يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج الفأر المستيقظ لسكتة دماغية إقفارية مع مضاعفات نفسية عصبية خلال مراقبة استمرت سبعة أيام

316 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/69194

⸱

ديسمبر 19, 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Branch of the Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences, Russian Federation, 2Pushchino Branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education, Russian Biotechnological University (BIOTECH University), 3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences

في هذه المقالة

ملخص

تم اقتراح نموذج جديد للسكتة الدماغية الإقفارية البؤرية في الفئران المستيقظة. تم تحقيق ذلك عن طريق حقن جلطة هوائية في الشريان السباتي الداخلي للفئران. تم تأكيد تطور السكتة الدماغية الإقفاري البؤري من خلال تلوين الدماغ باستخدام كلوريد ثلاثي فينيل ترازوليوم، والاختبارات الوظيفية، وتقييم المعايير الفسيولوجية.

الملخص

تم إنشاء النموذج الانتقالي للسكتة الدماغية التجريبية في الفئران الناتجة عن انسداد غازي لتوضيح خصائص تطور السكتة الدماغية وتقييم التأثير الوقائي العصبي للعلاجات الجديدة والأدوية المثبتة. يسمح البروتوكول الذي يستغرق وقتا متوسطا ويتطلب جهدا بمراقبة ديناميكيات موت الخلايا العصبية السريع في المستيقظة، مما يوفر فرصة فريدة لتقييم المرحلة الحادة من السكتة الدماغية، بما في ذلك الهذيان، بالإضافة إلى مراقبة اضطرابات الجهاز العصبي الذاتي مثل تغيرات ضغط الدم، ودرجة حرارة الجسم، وحجم التنفس الدقيق. تم إعطاء الهواء الجوي (100 ميكرولتر) عن طريق التسريب عبر قسطرة وعائية وضعت بشكل رجعي في الشريان السباتي المشترك عبر الشريان السباتي الخارجي، باستخدام مضخة تسريب. بعد أربع وعشرين ساعة من الانصمام، تظهر عيوب سلوكية نمطية واضطرابات حركية واختلافات نسيجية. بحلول اليوم السابع من التجربة، لوحظ تحسن كبير في الحالة العصبية، واقتربت نتائج الاختبارات السلوكية من قيم الضابطة. وفي الوقت نفسه، يلاحظ انتقال من تسرب العدلات إلى البلاعم في الآفة الإقفاري. يمكن استخدام النموذج المقترح في الدراسات ما قبل السريرية، حيث يعيد إنتاج المضاعفات العصبية النفسية لفترة ما بعد السكتة الدماغية، إلى جانب التغيرات الفسيولوجية والوظيفية والنسيجية المرضية المقابلة.

المقدمة

كان هدف هذا البحث تطوير نموذج لسكتة دماغية إقفارية بؤرية في الفئران المستيقظة وتحقيق أقرب تقريب لهذا النموذج للجوانب السريرية للسكتة الدماغية الإقفاري لدى البشر. كما أظهر البحث الذي أجراه سويلاند وآخرون، أظهر 62.6٪ من المرضى أعراضا ملحوظة لسكتة دماغية إقفارية في حالة يقظة، بينما فقط 19٪ عانوا من سكتة دماغية استيقاظية1. وبالتالي، فإن حدوث حالة يقظة أثناء انصمام الشريان الدماغي لدى هو أمر يثير الاهتمام الأكبر. تشمل النماذج الكلاسيكية المستخدمة لدراسة السكتة الدماغية الإقفاري البؤرية ما يلي: الانسداد عبر الجمجمة، الخيط الداخلي الوعائي، انسداد الشريان الدماغي الأوسط، الانسداد الإمبوليكي، انسداد بطانة البطانة 1، والجلطة الضوئية النموذج2. تعرض طرق النمذجة الكلاسيكية لتأثيرات المخدر، مما قد يؤدي إلى تشويه نقاط النهاية في نموذج السكتة الإقفاري. يستخدم الإيزوفلوران على نطاق واسع في جراحة الإغلاق كأكثر الطرق فعالية لتخدير الغاز 3,4,5. ومع ذلك، وجد أن درجة الضعف الدماغي بعد انسداد الشريان الدماغي الأوسط (MCAO) بعد 24 ساعة تتناسب عكسيا مع مدة التخدير الإيزوفلوراني في. لقد ثبت أن الإيزوفلوران يؤثر على أكثر من 1000 جين معبر عنه تفاضلي مرتبط بنقص التروية، وهو عامل قد يؤدي إلى نموذج سكتة دماغية إقفاري غير موثوق تماما.

إحدى منهجيات نمذجة السكتة الدماغية الإقفاري في الفئران هي حقن جلطة الدم في الشريان السباتي الداخلي7. ومع ذلك، تم تحفيز السكتة الدماغية الإقفاري في هذا النموذج بعد ساعة واحدة من القسطرة بالإيزوفلوران. من الممكن أن يكون هذا التكييف المسبق قد أزعج تطور العواقب العصبية والفسيولوجية لإعطاء الجلطات.

