مقالة منهجية

تقييم التعافي الوظيفي لنشاط الحجاب الحاجز Eupneic بعد تشريح الحبل الشوكي العنقي أحادي الجانب في الفئران

DOI:

10.3791/66828

⸱

يونيو 14, 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Physiology and Biomedical Engineering, Mayo Clinic, 2Department of Anesthesiology and Perioperative Medicine, Mayo Clinic

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مضاعفات الجهاز التنفسي هي السبب الرئيسي للوفاة لدى الأفراد الذين يعانون من إصابة الحبل الشوكي العنقي (cSCI). النماذج الحيوانية ل cSCI ضرورية للتقييمات الميكانيكية والدراسات قبل السريرية. هنا ، نقدم طريقة قابلة للتكرار لتقييم الانتعاش الوظيفي لنشاط عضلة الحجاب الحاجز (DIAm) بعد تشريح العمود الفقري C2 أحادي الجانب (C2SH) في الفئران.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بعد cSCI ، يمكن أن يتأثر تنشيط DIAm اعتمادا على مدى الإصابة. تصف هذه المخطوطة نموذج تشريح الأنف C2 أحادي الجانب (C2SH) ل cSCI الذي يعطل نشاط تخطيط كهربية العضل (EMG) للغشاء المماثل (iDIAm) أثناء التنفس في الفئران. لتقييم استرداد التحكم في المحرك DIAm ، يجب أولا تحديد مدى العجز بسبب C2SH بوضوح. من خلال التحقق من الخسارة الأولية الكاملة ل iDIAm EMG أثناء التنفس ، يمكن تصنيف التعافي اللاحق على أنه إما غائب أو موجود ، ويمكن تقدير مدى التعافي باستخدام سعة EMG. بالإضافة إلى ذلك ، من خلال قياس الغياب المستمر لنشاط iDIAm EMG أثناء التنفس بعد فترة الصدمة الشوكية الحادة بعد C2SH ، يمكن التحقق من نجاح C2SH الأولي. يمكن أن يوفر قياس نشاط EMG الحجاب الحاجز المقابل (cDIAm) معلومات حول التأثيرات التعويضية ل C2SH ، والتي تعكس أيضا المرونة العصبية. علاوة على ذلك ، يمكن أن توفر تسجيلات DIAm EMG من المستيقظة معلومات فسيولوجية حيوية حول التحكم الحركي في DIAm بعد C2SH. توضح هذه المقالة طريقة لنموذج C2SH صارم وقابل للتكرار وموثوق به من cSCI في الفئران ، وهو منصة ممتازة لدراسة المرونة العصبية التنفسية ، ونشاط cDIAm التعويضي ، والاستراتيجيات العلاجية والمستحضرات الصيدلانية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هناك أكثر من 300000 فرد يعانون من إصابة الحبل الشوكي (SCI) في الولايات المتحدة ، نصفهم تقريبا يعانون من إصابات عنق الرحم1. تؤدي هذه الإصابات إلى خسارة كبيرة في الرفاهية وتضع ضغوطا مالية على الأفراد وعائلاتهم ونظام الرعاية الصحية. لحسن الحظ ، فإن غالبية اصابات النخاع الشوكي غير مكتملة - مما يوفر إمكانية تعزيز المسارات المستثناة1. قد تسمح هذه المرونة العصبية باستعادة بعض الوظائف على الأقل ، بما في ذلك نشاط DIAm ، وهو أمر مهم للسلوكيات التنفسية وغير التنفسية. وبالتالي ، فإن تعزيز المرونة العصبية هو وسيلة واعدة للبحث لمساعدة الأفراد المصابين باصابات النخاعالشوكي 2.

نماذج القوارض من اصابات النخاع الشوكي لديها القدرة على المساهمة بشكل كبير في اكتشاف العلاجات لتحسين صحة الإنسان. أحد النماذج الكلاسيكية لإصابات النخاع الشوكي المستخدمة لدراسة المرونة العصبية هو الاستئصال أحادي الجانب (التشريح) للحبل الشوكي عند C2 (C2SH) ، مما يترك الجانب المقابل سليما3،4،5،6،7،8،9،10،11،12،13. تم الكشف عن تأثير C2SH على الناتج الحجابي وأهمية المسارات المقابلة التي تم تجنيبها لأول مرة منذ أكثر من مائة عام بواسطة Porter12 ، الذي وضعت مقالته الأساسية الأساس للدراسات الحديثة للمرونة العصبية التنفسية. يقطع نموذج C2SH المدخلات الهابطة من المجموعة التنفسية البطنية المنضدية (rVRG) في النخاع ، والتي تحتوي على خلايا عصبية قبل الحركية مسؤولة عن نقل ناتج توليد إيقاع الجهاز التنفسي14. تنقل هذه الخلايا العصبية الحركية rVRG أيضا محرك عصبي استثاري إلى الخلايا العصبية الحركية الحجيبية (الشكل 1). اتخذ العديد من الباحثين مناهج مختلفة لنموذج C2SH10،11،15،16 ، مما قد يفسر جزئيا بعض التباين في التعافي عبر الدراسات. باختصار ، تختلف الأساليب من حيث تجنيب القطائز الظهرية ، أو إجراء تشريح كامل ، أو إجراء قطع جزئي جانبي لا يقطع تماما المدخلات الهابطة من rVRG المماثل. بشكل عام ، تعد نماذج C2SH مفيدة بشكل خاص لدراسة المرونة العصبية التنفسية بسبب معدلات الاسترداد التلقائي لنشاط تخطيط كهربية العضل (EMG) بمرور الوقت ، والذي يمكن تحسينه من خلال عدة عوامل ، بما في ذلك الإشارات العصبية17،18،19،20،21. ومع ذلك ، يجب أولا تحديد الفقدان الأولي للوظيفة - الذي يعرف بأنه إسكات نشاط eupneic iDIAm EMG - قبل أن يتم تصنيف التعافي بوضوح. لم يتم التحقق من صحة عدم النشاط في وقت C2SH في العديد من الدراسات3،4،6،7،11،22،23.

تقدم التقييمات النسيجية للحبل الشوكي المستأصل فقط دليلا على تلف الموقع المناسب للمسارات البصلية الشوكية المثيرة المماثلة التي تعصب الخلايا العصبية الحركية الحجيبية في الحبل الشوكي ، لكن علم الأنسجة لا يحل محل الأدلة الفسيولوجية (على سبيل المثال ، DIAm EMG). علاوة على ذلك ، يتم إجراء التقييمات النسيجية خارج الجسم الحي في نقاط زمنية نهائية (غالبا بعد عدة أسابيع إلى أشهر من الإصابة) ولا توفر معلومات "في الوقت الفعلي". لاحظ بعض المحققين أن حجم الآفة يتعلق بمقدار العجز الوظيفي أو عدمه5،24،25،26. من المهم ملاحظة أن صحة مثل هذه الادعاءات تعتمد على الأرجح بشكل كبير على كيفية تصنيف "الوظيفة" (أي ما هي المهام الوظيفية وكيف يتم قياسها كميا) ، ويسلط التباين عبر الدراسات الضوء على صعوبة إنتاج آفات متطابقة وظيفيا عبر. في الواقع ، أكد المحققون أن العلاقة بين مدى الإصابة والوظيفة الحركية لعضلات الأطراف (التي تم تحديدها كميا بواسطة درجة Basso و Beattie و Bresnahan (BBB)24) ليست خطية27,28. في الدراسات السابقة ، لم نجد أي علاقة بين مدى C2SH ومدى تعافي نشاط eupneic iDIAm EMG بعد الإصابة10،29،30،31 ، على الرغم من أن باحثين آخرين أبلغوا عن وجود علاقة بين وظيفة التهوية ومدى تجنيب المادة البيضاء5. وبالتالي ، في حالة نموذج C2SH ، فإن اتباع نهج للتحقق الوظيفي من عدم نشاط iDIAm في وقت الجراحة ويفضل أن يكون ذلك في وقت مبكر من تجارب إصابة الحبل الشوكي المزمنة مفيد وضروري.

تؤكد هذه المقالة على استخدام DIAm EMG للتأكيد في الوقت الفعلي للفقدان الأولي ل DIAm EMG أثناء التنفس بعد C2SH بالإضافة إلى التقييمات التأكيدية اللاحقة في 3 أيام (اليوم 3) بعد الإصابة18،21،31،32،33. في العمل السابق مع نموذج C2SH ، تم إجراء عمليات جراحية متكررة لتسجيل DIAm EMG10،13،30،34. ومع ذلك ، فقد استخدم العمل الأحدث أقطاب EMG المزمنة ، والتي تسمح بتسجيل EMG في الفئران المخدرة واليقظة. بالإضافة إلى ذلك ، تقلل الأقطاب الكهربائية المزمنة من خطر استرواح الصدر ولا تتطلب عمليات استئصال البطن المتكررة ، والتي يمكن أن تسبب تثبيط DIAm35,36. على الرغم من استخدام إصدارات من نموذج C2SH من قبل العديد من الباحثين ، إلا أن تأكيد إسكات نشاط iDIAm لم يتم في وقت الجراحة3،4،6،7،11،22،23. بدون مثل هذا التأكيد على عدم النشاط ، من الصعب معرفة أي جزء من الانتعاش اللاحق ينسبه إلى المرونة العصبية للمسارات المماثلة مقابل المسارات المقابلة ، والتي قد يكون لها تأثيرات تفاضلية. هذا اعتبار مهم لأن المحرك العصبي الشهيقي من rVRG إلى الخلايا العصبية الحركية الحجابي هو في المقام الأول مماثل ، مع فقدان حوالي 50 ٪ من مدخلات glutamatergic المثيرة للخلايا العصبية الحركية الحجابي بعد C2SH33. ومع ذلك ، هناك مدخلات استثارية شهيقية متبقية من rVRG المقابل الذي يتحلل أسفل موقع الآفة لتعصيب الخلايا العصبية الحركية الحجيبية المماثلة ويمكن تقويتها عن طريق المرونة العصبية لتعزيز الانتعاش الوظيفي. عن طريق إزالة المدخلات المثيرة المماثلة السائدة للخلايا العصبية الحركية الحجيبة ، يتم فقدان نشاط eupneic iDIAm EMG (على الأقل تحت التخدير) ، بينما يستمر نشاط cDIAm بل ويعزز. وبالتالي فإن فقدان نشاط iDIAm EMG أثناء التنفس هو مقياس لنجاح C2SH (الشكل 2).

