يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج فئران لتكوين تمدد الأوعية الدموية الشريان السباتي

774 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/67872

⸱

سبتمبر 9, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1McGowan Institute for Regenerative Medicine, 2Department of Neurosurgery, University of Pittsburgh Medical Center, 3Biomedical Engineering, Department of Agricultural and Biological Engineering, Mississippi State University, 4Department of Neurological Surgery, Columbia Irving Medical Center

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول طريقة جراحية موحدة لتحريض تمدد الأوعية الدموية السباتي في نموذج الفئران من خلال عملية جراحية واحدة.

الملخص

توجد تمدد الأوعية الدموية الدماغية في حوالي 2٪ -5٪ من السكان وتمثل مصدر قلق كبير للصحة العامة بسبب ارتفاع معدلات الوفيات والمراضة عند التمزق. على الرغم من التقدم في البحث ، لا يزال تطوير نماذج حيوانية فعالة وقابلة للتكرار يمثل تحديا. من بين النماذج المتاحة ، يتم استخدام تمدد الأوعية الدموية المستحثة جراحيا على نطاق واسع. ومع ذلك ، فإن التعقيد التقني لهذه الإجراءات غالبا ما يحد من إمكانية الوصول إليها. تتطلب هذه الطرق خبرة جراحية واسعة وترتبط بمعدلات أعلى من الوفيات أثناء الجراحة أو تكوين تمدد الأوعية الدموية غير المتسق ، مما قد يضر بموثوقية النتائج التجريبية. لمعالجة هذه القيود ، تقدم مقالة الفيديو هذه إجراء جراحيا مبسطا لإحداث تمدد الأوعية الدموية السباتي في الفئران ، يتم إجراؤه في جلسة واحدة. أظهر هذا النهج المبسط معدل نجاح مثير للإعجاب بنسبة 87٪ في إحداث تمدد الأوعية الدموية الشريان السباتي لدى إناث الفئران. من خلال تقليل التحديات التقنية وتحسين قابلية التكاثر ، توفر هذه الطريقة بديلا عمليا وموثوقا لأبحاث تمدد الأوعية الدموية الدماغية. يمكن أن يؤدي اعتماده على نطاق واسع إلى تسهيل الدراسات الموحدة ، وتسريع تطوير الاستراتيجيات العلاجية ، وفي النهاية تعزيز فهمنا لفيزيولوجيا تمدد الأوعية الدموية المرضية.

المقدمة

تمدد الأوعية الدموية الدماغية عبارة عن توسعات موضعية في جدران الأوعية الدموية الدماغية ، مما يؤثر على ما يقرب من 2٪ -5٪ من عامة السكان. يمكن أن يؤدي تمزق تمدد الأوعية الدموية هذه إلى نزيف تحت العنكبوتية ، والذي يحمل معدلات عالية من الوفيات والمراضة1،2. يتطلب فهم التسبب في تمدد الأوعية الدموية الدماغية وتحديد الأهداف العلاجية المحتملة نماذج حيوانية موثوقة وقابلة للتكرار تحاكي المرض البشري. تقدم هذه المقالة طريقة جراحية موحدة لإحداث تمدد الأوعية الدموية السباتي في الفئران ، مما يوفر بديلا عمليا وفعالا للنماذج داخل الجمجمة الأكثر تطلبا من الناحية الفنية3.

الدافع وراء تطوير هذه التقنية هو التحديات المرتبطة بنماذج تمدد الأوعية الدموية الدماغية الحالية. تتطلب نماذج تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة ، على الرغم من استخدامها على نطاق واسع ، إجراءات جراحية معقدة ومقيدة بالعيار الصغير للأوعية داخل الجمجمة ، مما يعيق فائدتها لاختبار الأجهزة داخل الأوعية الدموية والتدخلات الأخرى4،5. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الاختلافات في الطرق المستخدمة عبر الدراسات - مثل الاختلافات في تركيزات الإيلاستاز وأوقات التعرض - تقلل من قابلية التكاثر وتعيق المقارنات عبر الدراسات. من خلال توحيد الإجراء ، تعالج هذه التقنية هذه القيود وتوفر معدل نجاح مرتفع لتحريض تمدد الأوعية الدموية مع الحد الأدنى من المخاطر الجراحية.