تم اقتراح طريقة بديلة لنمذجة السكتة الدماغية الإقفاري عن طريق انصمام الشريان السباتي الداخلي في الفئران المستيقظة، تليها تلف الدماغ البؤري في حوض الشريان الدماغي الأوسط. تم إجراء القسطرة قبل 24 ساعة من نمذجة السكتة الإقفارية. هذا ضمن أن تأثيرات إعطاء الجلطة لم تتأثر بالتخدير.

النموذج المقترح لا يستخدم بطانة 18 أو خيط9 أو صبغة10 القابلة للتخثر لعلاج نقص التروية. كان اختيار العامل الذي يعطى للفئران عبر قسطرة بناء على فرضية أن هذه الطريقة ستكون ممكنة، مما ألغى الحاجة إلى تثبيت في إطار مجسم وتخديره 8,10.

علاوة على ذلك، يمكن النموذج من ملاحظة المعايير الفسيولوجية والعصبية في مباشرة بعد الانصمام؛ يبدو أن الطرق البديلة لنمذجة السكتة الإقفاري غير متوافقة مع هذا. في الأدبيات، غالبا ما يتم تقييم نقاط نهاية تلف الدماغ والضعف العصبي بعد نمذجة السكتة الإقفاري بعد 24 ساعة من الإخفاء 11,12,13,14.

استخدام الفئران اليقظة في نمذجة السكتة الإقفاري لديه القدرة على أن يكون إضافة أو بديلا للنموذج الكلاسيكي السائد للسكتة الدماغية الإقفارية البؤرية. يسهل هذا النهج تحقيقا أوسع في الإمكانات الوقائية العصبية للعوامل الدوائية المسجلة أو المتطورة لعلاج السكتة الدماغية الإقفاري.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أجريت الدراسة وفقا لإجراءات التشغيل القياسية للمختبر وتمت الموافقة عليها من قبل لجنة الأخلاقيات الحيوية التابعة للجنة رعاية واستخدام المؤسسية التابعة لفرع معهد شيمياكين-أوفشينيكوف للكيمياء العضوية الحيوية التابع لأكاديمية العلوم الروسية (البروتوكول رقم 1016/25، بتاريخ 17 يناير 2025). في هذه الدراسة، تم استخدام 28 ذكرا من جرذ سبراج-داولي (SD)، تتراوح أعمارهم بين 10-12 أسبوعا، بوزن متوسط 301 جرام وحالة ميكروبيولوجية خالية من الممرضات النوعية (SPF). المواد المستخدمة والمواد المستخدمة مدرجة في جدول المواد.

1. تحضير

  1. استخدم 28 ذكرا من جرذ SD، أعمارهم 10-12 أسبوعا، لديهم حالة SPF. استخدم 12 لمجموعة الوهم، و16 لنمذجة السكتة الدماغية الإقفارية مع انسداد غازي شرياني دماغي (CAE).
  2. تعقيم جميع الأجهزة لمدة 24 ساعة في محلول المطهر (0.5٪ كلورهيكسيدين بيغلوكونات في 70٪ إيثانول).
  3. تخدير الفئران عن طريق الحقن العضلي بمزيج من التيليتامين 15 ملغ/كغ وزولازيبام 15 ملغ/كغ + زيلازين هيدروكلوريد 10 ملغ/كغ (وفقا للبروتوكولات المعتمدة مؤسسيا).
  4. تأكد من أن المرحلة الجراحية للتخدير قد تم إنجازها: المس زاوية عين، قرص طرف ذيله.
    ملاحظة: يعتبر مخدرا عندما لا تلاحظ أي ردود فعل بعد هذه التلاعبات.
  5. انزع مجال العمليات في منطقة الرقبة البطنية.
  6. ثبت على طاولة الجراحة عن طريق تثبيت الأطراف والقواطع العلوية باستخدام ضواض ضاغط ناعمة.
  7. اقطع أنابيب البولي إيثيلين بقطر 0.8 مم إلى أنابيب بطول 10 سم، ثم لف لولب تثبيت بعرض حوالي 5 مم عند الطرف عن طريق تمرير طرف أنبوب البولي إيثيلين على أنبوب معدني وغمسه في ماء ساخن (90 درجة مئوية). املأ الأنبوب بالهيبارين (50 ME). أغلق الطرف المقابل من الحلزون بسدادة مصنوعة من قطعة من خيط الصيد.
    ملاحظة: القسطرة مصنوعة من أنابيب بولي إيثيلين طبية. تجنب الانحناء أو الضغط على القسطرة عند التعامل معها.

