مقالة منهجية

تطوير نموذج إصابة الرئة الحادة للخنزير الصغير حديثي الولادة يعيد إنشاء البيئة المبكرة لرئتي الخدج

1.2K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/68058

⸱

أكتوبر 31, 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Sinclair Centre for Regenerative Medicine, Ottawa Hospital Research Institute, 2Division of Neonatology, Karolinska University Hospital, 3Division of Neonatology, Children's Hospital of Eastern Ontario, 4Department of Obstetrics, Gynecology and Newborn Care, University of Ottawa, 5Faculty of Medicine, University of Ottawa

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول تطوير نموذج خنزير صغير حديثي الولادة لإصابة الرئة الحادة التي تنمذج الأحداث المسببة للأمراض المبكرة التي تحدث في الرئة الخدجية ، بما في ذلك كمية الفاعل بالسطح دون الكافية ، وفرط التأكسج ، والتهوية عالية الضغط ، والالتهاب ، لتسهيل فهم المحفزات الجزيئية لخلل التنسج القصبي الرئوي وتعزيز الترجمة العلاجية.

الملخص

الولادة المبكرة هي سبب رئيسي لمراضة الأطفال والوفيات. خلل التنسج القصبي الرئوي (BPD) هو نتيجة وخيمة للخداج الشديد ، مما يؤدي إلى تغيرات في نمو الرئة وتأثيرات تنموية طويلة الأمد. التسبب في اضطراب الشخصية الحدية متعدد العوامل ، بما في ذلك التهوية الميكانيكية وفرط التأكسج والالتهابات كمحركات رئيسية لتطوره. حاليا ، لا يوجد علاج لاضطراب الشخصية الحدية. في هذه الدراسة ، يتم تقديم نموذج جديد للخنزير الصغير حديثي الولادة لإصابة الرئة الحادة (ALI) ، يحاكي المحفزات السريرية التي تواجهها الرئة البشرية الخدج. يؤدي نموذج خنزير حديثي الولادة متعدد الضربات ALI - الذي يجمع بين استنفاد الفاعل بالسطح ، وفرط التأكسج ، والتهوية ذات الضغط العالي ، وإدارة عديدات السكاريد الدهنية داخل القصبة الهوائية (LPS) إلى ضعف الأوكسجين ، واضطراب وظائف الرئة ، والالتهاب مع تسلل العدلات ، وإصابة الرئة النسيجية. تتمثل مزاياها الرئيسية في استخدام المحفزات الضارة المعروفة بأنها تؤدي إلى التسبب في اضطراب الشخصية الحدية وقلة صيانتها. يولد ALI عالي الدقة ، ويلبي معايير ALI للجمعية الأمريكية لأمراض الصدر. تعتبر النماذج الحيوانية الكبيرة ، مثل نموذج الخنزير الصغير هذا ، ضرورية لفهم العوامل المسببة للأمراض المبكرة ، وتحديد الأهداف العلاجية ، وتسهيل الترجمة السريرية للمرضى.

المقدمة

الخداج الشديد هو سبب رئيسي للوفاة عند الأطفال قبل سن الخامسةمن سن 1. المضاعفات الشديدة الأكثر شيوعا للخداج هي خلل التنسج القصبي الرئوي (BPD) ، وهو مرض رئوي مزمن ، مع مساهمات متعددة العوامل بما في ذلك الالتهاب والإجهاد التأكسدي الناتج عن فرط التأكسج والصدمات الناجمة عن جهاز التنفس الصناعي2. تؤدي هذه البيئة الدقيقة إلى ضعف نمو الرئة ، مما قد يكون له تأثير طويل الأمد على نمو وتطور الخدج3. حاليا ، لا يوجد علاج لاضطراب الشخصية الحدية.

وجدت مراجعة منهجية حديثة حول استخدام الخلايا اللحمية الوسيطة كعلاج محتمل لاضطراب الشخصية الحدية أن البيانات قبل السريرية كانت فقط في القوارض4. هذه الظاهرة شائعة نظرا للتوافر الواسع لنماذج القوارض وسهولة استخدامها وصيانتها. ومع ذلك ، فإن استنساخ الدراسات في النماذج الحيوانية الكبيرة أمر بالغ الأهمية لضمان النجاح في الجهود الانتقالية للعلاجات الجديدة والقادمة للأطفال الخدج. تفشل العديد من التجارب السريرية بسبب عدم كفاية الدراسات قبل السريرية5 ، مما يؤدي إلى إبطاء تطور العلاج للمرضى. في حين أن استخدام نموذج الرئيسيات غير البشرية هو نموذج ما قبل السريري المفضل لوضع الأساس للتجارب السريرية البشرية ، إلا أنه شاق ومكلف ولا يمكن الوصول إليه بسهولة. يعد نموذج خنزير الأطفال حديثي الولادة مفيدا ، مع استخدام الأدوية والمعدات المشابهة لرعاية حديثي الولادة ، مما يحاكي بيئة العناية المركزة السريرية لحديثي الولادة ، مما يؤدي إلى تعزيز جدوى الترجمة السريرية. علاوة على ذلك ، فإن الجهاز المناعي لرئتي الخنازير يشبه إلى حد كبير جهاز المناعة لدى البشر6،7،8،9 ، حيث يشترك في أكثر من 80٪ من التباين الجيني للمستقبلات الشبيهة بالحصيلة 410 ، مع تفاعل البلاعم مع عديدات السكاريد الدهنية (LPS) 11،12 وإنتاج أكسيد النيتريك13 - المساهمات المحتملة للالتهاب في رئة الإنسان14. علاوة على ذلك، فإن الفاعل بالسطح الرئوي المشتق من الخنازير هو علاج راسخ سريريا يستخدم لأمراض الرئة الحادة عند الرضع المبتسرين15.

يقدم هذا البروتوكول إنشاء نموذج جديد لإصابات الرئة الحادة متعددة الضربات (ALI) للحيوانات الكبيرة ليوم واحد في الخنازير حديثي الولادة مع نتائج متسقة وموحدة وقابلة للترجمة بما يتماشى مع معايير ALI للجمعية الأمريكية لأمراض الصدر16،17،18. تم استخدام غسيل الرئة الملحي المتكرر لاستنفاد الفاعل بالسطح مع تهوية عالية الضغط وما يتبع LPS أو التعرض السامة الأخرى في الخنازير البالغة للحث على إصابة الرئة18. ومع ذلك ، فإن النماذج المماثلة المتوفرة في الخنازير حديثي الولادة نادرة19,20. يصف هذا البروتوكول كيفية إحداث إصابة الرئة باستخدام بروتوكول مكيف لغسل الرئة النضوب الخافض للتوتر السطحي21،22،23 تحت تهوية فرط التأكسج والضغط العالي ، متبوعا بمحفز التهابي باستخدام LPS يتم غرسه مباشرة في الرئة. تم إعداد هذا النموذج لإعطاء العلاج المفضل إما محليا (داخل القصبة الهوائية - تكنولوجيا المعلومات) أو جهازيا (عن طريق الوريد - IV) بعد إصابة الرئة المستحثة ، مع مراقبة تأثيره على مدى 5 ساعات. يحاكي الإطار العام عن كثب حالة رئتي الرضع الخدج. يؤدي استنفاد الفاعل بالسطح إلى إعادة إنشاء متلازمة الضائقة التنفسية ، والتي تتميز بنقص الفاعل بالسطح عند الولادة. يمكن أن يرتبط هذا المرض بالصدمات الضغطية ، والصدمات الكهربائية ، ومشاكل الأكسجين التي تتطلب مستويات عالية من الأكسجين والتهوية الميكانيكية. أخيرا ، يولد معظم الأطفال الخدج في بيئة التهابية بسبب التهاب المشيمة والسلى أو العدوى ، وهي سمات حاولت تكرارها بواسطة إدارة LPS في نموذج الخنزير الصغير هذا. يخلق هذا النموذج متعدد الضربات من ALI محفزات سريرية مماثلة تواجهها الرئة البشرية الخدج والتي ستقدم رؤى لا تقدر بثمن حول العمليات المسببة للأمراض المبكرة لاضطراب الشخصية الحدية وتحسين تقديم العلاج المحتمل للترجمة السريريةالفعالة 24.

البروتوكول

يتم إجراء جميع التجارب من قبل موظفين معتمدين بالاتفاق مع اللوائح الوطنية والمؤسسية (https://ccac.ca/en/guidelines-and-policies/) بعد موافقة اللجنة الإقليمية لرعاية وخدمة رعاية والخدمة البيطرية (بروتوكول OHRIe-3731). تم استخدام الخنازير حديثي الولادة من كلا الجنسين ، بعمر 0-3 أيام ، مع سلالة مختلطة من يوركشاير ، ولاندريس ، ودوروك لهذا النموذج. يتم توفير وصف مفصل للخطوات (رقم الخطوة المحددة بين قوسين) للتحضير والتخدير وإدارة السوائل والأدوية والمراقبة المستخدمة طوال مدة التجربة (1-3) ، والإجراءات الجراحية (4) بما في ذلك فترة التثبيت (5) قبل إحداث إصابة الرئة متعددة الضربات (7) ، مع مراقبة ما بعد الإصابة والتهوية الصيانة (6 ، 8) تنتهي بالقتل الرحيم وإكمال التجربة (10). كما يتم تقديم إجراء موحد اختياري للعلاج داخل القصبة الهوائية (9). الوقت الإجمالي من المزرعة إلى نهاية التجربة وجمع العينات حوالي 12-15 ساعة. يتم سرد الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة في جدول المواد.