بالمقارنة مع الطرق البديلة ، يوفر نموذج تمدد الأوعية الدموية السباتي العديد من المزايا المميزة. أولا ، يقلل الإجراء الجراحي المبسط من الحواجز التقنية ، مما يجعله أكثر سهولة في الوصول إلى مجموعة واسعة من المختبرات. ثانيا ، يسهل العيار الأكبر للشريان السباتي مقارنة بالأوعية داخل الجمجمة اختبار الأساليب العلاجية ، بما في ذلك الأجهزة داخل الأوعية الدموية. أظهرت الدراسات السابقة اختلافات في هذا النموذج بنتائج واعدة ، لكن البروتوكولات غير المتسقة لها قابلية استنساخمحدودة 6،7. يعمل نهجنا على تحسين هذه الأساليب ، وتحقيق معدل نجاح بنسبة 87٪ في إناث الفئران وضمان الاتساق عبر التجارب.

في السياق الأوسع للأدبيات ، تعد النماذج الحيوانية لتمدد الأوعية الدموية الدماغية أمرا بالغ الأهمية لفهم آليات المرض وتقييم الأهداف العلاجية وتطوير استراتيجيات التدخل. تم تطوير النماذج في أنواع مختلفة ، بما في ذلك أسماك الزرد والجرذان والأرانب ، ولكل منها مزايا وقيود فريدة3،8. يكمل نموذج تمدد الأوعية الدموية السباتي هذا الذخيرة الحالية من خلال تقديم توازن بين الجدوى التقنية والملاءمة للأمراض البشرية ، مما يجعله خيارا مثاليا للباحثين الذين يبحثون عن نموذج موثوق به وقابل للتكرار للدراسات قبل السريرية.

هذه الطريقة مناسبة بشكل خاص للمختبرات التي تهدف إلى التحقيق في الأسس الجزيئية والميكانيكية الحيوية لتكوين تمدد الأوعية الدموية ، أو اختبار العوامل الدوائية ، أو تقييم الأجهزة داخل الأوعية الدموية. يجب على الباحثين التفكير فيما إذا كانت السمات التشريحية والفسيولوجية لهذا النموذج تتوافق مع أهدافهم التجريبية المحددة. من خلال توفير بروتوكول موحد وقابل للتكرار ، تهدف هذه التقنية إلى تطوير أبحاث تمدد الأوعية الدموية الدماغية وتعزيز قدر أكبر من الاتساق عبر الدراسات في هذا المجال.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على بروتوكول من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة بيتسبرغ (IS00022015). تم استخدام إناث الفئران البرية C57BL / 6J (WT) ، بعمر 6-8 أسابيع ، في التجارب. يتم سرد الكواشف والمعدات المستخدمة في جدول المواد.

1. تحضير

  1. الحث على التخدير.
    1. ضع الفأر في غرفة الحث وقم بإعطاء غاز الأيزوفلوران بتركيز 3٪ -4٪ للتحريض باستخدام نظام تبخير التخدير (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا). اضبط معدل التدفق على 1.0-1.5 لتر / دقيقة من الأكسجين.
    2. راقب بحثا عن علامات التخدير الكامل (على سبيل المثال ، عدم الاستجابة للمنبهات الخارجية وانخفاض معدل التنفس).
  2. نقل إلى موقع الجراحة.
    1. بمجرد تخدير الفأر بالكامل ، انقله إلى المحطة الجراحية مع الحفاظ على تخدير الأيزوفلوران بتركيز صيانة 1-3٪ ومعدل تدفق أكسجين من 0.8-1.0 لتر / دقيقة. تأكد من توصيل الماوس بنظام توصيل التخدير عبر مخروط الأنف.
  3. الحفاظ على درجة الحرارة.
    1. ضع الماوس على وسادة تسخين مضبوطة مسبقا على 36 درجة مئوية. قم بإرفاق مسبار درجة الحرارة لمراقبة درجة حرارة الجسم باستمرار طوال العملية. اضبط إعداد وسادة التسخين إذا لزم الأمر للحفاظ على درجة حرارة ثابتة.

2. التحضير للجراحة

  1. شل حركة.
    1. ضع الماوس في وضع ضعيف. استخدم شرائط من الشريط الجراحي لتثبيت كل طرف برفق على المنصة الجراحية ، مما يضمن استقرار الجسم دون توتر لا داعي له.
  2. احلق منطقة الرقبة.
    1. باستخدام مقصات جراحية صغيرة ، احلق الفراء من منطقة الرقبة (حوالي 2 سم × 2 سم). إزالة الشعر المتساقط بشاش جراحي معقم.
  3. تعقيم موقع الجراحة.
    1. ضعي جولتين من محلول بوفيدون اليود على منطقة الرقبة باستخدام أدوات تطبيق ذات رؤوس قطنية ، متبوعة بجولتين من الإيثانول بنسبة 70٪. اترك المنطقة تجف في الهواء بين التطبيقات لضمان التعقيم المناسب.