يوجد مستوى معين من نشاط iDIAm EMG في وقت مبكر من 1-4 أيام بعد C2SH في المستيقظة23,37. بالإضافة إلى ذلك ، في المخية ، يكون نشاط iDIAm موجودا في غضون دقائق إلى ساعات بعد تشريح عنق الرحم العلوي ويتم قمعه عن طريق التخدير38. بالإضافة إلى ذلك ، يتم التحقق من نجاح C2SH من خلال تأكيد عدم وجود نشاط iDIAm EMG أثناء التنفس (eupnea) في الفئران المخدرة في اليوم 3 بعد الإصابة. أكدت دراسات التصوير البؤري فقدان المدخلات المشبكية glutamatergic على الخلايا العصبية الحركية الحجابي خلال هذه المرحلة الأولية من الإصابة37. في اليوم 3 بعد الإصابة ، إذا كان هناك أي نشاط eupneic iDIAm EMG المتبقي ، يتم تفسير ذلك على أنه دليل على الإزالة غير الكاملة لمحرك الشهيق الهابط المماثل من rVRG. تنقسم هذه المقالة إلى ثلاثة أقسام: (1) تسجيلات DIAm EMG المزمنة ، (2) C2SH ، و (3) الحصول على بيانات EMG في المستيقظة والمخدرة. يصف هذا البروتوكول نموذج C2SH صارم وقابل للتكرار وموثوق به من cSCI في الفئران ، وهو منصة ممتازة لدراسة المرونة العصبية التنفسية ، ونشاط cDIAm التعويضي ، والاستراتيجيات العلاجية والمستحضرات الصيدلانية.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل لجنة Mayo Clinic المؤسسية لرعاية واستخدامها (رقم البروتوكول: A00003105-17-R23). كانت في الدراسة الحالية مزيجا من ذكور وإناث فئران Sprague-Dawley التي يبلغ عمرها حوالي 3 أشهر وتزن ما بين 200 جم إلى 350 جم. يتم سرد تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في الدراسة في جدول المواد.

1. زرع القطب الكهربائي

  1. تحضير الأقطاب الكهربائية
    1. تأكد من توفر المعدات المذكورة: (1) سلك متعدد الخيوط ، من الفولاذ المقاوم للصدأ ، (2) مشرط بشفرة # 11 ، (3) مقص ، 4) مجهر تشريح ، (5) مسطرة ، (6) ملقط ، (7) 25 جم إبر ، (8) كماشة (واحدة على الأقل مع منطقة العقص).
    2. يوضح الشكل 3 تفاصيل عملية صنع الأقطاب الكهربائية. كرر هذه العملية مرتين على الأقل لأقطاب التسجيل التفاضلية المقترنة.
    3. أولا ، قم بقياس وقطع 18 سم من سلك الفولاذ المقاوم للصدأ.
    4. اربط عقدة علوية أساسية على بعد 4 سم من أحد طرفي السلك ، كما هو موضح في الشكل 3 ؛ سيكون هذا بمثابة مرساة عندما يتم زرع الجانب القصير من السلك وخياطته في DIAm.
    5. باستخدام مشرط ومنظار تشريح جراحي ، قم بتجريد 2 مم بعناية من العزل بجوار العقدة الموجودة على الجانب الأقصر من السلك. احرص بشدة على عدم قطع خيوط السلك متعدد الجديلة.
      ملاحظة: يعمل هذا الجزء غير المعزول كسطح موصل للقطب الكهربائي. بشكل عام ، تبدأ جودة الإشارة في التدهور إذا تم قطع ثلاثة خيوط أو أكثر عن غير قصد ، وإذا كان الأمر كذلك ، يتم استبدال القطب.
    6. بعد ذلك ، قم بتجريد ~ 5 مم من نهاية الجانب القصير من السلك ، والذي يتم إدخاله بعد ذلك في تجويف إبرة 25 G لعمل أداة تشبه خيط الخياطة سيتم استخدامها لزرع القطب في DIAm.
      ملاحظة: يمكن أيضا استخدام إبر قياس أعلى (على سبيل المثال ، حتى 28 جم) حسب التفضيل الشخصي. نظرا للقطر الأرق للإبر ذات المقياس الأعلى ، قد ينخفض خطر الإصابة باسترواح الصدر. ومع ذلك ، قد يكون من الصعب أيضا إدخال الأسلاك متعددة الخيوط في التجويف الأصغر للإبرة.
    7. لتحقيق ذلك ، قم بإزالة إبرة 25 G من عبوتها ، وباستخدام كلا الزردية ، ثني الإبرة بعناية عند ~ 1 سم من الطرف المشطوف الحاد من جانب إلى آخر حتى تنكسر.
      ملاحظة: يجب عدم التسرع في هذه العملية. خلاف ذلك ، يمكن أن تتسبب قوى القص في إغلاق تجويف الإبرة ، مما يتطلب تكرار العملية.
    8. أدخل الطرف المجرد من السلك في تجويف الإبرة المكسورة التي يبلغ طولها 1 سم ، مع التأكد من أن الإبرة تقع مباشرة بجوار الجزء المعزول المتبقي من السلك.
    9. تأكد من عدم وجود جزء غير معزول بين الإبرة والجانب الأقصر المتبقي من السلك ، قم بتجعيد الإبرة لتوصيلها بالسلك.
    10. بعد ذلك ، استخدم الزردية لثني الإبرة المرفقة بعناية لإعطائها انحناءا مشابها لإبرة الخياطة الجراحية القياسية.
    11. أخيرا ، قم بإزالة ~ 5 مم من نهاية الجانب الطويل من السلك (الشكل 3). بعد خياطة الأقطاب الكهربائية في DIAm ، سيتم نفق الجانب الطويل من السلك للوصول الخارجي للسماح بتسجيلات DIAm EMG.
    12. كرر العملية لعمل قطب كهربائي ثان للتسجيلات التفاضلية.
  2. وضع قطب EMG الحجاب الحاجز
    1. قبل الجراحة ، قم بتعقيم أو تعقيم جميع المعدات الجراحية ، بما في ذلك (1) مقصات شعر الصغيرة ، (2) مشرط بشفرة # 11 ، (3) مقص جراحي ، (4) ملقط ، و (5) حامل إبرة دقيقة.
    2. الحصول على قفص نظيف وتوفير الطعام والماء والفراش والإثراء البيئي. توضع جانبا على وسادة التدفئة. سيتم استخدام هذا القفص لإيواء بعد الجراحة.
    3. تعقيم المجال الجراحي بمطهر مناسب وارتداء معدات الحماية الشخصية (الدعك والقبعات والقناع والقفازات الجراحية). ضع الأقطاب الكهربائية المعدة مسبقا في بركة من 70٪ من كحول الأيزوبروبيل.
    4. ضع وسادة تدفئة في منطقة الجراحة للحفاظ على درجة حرارة جسم الجرذ أثناء التخدير والجراحة. قم بتغطية وسادة التدفئة بمنشفة جراحية معقمة.
    5. وزن الفئران وحساب جرعة التخدير المناسبة بناء على إرشادات رعاية واستخدامها المؤسسية.
    6. تخدير الجرذ بالحقن العضلي للأطراف الخلفية من الكيتامين (80 ملغم/كغم) والزيلازين (10 ملغم/كغم) أو أي مخدر مناسب آخر (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). حقن البوبرينورفين ممتد المفعول (1 ملغ/كغ) والكاربروفين (5 ملغ/كغ) قبل الجراحة. تابع بمجرد أن لا يستجيب لقرصة إصبع القدم.
    7. استخدم كليبرز لحلق الجرذ من عملية الخنجري إلى منتصف الطريق تقريبا إلى الأطراف الخلفية. أيضا ، حلق الجزء الخلفي من الفئران حيث سيتم إخراج الأقطاب الكهربائية بعيدا عن متناول (عادة حول شفرات الكتف). نظف الشعر الزائد بقطعة من الشاش.
    8. تحضير الجلد للشق عن طريق تنظيفه بشاش معقم مغموس في غلوكونات الكلوروهيكسيدين (4٪ من الوزن من حيث الحجم).
    9. ضع في وضع ضعيف على وسادة التدفئة المعقمة. بدءا من عملية الخنجري ، استخدم المشرط وشفرة # 11 نظيفة لعمل شق روستوذيلي 4-5 سم. هذا يجب أن يكشف طبقات عضلات البطن الأساسية.
    10. قم بعمل شق آخر (3-4 سم) على طول خط الوسط في طبقات العضلات لكشف محتويات البطن. احرص على عدم اختراق أعضاء البطن.
    11. تأكد من أن السطح البطني (أي السفلي) ل DIAm مرئي ، على الرغم من أن الكبد سيحجب الجانب الأيمن للحيوان.
    12. باستخدام مقبض مشرط أو أداة حادة أخرى ، ادفع الكبد والأعضاء الأخرى لأسفل لكشف الجانب البطني من DIAm.
    13. تحضير القطب للاستخدام عن طريق إزالته من بركة الكحول الأيزوبروبيل وغسله بمحلول ملحي معقم. بعد ذلك ، باستخدام حامل إبرة دقيقة ، قم بتوجيه أحد الأقطاب الكهربائية المعدة مسبقا بشكل عمودي على ألياف العضلات في المنطقة المتوسطة الضلعية من DIAm. تنتشر ألياف العضلات شعاعيا عبر DIAm.
      ملاحظة: DIAm رفيع (~ 2 مم) ويجب عدم ثقبه. بدلا من ذلك ، الهدف هو تضمين الجزء غير المعزول من سلك القطب (الشكل 3) داخل DIAm.
    14. استخدم المجهر الجراحي لإدخال سلك خياطة القطب الكهربائي بعناية (نهاية الإبرة) في DIAm. اسمح لانحناء الإبرة بتوجيه القطب إلى داخل ثم خارج سطح البطن في DIAm ، مما يضمن أن الجزء غير المعزول بالكامل من السلك سيتم تضمينه بالكامل في العضلات.
    15. اسحب الإبرة بعناية حتى تثبت العقدة الموجودة في السلك نفسها في DIAm. تأكد من أن الجزء غير المعزول (2 مم) من سلك القطب يقع بالكامل داخل DIAm ، مع وجود عقدة عند النقطة التي دخلت فيها الإبرة لأول مرة إلى DIAm.
    16. بعد ذلك ، اقطع الإبرة من سلك القطب وتخلص منها في حاوية حادة.
    17. باستخدام ملقطين ، اربط عقدة عند النقطة التي خرجت فيها إبرة الخيط (3-0) من DIAm. للقيام بذلك ، اربط حلقة في الجانب القصير من السلك ، وحرك الحلقة لأسفل إلى سطح البطن في DIAm ، وشد الحلقة بعناية في عقدة. يجب الآن تثبيت القطب (الجزء غير المعزول) عند نقطة الدخول والخروج.
    18. قطع الجزء الزائد من الجانب الأقصر من السلك.
    19. اتبع الخطوات 1.2.14-1.2.18 لخياطة قطب كهربائي آخر على نفس الجانب من DIAm ، ~ 3 مم بعيدا عن الأول.
    20. إجراء زرع زوج القطب في الحجاب الحاجز المعاكس بنفس الطريقة.
    21. بعد ذلك ، تأكد من أن الجانب الأطول من أسلاك القطب الكهربائي كلها خارج تجويف البطن وابدأ في خياطة (3-0) طبقات العضلات لإغلاق البطن. لكل زوج من الأقطاب الكهربائية ، قم بعمل حلقة وتثبيتها.
      ملاحظة: تأكد من ترك 2-3 سم من الأسلاك داخل تجويف البطن للسماح للفأر بالتمدد دون التسبب في توتر على DIAm.
    22. نظف الدم الزائد بالمحلول الملحي ثم خيط (3-0) طبقة العضلات بنمط مستمر لإغلاق الصفاق.
    23. نفق قسطرة 16 G من الجلد الظهري الإنسي للفأر إلى جلد البطن المفتوح واسحب زوجا من أسلاك القطب إلى الجزء الخلفي من الفأر.
    24. كرر العملية باستخدام قسطرة ثانية على الجانب الآخر واسحب الزوج الثاني من أسلاك القطب من خلاله.
    25. خياطة جلد البطن مع خياطة 3-0 في نمط خياطة متقطعة.
    26. بعد ذلك ، لكل زوج ، اربط أسلاك القطب في عقدة وخيطها في مكانها.
    27. تزويد بحقن محلول ملحي تحت الجلد (~ 1 مل لكل 50 غرام من الكتلة الحيوانية). ضع في قفص نظيف فوق وسادة التدفئة للتعافي.
      ملاحظة: يمكن أن يسبب فتح البطن تثبيط نشاط DIAm35،36. انتظر 72 ساعة على الأقل قبل التحليل الكمي لأي قياسات EMG.