1. التحضير التجريبي

  1. قم بتشغيل ومعايرة الشاشات وجهاز التنفس الصناعي قبل وصول الخنزير الصغير. تأكد من إدخال بطاقات الذاكرة في الشاشة لتسجيل البيانات بشكل مستمر أثناء التجربة.
  2. اضبط جهاز التنفس الصناعي بذروة ضغط الشهيق (PIP) 15 سمH 2O ، وضغط الزفير النهائي الإيجابي (PEEP) 6 سمH 2O ، وتدفق الشهيق 8 لتر / دقيقة ، ومعدل التنفس (RR) 30 / دقيقة ، ووقت الشهيق (Tinsp) 0.4 ثانية ، وجزء من الأكسجين المستوحى (FiO2) من 1.0 ، وقم بتوصيل دائرة تهوية وجهاز ترطيب جديدين.
  3. قم بإعداد عبوات جراحية معقمة وستائر ومواد استهلاكية (بما في ذلك الأدوية - انظر جدول المواد) والقسطرة ونموذج CRF المطبوع. زيادة درجة حرارة غرفة الجراحة إلى 25 درجة مئوية أو أعلى حسب الضرورة من قبل فريق البحث. قم بتشغيل بطانية التدفئة / مرتبة الماء إلى 39 درجة مئوية. قم بإعداد نظام تسخين الهواء القسري الجاهز للاستخدام إذا كانت هناك حاجة إلى تنظيم إضافي لدرجة الحرارة.
  4. ضع كيسا سعة 1 لتر من المحلول الملحي العادي في حمام مائي دافئ (39 درجة مئوية) لتحضير غسل الرئة.
  5. قم بإعداد مضخات ضخ الأدوية (الكيتامين والبروبوفول) وأضف أكياسا جديدة من الرنين الرضاعة وسكر العنب إلى مضخات السوائل.
  6. يبقى الخنزير الصغير مع البذر في المزرعة المحلية ولديه حق الوصول إليه مجانا حتى يتم التقاطه من قبل أحد أعضاء فريق البحث. لاحظ الجنس والعمر وحجم القمامة ووقت الولادة.
    ملاحظة: في مركبة نقل جامعية معتمدة مع سائق مؤهل ، يتواجد أحد أعضاء الفريق ذوي الخبرة طوال عملية النقل. يتم وضع الخنزير الصغير في حامل ناعم كبير مغلق ، مما يسمح للخنزير الصغير بالتحرك بأمان وحرية والاستلقاء بطريقة غير مقيدة (مع وسادة حرارة مطاطية بالماء الساخن ملفوفة في بطانيات إذا لزم الأمر). هذا يضمن بقاء الخنزير الصغير هادئا (غالبا ما ينام) في هذه البيئة الهادئة. يتم تثبيت الحامل الذي يحتوي على الخنزير الصغير في مكانه باستخدام حزام الأمان. يلعب عضو الفريق دور تهدئة الخنزير الصغير بهدوء وتجنب الضوضاء الصاخبة للحفاظ على مستوى إجهاد الخنزير الصغير عند الحد الأدنى.
  7. عند الوصول إلى مؤسسة البحث ، حافظ على الضوضاء إلى الحد الأدنى وأمسك الخنزير الصغير برفق مع وضع مخروط أنف التخدير على وجهه.

2. تحضير

ملاحظة: يتضمن هذا القسم تحريض التخدير والحفاظ عليه (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).

  1. ابدأ تدفق O2 بدون إيزوفلوران عند وضع مخروط الأنف في مكانه. عندما يهدأ الخنزير الصغير ، ابدأ الأيزوفلوران وزد حتى يتم إعطاء 3٪ من الأيزوفلوران (حوالي 60 ثانية). راقب التنفس بعناية واضبط الأيزوفلوران وفقا لذلك.
  2. تحقق من عدم استجابة الخنزير الصغير عن طريق قرصة إصبع القدم الصلبة.
  3. بمجرد أن لا يستجيب الخنزير الصغير ، قم بوزنها وقياسها للحصول على جرعات الدواء المناسبة.
  4. حقن بوبرينورفين هيدروكلورايد (0.04 مجم / كغ) عن طريق العضل (IM) بإبرة 25 جرام في الساق الخلفية للتسكين.
  5. قم بتوصيل مقياس التأكسج النبضي بالحافر الأيمن العلوي (قبل القناة) ، وسوار ضغط الدم غير الغازي (حتى يتم تجنيد الشريان الفخذي) ، وخيوط تخطيط القلب.
  6. أدخل 24 جرام من الأوعية الدموية في كلتا الأذنين. قم بإرفاق مجموعات تمديد مقاس 6 بوصات مغطاة بالمحلول الملحي مع محبس 4 اتجاهات. ادعم الأذن بخافض اللسان لتجنب انسداد الموضع.
  7. احصل على الدم من قسطرة الأذن التي تم إدخالها لقياس نسبة السكر في الدم (BG) باستخدام مقياس السكر المعاير وفقا لتعليمات الشركة المصنعة.
  8. ابدأ التسريب D5W عن طريق الوريد (IV) عند 5 مل / كجم / ساعة واضبط وفقا لمستويات الجلوكوز في الدم لاستهداف مستوى غلوب الدم 4-5 مليمول / لتر.
  9. تطبيق حقن البلعة من مسكن/التخدير في وريد الأذن الثانية.
    ملاحظة: مطلوب فهم نقدي لخصائص وآثار جانبية لهذه الأدوية لاستخدامها الأمثل والآمن.
    1. يجب تطبيق جرعة 2 ملغ/كغ وريدي من الكيتامين المخفف (10 ملغ/مل) وجرعة 5 ملغ/كغ وريدي من البروبوفول (10 ملغ/مل، 1٪) تعطى في عدة جرعات صغيرة الحجم. احذر من احتمال حدوث انقطاع النفس بعد بلعة البروبوفول. يجب الاستمرار في إعطاء جرعات البروبوفول بعناية (بإجمالي 5 ملغ/كغ) حتى لا تستجيب الخنزير الصغير لاختبار قرصة إصبع القدم الصلبة ويتم إنشاء ضخ بروبوفول المستمر.
    2. يجب إيقاف الأيزوفلوران (بمجرد بدء التسريب الوريدي بروبوفول) واستمر في التخدير الوريدي المستمر طوال الفترة المتبقية من التجربة.
  10. ابدأ التسريب المستمر لنظام التخدير التالي مع المعايرة بالتحليل الحجمي الدقيق بناء على معدل ضربات القلب وضغط الدم، بما في ذلك منعكس الانسحاب للوصول إلى العمق الجراحي المستقر للتخدير:
    1. بروبوفول (10 مجم / مل) بمعدل 10-30 مجم / كجم / ساعة (ما يعادل 1-3 مل / كجم / ساعة) IV.
    2. الكيتامين (100 مجم / مل) بمعدل 5-10 مجم / كجم / ساعة (ما يعادل 0.05-0.1 مل / كجم / ساعة) IV.
      ملاحظة: يتم توصيل خطوط تسريب التسكين / التخدير بقسطرة الأذن المقابلة لتسريب D5W. قد تكون هناك حاجة إلى تعديل إجمالي كمية السوائل ودرجة الحرارة المحيطة لضمان الدعم المناسب والتوازن.

3. السوائل والأدوية والمراقبة

ملاحظة: يوفر هذا القسم معلومات حول كيفية الحفاظ على الترطيب ، وإمدادات الجلوكوز ، والتسكين / التخدير ، وضمان المراجعة المناسبة للبيانات التجريبية أو المخاوف أو المشكلات.