2. قسطرة الشريان السباتي السباتي

  1. قم بعمل شق بطول حوالي 5 مم على الجانب البطني من عنق.
  2. قم بتشريح عضلة الرقبة باستخدام الملقط. افتح المنطقة التي يتفرع فيها الشريان السباتي إلى الشرايين السباتي الخارجية والداخلية.
  3. ابحث عن الشريان الذي يمر على طول القصبة الهوائية. حرره بحذر باستخدام الملقط من غلاف النسيج الضام دون لمس العصب المبهم الذي يمر على طول الشريان.
  4. استخدم الملقط لعزل جزء من الشريان السباتي الخارجي.
  5. ضع رباط مؤقت ذيلي بطول 3-5 مم على التفرع في الشريان السباتي الشائع.
  6. ضع رباطين على الشريان السباتي الخارجي، واحد بعد الانفصال مباشرة والآخر على بعد 4 مم من الانفصال.
    ملاحظة: سيتم إجراء إدخال القسطرة بين هذين الرباطين. الربط الموضوع مباشرة بعد التفرع سيثبت القسطرة في الوعاء.
  7. على الشريان السباتي الداخلي، ضع رباط مؤقت واحد في قحف الشريان السباتي الشائع.
  8. ضع رباطا على الشريان الحصري بعد الانفصال.
    ملاحظة: عند تطبيق الأربطة في الخطوتين 2.7 و2.8، قد يحدث نزيف بسبب وجود مخلفات جانبية مخفية خلف الجذع الرئيسي للشريان السباتي الشائع. في هذه الحالة، يجب أن تكون مرتبطة.
  9. قم بعمل شق في الشريان السباتي الخارجي بين الأربطة باستخدام المقص. أدخل القسطرة المحضرة (الخطوة 1.7) في الفتحة التي تكون في الوعاء الداخلي، موجها نحو الشريان السباتي الشائع.
  10. حرر الرباط البعيد وادفع القسطرة إلى أسفل الوعاء حتى يدخل الشريان السباتي الشائع. اربط رباطين بعناية على قسم الشريان السباتي الخارجي مع وجود القسطرة بداخلها. ضع الرباط الثالث قبل القسطرة، واربطه أيضا.
    1. ثبت القسطرة بأربطة على حلقة التبطيد. قم بإزالة الأربطة من الشرايين السباتي السباتي والخارجية الخارجية.
      ملاحظة: عند دفع القسطرة، قد يتسرب الدم من الوعاء الدموي.
  11. في حالة تسرب الدم من الوعاء، ضع أربطة مكررة بين الفتحة في الوعاء والرباط الثالث.
  12. وجه القسطرة المثبتة إلى الأذرع باستخدام مخرج إبرة مخدد.
  13. خياطة الجرح البطني بمادة خياطة 4.0. استخدم خياطة مستمرة.
  14. قم بخياطة الجانب الظهري من الجلد بمادة غرز 4.0 بإحكام حول القسطرة. استخدم خياطة مستمرة. قم بتثبيت قطعة من اللاصق اللاصق على الجزء الخارجي من القسطرة وربطها بالخياطة لتثبيت أكثر إمانا.
  15. أعط المضاد الحيوي سيبروفلوكساسين بجرعة 5 ملغ/كغ عن طريق العضلات.

3. نمذجة نقص الترويا الدماغي البؤري في مجموعة CAE

  1. بعد أربع وعشرين ساعة من قسطرة الفئران، ضع في حالة يقظة في جهاز تثبيت في المختبر حتى يتمكن من الوصول إلى القسطرة الموضوعة على الوذعان.
  2. ضع حقنة مملوءة بمحلول ملحي بسعة 0.5 مل (0.9٪ NaCl) مع إبرة 30 جرام في مضخة التسرب.
  3. قم بتوصيل إبرة الحقنة بقسطرة بولي إيثيلين فارغة (سعة 100 ميكرولتر). قم بتوصيل الطرف الآخر من قسطرة البولي إيثيلين بالقسطرة المزروعة باستخدام محول.
    ملاحظة: يتم إثبات زرع القسطرة بشكل صحيح وغياب الجلطة عندما ينقل الهيبارين من القسطرة المزروعة إلى القسطرة التي تحتوي على الهواء، مما يسبب انضغاطا طفيفا في الهواء. والسبب في ذلك هو أن ضغط دم الجرذ يفوق ضغط الهواء في القسطرة المتصلة.
  4. اضبط معدل الحقن في مضخة التسريب إلى 10 ميكرولتر/دقيقة. اضبط حجم الحقن في مضخة التسريب إلى 120 ميكرولتر.
  5. شغل مضخة التسرب. حقن 100 ميكرولتر من الهواء من قسطرة البولي إيثيلين و20 ميكرولتر من محلول ملحي (0.9٪ NaCl).
    ملاحظة: عملية الحقن تستغرق 10 دقائق. في هذا الوقت، راقب. أثناء الحقن، يمكن للحيوان أن يصدر أصواتا أو يقضم أو يحفر جهاز التثبيت (المثبت).
  6. أخرج من جهاز التثبيت.
  7. قيم فورا الحالة العصبية للحيوان باستخدام مقياس من 0 إلى 5 نقاط: 0 = لا يوجد عجز عصبي، 1 = عدم القدرة على فرد الطرف الأمامي بالكامل، 2 = دوران، 3 = فقدان دعم الطرف، 4 = عدم المشي التلقائي مع مستوى وعي منخفض، و5 = الموت.
    ملاحظة: لوصف أكثر تفصيلا، راجع المصدر15. من الممكن ألا يظهر ضعفا عصبيا فور إعطاء الهواء. وهذا يشير إلى أن الانسداد لم يحدث بسبب الخصائص التشريحية للحيوان أو ارتفاع ضغط الدم.
  8. استبعاد من التجربة في غياب الأعراض العصبية.
    ملاحظة: تظهر الفئران المصابة ب CAE من 1 إلى 4 نقاط على مقياس العجز العصبي. غالبا ما يكون فقدان دعم الطرفين، أو عدم المشي التلقائي مع مستوى وعي منخفض.
  9. أعط المضاد الحيوي سيبروفلوكساسين بجرعة 5 ملغ/كغ عن طريق العضلات.