2. تشريح العمود الفقري العنقي

  1. تحضير منطقة جراحية معقمة كما كان من قبل.
  2. قبل الجراحة ، الأوتوكلاف أو تعقيم جميع المعدات الجراحية. المعدات المطلوبة: (1) مقصات شعر الصغيرة ، (2) مشرط بشفرة # 11 ، (3) مقص جراحي ، (4) ملقط ، (5) رونجور ، (6) مبعدات ، (7) سكين تشريح بزاوية.
  3. بعد حوالي 72 ساعة من زرع قطب DIAm EMG ، قم بوزن الجرذ وحساب جرعة التخدير المناسبة بناء على إرشادات رعاية واستخدامها المؤسسية.
  4. قبل تخدير الجرذ ، ضع الجرذ في قفص على غرار بومان ، وسجل DIAm EMG الثنائي كما هو موضح في الخطوة 3.2.
  5. تخدير الجرذ بحقن الكيتامين داخل الصفاق (80 مجم / كجم) والزيلازين (10 مجم / كجم) أو أي مخدر مناسب آخر وفقا لبروتوكول اللجنة المؤسسية المحلية لرعاية واستخدام. حقن البوبرينورفين ممتد المفعول (1 ملغ/كغ) تحت الجلد قبل الجراحة وكاربروفين (5 ملغ/كغ) داخل الصفاق.
  6. تابع بمجرد أن لا يستجيب لقرصة إصبع القدم. تحقق من عمق التخدير بقرصة إصبع القدم كل 15 دقيقة تقريبا.
  7. قبل بدء الجراحة ، ضع الجرذ في وضعية الانبطاح وسجل EMG في الجرذ المخدر كما هو موضح في الخطوة 3.3.
    ملاحظة: تأكد من إجراء جميع التسجيلات مع الجرذ في نفس الموضع.
  8. حلق الشعر من الرقبة على مستوى الأذن تقريبا وصولا إلى لوح الكتف وقم بإزالته بشاش مبلل.
  9. تنظيف الجلد مع غلوكونات الكلوروهيكسيدين (4 ٪ من الوزن من حيث الحجم) وتغطية بأغطية جراحية معقمة (باستثناء الظهرية العليا).
  10. باستخدام مشرط ، قم بعمل شق ذيلي روسترو 4 سم. تراجع الجلد وقطع عضلة الأخرم شبه المنحرف. ثم تشريح العضلات المعينية لفضح عضلات العمود الفقري.
    ملاحظة: العضلة شبه المنحرفة هي العضلة شبه المنحرفة الوسطى ، وتعمل أليافها العضلية بالتوازي تقريبا مع العمود الفقري. تنكشف العضلة المعينية في المستوى أسفل الأخرم شبه المنحرف وتعمل أليافها العضلية قطريا.
  11. سحب عضلات العمود الفقري من C1 إلى C3.
    ملاحظة: تعمل عضلات العمود الفقري بجوار العمود الفقري مباشرة.
  12. قم بإجراء استئصال الصفيحة الفقرية بعناية في C2 باستخدام rongeur أثناء النظر من خلال المجهر الجراحي لضمان عدم تلف الشرايين أو الأعصاب الرئيسية.
  13. قطع وسحب الأم الجافية في C2.
  14. قم بتوصيل أسلاك القطب المكشوفة من ظهر الجرذ إلى مكبر الصوت أثناء إجراء تشريح العمود الفقري. راجع الخطوة 3 للحصول على مزيد من التفاصيل.
  15. أثناء مراقبة DIAm EMG ، أدخل سكين التشريح بزاوية أسفل النقطة التي يدخل فيها الجذر الظهري إلى الحبل الشوكي ويقسم على طول الطريق إلى نقطة منتصف السطح البطني بالطريقة الموضحة في الشكل 2A.
    ملاحظة: في حالة استخدام وسادة حرارية إلكترونية ، قد يكون من الضروري إيقاف تشغيلها أثناء مراقبة EMG لتجنب الضوضاء.
  16. في غضون ثوان بعد هذا التقسيم ، تأكد من توقف نشاط EUPNEIC DIAm EMG المماثل للإصابة وأن الزيادة التعويضية في نشاط cDIAm EMG واضحة (الشكل 2C).
  17. إذا استمر نشاط eupneic iDIAm EMG ، فقم بإجراء قطع آخر بسكين التشريح ، كما هو موضح في الشكل 2C. ومع ذلك ، لا تقطع خط الوسط. من المرجح أن يؤدي القطع إلى الجانب المقابل إلى موت.
  18. خياطة العضلات ثم الجلد بخيوط معقمة (3-0).
  19. للحفاظ على الترطيب ، حقن تحت الجلد 1 مل من المياه المالحة لكل 50 غرام من الكتلة الحيوانية ووضع في قفص نظيف مع وسادة التدفئة للتعافي. راقب أثناء تعافيه من الجراحة.
  20. بعد حوالي 72 ساعة (اليوم الثالث بعدC 2SH) ، سجل نشاط EMG في الفئران المستيقظة وفقا لخطوة البروتوكول 3.2. احرص على عدم إتلاف الغرز الموجودة على ظهر الفئران.
  21. بعد ذلك ، قم بتخدير الجرذ مرة أخرى (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) ، باستخدام جرعة أخف من المخدر مما هو مطلوب لطائرة جراحية (بين 1/3 إلى 1/2 من الجرعة العادية). يمكن إعطاء جرعات إضافية طالما أن الفئران تظهر منعكسا سليما للقرنية وتستجيب لقرصة إصبع القدم.
  22. راقب نشاط DIAm EMG باتباع الخطوة 3 من البروتوكول.
    ملاحظة: ضع الجرذ في نفس الموضع المستخدم في التقييم الأولي لنشاط iDIAm EMG.
  23. إذا كان نشاط eupneic iDIAm EMG (أي النشاط في المرحلة مع نشاط cDIAm EMG الشهيقي) غائبا في اليوم 3 ، استنتج أن C2SH الأولي كان ناجحا وقم بتضمين نفس لمزيد من التحليلات.