  1. تأكد من أن إجمالي معدل التسريب الوريدي للسائل المركب (LRS و D5W) للتوازن هو بشكل عام 5-8 مل / كجم / ساعة.
    1. تطبيق D5W على قسطرة الأذن الوريدية عند 5-10 مل/ساعة (يتم تعديله كل ساعة بناء على قيم جلوكوز الدم الشرياني (BG) - الهدف 4-5 مليمول/لتر).
    2. يتم تطبيق LRS من خلال القسطرة الوريدية الفخذية بمعدل 1-6 مل / كجم / ساعة للحفاظ على توازن السوائل. لمنع تخثر كل من الوصول الشرياني والوريدي ، قم بتوصيل كيس ضخ NS بالضغط بمحول الطاقة ، وحافظ على الضغط بين 250-300 رطل لكل بوصة مربعة.
    3. تأكد من عمق التخدير العام المناسب والتسكين طوال الجراحة وقبل بدء فترة التثبيت (الخطوة 5.1) والحث على استرخاء العضلات.
  2. مراقبة المعلمات المختلفة (وظيفة بدوام كامل لشخص واحد طوال التجربة).
    ملاحظة: مراقبة وتوثيق العلامات الحيوية وإعدادات جهاز التنفس الصناعي والتدخلات والعينات المأخوذة والأدوية مع الجرعات والأوقات في CFR مطبوع مسبقا (انظر الملف التكميلي 1) خلال التجربة بأكملها. يتم حفظ البيانات المستمرة المسجلة من جهاز مراقبة الضغط وجهاز التنفس الصناعي في نهاية التجربة لتحليلها لاحقا.
    1. راقب تشبع الأكسجين (SpO2) - تأكد من إشارة مقياس التأكسج النبضي قبل الductal (الحافر العلوي الأيمن).
    2. راقب معدل ضربات القلب (HR) - قم بتوصيل خيوط تخطيط القلب بالخنزير الصغير.
    3. لمراقبة درجة الحرارة ، أدخل مقياس حرارة المستقيم المشحم بعمق 3-4 سم وقم بتثبيته على الذيل بشريط لاصق. حافظ على درجة حرارة المستقيم للخنزير الصغير عند 38-39 درجة مئوية عن طريق ضبط وسادة التدفئة ودرجة حرارة الغرفة المحيطة (25 درجة مئوية). إذا كنت تستخدم مصدر تسخين كهربائي ، فتأكد من وضع بطانية إضافية بين الخنزير الصغير وسجادة التسخين لتجنب الحروق.
      ملاحظة: استخدم مصدر تسخين إضافي مثل نظام تسخين الهواء القسري (مثل بطانية متراكبة فوق الخنزير الصغير) إذا لم يتم تحقيق توازن درجة الحرارة بشكل كاف.
    4. بالنسبة لضغط الدم ، قم بإجراء مراقبة غير جراحية باستخدام سوار بحجم مناسب حتى بعد الجراحة ، ثم حدد ضغط الدم الغازي ، بما في ذلك متوسط الضغط الشرياني (MAP) والضغط الوريدي المركزي (CVP) ، وقم بتوثيق CRF.
      ملاحظة: تأكد من وضع قباب محول الطاقة الشريانية والوريدية وتصفيرها على مستوى القلب للحصول على قراءات دقيقة.
    5. إجراء أخذ عينات الدم في نقاط زمنية محددة مسبقا عبر القسطرة الشريانية المركزية أو الوريدية. قم بإجراء تحليل غازات الدم للدم الشرايين الهيباريني 0.1 مل باستخدام محلل الدم المحمول (جهاز يمكنه تقييم درجة الحموضة على الأقل ، PCO2 ، PO2 ، HCO3 ، BE ، BG ، اللاكتات ، الكرياتينين ، Na ، K ، Cl - يجب ملاحظته على CRF) لإدارة التهوية والتحكم في التمثيل الغذائي طوال التجربة.
    6. إجراء أخذ عينات بيولوجية للتجارب والتحليل المستقبلي: جمع الدم الكامل والبلازما والبول الجارية في النقاط الزمنية ذات الصلة خلال البروتوكول التجريبي ، وفقا لأهداف الدراسة. اجمع أيضا عينات نقطة النهاية ، بما في ذلك سائل الغسيل القصبي السنخي (BALF) وأنسجة الرئة والأنسجة الأخرى16،17 ، حسب صلتها بأهداف الدراسة.
      1. الحد من فقر الدم علاجي المنشأ ونقص حجم الدم:
        1. اسحب الدم ببطء (ما يعادل ثلاثة أضعاف حجم المساحة الميتة) في حقنة ، واتركه جانبا ، وارسم حجما كافيا للتحليل التجريبي المستقبلي (0.4-1.5 مل) 25 مثل علامات الإجهاد الالتهابي والتأكسدي. قم بتكييف أحجام العينة مع وزن الجسم ومستوى الهيموجلوبين واستقرار الخنزير الصغير.
          ملاحظة: يتم إعادة دم الفضاء الميت إلى ، ويتم شطف الخط بالمحلول الملحي بالحجم المكافئ على الأقل الذي تم أخذه لأخذ عينات الدم (غازات الدم ± الدم للتجارب المستقبلية) لتنظيف خط الدم ، مما يحد من الانسداد المحتمل بسبب الجلطة الدموية.
    7. سجل جميع العناصر الحيوية ومعلمات التنفس الصناعي في CRF على فترات منتظمة كل 15-30 دقيقة ، بشكل متكرر أثناء تحريض التخدير والجراحة ، أو إذا كان الخنزير الصغير غير مستقر.
    8. لاحظ التغييرات في الأدوية من بداية التخدير طوال التجربة من خلال ملاحظة وقت البدء والانتهاء بالإضافة إلى تعديلات الجرعة.
    9. قم بتقييم عمق التخدير عن طريق تقييم قرصة إصبع القدم / الشريط التاجي لانعكاس الانسحاب في البداية بتردد منتظم. بمجرد تحقيق الاسترخاء الكامل للعضلات ، راقب معدل ضربات القلب وضغط الدم لمواصلة تقييم عمق التخدير.
    10. استهدف ما يلي ، إذا لم يذكر أي شيء آخر ، طوال التجربة: HR: 120-180 نبضة في الدقيقة ، MAP: 50-80 مم زئبق ، CVP: 3-10 سم H2O ، درجة حرارة الجسم: 38-39 درجة مئوية ، BG: 4-5 مليمول / لتر ، PaCO2: 35-45 مم زئبق ، اضبط RR (بحد أقصى 60 نفس / دقيقة) ، حجم المد والجزر (VT): 7 مل / كجم ، اضبط PIP.

4. الإجراء الجراحي (الوقت: ~ 30-40 دقيقة)

  1. الحفاظ على التهوية أثناء الجراحة.
    1. حافظ على RR من 30 نفسا / دقيقة ، واستهدف VT الزفير عند 10 مل / كجم معدلة بواسطة PIP ، وزقزقة ثابتة تبلغ 6 سمH 2O ، و Tinsp 0.4 ثانية ، و FiO2 عند 1.0.
  2. قم بإنشاء حقل معقم عن طريق إجراء فرك الجلد المعقم المفضل في الرقبة لبضع القصبة الهوائية والفخذ للوصول إلى الأوعية الفخذية باستخدام تقنيات التنظيف القياسية.
    1. قم بإجراء شق الرقبة.
      1. قم بإجراء شق الجلد في الرقبة بمشرط بين الغضروف الحلقي والشق القصي (الحجم التقريبي 10 سم). استخدم التشريح الحاد لعزل القصبة الهوائية.
      2. قم بربط ربطتين سريتين مقاس 12 بوصة أسفل القصبة الهوائية.
      3. قم بعمل شق 5 مم بين حلقات القصبة الهوائية والجزء الأمامي من القصبة الهوائية ، أسفل الغضروف الحلقي مباشرة. أدخل الأنبوب الرغامي (ETT). اربط العقدة الأولى أعلى القصبة الهوائية الأقرب إلى الشق.
      4. قم بنفخ سوار ETT ، واسحب ETT برفق حتى تتوقف الكفة عن ربطة العنق. شد ربطة العنق الأولى ، وقم بتأمين ربطة عنق ثانية ب ETT. تضمن هذه الطريقة أن يكون الطرف فوق الكارينا ، وهو ما يؤكده تسمع أصوات التنفس المتماثلة والثنائية.
        ملاحظة: تنشأ القصبات الهوائية في الفص الأيمن القحفي بالقرب من تشعب القصبة الهوائية. كن حذرا من انسداد هذه القصبات الهوائية إذا تم وضع ETT بعمق شديد. في حالة حدوث مشكلات في التهوية أو تغييرات مفاجئة ، ففكر في ضبط الأنبوب. يقع الجذع السمبتاوي والأعصاب الحنجرية في هذه المنطقة من الرقبة. يجب توخي الحذر لتجنب التحفيز أو إصابة هذه الأعصاب.
    2. قم بإجراء شق الفخذ.
      1. ملامسة الشريان الفخذي ، وإجراء شق الجلد السطحي في الفخذ الأيمن مع مشرط (حوالي 8-10 سم).
      2. استخدم التشريح الحاد لعزل الشريان الفخذي والوريد.
      3. قم بربط خياطتين (3.0 حرير) تحت كل من الشريان الفخذي والوريد لعزلهما26. تحضير القسطرة لإدخالها.
        1. لقسطرة الوريد الفخذي الأيمن ، ارفع كلتا الغرز لمنع أي تدفق دم. اربط الوريد الفخذي البعيد بموقع الإدخال المقترح.
          1. أدخل القسطرة بالكامل ، واسحب القسطرة للخلف قليلا واربط الربطة البعيدة لتثبيت القسطرة في مكانها. قم بإزالة النمط وإرفاق مجموعة التمديد مقاس 6 بوصات بمحبس ثلاثي الاتجاهات تم تحضيره بمحلول ملحي.
          2. قبل تأمين القسطرة ، اسحب كمية صغيرة من الدم لضمان المباح قم بتأمين القسطرة في الوعاء باستخدام ربطة الخيط القريبة ، مما يمنع القسطرة من الانزلاق.
          3. قم بتوصيل المنفذ الثانوي لتوصيل سائل الصيانة وتسريب الأدوية. قم بتوصيل المنفذ الأساسي للضغط الوريدي المركزي.
        2. بالنسبة للقسطرة الشريانية الفخذية اليمنى، استخدم نفس الخطوات على الشريان الفخذي كما هو الحال بالنسبة للوريد الموضح في الخطوات 4.2.2.3.1.1 إلى 4.2.2.3.1.3.
          1. قم بتوصيل المنفذ الأول من محبس 3 اتجاهات لمراقبة ضغط الدم الغازية وفقدان شقوق الفخذ والرقبة باستخدام الدبابيس الجراحية.
    3. قم بإجراء إدخال قسطرة المثانة فوق العانة للوصول إلى البول.
      1. تقع المثانة بشكل سطحي في أسفل البطن ، قليلا على يسار خط منتصف السهم. نظف البطن باستخدام تقنية معقمة.
      2. أدخل قسطرة وعائية معقمة 18 جرام (2 بوصة) موازية لجدار البطن ، من الجمجمة إلى أدنى زوج من الحلمات (5-6 سم تحت السرة) ، موجهة نحو السرة بينما بيد واحدة ، ضع ضغطا طفيفا على جانبي المثانة لتحقيق الاستقرار وجعلها أكبر قليلا (يمكن العثور على بروتوكول اختياري للشفط فوق العانة في مكان آخر27).
      3. بمجرد تأكيد تدفق البول ، قم بلصق القسطرة على البطن لتأمين موضعها. قم بتوصيل مجموعة تمديد التجويف الكبيرة بالقسطرة. ضع الطرف البعيد في أنبوب سعة 50 مل يوضع أسفل.

5. الاستقرار والتجنيد الموحد للرئة بعد الجراحة (الوقت: ~ 30-60 دقيقة)

ملاحظة: يبدأ التثبيت عند اكتمال جميع العمليات الجراحية. يعد عمق التسكين / التخدير الكافي أمرا ضروريا قبل استرخاء العضلات ، لأنه يضمن أن العناصر الحيوية ، مثل MAP و HR ، ضمن النطاق الطبيعي وغياب ردود أفعال الانسحاب. ستتم مراقبة MAP و HR بشكل مستمر طوال البروتوكول لضمان عمق التخدير المناسب.