4. تقييم المعايير الفسيولوجية

  1. بعد ساعة من CAE، قيم الحالة العصبية للحيوان باستخدام مقياس من 0 إلى 5 نقاط: 0 = لا يوجد عجز عصبي، 1 = عدم القدرة على تقويم الطرف الأمامي بالكامل، 2 = دوران، 3 = فقدان دعم الطرف، 4 = عدم المشي التلقائي مع انخفاض مستوى الوعي، و5 = الموت15.
    ملاحظة: بعد ساعة واحدة، قد لا تظهر على أي أعراض بسبب إعادة امتصاص فقاعة الهواء بسرعة، مما يشير إلى أن الانصمام الشرياني كان غير كاف.
  2. استبعد من التجربة في حال عدم ظهور الأعراض العصبية بعد ساعة من الإصابة العصبية (الفئران التي لم تضع نقاط على مقياس العجز العصبي15).
  3. أعط المضاد الحيوي سيبروفلوكساسين بجرعة 5 ملغ/كغ عن طريق العضلات بعد 24 ساعة و48 ساعة بعد العلاج.
  4. يتم توزيع عشوائيا من مجموعة الوهم ومجموعة CAE لتقييم المعايير الفسيولوجية.
  5. قم بوزن مباشرة قبل CAE، و3 ساعات، 24 ساعة، 4 أيام، و7 أيام بعد CAE على مقياس سارتوريوس بدقة جرام.
  6. قس درجة حرارة جسم المستقيم للفئران مباشرة قبل CAE، و3 ساعات و24 ساعة و4 أيام و7 أيام بعد CAE باستخدام مقياس حرارة رقمي بنطاق تشغيلي من 32 °م إلى 42 °م.
  7. قياس ضغط الدم الانقباضي ومعدل ضربات القلب بشكل غير جراحي مباشرة قبل التحليل الداخلي، و3 ساعات و24 ساعة و4 أيام و7 أيام بعد التحليل الداخلي باستخدام كفة ذيل في نظام محوسب لتسجيل ضغط الدم ومعايير التنفس.
    1. شغل وسادة التدفئة وسخنها إلى درجة حرارة 40 درجة مئوية.
    2. ضع في جهاز تثبيت وضعه على وسادة التسخين. دع يهدأ لمدة 3-5 دقائق.
    3. ثم ضع سوار مزود بحساس لقياس معايير القلب والأوعية الدموية على ذيل، على بعد 2-3 سم من قاعدة الذيل.
    4. اضبط وضع المحول مباشرة تحت الشريان الذيلي البطني.
    5. تأكد من أن الإشارة مستقرة وأن معدل ضربات القلب معروض في البرنامج. ابدأ بتسجيل الإشارة.
    6. شغل تراكم ضغط الكفة.
    7. سجل النبض وضغط الدم الانقباضي حتى يتم تحرير ضغط الكفة بالكامل.
    8. تأكد من أن إشارة معدل ضربات قلب معروضة بوضوح.
    9. كرر الخطوات 4.4.3-4.4.5. مرتين إضافيتين وأطلق من جهاز تثبيت.
    10. احسب متوسط النبض وضغط الدم الانقباضي من ثلاثة قياسات.
  8. قس معدل التنفس وحجم التنفس مباشرة قبل CAE، و3 ساعات و24 ساعة و4 أيام و7 أيام بعد CAE باستخدام نظام محوسب لتسجيل ضغط الدم ومعايير التنفس.
    1. ثبت بيد واحدة في وضعية طبيعية للحيوان.
    2. ضع قناعا مع أنبوب متصل بأنف.
      ملاحظة: سيستغرق الأمر وقتا حتى يعتاد على التنفس داخل القناع.
    3. تأكد من تهدئة.
    4. سجل حجم التنفس ومعدل التنفس لمدة 10 ثوان.
    5. تأكد من أن لم يتنهد أو يبتلع أثناء التسجيل.
    6. كرر الخطوات 4.5.2-4.5.3 مرتين إضافيتين.
    7. احسب متوسط حجم التنفس ومعدل التنفس من ثلاثة قياسات.
    8. احسب حجم دقيقة التنفس باستخدام الصيغة:
      حجم التنفس الدقيقة = معدل التنفس × حجم التنفس.