3. الحصول على البيانات وتحليلها

  1. الإعدادات العامة واستخراج البيانات
    1. اضبط مرشحات تمرير النطاق لمضخم الصوت الأولي على 100 هرتز (ترددات عالية) و 1000 هرتز (ترددات منخفضة).
      ملاحظة: تعمل إعدادات المرشح هذه على التخلص من عناصر الحركة ، وتقليل الضوضاء بشكل ملحوظ بمقدار 60 هرتز وتلوث ECG (الذي يتمتع بقوة الذروة عند ~ 75 هرتز) مع الاحتفاظ بالغالبية العظمى من محتوى التردد لإشارة DIAm EMG العضلية. استنادا إلى نظرية Nyquist ، قم بالرقمنة بتردد أخذ عينات يبلغ 2000 هرتز لتجنب التعرج والسماح بالدقة الكافية لملاحظة نشاط الوحدة الحركية في مركب EMG. في حالة إجراء تحليلات متخصصة لمحتوى التردد لمدى التردد دون 100 هرتز ، من المهم ضبط إعدادات مرشح المضخم الأولي لضمان عدم تصفية الترددات ذات الأهمية.
    2. مراقبة قناتين (الحجاب الحاجز الأيسر والأيمن EMG) في برنامج التصور على جهاز كمبيوتر وحفظ البيانات بتنسيق مناسب لمزيد من التحليلات.
    3. اجمع ما لا يقل عن 1-2 دقيقة من تسجيلات eupneic للحصول على بيانات كافية للتحليلات.
    4. تأكد من جمع البيانات في ثلاث نقاط زمنية أو أكثر:
      1. قبل C2SH ، قم بإنشاء تسجيل أساسي للالتهاب الطبيعي في ظروف اليقظة والتخدير.
      2. أثناء جراحة C2SH لإنشاء إسكات نشاط eupneic iDIAm EMG في حالات التخدير.
      3. في اليوم 3 بعد C2SH لتأكيد أن غياب نشاط eupneic iDIAm EMG مستمر وإنشاء نقطة أولية لمدى العجز في المستيقظة التي لا تتأثر بصدمة العمود الفقري 2,39 أو إعطاء مثبطات الجهاز التنفسي مثل البوبرينورفين.
    5. قم بتحليل تسجيلات DIAm EMG باستخدام أي برنامج يسمح بإجراء العمليات الحسابية على الإشارات الرقمية (على سبيل المثال ، Matlab و Python و R). العملية الأساسية هي كما يلي:
      1. قم بتحميل ملفات EMG الخام. اعتمادا على إعدادات التصفية ، قد يكون من الضروري حساب إزاحة التيار المستمر في الإشارة.
        ملاحظة: الحل السهل هو طرح متوسط إشارة EMG الخام من نفسها.
      2. احسب مربع الجذر المتوسط لإشارة EMG بنافذة متحركة تبلغ 50 مللي ثانية. يمكن القيام بذلك عن طريق تحريك نافذة حساب 50 مللي ثانية للأمام بنقطة عينة واحدة في كل مرة حتى يتم الوصول إلى نهاية الإشارة.
        ملاحظة: توفر تحليلات أحداث DIAm EMG الفردية أكبر قدر من القوة الإحصائية وتسمح بتجميع النشاط الوبنى وغير الوبنيكي. وبالتالي ، فإن اكتشاف بداية وإزاحة الأنفاس الفردية في DIAm EMG أمر بالغ الأهمية ، كما هو موضح في تقرير سابق40.
    6. قم بإجراء تصفية نشاط eupneic من خلال تصور الرسوم البيانية لمعدل التنفس الفوري ومدة الانفجار ، كما هو موضح في تقرير سابق41.
  2. تسجيلات مستيقظة.
    1. قم بإجراء تسجيلات مستيقظة عن طريق وضع الفئران في قفص القوارض على غرار بومان. يمكن أن يستوعب قفص أسطواني على طراز بومان الفئران البالغة حتى 750 جم.
    2. قم بفك قضبان معدنية على جانب واحد من القفص على غرار بومان وأقنع الجرذ برفق بالداخل. المسمار قضبان معدنية مرة أخرى ، محاصرة الفئران في القفص أسطواني.
      ملاحظة: تأقلم الفئران مع القفص لمدة 30 دقيقة على الأقل قبل الشروع في التسجيل. إذا كان ذلك ممكنا ، فمن الأفضل تأقلم الفئران مع قفص على غرار بومان لعدة أيام قبل أي قياسات. من الممارسات الجيدة تقديم المكافآت أثناء وجود الفئران في القفص خلال مرحلة التأقلم هذه.
    3. لتقليل المحفزات البصرية الخارجية ، استخدم منشفة ورقية أو أي شيء مشابه لعمل خيمة حول مقدمة القفص حيث يوجد رأس الفأر. بالإضافة إلى ذلك ، قلل من الضوضاء العالية وتأكد من الراحة الجسدية للفئران في جميع النقاط.
      ملاحظة: تشمل العلامات الواضحة لعدم الراحة التململ والتنفس السريع والنضال ضد القفص. إذا لوحظت أي من هذه العلامات ، فقد يكون من الضروري إعادة الجرذ إلى قفص المنزل ومحاولة التسجيلات عندما يكون الجرذ أكثر هدوءا.
    4. بالنسبة للفئران الصغيرة (<300 جم) ، أدخل مواد الحشو (على سبيل المثال ، منشفة ورقية ، كرات قطنية) في مساحات إضافية في القفص لثني الفئران عن الدوران 180 درجة.
    5. بعد تأقلم الجرذ ، قم بتوصيل الأسلاك التي تخرج من ظهر الفئران بعناية بمضخم أولي ، والذي يغذي الإشارات التناظرية في محول تناظري إلى رقمي ، واتبع الإجراءات الموضحة في الخطوة 3.1.
  3. تسجيلات التخدير
    1. ضع الفئران في نفس الوضع في كل مرة ، ويفضل أن تكون عرضة لتقليد وضع الفئران المستيقظ عن كثب.
    2. قم بتوصيل الأسلاك الخارجة من ظهر الفئران بمضخم أولي ، والذي يغذي الإشارات التناظرية في محول تناظري إلى رقمي ، واتبع الإجراءات الموضحة في الخطوة 3.1.
  4. استعادة
    1. ضع الفئران داخل قفص فئران فارغ ونظيف بدون فراش للتعافي.
    2. ضع القفص على وسادة التدفئة.
    3. راقب الجرذ على فترات منتظمة (<15 دقيقة) لأول 3 ساعات أو حتى يبدأ الجرذ في التحرك. راقب على فترات أقل انتظاما (30 دقيقة) حتى يستيقظ مرة أخرى.
    4. بعد أن يكون الجرذ متنقلا ، ضعه في قفص نظيف مع فراش ، والحصول على الطعام والماء ، وإثراء البيئة.
    5. استمر في مراقبة الفئران مرة واحدة على الأقل يوميا طوال فترة التجربة. انتبه بشكل خاص للتغيرات في الوزن / القدرة على التغذية وكذلك سلامة مواقع الشق والغرز.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقلل النهج المقدم في هذه المقالة من التباين بين المشغلين من خلال وضع معايير واضحة لتقييم DIAm EMG في نموذج الفئران من C2SH. أولا ، يجب ملاحظة توقف نشاط eupneic iDIAm EMG مباشرة بعد C2SH ، كما هو موضح في الشكل 2. إذا لم يكن الأمر كذلك ، يمكن إجراء عملية نقل ثانوية حتى يختفي نشاط eupneic iDIAm. ثانيا ، في اليوم 3 بعد C2SH ، يجب التحقق من الغياب المستمر ل eupneic iDIAm EMG أثناء تخدير. يوضح الشكل 4 أ مثالا على نجاح C2SH كما هو محدد من خلال الغياب المستمر لنشاط eupneic iDIAm EMG تحت التخدير في اليوم 3 بعد الإصابة. يوضح الشكل 4B نشاط DIAm EMG في نفس في ظل ظروف مستيقظة غير مخدرة ، مما يسلط الضوء على انخفاض - ولكن ليس غياب - نشاط iDIAm مقارنة بخط الأساس قبل الإصابة. والجدير بالذكر أن نشاط cDIAm EMG يزداد في كل من حالات اليقظة والتخدير. توفر التسجيلات المخدرة في اليوم 3 التحقق من نجاح C2SH الأولي ، ولكن يجب إجراء التحليلات الكمية في المستيقظة. في المستيقظة ، يمثل نشاط DIAm EMG في اليوم 3 بعد C2SH نقطة البداية للتعافي. يوضح الشكل 4B أن نشاط iDIAm EMG ينخفض ، ولكن ليس غائبا ، في اليوم 3 في الفئران المستيقظة.

