يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

المراقبة المستمرة لضغط الشرايين في القوارض الواعية باستخدام القياس عن بعد القابل للزرع ومقارنته بطريقة الكفة الخلفية

979 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/69652

⸱

نوفمبر 14, 2025

 ,  ,  , 
1Advanced Institute for Medical Sciences, Dalian Medical University, 2School of Basic Medical Sciences, Xi'an Jiaotong University, 3East China Normal University Health Science Center

في هذه المقالة

ملخص

يوضح هذا البروتوكول بالتفصيل تطبيق القياس عن بعد القابل للزرع لمراقبة ضغط الشرايين المستمر والموثوق به في القوارض الواعية ، والتي تغطي الزرع الجراحي ، ورعاية ما بعد الجراحة ، والحصول على البيانات ، والمقارنة مع طريقة الكفة الخلفية.

الملخص

يتيح القياس عن بعد الراديوي مراقبة ضغط الدم الشرياني (BP) الموثوق به والمستمر في القوارض الواعية في ظل الظروف الفسيولوجية ، مع تقليل القطع الأثرية المتعلقة بالمشغل. يشتمل جهاز الإرسال القابل للزرع على قسطرة مستشعرة للضغط ، ويختلف إجراء الزرع حسب الأنواع المستخدمة والغرض من الدراسة. في القوارض ، فإن الأساليب الأكثر شيوعا هي الانغراس من خلال الشريان السباتي أو الشريان الأورطي البطني. غالبا ما يفضل نهج الشريان السباتي لمساره المباشر إلى القوس الأبهري ، مما يسهل قياس الضغط المركزي الدقيق ، بينما يستخدم نهج الشريان الأورطي البطني أيضا على نطاق واسع في الدراسات المزمنة. بالمقارنة مع الطرق غير الغازية مثل صفعة الذيل ، يوفر القياس عن بعد القابل للزرع قياسات أكثر دقة واتساقا ، مما يجعله مفيدا بشكل خاص لدراسات ارتفاع ضغط الدم التي تتطلب مراقبة دقيقة لضغط الدم على المدى الطويل. يوضح هذا البروتوكول تفاصيل التخدير وتقنيات الزرع الجراحي ورعاية ما بعد الجراحة ، بالإضافة إلى إجراءات الحصول على وتحليل المعلمات الديناميكية الدموية - الانقباضي والانبساطي ومتوسط الضغط الشرياني ومعدل ضربات القلب (HR) - جنبا إلى جنب مع تقييم مقارن مقابل قياسات الكفة الخلفية.

المقدمة

تعد المراقبة الدقيقة والمستمرة لضغط الدم الشرياني (BP) في القوارض الواعية أمرا ضروريا لأبحاث القلب والأوعية الدموية ، خاصة في دراسات ارتفاع ضغط الدم حيث تتطلب التغيرات الديناميكية الدموية الديناميكية قياسا دقيقا1،2،3. تستخدم الطرق التقليدية غير الغازية ، مثل طريقة صفعة الذيل ، على نطاق واسع ولكنها محدودة بأخذ العينات المتقطعة ، والتحف المرتبطة بالإجهاد ، والفشل في التقاط الاختلافات اليومية في ضغط الدم4،5. هذه المشكلات تضر بالدقة والتكاثر ، مما يحد من استخدامها في دراسات ديناميكا الدم طويلة الأجل6.

توفر أنظمة القياس عن بعد الراديوي قياسات ضغط الدم أكثر دقة واتساقا. وهي تتيح مراقبة مستمرة وعالية الجودة لضغط الدم في التي تتحرك بحرية، مما يلغي التباين الناتج عن التعامل مع المشغل والإجهاد الناجم عن ضبط النفس 7,8,9,10. هذا النهج مفيد بشكل خاص في أبحاث ارتفاع ضغط الدم ، حيث من المهم التقاط بداية وحجم واستقرار ارتفاع ضغط الدم ، بالإضافة إلى أنماط الساعة البيولوجية11،12،13. بالإضافة إلى ذلك ، يسمح القياس المستمر عن بعد بالكشف عن التقلبات العابرة أثناء تطور المرض ويوفر تقييما مفصلا للتدخلات الدوائية ، وهي مزايا لا يمكن أن تقدمها طرق الكفة التقليدية14.

يستخدم نظام القياس عن بعد الراديوي جهاز إرسال قابل للزرع مع قسطرة مستشعرة للضغط ، والتي يتم وضعها جراحيا في المواقع التشريحية المختارة بناء على الأنواع وتصميم الدراسة. في الفئران ، يتم إدخال القسطرة عادة عبر الشريان السباتي إلى قوس الأبهر لضمان استقرار الإشارات9. بالنسبة لبعض التجارب، مثل الدراسات طويلة الأمد على الفئران الأكبر سنا أو الأثقل، قد يفضل وضعها في الشريان الأورطي البطني. في الفئران ، الشريان الأورطي البطني هو الموقع القياسي للتسجيلات الموثوقة طويلة المدى15. تسمح استراتيجيات الزرع هذه بالقياس الدقيق للضغوط الانقباضية والانبساطي ومتوسط ضغط الشرايين ، بالإضافة إلى معدل ضربات القلب (HR) ، مما يجعل نظام القياس عن بعد أداة قيمة للتنميط الظاهري لنماذج ارتفاع ضغط الدم وتقييم التدخلات العلاجية16.