5. تقييم المعايير الوظيفية والسلوكية

  1. قيم الحالة العصبية للحيوان باستخدام مقياس من 0 إلى 5 نقاط: 0 = لا يوجد عجز عصبي، 1 = عدم القدرة على فرد الطرف الأمامي بالكامل، 2 = دوران، 3 = فقدان دعم الطرف، 4 = عدم المشي التلقائي مع انخفاض مستوى الوعي، و5 = الموت15.
  2. قيم الوظائف الحركية والتنسيق على جهاز Rota-Rod مباشرة قبل CAE، وبعد 3 ساعات و24 ساعة و4 أيام و7 أيام بعد CAE.
    1. درب للاختبار على جهاز Rota Rod.
      1. ضع على قضيب ثابت لمدة 5-30 ثانية.
      2. القادرة على التمسك بقضيب ثابت لمدة لا تقل عن 10 ثوان، يجب أن تجعلها تعمل على قضيب يدور مع تسارع بسيط لمدة حوالي 30 ثانية.
      3. استمر في تدريب حتى تتمكن من الوقوف بحرية على قضيب يدور بسرعة مناسبة.
    2. ضع على قضيب أفقي دوار بقطر 7 سم بسرعة لا تقل عن 1 دورة في الدقيقة.
    3. بدء التسارع بمقدار 1 دورة في الدقيقة كل 10 ثوان حتى سرعة قصوى تبلغ 60 دورة في الدقيقة.
    4. سجل الوقت الذي كان فيه الفأر على القضيب الدوار.
  3. قيم نشاط حركة الفئران مباشرة قبل CAE، و3 ساعات و24 ساعة و4 أيام و7 أيام بعد CAE باستخدام نظام محوسب.
    1. ضع في وسط حقل مفتوح وسجل لمدة 5 دقائق المسافة المقطوعة ووقت نشاط الفأر.
  4. قيم قوة قبضة الطرف الأمامي 3 ساعات، 24 ساعة، 4 أيام، و7 أيام بعد CAE على مقياس قوة القبضة.
    1. أمسك من ذيله ودعه يمسك القضبان بأطرافه الأمامية.
    2. اسحب بشكل مواز للشبكة حتى يطلق الجرذ الشبك.
    3. قم بثلاث محاولات واختر أعلى نتيجة.

6. تقييم مستوى بروتين B المرتبط بالكالسيوم B100 (S100b)

  1. قس مستويات S100b في المصل في الفئران قبل نمذجة CAE، وبعد 24 ساعة و7 أيام من CAE.
    1. ضع في جهاز تثبيت المختبرية.
    2. شغل وسادة التدفئة وسخنها إلى درجة حرارة 40 درجة مئوية.
    3. ضع في جهاز تثبيت المختبرية على وسادة التدفئة. انتظر لمدة 5 دقائق حتى يهدأ.
    4. ضع على جانبه.
      ملاحظة: يجب أن يكون الوريد الذيلي مرئيا على الذيل.
    5. أدخل قسطرة وريدية في الوريد الذيلي.
    6. اسحب 1 مل من الدم في أنبوب بسعة 1.5 مل.
    7. اترك الدم في درجة حرارة الغرفة لمدة 40 دقيقة.
    8. قم بطرد مركزي بعينة الدم عند 4 درجات مئوية لمدة 15 دقيقة عند 1500 × جرام.
    9. اجمع المصل مع ماصة أوتوماتيكية في أنبوب منفصل بسعة 1.5 مل.
      ملاحظة: يجب أن يكون المصل شفافا وشفافا، دون أي خليط أحمر من كريات الدم الحمراء.
    10. تحليل المصل باستخدام اختبار المقاومة المناعية المرتبط بالإنزيم (ELISA) باستخدام مجموعة ELISA المناسبة.

7. إزالة القسطرة

  1. أجر إجراء إزالة القسطرة بعد 24 ساعة من الفحص الداخلي، وبعد الفحوصات في الخطوة 5.
    1. ضع في غرفة الاستنشاق مع نظام تخدير غازي متصل ومركز الأكسجين لمدة دقيقة إلى دقيقتين مع إمداد الأيزوفلوران في الغرفة بحجم 2.5٪-3.5٪ مع معدل إمداد أكسجين 3 لتر/دقيقة.
    2. انقل إلى وسادة تسخين (37.5 درجة مئوية) مع قناع غاز بوضع جرعة 2٪-3٪ من الإيزوفلوران مع معدل تدفق أكسجين بين 1.0-2.0 لتر/دقيقة.
    3. اقطع العلم دون قطع خياطة الجرح أو إتلاف القسطرة.
    4. نظف الطرف الخارجي للقسطرة، وعالجها بمحلول مطهر (0.5٪ كلورهكسيدين بيغلوكونات في 70٪ إيثانول).
    5. قم بإزالة الغرز من الجراحة السابقة من الجانب البطني للرقبة. من خلال الشق، استخدم الملقط لعزل لولب القسطرة بلطف.
    6. اسحب الطرف الطويل من القسطرة عبر الشق البطني.
    7. ضع رباطا مع عقدة، دون شد، على الشريان السباتي الخارجي بين التفرع وموقع إدخال القسطرة.
    8. اقطع العقد التي تربط القسطرة بعناية، ثم اسحب القسطرة بالملاقط، وشد العقدة على الوعاء، وأعد ربطها.
    9. قم بقص أطراف الرباط وخياطة الجرح. استخدم خياطة مستمرة.