في بعض الحالات ، لا يكون C2SH مصحوبا بوقف تام لنشاط eupneic iDIAm EMG (الشكل 5A). يحدث عدم كفاية C2SH في أقل من 5٪ من جميع الحالات باستخدام النهج المبين في هذه المخطوطة ؛ ومع ذلك ، من الضروري إجراء تقييم لنشاط DIAm EMG في اليوم 3 بعد C2SH على كل فأر للتحقق من نجاح C2SH. يوضح الشكل 5A مثالا على نشاط DIAm EMG من فأر في اليوم 3 بعد الإصابة ، حيث كان C2SH غير كاف في القضاء على نشاط eupneic iDIAm EMG بحلول اليوم 3. من المهم ملاحظة أنه تم التحقق من فعالية C2SH أثناء تخدير. يشير استمرار نشاط EMG eupneic إلى أنه تم إنقاذ جزء على الأقل من المسار البصلي النخاعي المماثل الهابط ، مما قد يعقد تفسير النتائج. يوضح الشكل 5B أن نشاط iDIAm EMG ينخفض ، ولكن ليس غائبا ، في اليوم 3 في الفئران المستيقظة. ومع ذلك، فإن تجنيب المدخلات التنازلية المماثلة قد يقلل من العجز الأولي.

figure-results-1
الشكل 1: الإطار المفاهيمي. ترسل المجموعة التنفسية البطنية المنضدية (rVRG) مدخلات تنازلية إلى الخلايا العصبية الحركية الحجابي في الحبل الشوكي العنقي (C3-C 5). معظم هذه المحاور الهابطة تعصب تجمع الخلايا العصبية الحركية الحجيبية المماثلة ، لكن جزءا صغيرا يعبر خط الوسط لتنشيط تجمع الخلايا العصبية الحركية المقابلة. مباشرة بعد C2SH ، تتعطل المدخلات التنازلية من rVRG إلى تجمع الخلايا العصبية الحركية المماثلة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-2
الشكل 2: نشاط الممثل C2SH و DIAm EMG. (أ) يوضح المنظر المستعرض للحبل الشوكي للفئران وموقع التران (مظلل باللون الأحمر) مع التراكيب المهمة المشار إليها. يتم إجراء الآفة الشوكية عن طريق إدخال سكين تشريح أسفل النقطة التي يدخل فيها الجذر الظهري مباشرة ويقطع إلى خط الوسط تقريبا (منطقة حمراء شفافة مظللة). لاحظ قطع المسالك الحركية الرئيسية في funiculi الجانبي والبطني ، ولكن تجنيب funiculi الظهرية. (ب) يكمل المنظر الطولي ، الذي يصور إسكات نشاط الخلايا العصبية الحركية المماثلة ، آثار EMG الخام المستخدمة للتأكيد في الوقت الفعلي لآفة مرضية (C). مع إصابة الحبل الشوكي ، يتوقف نشاط eupneic iDIAm EMG ، مما يشير إلى قطع المدخلات المماثلة للخلايا العصبية الحركية الحجابية. وفي الوقت نفسه ، يزيد cDIAm EMG من نشاطه على الفور كما هو موضح. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: تصنيع الأقطاب الكهربائية. يتم عرض عملية تصنيع أقطاب DIAm EMG. تضمنت العملية الأساسية قياس وقطع طول مناسب من السلك (الخطوة 1) ، وربط عقدة التثبيت وتجريد العزل لفضح القطب (الخطوة 2) ، وربط إبرة قياس 25 بالسلك (الخطوتان 3 و 4) ، ثني الإبرة لإعطائها انحناءا مشابها لإبرة خياطة جراحية (الخطوة 5) ، وتجريد العزل لفضح جزء من السلك الذي سيتم توصيله بمكبر الصوت لتسجيل EMG (الخطوة 6). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: تشريح العمود الفقري الناجح. (أ) يظهر نشاط DIAm EMG في فأر مخدر قبل C2SH وفي اليوم 3 بعد الإصابة. لا يوجد دليل على نشاط eupneic iDIAm EMG في هذا الجرذ في اليوم 3 بعد الإصابة ، مما يشير إلى أن C2SH الأولي كان ناجحا. لاحظ الزيادة التعويضية في نشاط cDIAm EMG وزيادة معدل التنفس مقارنة بحالة ما قبل الإصابة. (ب) يظهر نشاط DIAm EMG في نفس الجرذ تحت ظروف الاستيقاظ غير المخدرة في اليوم 3 بعد C2SH. هناك دليل واضح على انخفاض نشاط iDIAm EMG - وإن لم يتم إسكاته تماما. لاحظ الزيادة التعويضية في نشاط cDIAm EMG وزيادة معدل التنفس مقارنة بحالة ما قبل الإصابة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-5
الشكل 5: تشريح العمود الفقري غير الناجح. (أ) يظهر نشاط DIAm EMG في فأر مخدر قبل C2SH وفي اليوم 3 بعد الإصابة. في هذا الجرذ ، استمر نشاط eupneic iDIAm EMG في اليوم 3 بعد الإصابة ، مما يشير إلى أن C2SH الأولي لم يكن كافيا. وفقا لذلك ، تم استبعاد هذا الجرذ من مزيد من التحليلات للانتعاش الوظيفي. لاحظ الزيادة التعويضية في نشاط cDIAm EMG على الرغم من عدم نجاح C2SH ، ولكن زيادة طفيفة في معدل التنفس. (ب) يظهر نشاط DIAm EMG في نفس الجري تحت ظروف الاستيقاظ غير المخدرة في اليوم 3 بعد C2SH. هناك أدلة على انخفاض iDIAm EMG ، وزيادة نشاط cDIAm EMG ، وزيادة طفيفة في معدل التنفس. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

C2 تشريح العمود الفقري
يؤكد الإجراء الموصوف في هذه المقالة على تقييمات نشاط DIAm EMG التي تعمل بمثابة التحقق من صحة آفة العمود الفقري C2 التي تعبر السكة القطنية الجانبية والبطنية مع تجنيب القطارات الظهرية (الشكل 2 أ). النهج الجراحي المقترح له فائدتان رئيسيتان. أولا ، إنه يجنب الجنائز الظهرية ، التي تحافظ على الوظيفة المتنقلة في الفئران ، بينما لا تزال تقطع المدخلات المماثلة للخلايا العصبية الحركية الحجابية. ثانيا ، من خلال مراقبة DIAm EMG ، يمكننا التحقق من فعالية آفة C2 في القضاء على نشاط eupneic iDIAm EMG في البداية أثناء الجراحة أثناء تخدير. في اليوم 3 بعد الإصابة ، بينما يتم تخدير ، نتحقق بعد ذلك من أن هناك بالفعل إسكات مستمر لنشاط eupneic iDIAm EMG. وقد تبين سابقا أن مدخلات rVRG المثيرة على الخلايا العصبية الحركية الحجيبية وتعبير مستقبلات NMDA في الخلايا العصبية الحركية الحجيبية تقل في 3 إلى 7 أيام بعد الإصابة وأن كلا من المدخلات المشبكية glutamatergic وتعبير مستقبلات NMDA يزدادان بمرور الوقت بعد 7 أيام بعد الإصابة33,42. تشير هذه البيانات ، جنبا إلى جنب مع التأكيد النسيجي لآفة C2 10،13،29،30،33 ، إلى أن استمرار الخمول تحت التخدير في اليوم الثالث بعد الإصابة يوفر معلومات حول فعالية C2SH الأولي. عبر الدراسات التي أجريت في سنوات متعددة ، شوهدت معدلات مستقرة نسبيا للتعافي التلقائي تحت التخدير بين 30٪ -40٪ في 14 يوما بعد C2SH18،19،20،29،31،43 ، مما يشير إلى أن هذه الطريقة للتحقق من نجاح C2SH قابلة للتكرار وموثوقة.

يتضمن إجراء C2SH عدة خطوات حاسمة. الأهم من ذلك ، أن نموذج C2SH المقترح هنا يجنب الجنائز الظهرية وبالتالي لا يؤدي إلى عجز حركي في الأطراف. في نماذج تشريح العمود الفقري C2 الكاملة التي تنطوي على funiculi الظهرية ، يكون العجز الحركي للأطراف أكبر بكثير3،4،5،6،7،37. وبالتالي ، فإن الفائدة الإضافية لنموذج C2SH (الشكل 2A) هي أنه بالإضافة إلى إسكات نشاط eupneic iDIAm EMG في الفئران المصابة بالتخدير C2 ، فإن الفئران تشبه وظيفيا فئران استئصال الصفيحة الفقرية الوهمية من حيث الإسعاف والوظائف الأخرى. وفقا لذلك ، يكونون قادرين بشكل عام على إطعام أنفسهم والعناية بهم ، مما يقلل من عبء الرعاية مع السماح بدراسات التحكم العصبي الحركي DIAm والمرونة العصبية التنفسية. لضمان تنفيذ نموذج C2 بشكل مناسب ، يجب توخي الحذر الشديد لتجنب الآفة المفرطة. يعد إدخال سكين التشريح أسفل مكان دخول الجذر الظهري إلى الحبل الشوكي وقطع الجزء البطني باعتدال من القواعد الأساسية المفيدة. الهدف هو ضمان توقف نشاط eupneic iDIAm EMG ؛ يمكن القيام بذلك بعدة جروح صغيرة إذا لزم الأمر. في الواقع ، في الأسبوع التالي ل C2SH ، سيتضح ما إذا كان هناك ضرر مفرط للحبل الشوكي إذا كانت تواجه صعوبة في التنقل والوصول إلى كريات الطعام.

