيشر Scientific7558-80-7لنظام تخدير الصغيرة PBS
SomnoSuiteكينت العلمية لشركةSS-MVG-Module
Sprague-Dawley الفئرانEnvigo
TAM-A نوع وحدة محول الطاقة 705/1جهاز هارفارد73-0065
محول الطاقة TAM-D نوع مكبر للصوت 705/2جهاز هارفارد  73-1793
نوع وحدة التحكم في الوقت TCM 686جهاز هارفارد731750
قنية القصبة الهوائيةالأنابيب 733557جهاز هارفارد
للغرفة الرطبةجهاز هارفارد  ؛ 73V83157
كاسيت الأنابيبCole-ParmerIS 0649
Tweezer # 5 DumostarKent Scientific Corporation  ؛ INS500085-A
ملاقط # 5 الفولاذ المقاوم للصدأ ، شركةكينت العلميةIND500232
الملقط # 7 شركة التيتانيومكينت العلمية  ؛ INS600187
Tygon E-3603 الأنابيب 2.4 مم معرفهارفارد جهاز721017الانحيم الذي يدخل الرئة
Tygon E-3603 الأنابيب 3.2 مم معرفهارفارد جهاز721019خط التحيم الذي يترك الرئة
Vannas-Tubingen Spring Scissorsأدوات العلوم الدقيقة15008-08
VCM نوع وحدة التحكم في جهاز التنفس الصناعي 681هارفارد731741
ويليام إي ميدياجيبكو ، ثيرموفيشر ScientificA12176-01مادة مضافة للزيلازين
100 مجم لكل 1 ملمن Akorn
مجموعة أدوات الملقط مركز Halsted-Mosquito جهاز جهاز محلول جهاز شركة مجموعة المنحنية خط جهاز