8. تقييم صبغة كلوريد ثلاثي الفينيل ترازوليوم

  1. توفير تخدير نهائي ل6 من مجموعة الوهمية و6 من مجموعة CAE بعد 24 ساعة من الإغلاق، و6 من مجموعة الوهمية و10 من مجموعة CAE في اليوم السابع بعد CAE باستخدام حقن عضلي من التيليتامين 15 ملغ/كجم وزولازيبام 15 ملغ/كغ + زيلازين هيدروكلوريد 10 ملغ/كغ.
  2. تحقق من أن المرحلة الجراحية من التخدير قد تم كما هو موضح في الخطوة 1.3.
  3. قم بأخذ عينة دم كاملة من الوريد الأجوف الذيلي باستخدام حقنة 2 مل وإبرة 24 جيلون.
  4. افتح القبو الظهري للجمجمة دون إتلاف نسيج الدماغ.
  5. افحص الجافرة.
  6. اقطع الدماغ بشفرة ميكروتوم إلى شرائح جبهية بسماكة 2 مم تبدأ من الفص الجبهي.
  7. ضع الأقسام على شريحة مجهرية.
  8. ضع الشرائح في محلول 1٪ من ثلاثي فينيل تيترازوليوم كلوريد (TTC) وضعها في منظم حرارة عند 37 درجة مئوية لمدة 10-12 دقيقة.
  9. افحص جميع أقسام الدماغ. لاحظ تغير لون صبغة الحمل المبكر.
    ملاحظة: الأنسجة غير المتضررة ستصبغ باللون الوردي الفاتح، بينما الأنسجة التي تحتوي على آفات ستصبغ باللون الوردي الفاتح.
  10. صور الشرائح من كلا الجانبين.
  11. ثبت الشرائح في محلول فورمالين متعادل بنسبة 10٪.
  12. تقدير منطقة الآفة البؤرية في البرنامج لتحليل الصور العلمي.

9. تقييم صبغ الهيماتوكسيلين والإيوزين

  1. قطع الدماغ المجففة الثابتة في بطارية تصاعدية من الإيثانول (70٪، 80٪، 100٪).
  2. انقع الشرائح المجففة في البرافين واصنع شرائح بسماكة 7 مم.
  3. صبغ الأقسام بالهيماتوكسيلين والإيوزين.
  4. إجراء تحليل مجهري للأقسام باستخدام مجهر ضوء منقول.

10. التحليل الإحصائي

  1. قم بإجراء التحليل الإحصائي في البرنامج الإحصائي.
  2. تطبيق الإحصاءات الوصفية (حساب المتوسط ± الخطأ المعياري للمتوسط)، وصنع رسوم بيانية لعرض النتائج.
  3. بعد التحقق من طبيعية كل مجموعة، قم بإجراء مقارنات متعددة باستخدام معيار الترتيب الخاص بدانكان.
  4. حدد الفروق عند مستوى الدلالة 5٪.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

البقاء والحالة العامة
مباشرة بعد إعطاء فقاعة الهواء، أظهرت جميع الفئران حالة مضطربة وارتعاش واضح لعدة ثوان، تلتها توقف كل النشاط الحركي وفقدان الوعي لمدة دقيقة إلى دقيقتين. بعض فقدت الدعم على مخالبها لمدة 10-15 دقيقة بعد استعادتها للوعي.

كان معدل بقاء بعد 3 ساعات من CAE 100٪، لكن بعد 24 ساعة انخفض معدل البقاء إلى 80٪،وفي اليوم الثالث أصبح 60٪. عند متابعة حتى 7 أيام بعد الانصمام، لم يلاحظ أي وفاة جديدة (الشكل ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

MCAO هو طريقة شائعة لنمذجة السكتة الدماغية الإقفاري البؤري في الفئران، ويتم ذلك عن طريق تكوين الجلطات، والتشنج الموضعي في الشريان الدماغي الأوسط، والانسداد المؤقت بواسطة الخيط2. هدف هذه النماذج هو (1) تحقيق موت المبرمج البؤري لنسيج الدماغ العصبي16 مع حجم ومنطقة آفة موحدة17، (2) مراقبة النقص العصبي لدى لمدة 2-7 أيام18.