وضع القطب الكهربائي وتسجيلات EMG
أقطاب DIAm EMG المزمنة لها العديد من الفوائد الواضحة مقارنة بالطرق الأخرى. يمكن (وينبغي) زرع الأقطاب الكهربائية قبل عدة أيام من إجراء C2SH ، مما يتيح وقتا كافيا للتعافي ولا يتطلب بضع البطن و C2SH خلال نفس الجلسة الجراحية. هذا مهم لأنه من المقبول جيدا أن بضع البطن يسبب تثبيط DIAm35,36. عن طريق زرع أقطاب DIAm المزمنة ، ليست هناك حاجة أيضا لتكرار عمليات استئصال البطن ، والتي تم إجراؤها في العمل السابق10,13 ؛ هناك أيضا خطر أقل من استرواح الصدر حيث لا يتم إدخال الأقطاب الكهربائية في DIAm خلال كل جلسة. ومع ذلك ، يمكن أن تحدث العديد من الأحداث الضائرة الخطيرة المحتملة نتيجة لوضع القطب. على الرغم من تقليل خطر استرواح الصدر عن طريق تجنب إدخال القطب الكهربائي المتكرر ، إلا أنه لا يتم إبطاله تماما ، وفي الواقع ، يمكن أن يحدث استرواح الصدر ، مما يتسبب في الوفاة الفورية أو مشاكل طويلة. من أجل تقليل هذا الخطر ، من أفضل الممارسات التأكد من أن الإبرة التي يتم تمريرها عبر DIAm لا تثقب السطح العلوي ل DIAm. بالإضافة إلى ذلك ، تجنب استخدام ملقط حاد قد يلحق الضرر ب DIAm أثناء معالجة أسلاك القطب. في بعض الأحيان ، قد تمضغ الفئران الغرز في بطنها ، ومن المحتمل أن تنزع أحشاءها إذا تركت لأجهزتها الخاصة. يجب ملاحظة الفئران على فترات منتظمة بعد وضع القطب للكشف عن هذه الأنواع من السلوكيات في وقت مبكر. في بعض الحالات ، قد يكون من الممكن تخدير الفئران لإصلاح الأضرار التي لحقت الغرز. ومع ذلك ، فمن الأفضل أن يتم تخفيف هذا السلوك من خلال توفير تخفيف الألم الكافي أثناء الجراحة وبعدها والتأكد من عدم كسر المجال المعقم أثناء الجراحة. في الحالات القصوى ، قد يكون من الضروري القتل الرحيم للفئران التي تزيل غرزها بشكل متكرر.

إن تسجيل وتحليل إشارات EMG ليس محور التركيز الأساسي للدراسة الحالية ويعتمد بشكل كبير على المعدات والبرامج الخاصة المتاحة في كل مختبر. على الرغم من توفير معلومات المعدات في جدول المواد ، توجد مجموعة متنوعة من خيارات الأجهزة لتضخيم نشاط EMG وتسجيله ، وستعتمد التفاصيل على مزيج من الميزات والتوافر والقدرة على تحمل التكاليف لكل مختبر. ومع ذلك ، هناك بعض المبادئ العامة لتسجيل EMG التي من المهم ذكرها. إحدى المشكلات المحتملة هي حركة أو تدمير الأقطاب الكهربائية المزروعة ، والتي يمكن أن تحد من التقييمات الكمية ل DIAm EMG. إذا انفصلت الأقطاب الكهربائية عن DIAm ، أو إذا تمكنت الفئران من استهلاك الأسلاك الخارجية أو إتلافها بطريقة أخرى ، فقد لا يكون من الممكن تسجيل نشاط EMG ، أو قد يتغير مستوى الضوضاء. يمكن تجنب ذلك من خلال التأكد من أن الأقطاب الكهربائية مثبتة بإحكام في DIAm ، ويمكن تسجيل إشارة ذات نسبة إشارة إلى ضوضاء عالية (SNR) منها أثناء جراحة وضع القطب الكهربائي DIAm. بالإضافة إلى ذلك ، فإن إخراج أسلاك القطب الكهربائي عاليا على الظهر وقطع الأسلاك الزائدة بحيث لا تستطيع الفئران الوصول إلى أسلاك القطب الكهربائي كلاهما يفضي إلى نجاح الأقطاب الكهربائية المزمنة. كبديل للأسلاك الخارجية ، قد تكون أغطية الرأس37 أو القياس عن بعد44,45 خيارات معقولة. يمكن لكلا النهجين الحصول على تسجيلات في المستيقظة بسهولة أكبر ولكن قد يكون تنفيذه أكثر صعوبة قليلا من مجرد إخراج الأسلاك متعددة الجديلة. يمكن أن تكون جميع المصادر الإلكترونية القريبة مصادر للضوضاء. من الأهمية بمكان أن يتم تأريض جميع المعدات بشكل مناسب ، واستخدام الكابلات المحمية ، وعدم لمس الفئران أثناء إجراء التسجيلات النشطة. بالإضافة إلى إيقاف تشغيل الوسادات الحرارية الإلكترونية أثناء التسجيل ، قد تحتاج الأضواء والمعدات القريبة والطاولات الجراحية التي تعمل بالكهرباء وغيرها من الأجهزة المماثلة إلى إيقاف تشغيلها مؤقتا لتحقيق تسجيلات منخفضة الضوضاء. لتقليل التأثيرات البيئية ، يجب إيقاف تشغيل المعدات الإلكترونية التي لا تحتاج إلى تشغيل تسجيلات DIAm EMG. عندما يكون ذلك ممكنا ، يجب إجراء التسجيلات في غرفة محمية كهربائيا. بمرور الوقت ، يمكن أن يؤدي تندب الأنسجة والتليف حول أقطاب DIAm EMG إلى تقليل توصيل القطب ، مما يقلل من نسبة الإشارة إلى الضوضاء (SNR). بالإضافة إلى ذلك ، حتى التغييرات الطفيفة في الموقف يمكن أن يكون لها تأثيرات كبيرة على إشارة DIAm EMG ؛ وبالتالي ، لتقليل هذه المشكلات التي يحتمل أن تكون معقدة ، يجب تسجيل DIAm EMG مع الفئران في نفس الموقف عبر جلسات التسجيل.

اعتبار آخر مهم هو إعدادات التصفية وأخذ العينات. يعتبر نوع القطب (أي العضلي مقابل المريء / السطح) وثيق الصلة للغاية عندما يتعلق الأمر بتحديد محتوى التردد - وبالتالي ، مرشحات الترددات العالية والمنخفضة المناسبة - للإشارة. تم بذل جهد كبير لتحديد المرشحات المثلى ل DIAm EMG46 السطحي / المريئي. لم يتم إجراء دراسات مماثلة في الفئران DIAm ، ولكن في السابق ، أظهرنا أنه بشكل فعال ، كان كامل محتوى التردد في DIAm EMG المسجل باستخدام أقطاب كهربائية عضلية مزمنة في الفئران أقل من 1000 هرتز ، مع تردد مركزي حوالي 300 هرتز47. في مقارنة مباشرة بين متوسط ومتوسط الترددات من طيف القدرة من العضلة ذات الرأسين العضدية EMG في البشر التي تم الحصول عليها عن طريق كل من الأقطاب الكهربائية السطحية والعضلية ، وجد كريستنسن وآخرون .48 أن كلا من الترددات المتوسطة والمتوسطة كانت أعلى بحوالي 3 أضعاف للأقطاب الكهربائية العضلية مقارنة بالأقطاب الكهربائية السطحية. في DIAm ، أبلغ الباحثون عن ترددات مركزية تبلغ حوالي 100 هرتز عند استخدام أقطاب المريء ثنائية القطب49،50،51،52،53،54 ، مما يشير إلى أن 300 هرتز ، الذي تم تحديده مسبقا للأقطاب الكهربائية العضلية ، يتطابق تقريبا مع نفس الاتجاه الذي أظهره كريستنسن وآخرون.48. على الرغم من ذلك ، وضعت العديد من الدراسات المنشورة التي تستخدم DIAm EMG العضلي في نماذج القوارض مرشحات الترددات العالية عند 300 هرتز4،37،55،56 وبعضها وصل إلى 500 هرتز57. لا جدال في أن نهج الترشيح هذا من شأنه أن يقلل بشكل كبير من سعة إشارة DIAm EMG بمقدار النصف على الأقل. نقترح نهجا أقل تدميرا بكثير: (1) ترشيح الترددات العالية عند 100 هرتز لأن غالبية طيف طاقة ECG أقل من 100 هرتز بينما القليل نسبيا من طيف طاقة DIAm EMG أقل من 100 هرتز51,52 ، و (2) إزالة بقايا ECG عن طريق مطابقة شكل الموجة58. وبالتالي ، يمكن ضبط المرشحات المناسبة ل DIAm EMG لمعظم الدراسات بين 100 هرتز و 1000 هرتز ، مع تردد أخذ العينات لا يقل عن 2000 هرتز لالتقاط جميع الميزات ذات الصلة داخل البيانات. يمكن بعد ذلك إجراء تحليلات مفصلة ل DIAm EMG باستخدام التقنيات المنشورة في التقارير السابقة40،41،47،58.

المستيقظة والمخدرة
والجدير بالذكر أن بعض الدراسات قد أبرزت أن نماذج C2SH من cSCI لا تؤدي إلى عدم النشاط الكامل ل eupneic iDIAm EMG23,37. من ناحية، هذا ليس مفاجئا، حيث لوحظ سابقا أن نشاط "الاختراق" يحدث أثناء السلوكيات التي تتطلب دافعا أعلى (على سبيل المثال، التنفس العميق والاستجابة لانسداد مجرى الهواء)4،7،29،42. تشير هذه البيانات إلى أنه ربما ليس من المناسب التفكير في نموذج C2SH كنموذج حقيقي للخمول المستمر. في الواقع ، يبدو أن القيادة عالية بما فيه الكفاية في المستيقظة لنشاط eupneic iDIAm EMG ليكون موجودا في وقت مبكر بعد أربعة أيام من اكتمال C2SH37 ، على الرغم من أنه غير موجود باستمرار في يوم واحد بعد الإصابة23. في جميع الحالات ، يثبط التخدير نشاط iDIAm بعد تشريح العمود الفقري العنقي العلوي ، كما هو موضح في التقارير السابقة23,38 ويظهر في الشكل 4 والشكل 5. لا توجد بيانات منشورة متاحة عن نشاط DIAm EMG في الفئران المستيقظة مع C2SH مع funiculi الظهرية المحفوظة المقترحة في المخطوطة الحالية (الشكل 2A). يجب أن يوفر العمل المستقبلي توصيفا مفصلا للمسار الزمني لنشاط DIAm EMG في المستيقظة باستخدام نموذج C2SH هذا. ومع ذلك ، لا يزال من الحكمة إجراء التحقق من الغياب المستمر لعدم نشاط iDIAm في اليوم 3 بعد الإصابة تحت التخدير لتقليد الظروف التجريبية التي تم خلالها إصابة / نقل الحبل الشوكي في البداية. عندما يكون نشاط eupneic iDIAm EMG في المستيقظة في اليوم 3 بعد الإصابة موجودا ، يلاحظ أنه حتى نصف جرعات التخدير ستؤدي عادة إلى التوقف التام عن نشاط eupneic iDIAm EMG. مع هذه الجرعات ، تكون هادئة ورزينة. بالإضافة إلى التحقق من إسكات نشاط eupneic iDIAm EMG خلال C2SH وفي اليوم 3 بعد الإصابة ، يوصى باستخراج الحبل الشوكي بعد التجربة النهائية لإجراء تأكيد نسيجي لموقع ومدى C2SH9،29،59. يوفر التأكيد النسيجي للإصابة - عندما يقترن بتأكيد وظيفي لنشاط eupneic iDIAm EMG الصامت - دليلا قويا على نجاح C2SH.