3. المرحلة الأولى: ربط الشريان السباتي المشترك

  1. تأكيد التخدير.
    1. قم بإجراء اختبار قرصة إصبع القدم باستخدام ملقط حاد. يؤكد عدم وجود انسحاب أو حركة انعكاسية التخدير الكافي.
  2. قم بإجراء شق خط الوسط.
    1. باستخدام المقص الجراحي ، قم بعمل شق عمودي بطول 1 سم على طول خط الوسط للرقبة ، بدءا من أسفل خط الفك مباشرة. قطع الأدمة واللفافة الكامنة.
  3. كشف الغدة تحت الفك السفلي.
    1. استخدم ملقطا حادا لتعبئة الغدة تحت الفك السفلي بشكل جانبي ، مع الحرص على عدم إتلاف الأنسجة المحيطة. ارفع الغدة برفق وافصلها عن عظم القص عن طريق التشريح الحاد.
    2. قم بتأمين الغدة باستخدام ضام أو مشبك صغير معقم للحفاظ على مجال جراحي واضح.
  4. تعريض عضلة القصية الترقوية الخشائية (SCM).
    1. تحديد بصريا للعضلة القصية الترقوية الخشائية (SCM). استخدم ملقطا حادا لرفع العضلات برفق وخيط خياطة حريرية مضفرة 5-0 تحتها. عكس العضلات بشكل جانبي عن طريق سحب الخيط برفق لفضح غمد السبات.
  5. عزل الشريان السباتي.
    1. افتح غمد السباتي باستخدام ملقط حاد. افصل الشريان السباتي بعناية عن الوريد الوداجي المجاور والعصب المبهم.
    2. لتحسين الرؤية، أدخل سوار سيليكون معقم أو ضام أسفل الشريان السباتي. تجنب التسبب في صدمة للشريان أو الهياكل المحيطة.
  6. ربط الشريان السباتي.
    1. باستخدام ملقط حاد ، اغرف الشريان السباتي وخيط خياطة 9-0 تحته. اربط عقدة مزدوجة آمنة لربط الشريان ، مما يضمن الشد المناسب لمنع تدفق الدم دون الإضرار بالوعاء الدموي. تقليم أطراف الخياطة لتقليل تهيج الأنسجة.
  7. أغلق الشق.
    1. تقريب حواف الجلد باستخدام خياطة نايلون معقمة (5-0) أو دبابيس جراحية. ضع ضغطا لطيفا بشاش معقم لضمان الإرقاء.

4. رعاية ما بعد الجراحة

  1. راقب.
    1. راقب يوميا بحثا عن العلامات السريرية للمضاعفات مثل تمزق تمدد الأوعية الدموية المبكر (يتضح من الخمول المفاجئ أو الورم الدموي) أو السكتة الدماغية أو النوبات أو فقدان الوزن بشكل كبير (>10٪ من الوزن الأساسي).
    2. القتل الرحيم للحيوانات على الفور (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) التي تظهر عليها أعراضا شديدة لتقليل الألم والضيق.
  2. العناية بالجروح
    1. بعد الجراحة مباشرة ، ضع جل ليدوكائين 4٪ على موقع الشق لتخفيف الآلام الموضعية. ضع طبقة رقيقة من مرهم المضاد الحيوي (مثل الباسيتراسين) لمنع العدوى. كرر العناية بالجروح يوميا لمدة 3 أيام على الأقل أو حتى تظهر علامات الشفاء على الجرح.
  3. بيئة التعافي
    1. ضع في قفص إنعاش نظيف مع فراش ناعم. تأكد من الوصول إلى السوائل الدافئة أو جل الترطيب للمساعدة في التعافي. راقب حتى يصبح مستيقظا تماما ومتحركا ، ثم أعده إلى مسكنه القياسي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