تم تحديد معدل وحجم إعطاء الهواء بشكل تجريبي. تنا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

المؤلفون ليس لديهم ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

وقد دعمت هذه الدراسة مؤسسة العلوم الروسية، المشروع رقم 25-15-00037.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
حقنة ثلاثية المكونات بإبرة 2 مل  ليكو52322223G
مضخة علاء الدين المفردةوورلد بريسيجن إنسترومنتسAL-1000
سيبروفلوكساسينفارمافيت3897744محلول 5٪ من سيبروفلوكساسين
النظام المحوسب PowerLab 35/8 التعديلات3508-1090
ديزينApteka.ru0.5٪ كلورهكسيدين بيغلوكونات في 70٪ إيثانول
مقياس الحرارة الرقميبي. ويل سويس إيه جيالقطعة 0413
مقياس قوة القبضة الإلكترونيتقنيات BioMed Easy007231024415MC01
مجموعة ELISA لبروتين ارتباط الكالسيوم S100 B (S100B)شركة كلاود-كلون كورب (CCC)SEA567Ra48T
خيط الصيدالقطر 0.9 مم
نظام التخدير الغازيأوجو باسيل 21100
برنامج إحصائي GraphPadالمنشورv.10
مخرج الإبرة المخددةفيشر ساينتيفكالكتالوج رقم 11-0012.7 سم
هيبارينإندوفارم. مصنع موسكو للغدد الصماء30122
ImageJالمعاهد الوطنية للصحة ومختبر الأجهزة البصرية والحوسبة
حقنة الأنسولينمنتجات مستشفى سان إف إم1603030.5 مل، U-100، 30G
القسطرة الوريديةKD MedicalG24
إيزوفلورين (إيزوفلورين)فيتفارما100 مل، 1000 ملغ/كغ
ثابت المختبرية للحيوانات المخبريةالعلوم المفتوحةAE1001-R1
المجهر الضوئيزايسأكسيو سكوب.A1
شرائح المجهر الضوئيثيرمو ساينتفيك15442933
أنابيب دقيقة من البولي إيثيلين من الدرجة الطبيةشركة ساينتيفيك كوميديز إنك.BB31695-PE/4القطر الداخلي 0.76 مم
مناديل الشاش الطبية المعقمةحياة جديدة  45x29 سم
أنبوب صغيرسارسيد إيه جي & السرية KGS0443781.5 مل
ميكروبايبت إيبندورف بلس للأبحاثإبندورف200 وميكرو؛ L
شرائح المجهرفيشر ساينتيفك11562203
الملقط الجراحي المجهري (منحني)مصنع أدوات كازان الطبيةF0106
الملقط الجراحي الدقيقي (مستقيم)علم الحياة للدفع الخلفيF11029-11
شفرات الميكروتومثيرمو ساينتفيك3052835MX35 بريميير+
نظام التكييف المتعددأنظمة TSE131202-10
الفورمالين المحايد المخزنهيم1072024الحموضة 6,8-7,2 
لافسان الجراحي غير الممتصلينتكس2022-01
مقص العيون لاستئصال القزحيةسي إم إنسترومنتAJ-410-05
مركز الأكسجينمسلحونYYT327009607F-3L
عازل الفوسفاتأمريسكو2120C462
أطراف بيبتسيرفيسبيو200 وميكرو؛ L
فئرانمن مشتل المختبرية " بوشينو" (www.spf-animals.ru)، معهد شيمياكين-أوفشينيكوف للكيمياء العضوية الحيوية التابع لأكاديمية العلوم الروسية.
جهاز الطرد المركزي متعدد الوظائف المبردةإبندورف5804 R
روتا-رود روتامكس-5 كولومبوس إنسترومنتس210426
مقص ميتزنباوم ميدستاندارت-إنسترومنتMT-H-256
مادة الغرز الجراحيةإعادة ترتيب114/0042011124كابرواغ 4/0
الطاولة الجراحيةفيتكورم تورغفيتبوت STL-1، TD00472
تيلازولزويتيس67291350 ملغ/ملليتر تيليتامين و50 ملغ/مل زولازيبام في 5 ملليتر
كلوريد تريفينيل تيترازوليومديا-إمTTC1809
زيلازينمزرعة نيتا1512٪ زيلازين هيدروكلوريد في 50 مل