تقدم هذه المقالة C2SH من cSCI في الفئران مما يؤدي إلى إسكات فوري لنشاط eupneic iDIAm EMG مع استمرار الإسكات تحت التخدير في اليوم 3 بعد الإصابة. نظرا لتجنيب السكة الظهرية في نموذج C2SH المقترح في المخطوطة الحالية ، يتم الحفاظ على الوظيفة الحركية للأطراف ، وبالتالي تجنب التأثيرات غير المستهدفة. وهذا يسمح بإجراء دراسات طولية لآثار آفة عنق الرحم العالية على التحكم العصبي الحركي DIAm في الفئران التي تتمتع بصحة جيدة نسبيا ، مما يضيف الحد الأدنى من عبء الرعاية للباحثين. يضمن التحقق من الخمول تحت التخدير في اليوم 3 بعد الإصابة إنشاء خط أساس واضح لتقييم المدى اللاحق لتعافي eupneic iDIAm EMG. يوفر هذا النهج طريقة صارمة وموثوقة وقابلة للتكرار لأداء C2SH في الفئران. هذا النموذج لديه القدرة على تحسين فهم المسار الزمني للدونة العصبية التنفسية وتقاطعها مع الاستراتيجيات العلاجية المحتملة بشكل كبير.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يقر المؤلفون بمصدر تمويل المعاهد الوطنية للصحة (المعاهد الوطنية للصحة R01HL146114).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
25 جرام إبرةكاردينال هيلث1188825100Covidien Monoject Hypdermic الإبر القياسية: 25 جم × 1 بوصة (0.508 مم × 2.5 سم)
3-0 Vicryl Violet مضفرEthiconJ774D3-0 خياطة
Adson-Brown ملقطأدوات العلوم الدقيقة11627-12شكل الحافة: مستقيم ، نصائح: أسنان القرش ، عرض الطرف: 1.4 مم ، أبعاد الحافة: 2 × 1.4 م ، سبيكة / مواد: ستانلس ستيل ، الطول: 12 سم
قفص بومان ستايلبرينتري ScientificPOR-530نطاق الوزن: 250 حتى 750 جم ؛ الحد الأقصى للطول: 9 بوصات (228 مم) ؛ الوحدة الأساسية مصنوعة من .5 بوصة (123 مم) أكريليك مرصع بالجواهر.
Castroviejo حامل إبرةأدوات العلوم الدقيقة12565-14شكل التطرف: مستقيم ، عرض الطرف: 1.5 مم ، طول التثبيت: 10 مم ، القفل: نعم ، المقص: لا ، سبيكة / المواد: الفولاذ المقاوم للصدأ ، الطول: 14 سم ، مسنن:
نعم ، الميزة: كربيد التنجستن
كليب الرصاص 1 متر TP محميةBiopac Systems، IncLEAD110Sأسلاك الرصاص المحمية لبرنامج
الحصول على بياناتEMG LabChartLabChart 7.3.8برنامج تسجيل البيانات وتصورها وتحليلها للتسجيلات متعددة القنوات والتقييمات في الوقت الفعلي
برنامج تحليل البيانات - Matlab 2023bMathworks، Inc.الإصدار 23.2لغة برمجة للأغراض العامة للتحليل اللاحق
تشريح سكينأدوات العلوم الدقيقة10056-12حافة القطع: 4 مم ، السماكة: 0.5 مم ، سبيكة / مواد: ستانلس ستيل ، الطول: 12.5 سم ، شكل الشفرة: بزاوية 30 درجة ؛
Dumont # 3 FulpsFine ScienceTools 11293-00النمط: # 3 ، شكل الطرف: مستقيم ، نصائح: قياسي ، أبعاد الطرف: 0.17 × 0.1 مم ، الطول: 12 سم ، سبيكة / مواد: Dumostar
Electromyogram مكبرBiopac Systems، IncEMG100Cمضخم كهربية العضل
فريدمان رونجورأدوات العلوم الدقيقة16000-14شكل التلميح: منحني ، حجم الكوب: 2.5 مم ، سبيكة / مواد: ستانلس ستيل ، الطول: 13 سم ، عمل مشترك: أدوات
العلوم الدقيقة فردية Friedman-Pearson Rongeurs16021-14سبيكة / مادة: الفولاذ المقاوم للصدأ ، الطول: 14 سم ، العمل المشترك: مفرد ، حجم الكوب: 1 مم ، شكل التطرف: وحدة
إمداد الطاقة المعزولةBiopac Systems، IncIPS100Cوحدات مكبر للصوت من سلسلة 100 مستقلة من نظام الحصول على البيانات من سلسلة MP من Biopac Systems، Inc.
Kelly HemostatsFine ScienceTools13019-14نصائح: مسننة ، عرض الطرف: 1.5 مم ، طول التثبيت: 22 مم ، سبيكة / مواد: ستانلس ستيل ، الطول: 14 سم ، شكل الطرف:
سكين منحني CuretteV. MuellerVM101-4414نصيحة: حاد ، قطر الطرف: 2 مم
مقص تشريح دقيقالبحوث الطبية الحيوية ، Inc.11-2420الطول: 4 "، الزاوية: مستقيمة ، طول الشفرة: 23 مم
أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ متعددة الشريطاتCooner Wire، Inc.AS 631AWG 40; القطر الكلي: 0.011 مم (مع العزل) ، 0.008 مم (بدون عزل).
PowerLab 8/35ADInstrumentsPL3508نظام الحصول على البيانات
شفرة مشرط # 11أدوات العلوم الدقيقة10011-00شكل الشفرة: بزاوية ، حافة القطع: 20 مم ، السماكة: 0.4 مم ، سبيكة / مواد:
مقبض مشرطأدوات العلوم الدقيقة10003-12سبيكة / مواد: ستانلس ستيل ، الطول: 12 سم
Sprague Dawley RatInotivرمز الطلب: 002Sprague Dawley تفوق الفئران (الإناث والذكور)
المجهر الجراحيأوليمبوسSZ61المجهر الجراحي 
مقص قطع خياطةجورج تيمان وشركاه110-1250SBسبيكة / مواد: ستانلس ستيل ، شكل تلميح: مستقيم ، نصائح: حاد / حاد ، الطول: 4.5 "
Vannas Spring مقصأدوات العلوم الدقيقة15000-08نصائح: حاد ، حافة القطع: 2.5 مم ، قطر الحافة: 0.05 مم ، الطول: 8 سم ، سبيكة / مواد: ستانلس ستيل ، مسننة: لا ، شكل تلميح: ضام
WeitlanerCodman50-5647الشوكات: 2 × 3 حادة ، الطول: 4.5 "
للصوت المنحنية تعمل أدوات من الصلب الكربوني # 3 مستقيم