  1. يتم تطبيق الجرعة الوريدية (0.3 ملغ/كغ) (عبر الوصول إلى وريد الأذن D5W) وبدء التسريب المستمر للروكورونيوم (5.5 ملغ/كغ/ساعة) لإرخاء العضلات قبل مناورة تجنيد الرئة. سيستمر هذا التسريب طوال مدة التجربة لتوحيد إجراء الغسيل ومنع عدم التزامن مع جهاز التنفس الصناعي.
  2. قم بإجراء مناورة تجنيد الرئة الموحدة.
    1. زيادة تدريجية في PEEP: ابدأ من PEEP 6 cmH2O ، وارتفع بمقدار 1 سم H2O كل دقيقة حتى يتم تحقيق PEEP 10 cmH2O. اضبط PIP للحفاظ على VT 10 مل / كجم.
    2. ابق عند PEEP 10 cmH2O لمدة دقيقتين قبل العودة إلى PEEP 6 cmH2O بطريقة عكسية (كما في الخطوة 5.2.1) مع الحفاظ على VT 10 مل / كجم.
    3. عندما يكون مستقرا عند VT 10 مل/كغ على PEEP 6 cmH2O، يتم تسجيل إعدادات الجهاز التنفسي والمعلمات الفسيولوجية وتناول غاز الدم الشرياني (النقطة الزمنية VT 10 مل/كغ على CRF).
      1. تأكد من أن PaO2 هو >400 مم زئبق (الاستجابة المتوقعة لفرط الأكسجة في يتمتع برئتين سليمتين). يتم استخدام FiO2 1.0 خلال المراحل الأولى من التجربة لضمان استجابة مناسبة لفرط التأكسج كمعيار للتضمين.
      2. إذا لم يتم الوصول إلى ذلك:
        1. تحقق من موضع الأنبوب الرغامي ، وإعدادات جهاز التنفس الصناعي ، وتوصيل الأكسجين ، وتقنية أخذ عينات الدم المناسبة. كرر مناورة تجنيد الرئة مرة واحدة لضمان التجنيد المناسب.
        2. إذا لم يتم تحسينه بعد ، فقم باستبعاد والقتل الرحيم له على الفور (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا) بسبب المشكلة الجوهرية المحتملة للرئة (الرئة غير الصحية من التعرض السابق غير التجريبي - أي في المزرعة).
      3. اضبط RR للحفاظ على PaCO2 بين 35-45 مم زئبق.
      4. اخفض PIP ليصل إلى VT 7 مل / كجم ، مع الحفاظ على FiO2 1.0 و PEEP 6 سمH 2O.
      5. بعد التثبيت ، سجل قراءات خط الأساس للنقطة الزمنية ل VT 7 مل / كجم على ورقة CRF مع المعلمات الفسيولوجية والعينات ، بما في ذلك غازات الدم الشريانية والوريدية. يشمل التثبيت العلامات الحيوية ، كما في الخطوات 3.2.10 ، وقيم غازات الدم من: PaO2: 400-500 مم زئبق ، PaCO2: 35-45 مم زئبق ، درجة الحموضة: 7.35-7.45 ، BG: 4-5 مليمول / لتر.

6. تهوية للتحكم في

  1. استخدم تهوية يتم التحكم فيها بحجم المد والجزر 7 مل / كجم ، و PEEP 6 سم H2O ، و FiO2 من 1.0. لا تسبب إصابة الرئة في المراقبة (أي لا تقم بإجراء استنفاد الفاعل بالسطح أو تقطير السموم الداخلية).
  2. استمر في التهوية لمدة 90 دقيقة تقريبا لمطابقة متوسط المدة المطلوبة للحث على إصابة الرئة في التجارب (انظر الخطوة 7 والشكل 1). بعد هذه الفترة، انتقل مباشرة إلى الخطوة 10.

7. تحريض إصابة الرئة الحادة (نموذج متعدد الضربات)

  1. إجراء استنفاد الفاعل بالسطح (الوقت: 1-2 ساعة)
    1. قبل البدء في غسل الرئة ، قم بتشغيل جهاز الشفط وتأكد من أنه جاهز للاستخدام. ضع دلو تجميع الغسيل في موضعه. ضع ضمادات ماصة أسفل رأس وأسفل طاولة الجراحة لالتقاط جميع السوائل المتسربة والمستردة أثناء الغسيل.
      1. قم بوزن الضمادات قبل وبعد الغسيل. اضبط جهاز التنفس الصناعي على PEEP 5 cmH2O و PIP 25 cmH2O و RR 25 / min و FiO2 1.0. حافظ على إعدادات التهوية التي يتم التحكم فيها بالضغط طوال عملية الغسيل. توقع أن ينخفض VT بحوالي 35٪ -45٪ أثناء الغسيل الكامل.
    2. افصل دائرة التهوية عن ETT وقم بتوصيل جهاز قمع الغسيل (انظر الملف التكميلي 1).
    3. غرس 30 مل / كجم من المحلول الملحي الدافئ متساوي التوتر (NS) في الرئتين عن طريق صب NS برفق في القمع الذي يحمل حوالي 30 سم فوق الخنزير الصغير.
    4. قم بتدليك القفص الصدري بالضغط الثنائي على الجانب الجانبي لتوفير "ضغط" ميكانيكي. ساعد في نقل المحلول الملحي إلى الرئتين وتدويره داخل جهاز الغسيل. اترك 2-3 ثوان بين جلسات التدليك.
      ملاحظة: تجنب التدليك بسرعة كبيرة أو ببطء شديد لمنع إزالة الفاعل بالسطح بشكل غير كاف أو ضعف العودة الوريدية. لا تتجاوز 30 ثانية لكل جولة غسيل.
      1. قم بإزالة سائل الغسيل عن طريق خفض القمع أسفل الخنزير الصغير. افصل القمع قليلا عن ETT للسماح للسائل بالتصريف في دلو التجميع على الأرض.
      2. قم بإجراء الشفط النشط لمدة لا تزيد عن 10 ثوان. أدخل قسطرة الشفط في ETT مع الاستمرار في تدليك القفص الصدري لتسهيل تصريف السوائل. راقب MAP و HR ، وأعد توصيل التهوية مبكرا إذا انخفضت أي من المعلمتين بشكل كبير.
      3. أعد توصيل دائرة التهوية. إذا بقي السوائل الزائدة في ETT، فقم بإجراء شفط ثان.
    5. اترك الخنزير الصغير يتعافى لمدة 3 دقائق على الأقل بين جولات الغسيل لتقليل التوتر وخطر عدم التحمل.
    6. ابدأ جولة الغسيل التالية بمجرد عودة SpO2 إلى 100٪. إذا لم يعد SpO2 إلى 100٪ ، فتحقق من PaO2عبر غاز الدم بمجرد استقرار SpO2
      1. إذا كان PaO2 >100 مم زئبق - كرر غسل الرئة (الخطوات 7.1.2-7.1.6).
      2. إذا كان PaO2 <100 مم زئبق - انتظر لمدة 15 دقيقة مع الحفاظ على إعدادات تهوية الغسيل ، ثم كرر تحليل غازات الدم.
      3. إذا كان PaO2 >100 مم زئبق - استمر في الغسيل وانتقل إلى الخطوة 7.1.6 لإعادة تقييم مدى الإصابة.
    7. تأكد من حدوث إصابة استنفاد الفاعل بالسطح عندما يظل PaO2 <100 مم زئبق لمدة 15 دقيقة. أوقف الغسيل وانتقل إلى الخطوة التالية.
  2. غرس السموم الداخلية داخل القصبة الهوائية (الوقت: 15 دقيقة)
    1. تحضير عديدات السكاريد الدهنية (LPS) من الإشريكية القولونية (1.5 مجم / كغ) عن طريق التخفيف في NS إلى الحجم الإجمالي 2 مل في حقنة 3 مل.
      ملاحظة: حدد السلالة والجرعة حسب الاقتضاء ، مع الاعتراف بالتباين المحتمل المعتمد على السلالة في التأثيرات.
    2. انتظر لمدة 15 دقيقة بعد غسل الرئة النهائي ، ثم غرس LPS داخل القصبة الهوائية (IT) مع الخنزير الصغير في وضع الاستلقاء.
    3. تحسين توزيع LPS المتجانس في الرئة الانخماصية باستخدام الخطوات التالية:
      1. استبدل طرف ETT القياسي بمحول منفذ Y للسماح بالتهوية المتزامنة وإدارة LPS عبر قسطرة عبر المنفذ الجانبي الصمام.
      2. ضع زقزقة 10 سم2O لمدة 1 دقيقة. اضبط PIP للحفاظ على VT عند 7 مل / كجم واضبط RR على 40 نفسا / دقيقة.
      3. أدخل قسطرة عبر المنفذ الجانبي في ETT إلى عمق تم قياسه مسبقا بحيث يمتد الطرف 1-2 مم إلى ما وراء ETT.
      4. حقن LPS من خلال القسطرة. اغسل القسطرة ب 1 مل NS متبوعا ببلعة هوائية سعة 9 مل لضمان الولادة الكاملة.
      5. قم بإزالة القسطرة وأغلق المنفذ الجانبي.
      6. استمر في التهوية باستخدام PEEP 10 cmH2O (اضبط PIP للحفاظ على VT 7 مل / كجم) لمدة 3 دقائق بعد إعطاء LPS.
      7. افصل دائرة التنفس الصناعي عن ETT لمدة 30 ثانية لعكس أي تجنيد غير مقصود لأنسجة الرئة.
      8. أثناء الفصل ، اضبط إعدادات جهاز التنفس الصناعي على FiO2 0.5 ، PEEP 6 cmH2O ، PIP للحفاظ على VT 7 مل / كجم ، وزيادة RR إلى 40-60 نفسا / دقيقة لتحقيق PaCO2 من 35-45 مم زئبق.
      9. بمجرد تثبيت VT عند 7 مل / كجم ، سجل القياسات الفسيولوجية للنقطة الزمنية 0 ساعة وأكمل ورقة CRF. اضبط RR بناء على PaCO2 من تحليل غازات الدم.

8. التهوية خلال فترة المراقبة (الوقت: ~ 6 ساعات)

  1. قم بالتبديل إلى التهوية التي يتم التحكم فيها بمستوى الصوت باستخدام FiO2 عند 0.5 و PEEP عند 6 سمH 2O. اضبط PIP حسب الحاجة للحفاظ على VT عند 7 مل / كجم (لا تقم بتعيين الحد الأقصى ل PIP). اضبط RR ، بحد أقصى 60 نفسا / دقيقة ، للحفاظ على PaCO2 طبيعي.
  2. استخدم قياسات غازات الدم كل ساعة لتوجيه تعديلات RR طوال الفترة المتبقية من التجربة. اضبط PIP باستمرار للحفاظ على VT عند 7 مل / كجم.
  3. قم بتطبيق معلمات التهوية هذه بشكل موحد على كل من التحكم متعددة الضربات طوال فترة المراقبة التي تبلغ 6 ساعات (انظر الشكل 1).