خضعت ما مجموعه 15 أنثى من النوع البري (WT) لإجراء تحريض تمدد الأوعية الدموية باتباع البروتوكول القياسي الموصوف (الشكل 1). بعد أسبوعين من الجراحة ، تم تحقيق تكوين تمدد الأوعية الدموية بنجاح في ما يقرب من 87٪ من الفئران ، كما أكد الفحص المورفولوجي الإجمالي (الشكل 2 والشكل 3). تسلط هذه النتائج الضوء على متانة هذه التقنية وقابليتها للتكرار ، مما يدل على فائدتها في الدراس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تم وصف نموذج تمدد الأوعية الدموية السباتي الناجم عن ربط الشريان السباتي في البداية في السبعينيات من قبل Yasargil و Matsuda ، اللذين استخدما ترقيع الأوردة للحث على تطور تمدد الأوعية الدموية9،10. مكنت التعديلات اللاحقة على هذه التقنية ، بما في ذلك إضافة علاج الإيلاستاز وربط الشريان السباتي ، من توليد تمدد الأوعية الدموية السباتي الأكبر بطريقة أكثر كفاءة وتسريع. على الرغم من...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
غرزة مضفرة 5-0 قابلة للامتصاصإيثيكون / إثيلونJ463G
خيط أحادي الخيط غير الممتص 5-0إيثيكون / إثيلون8698G
غرزة 9-0 غير قابلة للامتصاصإيثيكون / إثيلون2829G
وسادات تحضير الكحولميدلاينCUR45585RB
أنيمال بوكت برو ماكينة الحلاقةوال9861-900
دومونت #5 ملقطروبوزRS-5058
ملقط دومونت التيتانيوم؛ النمط #5روبوزRS-5050
ملقط جريفروبوزRS-5138 
ملقط نسيج جرايفروبوزRS-5155
ليدوكائين، 4٪، موضعيميدلاين52565-009-50
مستقيم بمشبك دقيق، 5 ممروبوزRS-5420
مقص التشريح الدقيقروبوزRS-5610
مستقيم ميكرو-سكلب، 8 ممروبوزRS-5424
ملقط البعوض، 4"روبوزRS-7100
قفازات النيتريلفيشربراند19-130-1597
البنسلين-ستريبتوميسينثيرمو فيشر15140122
إنزيم البنكرياس الخنزيريوورثينغتونLS002274
بوفيدون-يودينميدلاينMDS093943
مقص، ناعم جداروبوزRS-5880
مقص، حسناروبوزRS-5840
محلول ملحي معقم بنسبة 0.9٪باكستر2B1324X
أداة تطبيق القطن المعقمدايناركس4303
مناشف جراحية معقمة قابلة للاستخدام مرة واحدة، زرقاءميدلاينMDT2168202H
تيغاديرم لتغليف الفيلم الشفاف3M1624W

المراجع

  1. Vlak, M. H., Algra, A., Brandenburg, R., Rinkel, G. J. Prevalence of unruptured intracranial aneurysms, with emphasis on sex, age, comorbidity, country, and time period: A systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 10 (7), 626-636 (2011).
  2. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. E. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  3. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sci. 10 (3), 134(2020).
  4. Frösen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall - A review of current pathophysiological knowledge. Transl Stroke Res. 5 (3), 347-356 (2014).
  5. Frösen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: Histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
  6. Tulamo, R., Frösen, J., Hernesniemi, J., Niemelä, M. Inflammatory changes in the aneurysm wall: A review. J Neurointerv Surg. 2 (2), 120-130 (2010).
  7. Hashimoto, N., et al. Experimental induction of cerebral aneurysms in monkeys. J Neurosurg. 67 (6), 903-905 (1987).
  8. Lv, X., Zhang, H., Kong, W., Liang, S., Zhang, H. Evaluation of an antithrombotic surface-coated flow diverter in a rabbit model without dual antiplatelet drugs. World Neurosurg. 192, e155-e162 (2024).
  9. Yasargil, M. G., Fox, J. L. The microsurgical approach to intracranial aneurysms. Surg Neurol. 3 (1), 7-14 (1975).
  10. Nishikawa, M., Yonekawa, Y., Matsuda, I. Experimental aneurysms. Surg Neurol. 5 (1), 15-18 (1976).
  11. Hoh, B. L., et al. A novel murine elastase saccular aneurysm model for studying bone marrow progenitor-derived cell-mediated processes in aneurysm formation. Neurosurgery. 66 (3), 544-550 (2010).
  12. Staarmann, B., Smith, M., Prestigiacomo, C. J. Shear stress and aneurysms: A review. Neurosurg Focus. 47 (1), E2(2019).
  13. Dolan, J. M., Kolega, J., Meng, H. High wall shear stress and spatial gradients in vascular pathology: A review. Ann Biomed Eng. 41 (7), 1411-1427 (2013).
  14. Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. J Biomed Biotechnol. 2011, 535921(2011).
  15. Starke, R. M., et al. Critical role of TNF-α in cerebral aneurysm formation and progression to rupture. J Neuroinflammation. 11, 77(2014).
  16. Hussain, S., et al. Search for biomarkers of intracranial aneurysms: A systematic review. World Neurosurg. 84 (5), 1473-1483 (2015).
  17. Broderick, J. P. Jr Unruptured intracranial aneurysms: Epidemiology, natural history, management options, and familial screening. Lancet Neurol. 13 (4), 393-404 (2014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تمدد الأوعية الدموية الدماغيةإجراء جراحيالعلاج بالإيلاستازالشريان السباتينموذج حيوانيتحفيز تمدد الأوعية الدمويةاستراتيجيات علاجية
نموذج فئران لتكوين تمدد الأوعية الدموية الشريان السباتي
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.