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Center, N. S. C. I. S. Spinal cord injury model systems 2022 annual report - complete public version. Center, N. S. C. I. S. , University of Alabama at Birmingham. (2023).
  2. Punjani, N., Deska-Gauthier, D., Hachem, L. D., Abramian, M., Fehlings, M. G. Neuroplasticity and regeneration after spinal cord injury. N Am Spine Soc J. 15, 100235(2023).
  3. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Exp Neurol. 156 (1), 172-179 (1999).
  4. Fuller, D. D., et al. Modest spontaneous recovery of ventilation following chronic high cervical hemisection in rats. Exp Neurol. 211 (1), 97-106 (2008).
  5. Fuller, D. D., et al. Graded unilateral cervical spinal cord injury and respiratory motor recovery. Respir Physiol Neurobiol. 165 (2-3), 245-253 (2009).
  6. Golder, F. J., et al. Respiratory motor recovery after unilateral spinal cord injury: Eliminating crossed phrenic activity decreases tidal volume and increases contralateral respiratory motor output. J Neurosci. 23 (6), 2494-2501 (2003).
  7. Golder, F. J., Reier, P. J., Davenport, P. W., Bolser, D. C. Cervical spinal cord injury alters the pattern of breathing in anesthetized rats. J Appl Physiol. 91 (6), 2451-2458 (2001).
  8. Goshgarian, H. G. The role of cervical afferent nerve fiber inhibition of the crossed phrenic phenomenon. Exp Neurol. 72 (1), 211-225 (1981).
  9. Keomani, E., et al. A murine model of cervical spinal cord injury to study post-lesional respiratory neuroplasticity. J Vis Exp. (87), e51235(2014).
  10. Miyata, H., Zhan, W. Z., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Myoneural interactions affect diaphragm muscle adaptations to inactivity. J Appl Physiol. 79 (5), 1640-1649 (1995).
  11. Moreno, D. E., Yu, X. J., Goshgarian, H. G. Identification of the axon pathways which mediate functional recovery of a paralyzed hemidiaphragm following spinal cord hemisection in the adult rat. Exp Neurol. 116 (3), 219-228 (1992).
  12. Porter, W. T. The path of the respiratory impulse from the bulb to the phrenic nuclei. J Physiol. 17 (6), 455-485 (1895).
  13. Zhan, W. Z., Miyata, H., Prakash, Y. S., Sieck, G. C. Metabolic and phenotypic adaptations of diaphragm muscle fibers with inactivation. J Appl Physiol. 82 (4), 1145-1153 (1997).
  14. Smith, J. C., Ellenberger, H. H., Ballanyi, K., Richter, D. W., Feldman, J. L. Pre-botzinger complex: A brainstem region that may generate respiratory rhythm in mammals. Science. 254 (5032), 726-729 (1991).
  15. Vinit, S., Gauthier, P., Stamegna, J. C., Kastner, A. High cervical lateral spinal cord injury results in long-term ipsilateral hemidiaphragm paralysis. J Neurotrauma. 23 (7), 1137-1146 (2006).
  16. Warren, P. M., et al. Rapid and robust restoration of breathing long after spinal cord injury. Nat Commun. 9 (1), 4843(2018).
  17. Fogarty, M. J., Dasgupta, D., Khurram, O. U., Sieck, G. C. Chemogenetic inhibition of TrkB signalling reduces phrenic motor neuron survival and size. Mol Cell Neurosci. 125, 103847(2023).
  18. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Targeted delivery of TrkB receptor to phrenic motoneurons enhances functional recovery of rhythmic phrenic activity after cervical spinal hemisection. PLoS One. 8 (5), e64755(2013).
  19. Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Localized delivery of brain-derived neurotrophic factor-expressing mesenchymal stem cells enhances functional recovery following cervical spinal cord injury. J Neurotrauma. 32 (3), 185-193 (2015).
  20. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Stowe, J. M., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. TrkB kinase activity is critical for recovery of respiratory function after cervical spinal cord hemisection. Exp Neurol. 261, 190-195 (2014).
  21. Sieck, G. C., Gransee, H. M., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B. Acute intrathecal BDNF enhances functional recovery after cervical spinal cord injury in rats. J Neurophysiol. 125 (6), 2158-2165 (2021).
  22. Fuller, D. D., Golder, F. J., Olson, E. B., Mitchell, G. S. Recovery of phrenic activity and ventilation after cervical spinal hemisection in rats. J Appl Physiol. 100 (3), 800-806 (2006).
  23. Bezdudnaya, T., Hormigo, K. M., Marchenko, V., Lane, M. A. Spontaneous respiratory plasticity following unilateral high cervical spinal cord injury in behaving rats. Exp Neurol. 305, 56-65 (2018).
  24. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. J Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  25. Cloud, B. A., et al. Hemisection spinal cord injury in rat: The value of intraoperative somatosensory evoked potential monitoring. J Neurosci Methods. 211 (2), 179-184 (2012).
  26. Hurd, C., Weishaupt, N., Fouad, K. Anatomical correlates of recovery in single pellet reaching in spinal cord injured rats. Exp Neurol. 247, 605-614 (2013).
  27. Fouad, K., Hurd, C., Magnuson, D. S. Functional testing in animal models of spinal cord injury: Not as straight forward as one would think. Front Integr Neurosci. 7, 85(2013).
  28. Fouad, K., Popovich, P. G., Kopp, M. A., Schwab, J. M. The neuroanatomical-functional paradox in spinal cord injury. Nat Rev Neurol. 17 (1), 53-62 (2021).
  29. Fogarty, M. J., et al. Novel regenerative drug, SPG302 promotes functional recovery of diaphragm muscle activity after cervical spinal cord injury. J Physiol. 601 (12), 2513-2532 (2023).
  30. Prakash, Y. S., Miyata, H., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Inactivity-induced remodeling of neuromuscular junctions in rat diaphragmatic muscle. Muscle Nerve. 22 (3), 307-319 (1999).
  31. Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Role of neurotrophins in recovery of phrenic motor function following spinal cord injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (2), 218-225 (2009).
  32. Brown, A. D., et al. Mitochondrial adaptations to inactivity in diaphragm muscle fibers. J Appl Physiol. 133 (1), 191-204 (2022).
  33. Rana, S., Zhan, W. Z., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Disproportionate loss of excitatory inputs to smaller phrenic motor neurons following cervical spinal hemisection. J Physiol. 598 (20), 4693-4711 (2020).
  34. Mantilla, C. B., Rowley, K. L., Zhan, W. Z., Fahim, M. A., Sieck, G. C. Synaptic vesicle pools at diaphragm neuromuscular junctions vary with motoneuron soma, not axon terminal, inactivity. Neuroscience. 146 (1), 178-189 (2007).
  35. Ford, G. T., Whitelaw, W. A., Rosenal, T. W., Cruse, P. J., Guenter, C. A. Diaphragm function after upper abdominal surgery in humans. Am Rev Respir Dis. 127 (4), 431-436 (1983).
  36. Road, J. D., Burgess, K. R., Whitelaw, W. A., Ford, G. T. Diaphragm function and respiratory response after upper abdominal surgery in dogs. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 57 (2), 576-582 (1984).
  37. Rana, S., Sunshine, M. D., Greer, J. J., Fuller, D. D. Ampakines stimulate diaphragm activity after spinal cord injury. J Neurotrauma. 38 (24), 3467-3482 (2021).
  38. Ghali, M. G., Marchenko, V. Dynamic changes in phrenic motor output following high cervical hemisection in the decerebrate rat. Exp Neurol. 271, 379-389 (2015).
  39. Ditunno, J. F., Little, J. W., Tessler, A., Burns, A. S. Spinal shock revisited: A four-phase model. Spinal Cord. 42 (7), 383-395 (2004).
  40. Khurram, O. U., Gransee, H. M., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Automated evaluation of respiratory signals to provide insight into respiratory drive. Respir Physiol Neurobiol. 300, 103872(2022).
  41. Khurram, O. U., Mantilla, C. B., Sieck, G. C. Neuromotor control of spontaneous quiet breathing in awake rats evaluated by assessments of diaphragm emg stationarity. J Neurophysiol. 130 (5), 1344-1357 (2023).
  42. Rana, S., Zhan, W. Z., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Cervical spinal hemisection alters phrenic motor neuron glutamatergic mRNA receptor expression. Exp Neurol. 353, 114030(2022).
  43. Mantilla, C. B., Greising, S. M., Zhan, W. Z., Seven, Y. B., Sieck, G. C. Prolonged c2 spinal hemisection-induced inactivity reduces diaphragm muscle specific force with modest, selective atrophy of type IIx and/or IIb fibers. J Appl Physiol. 114 (3), 380-386 (2013).
  44. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599(2017).
  45. Navarrete-Opazo, A., Mitchell, G. S. Recruitment and plasticity in diaphragm, intercostal, and abdominal muscles in unanesthetized rats. J Appl Physiol. 117 (2), 180-188 (2014).
  46. Redfern, M., Hughes, R., Chaffin, D. High-pass filtering to remove electrocardiographic interference from torso emg recordings. Clin Biomech. 8 (1), Bristol, Avon. 44-48 (1993).
  47. Seven, Y. B., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. Non-stationarity and power spectral shifts in emg activity reflect motor unit recruitment in rat diaphragm muscle. Respir Physiol Neurobiol. 185 (2), 400-409 (2013).
  48. Christensen, H., Sogaard, K., Jensen, B. R., Finsen, L., Sjogaard, G. Intramuscular and surface emg power spectrum from dynamic and static contractions. J Electromyogr Kinesiol. 5 (1), 27-36 (1995).
  49. Belman, M. J., Sieck, G. C. The ventilatory muscles. Fatigue, endurance and training. Chest. 82 (6), 761-766 (1982).
  50. Belman, M. J., Sieck, G. C., Mazar, A. Aminophylline and its influence on ventilatory endurance in humans. Am Rev Respir Dis. 131 (2), 226-229 (1985).
  51. Levine, S., Gillen, J., Weiser, P., Gillen, M., Kwatny, E. Description and validation of an ecg removal procedure for emgdi power spectrum analysis. J Appl Physiol. 60 (3), 1073-1081 (1986).
  52. Schweitzer, T. W., Fitzgerald, J. W., Bowden, J. A., Lynne-Davies, P. Spectral analysis of human inspiratory diaphragmatic electromyograms. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 46 (1), 152-165 (1979).
  53. Sharp, J. T. The respiratory muscles in emphysema. Clin Chest Med. 4 (3), 421-432 (1983).
  54. Sinderby, C., Spahija, J., Beck, J. Changes in respiratory effort sensation over time are linked to the frequency content of diaphragm electrical activity. Am J Respir Crit Care Med. 163 (4), 905-910 (2001).
  55. Dougherty, B. J., et al. Recovery of inspiratory intercostal muscle activity following high cervical hemisection. Respir Physiol Neurobiol. 183 (3), 186-192 (2012).
  56. Lane, M. A., et al. Respiratory function following bilateral mid-cervical contusion injury in the adult rat. Exp Neurol. 235 (1), 197-210 (2012).
  57. Burns, D. P., Murphy, K. H., Lucking, E. F., O'halloran, K. D. Inspiratory pressure-generating capacity is preserved during ventilatory and non-ventilatory behaviours in young dystrophic mdx mice despite profound diaphragm muscle weakness. J Physiol. 597 (3), 831-848 (2019).
  58. Dow, D. E., Mantilla, C. B., Zhan, W. Z., Sieck, G. C. EMG-based detection of inspiration in the rat diaphragm muscle. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2006, 1204-1207 (2006).
  59. Rana, S., Sieck, G. C., Mantilla, C. B. Diaphragm electromyographic activity following unilateral midcervical contusion injury in rats. J Neurophysiol. 117 (2), 545-555 (2017).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

C2 BDNF TrkB

مقالات ذات صلة