9. إجراء العلاج - اختياري (الوقت: ~ 10-20 دقيقة)

  1. بالنسبة لدراسات التدخل المحتملة ، قم بتوصيل العامل العلاجي عبر طريق ذي صلة سريريا مثل القصبة الهوائية (IT) ، أو عن طريق الوريد (IV) ، أو تحت الجلد ، أو العضلي ، أو داخل الأنف. حدد توقيت العلاج بناء على التصميم التجريبي. إذا لم يتم إعطاء أي علاج، فانتقل إلى الخطوة 10. فيما يلي مثال على إدارة تكنولوجيا المعلومات:
    1. ضع الخنزير الصغير في الاستيقاع الجانبي الأيمن.
    2. حافظ على زقزقة عند 6 سم في الساعة2O. اضبط PIP لتحقيق VT يبلغ 7 مل / كجم.
    3. أدخل القسطرة في المنفذ الجانبي بالصمام إلى الطول المحدد مسبقا (كما هو موضح في الخطوة 7.2.3.3). غرس نصف الجرعة أو الحجم المقصود للتدخل. اتبع ذلك ببلعة 1 مل NS و 9 مل من الهواء. الحد من الحجم الإجمالي إلى 2.5 مل / كجم لتقليل خطر انسداد التهوية بعد حقن البلعة.
    4. أغلق المنفذ الجانبي ذو الصمام بالغطاء لمنع تسرب التهوية.
    5. أعد وضع الخنزير الصغير في الاستلقاء الجانبي الأيسر وكرر الخطوات 9.1.3-9.1.4.
    6. أعد الخنزير الصغير إلى وضع الاستلقاء. اضبط PIP للحفاظ على VT عند 7 مل / كجم.
    7. استمر في التهوية كما هو موضح في الخطوة 8.

10. القتل الرحيم وإكمال التجربة

  1. إجراء التسجيلات الفسيولوجية النهائية وجمع العينات بعد 6 ساعات من التهوية خلال فترة المراقبة (الخطوة 8).
  2. القتل الرحيم للحيوان ب 120 مجم / كجم بنتوباربيتال الصوديوم الوريدي (240 مجم / مل) يتم إعطاؤه كبلعة (باتباع البروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  3. تأكد من وفاة مع عدم وجود علامات حيوية (ضربات القلب وضغط الدم والتنفس). تسمع عدم وجود معدل ضربات القلب وأصوات التنفس باستخدام سماعة الطبيب لتأكيد الوفاة. يتم تأكيد الوفاة أيضا من خلال مجموعة الأنسجة النهائية للقلب والرئة.
  4. اجمع عينات الأنسجة وسوائل الجسم لمزيد من التحليل الكيميائي الحيوي و / أو الجزيئي و / أو النسيجي14،17 للتجارب المستقبلية.
  5. احفظ جميع البيانات في معدات المراقبة وجهاز التنفس الصناعي ، وتأكد من تحميل النسخ الاحتياطية على محرك الأقراص المحلي ومحرك الأقراص المشترك ، وإيقاف تشغيل جميع المعدات.
  6. تخلص من جميع المواد الحادة / المواد الخطرة بيولوجيا وفقا لتوجيهات السياسات المحلية.
  7. نظف جميع الأسطح بالمنتج المطهر المفضل.
  8. اغسل جميع الأدوات واتركها حتى تجف طوال الليل.

النتائج

تتماشى نقاط نهاية هذا النموذج مع معايير جمعية الصدر الأمريكية ل ALI (الحد الأدنى 3 من 4) ، والتي تشمل التعديلات الفسيولوجية والنسيجية والالتهابية والحوائز السنخي الشعري16،17. يمكن تضمين المزيد من نقاط النهاية اعتمادا على الدراسة ووفقا لتقدير كل مجموعة بحثية ترغب في تنفيذ هذا النموذج. تعرف إصابة الرئة المعتدلة بأنها نسبة جزء جزئي من الأكسجين في الدم الشرياني إلى جزء الأكسجين المستوحى (PaO2 / FiO2 ، المعروف أيضا باسم نسبة P / F) < 200 مم زئبق ، وشديد < 100 مم زئبق17. يتم حساب مؤشر الأكسجين (OI) باستخدام الصيغة التالية: OI = (متوسط ضغط مجرى الهواء (mAWP) * ٪ O2) / PaO2 ، وتصنف القيم بين 8-16 على أنها إصابة معتدلة28. بالمقارنة مع الضابطة ، أظهرت متعددة الضربات إصابة شديدة إلى متوسطة في الرئة بسبب ضعف مؤشر الأكسجين ، ونسبة P / F ، وانخفاض امتثال الجهاز التنفسي (الشكل 2). كانت علامات واضحة للإصابة النسيجية موجودة باستخدام درجة إصابة الرئة النسيجية ذات 5 طرق16،17 (الشكل 3) ، مع تدفق العدلات في الفضاء السنخي والخلالي ، والحطام البروتيني الذي يملأ المساحات الجوية ، وسماكة الحاجز السنخي. يوفر تدفق العدلات في BALF مؤشرا على العمليات الالتهابية جنبا إلى جنب مع زيادة السيتوكين IL-6 في أنسجة الرئة (الشكل 4).

figure-results-1
الشكل 1: مخطط انسيابي لإصابة الرئة الحادة في الخنازير حديثي الولادة. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

figure-results-2
الشكل 2: لوحظ ALI متوسط إلى شديد باتباع الإصابة متعددة الضربات المعروضة في هذا البروتوكول. (أ ، ب) يتم الحصول على مؤشر الأكسجين المتزايد (بين 8-12) ونسبة PaO2 / FiO2 (P / F) المنخفضة في النموذج متعدد الضربات المقدم هنا (الخط الأحمر) مقارنة بالتحكم (الخط الأزرق) ، بما يتماشى مع إصابة الرئة المتوسطة إلى الشديدة. (ج) تضعف وظائف الرئة في متعددة الضربات ، كما هو موضح هنا على أنه انخفاض بنسبة >50٪ في امتثال الجهاز التنفسي. عدد (N): التحكم (N = 5) والضربات المتعددة (سلالة LPS O55: B5 ، 1.5 مجم / كجم) (N = 3). جميع القيم المستخدمة تعني ± SD. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-3
الشكل 3: يعرض نموذج ALI متعدد الضربات إصابة نسيجية غير متجانسة. (أ ، ب) لوحظ دليل عياني على إصابة الرئة غير المكتملة التي تؤثر بشكل تفضيلي على الجانب المركزي الخلفي للرئة متعددة الإصابات. (ج ، د) صور تمثيلية (100x) لأقسام الرئة الملطخة بالهيماتوكسيلين والإيوسين (H & E) تظهر تدفق العدلات في الفضاء السنخي والخلالي ، مع سماكة السنخية والحاجز في الرئة متعددة الضربات. (E ، F) تسلط الصور التمثيلية (400x) لأقسام الرئة الملطخة ب H & E الضوء على ضعف السلامة الهيكلية ، وتسلل العدلات ، وترسب الحطام في الفضاء السنخي للرئة متعددة الضربات. تمثل المربعات الزرقاء منطقة التكبير في (E,F). يمثل شريط المقياس الأسود 100 مم (C ، D) و 50 مم (E ، F). الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

figure-results-4
الشكل 4: يظهر النموذج متعدد الضربات استجابة التهابية بعد ALI. (أ) تدفق العدلات مع العدلات التي تصل إلى أكثر من 75٪ من جزء الخلايا الكلية في سائل غسل القصبات الهوائية (BALF) بعد 6 ساعات من إصابة الرئة المستحثة (متعددة الضربات) مقارنة بالحيوانات الضابطة. (ب) السيتوكين IL-6 المسبب للالتهابات مرتفع في سائل الغسيل القصبي السنخي (BALF) و (ج) أنسجة الرئة بعد 6 ساعات من ALI. يختلف عدد (N) بسبب المواد المتاحة في النقطة الزمنية للتحليل. بالنسبة إلى BALF (B) ، تم استخدام مقايسة ممتصة مناعية مرتبطة بالإنزيم ، بينما بالنسبة لأنسجة الرئة (C) ، تم إجراء تقنية حبة الليزر المتعددة. يتم عرض جميع القيم على أنها متوسط ± SD. الرجاء النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

الملف التكميلي 1: نموذج مراقبة الحالة لنموذج إصابة الرئة الحادة للخنزير الصغير حديثي الولادة. الرجاء النقر هنا لتنزيل هذه الفليقة.