المراجع

  1. Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2021 annual data report: Lung. Am J Transplant. 23, 2 Suppl 1 S379-S442 (2023).
  2. Gouchoe, D. A., et al. Ex vivo lung perfusion in donation after circulatory death: A post hoc analysis of the normothermic Ex Vivo lung perfusion as an assessment of extended/marginal donors lungs trial. J Thorac Cardiovasc Surg. , 10.1016/j.jtcvs.2024.03.011 (2024).
  3. Bobba, C. M., et al. Trends in donation after circulatory death in lung transplantation in the United States: Impact of era. Transpl Int. 35, 10172(2022).
  4. Steen, S., et al. Transplantation of lungs from a non-heart-beating donor. Lancet. 357 (9259), 825-829 (2001).
  5. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  6. Cypel, M., Neyrinck, A., Machuca, T. N. Ex vivo perfusion techniques: state of the art and potential applications. Intens Care Med. 45 (3), 354-356 (2019).
  7. Gouchoe, D. A., et al. XPS™ Jensen lung as a low-cost, high-fidelity training adjunct to ex-vivo lung perfusion. Artif Organs. , 10.1111/aor.14623 (2023).
  8. Van Raemdonck, D., Rega, F., Rex, S., Neyrinck, A. Machine perfusion of thoracic organs. J Thorac Dis. 10, Suppl 8 S910-S923 (2018).
  9. Andreasson, A. S., Dark, J. H., Fisher, A. J. Ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation--state of the art. Eur J Cardiothorac Surg. 46 (5), 779-788 (2014).
  10. Ahmad, K., Pluhacek, J. L., Brown, A. W. Ex vivo lung perfusion: A review of current and future application in lung transplantation. Pulm Ther. 8 (2), 149-165 (2022).
  11. Kim, J. L., et al. Biometric profiling to quantify lung injury through ex vivo lung perfusion following warm ischemia. Asaio j. 69 (8), e368-e375 (2023).
  12. Jeon, J. E., et al. Acellular ex vivo lung perfusate silences pro-inflammatory signaling in human lung endothelial and epithelial cells. J Transl Med. 21 (1), 729(2023).
  13. Baciu, C., et al. Altered purine metabolism at reperfusion affects clinical outcome in lung transplantation. Thorax. 78 (3), 249-257 (2023).
  14. Peel, J. K., et al. Evaluating the impact of ex vivo lung perfusion on organ transplantation: A retrospective cohort study. Ann Surg. 278 (2), 288-296 (2023).
  15. Peel, J. K., et al. Determining the impact of ex vivo lung perfusion on hospital costs for lung transplantation: A retrospective cohort study. J Heart Lung Transpl. 42 (3), 356-367 (2023).
  16. Warnecke, G., et al. Normothermic ex vivo preservation with the portable Organ Care System Lung device for bilateral lung transplantation (INSPIRE): a randomised, open-label, non-inferiority, phase 3 study. Lancet Respir Med. 6 (5), 357-367 (2018).
  17. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the Organ Care System on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (EXPAND): a single-arm, pivotal trial. Lancet Resp Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  18. Loor, G., et al. Prolonged EVLP using OCS lung: Cellular and acellular perfusates. Transplantation. 101 (10), 2303-2311 (2017).
  19. Bansal, S., Biswas, G., Avadhani, N. G. Mitochondria-targeted heme oxygenase-1 induces oxidative stress and mitochondrial dysfunction in macrophages, kidney fibroblasts and in chronic alcohol hepatotoxicity. Redox Biol. 2, 273-283 (2014).
  20. Park, S., et al. Initial investigation on the feasibility of porcine red blood cells from genetically modified pigs as an alternative to human red blood cells for transfusion. Front Immunol. 14, 1298035(2023).
  21. Ellingson, K. D., et al. Continued decline in blood collection and transfusion in the United States-2015. Transfusion. 57, Suppl 2 1588-1598 (2017).
  22. Cuddington, C. T., et al. Pilot scale production and characterization of next generation high molecular weight and tense quaternary state polymerized human hemoglobin. Biotechnol Bioeng. 119 (12), 3447-3461 (2022).
  23. Moore, E. E., et al. Human polymerized hemoglobin for the treatment of hemorrhagic shock when blood is unavailable: the USA multicenter trial. J Am Coll Surg. 208 (1), 1-13 (2009).
  24. Shonaka, T., et al. Impact of human-derived hemoglobin based oxygen vesicles as a machine perfusion solution for liver donation after cardiac death in a pig model. PLoS One. 14 (12), e0226183(2019).
  25. Chen, G., Palmer, A. F. Hemoglobin-based oxygen carrier and convection enhanced oxygen transport in a hollow fiber bioreactor. Biotechnol Bioeng. 102 (6), 1603-1612 (2009).
  26. Bucci, E., Kwansa, H., Koehler, R. C., Matheson, B. Development of zero-link polymers of hemoglobin, which do not extravasate and do not induce pressure increases upon infusion. Artif Cells Blood Substit Immobil Biotechnol. 35 (1), 11-18 (2007).
  27. Schaer, C. A., et al. Haptoglobin preserves vascular nitric oxide signaling during hemolysis. Am J Respir Crit Care Med. 193 (10), 1111-1122 (2016).
  28. Muller, C. R., et al. Safety and efficacy of human polymerized hemoglobin on guinea pig resuscitation from hemorrhagic shock. Sci Rep. 12 (1), 20480(2022).
  29. Greenfield, A., et al. Biophysical analysis and preclinical pharmacokinetics-pharmacodynamics of tangential flow filtration fractionated polymerized human hemoglobin as a red blood cell substitute. Biomacromolecules. 24 (4), 1855-1870 (2023).
  30. Cuddington, C., et al. Polymerized human hemoglobin-based oxygen carrier preserves lung allograft function during normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. , 10.1097/mat.0000000000002118 (2024).
  31. Cabrales, P., et al. Effects of the molecular mass of tense-state polymerized bovine hemoglobin on blood pressure and vasoconstriction. J Appl Physiol. 107 (5), 1548-1558 (2009).
  32. Baek, J. H., et al. Down selection of polymerized bovine hemoglobins for use as oxygen releasing therapeutics in a guinea pig model. Toxicol Sci. 127 (2), 567-581 (2012).
  33. Williams, A. T., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock with fresh and stored blood and polymerized hemoglobin. Shock. 54 (4), 464-473 (2020).
  34. Muller, C. R., et al. Resuscitation from hemorrhagic shock after traumatic brain injury with polymerized hemoglobin. Sci Rep. 11 (1), 2509(2021).
  35. Lamb, D. R., et al. The molecular size of bioengineered oxygen carriers determines tissue oxygenation in a hypercholesterolemia guinea pig model of hemorrhagic shock and resuscitation. Mol Pharm. 20 (11), 5739-5752 (2023).
  36. Bobba, C. M., et al. A novel negative pressure-flow waveform to ventilate lungs for normothermic ex vivo lung perfusion. Asaio j. 67 (1), 96-103 (2021).
  37. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: lessons learned from developing a rat EVLP program. J Vis Exp. (96), e52309(2015).
  38. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  39. Wong, A., et al. Potential therapeutic targets for lung repair during human ex vivo lung perfusion. Eur Respir J. 55 (4), 1902222(2020).
  40. Machuca, T. N., et al. The role of the endothelin-1 pathway as a biomarker for donor lung assessment in clinical ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transpl. 34 (6), 849-857 (2015).
  41. Gouchoe, D. A., et al. Mitsugumin 53 Mitigation of ischemia reperfusion injury in a mouse model. J Thorac Cardiovasc Surg. 10, 10.1016/j.jtcvs.2023.08.005 (2023).
  42. Gouchoe, D. A., Whitson, B. A., Zhu, H. The next frontier in lung transplantation: Protecting the endothelium and repairing organs for transplant utilizing MG53. Clin Transl Dis. 3 (6), e255(2023).
  43. Gouchoe, D. A., et al. MG53 mitigates warm ischemic lung injury in a murine model of transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. , 10.1016/j.jtcvs.2023.10.056 (2023).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

ناقل الأكسجينزراعة الرئةمحلول الترويةالوذمة الرئويةنموذج التروية الخارجية للرئة في الجرذانالمقاومة الوعائية الرئويةالمطاوعة الرئويةسائل تروية قائم على الهيموجلوبين
استكشاف حلول التروية البديلة باستخدام الجيل التالي من ناقلات الأكسجين المبلمرة القائمة على الهيموجلوبين في نموذج لنضح الرئة خارج الجسم الحي للفئران
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.