المراجع

  1. Søyland, M. H., Tveiten, A., Eltoft, A., Øygarden, H., Varmdal, T., Indredavik, B., et al. Wake-up stroke and unknown-onset stroke: Occurrence and characteristics from the nationwide Norwegian Stroke Register. Eur Stroke J. 7 (2), 143-150 (2022).
  2. Li, Y., Zhang, J. Animal models of stroke. Animal Model Exp Med. 4 (3), 204-219 (2021).
  3. Brunner, C., Korostelev, M., Raja, S., Montaldo, G., Urban, A., Baron, J. C. Evidence from functional ultrasound imaging of enhanced contralesional microvascular response to somatosensory stimulation in acute middle cerebral artery occlusion/reperfusion in rats: A marker of ultra-early network reorganization. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1690-1700 (2018).
  4. Buetefisch, C. M., Wei, L., Gu, X., Epstein, C. M., Yu, S. P. Neuroprotection of low-frequency repetitive transcranial magnetic stimulation after ischemic stroke in rats. Ann Neurol. 93 (2), 336-347 (2023).
  5. Jin, R., Zhu, X., Li, G. Embolic middle cerebral artery occlusion (MCAO) for ischemic stroke with homologous blood clots in rats. J Vis Exp. (91), e51956(2014).
  6. Shpetko, Y. Y., Filippenkov, I. B., Denisova, A. E., Stavchansky, V. V., Gubsky, L. V., Limborska, S. A., et al. Isoflurane anesthesia's impact on gene expression patterns of rat brains in an ischemic stroke model. Genes. 14 (7), 1448(2023).
  7. Toung, T. J. K., Mehr, N., Mirski, M., Koehler, R. C. Embolic occlusion of internal carotid artery in conscious rats: Immediate effects of cerebral ischemia. Physiol Rep. 11 (4), e15613(2023).
  8. Yan, J., Liu, Y., Zheng, F., Lv, D., Jin, D. Environmental enrichment enhanced neurogenesis and behavioral recovery after stroke in aged rats. Aging-US. 15 (18), 9453-9463 (2023).
  9. Jin, X., Morais, A., Imai, T., Lamb, J., Nagarkatti, K., Boisserand, L. Determinants of outcome after endovascular middle cerebral artery occlusion in rats in the SPAN trial. Stroke. 56 (9), 2734-2747 (2025).
  10. Feng, Y., et al. Activation of testosterone-androgen receptor mediates cerebrovascular protection by photobiomodulation treatment in photothrombosis-induced stroke rats. CNS Neurosci Ther. 30 (2), e14574(2024).
  11. Gubskiy, I. L., et al. MRI guiding of the middle cerebral artery occlusion in rats aimed to improve stroke modeling. Transl Stroke Res. 9 (4), 417-425 (2018).
  12. Gupta, S., Sharma, U., Jagannathan, N. R., Gupta, Y. K. Neuroprotective effect of lercanidipine in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. Exp Neurol. 288, 25-37 (2017).
  13. Gupta, Y. K., Sinha, K., Chaudhary, G. Transient focal ischemia induces motor deficit but does not impair the cognitive function in middle cerebral artery occlusion model of stroke in rats. J Neurol Sci. 203-204, 267-271 (2002).
  14. Shukla, P. K., et al. Neuroprotective effect of Acorus calamus against middle cerebral artery occlusion-induced ischaemia in rat. Hum Exp Toxicol. 25 (4), 187-194 (2006).
  15. Schäbitz, W. R., et al. Synergistic effects of a combination of low-dose basic fibroblast growth factor and citicoline after temporary experimental focal ischemia. Stroke. 30 (2), 427-432 (1999).
  16. Tang, H., et al. Delayed recanalization after MCAO ameliorates ischemic stroke by inhibiting apoptosis via HGF/c-Met/STAT3/Bcl-2 pathway in rats. Exp Neurol. 330, 113359(2020).
  17. Lee, K. Y., Bae, O. N., Weinstock, S., Kassab, M., Majid, A. K. Neuroprotective effect of asiatic acid in rat model of focal embolic stroke. Biol Pharm Bull. 37 (8), 1397-1401 (2014).
  18. Li, L., Rong, W., Ke, W., Hu, Z., Yip, S. P., Tong, K. Y. Muscle activation changes during body weight support treadmill training after focal cortical ischemia: A rat hindlimb model. J Electromyogr Kinesiol. 21 (2), 318-326 (2011).
  19. Palikov, V. A., et al. Experimental model of cerebral arterial air embolism in conscious rats. Bull Exp Biol Med. 177 (5), 668-672 (2024).
  20. Kusuda, K., Ibayashi, S., Sadoshima, S., Ishitsuka, T., Fujishima, M. Brain ischemia following bilateral carotid occlusion during development of hypertension in young spontaneously hypertensive rats--importance of morphologic changes of the arteries of the circle of Willis. Angiology. 47 (5), 455-465 (1996).
  21. Webster, J., Osborne, S., Rickard, C. M., Marsh, N. Clinically-indicated replacement versus routine replacement of peripheral venous catheters. Cochrane Database Syst Rev. 1 (1), CD007798(2019).
  22. Okuyama, S., et al. The arterial circle of Willis of the mouse helps to decipher secrets of cerebral vascular accidents in the human. Med Hypotheses. 63 (6), 997-1009 (2004).
  23. Mamo, Y. A. Cerebrovascular effects of vasoactive drugs: in vitro, in vivo and clinical investigations. Medicine. , 73874537(2015).
  24. Stangeland, H., Orgeta, V., Bell, V. Poststroke psychosis: A systematic review. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 89 (8), 879-885 (2018).
  25. Mercier, E., et al. Predictive value of S-100β protein for prognosis in patients with moderate and severe traumatic brain injury: Systematic review and meta-analysis. Br Med J (Clin Res Ed). 346, f1757(2013).
  26. Baig, M. U., Bodle, J. Thrombolytic Therapy. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2025).
  27. Murphy, R. P., Donnellan, J. A High-pressure solution for a high-pressure situation: Management of cerebral air embolism with hyperbaric oxygen therapy. Cureus. 11 (9), e5559(2019).
  28. Heinrichs, S. C., Koob, G. F. Application of experimental stressors in laboratory rodents. Curr Proto. Neurosci. Chapter 8 (Unit 8.4), (2006).
  29. Emms, H., Lewis, G. P. Sex and hormonal influences on platelet sensitivity and coagulation in the rat. Br J Pharmacol. 86 (3), 557-563 (1985).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.