المناقشة

يتكون نموذج ALI للخنزير الصغير حديثي الولادة من نموذج متعدد الضربات يتميز بغسل الرئة لإزالة الفاعل بالسطح (تقليد متلازمة الضائقة التنفسية التي تؤدي إلى صدمة الانخفاض) ، والتعرض العالي للأكسجين (مما يؤدي إلى أنواع الأكسجين التفاعلية) ، والتهوية الميكانيكية (الصدمة البارو / الفولو) ، بالإضافة إلى إدارة تكنولوجيا المعلومات ل LPS كمحفز التهابي ، مما يعكس المكونات المختلفة التي يعتقد أنها متورطة في التسبب في اضطراب الشخصية الحدية عند الخدج2. أثناء عملية استنفاد الفاعل بالسطح ، هناك زيادة هادفة للضغط والأكسجين للمساهمة في الإصابة. يبلغ التعرض لفرط التأكسج مع FiO2 1.0 حوالي 3 ساعات ، ويضاف الضغط العالي لمدة 90 دقيقة تقريبا خلال مرحلة إصابة الرئة المستحثة (استنفاد الفاعل بالسطح ، والغسيل وتركيب السموم الداخلية). أدت مستويات الأكسجين المستوحاة العالية أثناء الإنعاش (ارتفاع FiO2 0.9 مقابل انخفاض FiO2 0.3) في الرضع المولودين قبل الأوان للغاية إلى ارتفاع الإجهاد التأكسدي والالتهابات ، مع التعرض لفرط الأكسجين أقل من 1 ساعة29. عند استنفاد الفاعل بالسطح في نموذج الخنزير الصغير ، ستنهار الرئتان / تؤدي إلى انخماص الرئة ، وسيتم تقليل القدرة على الحفاظ على المباح السنخي للتهوية المناسبة والأكسجين. على هذا النحو ، على الرغم من تقليل الإعدادات في فترة المراقبة ، فإن إزالة الفاعل بالسطح ستؤدي إلى الحاجة إلى ضغط أعلى من أجل تحقيق حجم المد والجزر يبلغ 7 مل / كجم. ستكون الرئتان قادرتين على إنتاج خافض للتوتر السطحي مع مرور الوقت ، وقد يقل مدى العملية الضارة المستمرة بمرور الوقت. ومع ذلك ، فإن نموذج الخنزير الصغير حديثي الولادة الجديد من ALI يظهر القليل من الانتعاش (الشكل 2) لوظائف الرئة (الامتثال) والأكسجين (نسبة PF) خلال فترة المراقبة لمدة 6 ساعات بعد إصابة الرئة المستحثة. يشبه هذا النموذج إلى حد كبير ظروف ما بعد الولادة الأولية الأكثر شيوعا التي يواجهها الأطفال الخدج للغاية ، مما يجعله وثيق الصلة بجهود الترجمة. يخلق النموذج إصابة رئوية حادة متوسطة (100-200 مم زئبق) إلى شديدة (<100 مم زئبق) محددة بنسبة P / F28. يصل تأثير LPS مع الالتهاب إلى ذروته في ساعة إلى ساعتين بعد الإصابة30. يمكن استخدام هذا النموذج كسقالة يمكن التلاعب بها من قبل مجموعات أخرى عن طريق تغيير طول الملاحظة أو العلاج المستخدم لتناسب برنامج البحث الخاص بهم.

خطوات حاسمة في البروتوكول

على الرغم من إعطاء الأولوية نحو إمكانية الوصول ، لا يزال هذا النموذج الحيواني الكبير معقدا ، مما يتطلب فريقا من ذوي المهارات العالية للعمل بشكل تعاوني لإتمام هذه التجربة. هناك خطوات حاسمة في البروتوكول تتطلب مزيدا من الحذر. هذه الاعتبارات حاسمة لضمان نجاح هذا الإطار التجريبي المعقد.

نقل

من المتوقع أن يكون الانفصال المبكر عن الأم وقتا مرهقا للغاية للحيوان ، مما قد يؤدي إلى عدم القدرة على الحفاظ على استقرار القلب والأوعية الدموية واحتمال الموت أثناء النقل. ومع ذلك ، فإن بروتوكول النقل (انظر الخطوة 3) المقدم هنا يسمح للحيوانات الهادئة جدا (حتى أن بعضها ينام) ، مما يسمح بالتجريب الكامل. في حين أنه من الصعب تقديم توصيات واضحة بشأن الحد الأقصى لطول النقل ، إلا أن الخنازير الصغيرة كانت قادرة على تحمل النقل بشكل مريح لمدة 60 دقيقة تقريبا في تجربتنا.

تحسين التهوية

يجب ضبط جهاز التنفس الصناعي للتعويض عن امتثال الدائرة لضمان توصيل حجم المد والجزر الكامل إلى الرئتين. هذا مهم بشكل خاص أثناء استنفاد الفاعل بالسطح ، حيث يمكن أن يصبح الخنزير الصغير غير مستقر من الناحية الديناميكية الدموية إذا فقد حجم المد والجزر في الدائرة. يحتاج الباحثون إلى تأكيد أن جهاز التنفس الصناعي المتاح سيسمح بتوصيل حجم المد والجزر المناسب لحديثي الولادة. غالبا ما لن تتمكن أجهزة التنفس الصناعي للبالغين من تحقيق أحجام المد والجزر المناسبة لحديثي الولادة. يستخدم PIP للحفاظ على قيم حجم المد والجزر الزفيرية (7 مل / كجم مستخدم في هذا البروتوكول كما هو موضح سابقا من قبل الآخرين14،19،20،21،31،32 ، باستثناء أثناء غسل الرئة - انظر القسم التالي). يسمح الاستخدام الموحد لمحول الأنبوب الرغامي مع منفذ جانبي بصمام أثناء إدارة LPS ، أو لأي علاج لتكنولوجيا المعلومات ، بالحفاظ على ضغط مجرى الهواء عن طريق تجنب الانفصال عن دائرة التهوية.

استراتيجية توظيف الرئة الموحدة بعد الجراحة

يمكن أن يتطور انخماص الرئة في رئتي الخنزير الصغير خلال المرحلتين التحضيرية والجراحية. تم إعطاء مناورة "تجنيد الرئة" بعد استرخاء العضلات33 لضمان تهوية الرئة المناسبة. بعد مناورة التجنيد ، من المتوقع أن يكون الضغط الجزئي للأكسجين في الدم الشرياني أكثر من 400 ملم زئبق ، بالنظر إلى الاستجابة الطبيعية لفرط التأكسج في الرئتين المفتوحتين الصحيتين. إذا لم يتم الوصول إلى ذلك ، يحتاج الباحث إلى النظر فيما إذا لم يتم تجنيد الرئتين بشكل مناسب بسبب الظروف التجريبية غير المحسنة أو ما إذا كان الخنزير الصغير قد يكون لديه حالة موجودة مسبقا (على سبيل المثال ، إذا تم الحصول على الخنزير الصغير من مزرعة حيث قد تحدث تعرضات غير معروفة). يسمح البروتوكول باختبار التفسير السابق مع إعادة بدء مناورة التجنيد مرة واحدة لمعرفة ما إذا كان يمكن تحقيق هذا الهدف. إذا كان هناك فشل في الوصول إلى 400 مم زئبق من PaO2 مرة ثانية ، ففكر في استبعاد ، كحالة موجودة مسبقا يمكن أن تكون موجودة ، والتي من شأنها أن تؤثر بشكل غير لائق على النتائج التجريبية.

التوازن الكافي للسوائل والتمثيل الغذائي له أهمية قصوى

وهذا سوف يحد من آثار المربكة الهامة المرتبطة بضعف الترطيب والتحكم في التمثيل الغذائي. لن تتاح لهذه الخنازير حديثي الولادة ، التي تولد عادة في فضلات كبيرة ، فرصة مماثلة للتمريض. على هذا النحو ، قد يتعرضون لمستوى معين من الجفاف بعد الولادة قبل استخدامها في التجربة. يكفي توفير كمية إجمالية من السوائل من 5-8 مل / كجم / ساعة للحفاظ على حجم جيد داخل الأوعية الدموية14،34. يحدث ضمان التحكم الأيضي مع الحفاظ على مستوى الجلوكوز في الدم بين 4-5 مليمول / لتر (النطاق الفسيولوجي الطبيعي للخنازير حديثي الولادة35،36). ارتفاع اللاكتات في الدم هو مرجع آخر يستخدم لتعكس ضعف توصيل الأكسجين وقد يعكس انخفاض حالة السوائل داخل الأوعية الدموية قبل نقص الأكسجة. نظام سوائل كاف رطب جيدا يتحمل غسول استنفاد الفاعل بالسطح مع استقرار القلب والأوعية الدموية ولا يولد الحماض الشديد. تختلف القيم المرجعية للهيموجلوبين ومعلمات الكيمياء الحيوية الأخرى حسب العمر والأنواع37،38. قد يؤثر انخفاض الهيموجلوبين على الأكسجين ، الأمر الذي يتطلب أخذ عينات دم محسنة ومحافظة 39,40. يتم تعويض كل سحب دم بحجم متساو من NS. تم استخدام الإلكتروليتات في الدم واليوريا ومستويات الكرياتينين لاتباع نظام كاف من السوائل.

إتاحة وقت كاف للتعافي أثناء عملية غسل الرئة

أثناء غسل الرئة ، يلزم وجود نافذة مهمة للتعافي لمدة 3-5 دقائق على الأقل بين كل غسل للسماح بالعودة الوريدية المناسبة لتجنب احتقان الكبدالخطير 41 والنزيف الكبدي وفشل القلب الأيمن. لوحظت هذه الظاهرة في عدد قليل من داخل المجموعة التجريبية. تعد الإدارة السليمة والاستباقية للسوائل أمرا ضروريا للحفاظ على الاستقرار السريري. من خلال إعادة إنشاء إعداد صغير للعناية المركزة لنموذج الخنزير الصغير هذا ، فإن أهمية وجود طبيب أو طبيب حديثي الولادة أو فني بيطري أول يمكنه تسهيل ترجمة المعرفة بين أعضاء الفريق للتعرف على المواقف المهمة وخطط الطوارئ المرتبطة بها أمر ضروري.

استكشاف الأخطاء وإصلاحها الموصى بها

سيكون الخنزير الصغير تحت التخدير العام والتسكين طوال الوقت الجراحي والتجريبي. شخص واحد مخصص لمراقبة الخنزير الصغير طوال التجربة. يختلف كل في حساسيته واستجابته للتخدير. تعد مراقبة حالة مباشرة بعد تحريض التخدير بالمواد الحيوية وغازات الدم كل ساعة أمرا بالغ الأهمية. سيوفر معلومات عن مستوى التخدير واستقرار التمثيل الغذائي ، بالإضافة إلى التقييم البدني حسب الحاجة. هناك تباين في عدد عمليات غسل الرئة (من 6 إلى 20) وبالتالي الوقت (من 28-115 دقيقة) ، المطلوب للوصول إلى استنفاد الفاعل بالسطح.

المشاكل والحلول المحتملة أثناء تحريض التخدير والتثبيت والجراحة: (1) في حالة حدوث انقطاع النفس ، يجب إيقاف تشغيل غاز التخدير ، ويجب دعم التنفس بتهوية قناع الكيس حتى يعود التنفس التلقائي. (2) في حالة وجود علامات نقص حجم الدم عن طريق ارتفاع معدل ضربات الدم أو انخفاض MAP أو انخفاض CVP ، يجب إعطاء بلعة سائلة تبلغ 10 مل / كجم من NS ، ويجب مراعاة زيادة معدل سائل الصيانة. (3) عند انخفاض ضغط الدم مع انخفاض MAP إلى 30-40 مم زئبق ، لا يتم حلها باستخدام بلعة السوائل ، يجب تقليل / إيقاف مضخات التخدير ، وإعادة تقييم علامات التروية وانخفاض ضغط الدم بعد 10-15 دقيقة. تحليل غازات الدم لمستويات الهيموجلوبين لتقييم النزيف الداخلي المحتمل. (4) إذا كانت أعراض الجهاز التنفسي تشير إلى استرواح الصدر (عدم التشبع الحاد أو بطء القلب >20٪) ، يتم القتل الرحيم للخنزير على الفور.

القيود

يمثل النموذج هنا ALI لحديثي الولادة قصير المدى (6 ساعات) في نموذج حيواني كبير. تعد مزمنة الإصابة التي تؤدي إلى اضطراب الشخصية الحدية عاملا مهما يجب مراعاته. قد لا يلتقط هذا النموذج هذا الجانب من التسبب بشكل كامل ، ولا تزال البيانات التي تبلغ عن تقدم إصابة الرئة بعد 6 ساعات غير محددة. ومع ذلك ، فإن اتساق هذا النموذج يمثل أساسا قويا للبناء عليه (تمديد بروتوكول الطول / التعديل) ، مما يسمح بتعدد الاستخدامات للمجموعات البحثية التي ستنفذه. على الرغم من التركيز على إمكانية الوصول إلى هذا النموذج الحيواني الكبير وجدوى أثناء تصوره ، إلا أن مجموعات المهارات المحددة لها ما يبررها التنفيذ السلس للتجربة. الخبرة السريرية ذات الأساس القوي في علم وظائف الأعضاء والمعرفة لإدارة التغيرات / التدهور السريع عبر الأدوية / التسريب / إلخ ضرورية للتنفيذ والإكمال بنجاح في المراحل المبكرة. يمكن بعد ذلك نقل هذه المجموعة من المهارات إلى أعضاء الفريق للصيانة المستمرة للنموذج بمرور الوقت. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن لفريق مكون من فني بيطري وفنيي مختبر وطلاب دراسات عليا كبار تم إنشاء اتصال وتعاون قوي معهم ضمان التغطية المناسبة لجميع مكونات كل تجربة. من المتوقع أن يطلب من ثلاثة أعضاء على الأقل من الفريق إجراء التجربة من البداية إلى النهاية عند تحسين سير العمل.

الأهمية وتطبيقها المحتمل

تعتمد الترجمة السريرية على دراسات تأسيسية قوية على المستوى قبل السريري. ومع ذلك ، فشلت العديد من التجارب السريرية بسبب عدم التطابق بين النموذج قبل السريري وعلم وظائف الأعضاء البشري ، مما يسلط الضوء على أهمية النماذج الحيوانية الكبيرة ذات الصلة الوثيقة لتعزيز إمكانات الترجمة. يعد إنشاء نموذج جديد لخنازير الأطفال حديثي الولادة لإصابة الرئة أمرا بالغ الأهمية لفهم الأحداث المسببة للأمراض المبكرة بشكل أفضل ، مما يعزز بيئة مواتية لتطور اضطراب الشخصية الحدية في الرئة البشرية المبكرة. يعيد النموذج المقدم هنا إنشاء جوانب مهمة من إعداد العناية المركزة (فرط التأكسج ، والتهوية عالية الضغط ، ونقص الفاعل بالسطح) للأطفال الخدج خلال الأيام القليلة الأولى من الحياة ، والتي تم تصميمها عن كثب. سيقدم هذا النموذج الجديد متعدد الاستخدامات متعدد الاستخدامات لخنازير حديثي الولادة نظرة ثاقبة لا تقدر بثمن حول العمليات المسببة للأمراض المبكرة لاضطراب الشخصية الحدية ، والمعرفة المتقدمة حول المرشحين العلاجيين ، بالإضافة إلى تحسين تسليمها العلاجي للترجمة السريرية الفعالة. سيكون بمثابة ناقل ممتاز للتعاون ، ويعزز إطار اختبار الفرضيات لدراسات إثبات المفهوم التي تتراوح من السلامة إلى الفعالية ، وتوليد المعرفة. يعمل هذا النموذج كأساس للتجارب المستقبلية ، وسيعمل بشكل كبير على تعزيز جهود الترجمة السريرية لإصابات الرئة الحادة التي تظهر عند الخدج.

الإفصاحات

جميع المؤلفين الآخرين ليس لديهم مصالح متنافسة للإعلان.

شكر وتقدير

نحن ممتنون للدكتور مارتن بوست ، مستشفى الأطفال المرضى ، تورنتو ، الذي أقرضنا بسخاء جهاز التنفس الصناعي لحديثي الولادة تم استخدامه طوال هذا المشروع. نشكر أيضا دان ديفيت وفريقه في رعاية والخدمة البيطرية ، معهد القلب ، جامعة أوتاوا ، على كل المساعدة أثناء تطوير هذا النموذج. تم دعم هذا العمل من قبل صندوق CHAMO للابتكار التابع ل CHEO ، وشبكة الخلايا الجذعية ، وجمعية الأميرة لوفيسا [HKH Kronprinsessan Lovisas förening] ، ومؤسسة ديفيد وأستريد هاجلين ، ومؤسسة القلب والرئة السويدية.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
#10 شفرة المشرطشق الجلد
حقنة بحجم 1 ملبيكتون ديكسونBD309659نصيحة Slip 
محقن بحجم 10 ملبيكتون ديكسونBD302995حقن السحب للخطوط الشريانية والوردية
قسطرة 18 G  إنسايتقنية المثانة
محاقن بحجم 20 ملبيكتون ديكسونBD302830السحب السائل إذا كان ذلك ضروريا
إبر تحت الجلد 22 جيلارابيكتون ديكسونحقنة إعادة تعبئة
24 G قسطرة وعائيةإنسايت160465الوصول إلى الأذن الوريدية والشريان والوريد الفخذي
إبر تحت الجلد بوزن 25 جيلونبيكتون ديكسونحقن بوبينورفين داخل العضلات (IM)
محاقن بحجم 3 ملبيكتون ديكسونحقن الأدوية وإزالة الفراغ الميت بخط المراقبة
ربطة عنق حرير 3-0إثيكونA304Hيستخدم لتأمين القسطرة الشريانية والوردية
صمامات توقف رباعية الاتجاهاتديسكوفيكس، براونD500456020متصلة بالسائل وخطوط المراقبة للغسل وأخذ العينات.
مجموعة الامتداد بحجم 6 إنشتقنيات الحقن في SAIExt-6متصل بأنابيب الوريد/الشريانية 
مجموعة تمديدات بحجم 60"BBV6223خطوط حقن الأدوية
محول AirLife Neo-Verso Y للوصول إلى مجرى الهواء لأنابيب الرحم الداخليةفيايريCSC300يستخدم لإعطاء المادة داخل القصبة الهوائية
بوبينورفين، 0.3 ملغ/ملCDMV128140جرعة الحقن الوريدي كمسكن للألم
ديكستروز، 5٪باكسترJB0063الحفاظ على مستوى السكر في الدم
الستائر القابلة للتخلص منها3M3M1050ستائر الحقل المعقمة
أقطاب تخطيط القلب3M220790أقطاب كهربائية للاستخدام الكهربائي
قسطرة إعطاء أنبوب التهوية (ETT)
أنبوب القصبة الهوائية 3.5 تيليفليكس5-10107يستخدم في فتحة القصبة الهوائية
إبينفرين، 1 ملغ/ملهوسبيرا07541L01يتم تخفيفه بمحلول ملحي طبيعي معقم إلى 0.1 ملغ/مل للإنعاش إذا لزم الأمر
محلل غازات الدم من Epoc سيمنز10736398نظام تحليل الدم EPOC مع مضيف NXS
بطاقات إيبوك العينةسيمنزBD309659خراطيش غاز الدم
فورمالين، 10٪ مخزنفيشر ساينتيفكSF100-4تثبيت الرئة
وسادة التدفئةكنت ساينتفيكTPZ-814EAبطانية تدوير الماء
مضخات التسريب الوريدي (IV) × 3سيغما ألدريتشZ401358حقن الكيتامين/البروبوفول والروكورونيوم
كيتامين، 10 ملغ/ملفيتوكينول112170تسريب مستمر (مخفف بمحلول ملحي طبيعي معقم) في مضخة الحقنة لصيانة التخدير&nb;
كيتامين، 100 ملغ/ملفيتوكينول112170يستخدم كجرعة لتحفيز التخدير العام ومضخة الحقنة لصيانة التخدير 
الرنين اللاكتيتدباكسترJB2323الحفاظ على حجم الدم
معدات الغسيل: القمع، موصل ثلاثي الاتجاهات، موصل ETT، أنبوب بطول 4 أقداملا يوجدلا يوجدأنابيب منزلية الصنع للغسيل
عدادة السكريات الدهنية، LPS (O55:B5)، 100 ملغسيغما-ألدرتشL2880-100mgإصابة رئية ثانية
جهاز ترطيب التنفس MR850فيشر وبايكلMR850JXX*
الصوديوم البنتوباربيتال (إيثانيل)، 240 ملغ/ملفيتوكينول381الجرعة الوريدية للقتل الرحيم الإنساني
محول الضغطمستلزمات مكارثي البيطريةV6402للضغوط الشريانية/الوريدية على سورجيفيت
بروبوفول، 10 ملغ/مليستخدم كجرعة لتحفيز التخدير العام ومضخة الحقنة لصيانة التخدير 
مقياس أكسجين النبضمايسموNEOPT-500
روكورونيوم، 10 ملغ/ملأوروفارما2498820يستخدم بعد الجراحة وقبل بدء تحفيز إصابة الرئة، يليه حقن مستمر
محلول ملحي، 0.9٪باكسترJB1324تدفق خط الدم وإنعاش حجم الدم
المياه المعقمةلا يوجدلا يوجدلجهاز ترطيب التهوية
قسطرة شفط 10 CH/25 سمميديبلاست608810251يستخدم لغسل الشعب الهوائية للحبة الرئة
قسطرة شفط 6 CH/40 سمميديبلاست60880640أزل المحلول الملحي الزائد أثناء الغسيل
الأدوات الجراحية: مقبض المشرط، ملقط البعوض، ملقط الإبهام، مقص ميتزنباوم، دبابيس، مقص جراحي، مراجع، شاش، وعاء من الفولاذ المقاوم للصدألا يوجدلا يوجدتم تعقيم حزمة العمليات
الجراح: سوار NIBP، فحص درجة الحرارة،   ضغط الدم الغازي، تخطيط القلب (ECG)، مقياس أكسجين النبضمستلزمات مكارثي البيطريةv9203تحتوي: جهاز ضغط الدم غير الجراحي (NIBP)، مقياس حرارة، ضغط دم غازي مرتين (BP)، تخطيط القلب الكهربائي (ECG) ومقياس تأكسج النبض
مضخات الحقنة × 3مضخات التخدير
شريطتثبيت خطوط الأذن IV
شريط السريةإثيكونتأمين أنبوب القناة داخل القصبة الهوائية
جهاز التنفس (Servo-I)جيتينغهيجب أن يكون هناك إعدادات حديثة الولادة لحجم المد والجزر المناسب
دائرة التنفسفيشر وبايكلRT265باستخدام جهاز ترطيب
مشبك انسداد أنبوب فورسلا يوجدلا يوجدانسداد الأنابيب أثناء الغسيل

المراجع

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the sustainable development goals. Lancet Child Adolesc Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. Thebaud, B., et al. Bronchopulmonary dysplasia. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 78(2019).
  3. Demauro, S. B., et al. Early motor development in infants with moderate or severe bronchopulmonary dysplasia. J Neonatal Perinatal Med. 15 (1), 55-62 (2022).
  4. Augustine, S., et al. Mesenchymal stromal cell therapy in bronchopulmonary dysplasia: Systematic review and meta-analysis of preclinical studies. Stem Cells Transl Med. 6 (12), 2079-2093 (2017).
  5. Contopoulos-Ioannidis, D. G., Ntzani, E., Ioannidis, J. P. Translation of highly promising basic science research into clinical applications. Am J Med. 114 (6), 477-484 (2003).
  6. Haworth, S. G., Hislop, A. A. Adaptation of the pulmonary circulation to extra-uterine life in the pig and its relevance to the human infant. Cardiovasc Res. 15 (2), 108-119 (1981).
  7. Rendas, A., Branthwaite, M., Reid, L. Growth of pulmonary circulation in normal pig--structural analysis and cardiopulmonary function. J Appl Physiol Respir Environ Exerc Physiol. 45 (5), 806-817 (1978).
  8. Starbaek, S. M. R., et al. Animal models for influenza a virus infection incorporating the involvement of innate host defenses: Enhanced translational value of the porcine model. ILAR J. 59 (3), 323-337 (2018).
  9. Schneberger, D., Aharonson-Raz, K., Singh, B. Pulmonary intravascular macrophages and lung health: What are we missing. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (6), L498-L503 (2012).
  10. Thomas, A. V., Broers, A. D., Vandegaart, H. F., Desmecht, D. J. Genomic structure, promoter analysis and expression of the porcine (sus scrofa) TLR4 gene. Mol Immunol. 43 (6), 653-659 (2006).
  11. Islam, M. A., et al. Age-related changes in phagocytic activity and production of pro-inflammatory cytokines by lipopolysaccharide stimulated porcine alveolar macrophages. Cytokine. 60 (3), 707-717 (2012).
  12. Kapetanovic, R., et al. The impact of breed and tissue compartment on the response of pig macrophages to lipopolysaccharide. BMC Genomics. 14, 581(2013).
  13. Chen, L., He, H., Fernandez Mondejar, E., Hedenstierna, G. Cyclooxygenase inhibitor blocks rebound response after no inhalation in an endotoxin model. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 284 (1), H290-H298 (2003).
  14. Spengler, D., Rintz, N., Krause, M. F. An unsettled promise: The newborn piglet model of neonatal acute respiratory distress syndrome (nards). Physiologic data and systematic review. Front Physiol. 10, 1345(2019).
  15. Tridente, A., De Martino, L., De Luca, D. Porcine vs. bovine surfactant therapy for preterm neonates with RDS: Systematic review with biological plausibility and pragmatic meta-analysis of respiratory outcomes. Respir Res. 20 (1), 28(2019).
  16. Kulkarni, H. S., et al. Update on the features and measurements of experimental acute lung injury in animals: An official American Thoracic Society workshop report. Am J Respir Cell Mol Biol. 66 (2), e1-e14 (2022).
  17. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: Features and measurements of experimental acute lung injury in animals. Am J Respir Cell Mol Biol. 44 (5), 725-738 (2011).
  18. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), L379-L399 (2008).
  19. Preuss, S., et al. Inositol-trisphosphate reduces alveolar apoptosis and pulmonary edema in neonatal lung injury. Am J Respir Cell Mol Biol. 47 (2), 158-169 (2012).
  20. Spengler, D., et al. Novel therapeutic roles for surfactant-inositols and -phosphatidylglycerols in a neonatal piglet ARDS model: A translational study. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 314 (1), L32-L53 (2018).
  21. Von Bismarck, P., et al. Improved pulmonary function by acid sphingomyelinase inhibition in a newborn piglet lavage model. Am J Respir Crit Care Med. 177 (11), 1233-1241 (2008).
  22. Van Kaam, A. H., et al. Response to exogenous surfactant is different during open lung and conventional ventilation. Crit Care Med. 32 (3), 774-780 (2004).
  23. Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiol Scand. 24 (3), 231-236 (1980).
  24. Thebaud, B., et al. Benefits and obstacles to cell therapy in neonates: The incubator (innovative neonatal cellular therapy for bronchopulmonary dysplasia: Accelerating translation of research). Stem Cells Transl Med. 10 (7), 968-975 (2021).
  25. Davies, M. W., Mehr, S., Morley, C. J. The effect of draw-up volume on the accuracy of electrolyte measurements from neonatal arterial lines. J Paediatr Child Health. 36 (2), 122-124 (2000).
  26. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. (52), e2652(2011).
  27. Stenersen, E. O., et al. A piglet perinatal asphyxia model to study cardiac injury and hemodynamics after cardiac arrest, resuscitation, and the return of spontaneous circulation. J Vis Exp. (191), e64788(2023).
  28. Force, A. D. T., et al. Acute respiratory distress syndrome: The Berlin definition. JAMA. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  29. Vento, M., et al. Preterm resuscitation with low oxygen causes less oxidative stress, inflammation, and chronic lung disease. Pediatrics. 124 (3), e439-e449 (2009).
  30. Vincent, D., et al. Intratracheal E. coli lipopolysaccharide induces platelet-dependent bronchial hyperreactivity. J Appl Physiol (1985). 74 (3), 1027-1038 (1993).
  31. Preuss, S., et al. 18:1/18:1-dioleoyl-phosphatidylglycerol prevents alveolar epithelial apoptosis and profibrotic stimulus in a neonatal piglet model of acute respiratory distress syndrome. Pulm Pharmacol Ther. 28 (1), 25-34 (2014).
  32. Von Bismarck, P., et al. Surfactant "fortification" by topical inhibition of nuclear factor-kappa b activity in a newborn piglet lavage model. Crit Care Med. 35 (10), 2309-2318 (2007).
  33. Pape, A., et al. Neuromuscular blockade with rocuronium bromide increases the tolerance of acute normovolemic anemia in anesthetized pigs. Eur Surg Res. 48 (1), 16-25 (2012).
  34. Gasthuys, E., et al. Repetitive urine and blood sampling in neonatal and weaned piglets for pharmacokinetic and pharmacodynamic modelling in drug discovery: A pilot study. Lab Anim. 51 (5), 498-508 (2017).
  35. Noblet, J., Dourmad, J. Y., Etienne, M., Le Dividich, J. Energy metabolism in pregnant sows and newborn pigs. J Anim Sci. 75 (10), 2708-2714 (1997).
  36. Keibl, C., Kerbl, M., Schlimp, C. J. Comparison of Ringer's solution with 0.4% glucose or without in intraoperative infusion regimens for the prevention of hypoglycemia in juvenile pigs. Lab Anim. 48 (2), 170-176 (2014).
  37. Perri, A. M., O'sullivan, T. L., Harding, J. C., Wood, R. D., Friendship, R. M. Hematology and biochemistry reference intervals for Ontario commercial nursing pigs close to the time of weaning. Can Vet J. 58 (4), 371-376 (2017).
  38. Egeli, A. K., Framstad, T., Morberg, H. Clinical biochemistry, haematology and body weight in piglets. Acta Vet Scand. 39 (3), 381-393 (1998).
  39. Linderkamp, O., et al. Blood volume in newborn piglets: Effects of time of natural cord rupture, intra-uterine growth retardation, asphyxia, and prostaglandin-induced prematurity. Pediatr Res. 15 (1), 53-57 (1981).
  40. Talbot, R. B., Swenson, M. J. Blood volume of pigs from birth through 6 weeks of age. Am J Physiol. 218 (4), 1141-1144 (1970).
  41. Berger, D., et al. Effect of PEEP, blood volume, and inspiratory hold maneuvers on venous return. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 311 (3), H794-H806 (2016).

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تطوير نموذج إصابة الرئة الحادة للخنزير الصغير حديثي الولادة يعيد إنشاء البيئة المبكرة لرئتي الخدج
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.