يحدد هذا البروتوكول الإجراءات التفصيلية للتخدير ، والزرع الجراحي (بما في ذلك خيارات وضع القسطرة) ، ورعاية ما بعد الجراحة ، والحصول على البيانات وتحليلها ، جنبا إلى جنب مع التقييم المقارن باستخدام طريقة الكفة الخلفية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامها (IACUC) بجامعة شيان جياوتونغ (رقم. XJTUAE2025-2784) وتم إجراؤها وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية والوطنية لرعاية واستخدام المختبر. تم استخدام الفئران الذكور التي تبلغ من العمر ثمانية أسابيع والتي تعاني من ارتفاع ضغط الدم تلقائيا (SHRs) وفئران C57BL / 6 في التجارب.

1. تحضير

  1. ظروف السكن: إيواء جميع في غرف خاضعة للرقابة البيئية. الحفاظ على درجة حرارة محيطة تبلغ 21 درجة مئوية ورطوبة نسبية بنسبة 60٪. اضبط دورة إضاءة مظلمة لمدة 12 ساعة / 12 ساعة. توفير طعام المختبر القياسي والمياه الإعلانية.
  2. الوزن الموصى به لزرع القياس عن بعد: اختر الفئران التي تزن 20-35 جم لضمان طول غرس القسطرة المناسب واستيعاب حجم جهاز إرسال القياس عن بعد (HD-X11: 33 × 33 × 14 مم; HD-S10: 42 × 42 × 18 ملم). اختر الفئران التي يبلغ وزنها 20 جم أو أكثر لقسطرة الشريان السباتي واستخدم الفئران التي يبلغ وزنها حوالي 30 جراما لزراعة الشريان الأورطي البطني. بالنسبة للفئران ، اختر تزن ≥ 170 جراما لضمان الملاءمة المناسبة وتقليل المضاعفات الجراحية. استخدم نهج زراعة الشريان الأورطي البطني للفئران.
    ملاحظة: يوازن نطاق الوزن هذا بين الجدوى الجراحية واعتبارات رعاية لمراقبة القياس عن بعد المزمن.

2. التحضير قبل الجراحة

  1. التحقق من نموذج غرسة القياس عن بعد: بالنسبة للفئران، استخدم جهاز الإرسال HD-X11. بالنسبة للفئران ، استخدم جهاز الإرسال HD-S10. قم بتأكيد رقم الطراز والترميز على أجهزة الإرسال (الشكل 1).
  2. التحضير المعقم الجراحي: قبل الجراحة ، قم بتطهير المنطقة الجراحية جيدا وتعقيم جميع الأدوات عن طريق التعقيم عند 121 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة (الشكل التكميلي 1 أ). تحضير الستائر المعقمة والمحلول الملحي الجراحي والكواشف المطلوبة (جدول المواد). ارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة (القفازات والقناع والغطاء) ورتب الأدوات على صينية معقمة ، مع تأكيد مؤشرات العقم قبل الاستخدام. حافظ على تقنية التعقيم الصارمة طوال العملية. بعد الجراحة ، تأكد من التخلص السليم من المواد الملوثة وإعادة التعقيم الفوري للأدوات القابلة لإعادة الاستخدام.
  3. المعالجة المسبقة لأجهزة الإرسال
    1. انزع غطاء العبوة الأبيض من الصينية البلاستيكية الشفافة لفتح العبوة المعقمة.
    2. ارفع غطاء الدرج الشفاف ، وغمر قناة القسطرة بمحلول ملحي معقم ، واستبدل الغطاء على الفور. تجنب ملامسة جهاز الإرسال أو الدرج الداخلي للحفاظ على العقم.
    3. ضع العبوة جانبا واترك القسطرة ترطب لمدة 15 دقيقة قبل نقلها إلى الحقل المعقم. تأكد من أن طرف القسطرة يبدو شفافا بشكل موحد ومملوء بالهلام. حدد أي أطراف غير شفافة أو بيضاء على أنها غير رطبة بشكل كاف وأعد ترطيبها قبل المتابعة.
    4. احتفظ بالغطاء الأبيض (يحتوي على بيانات المعايرة) والحزمة المعقمة (للعودة المحتملة).
      ملاحظة: تأكد من ترطيب القسطرة المناسب بسبب خصائصه المحبة للماء. يتسبب الزرع في حالة غير رطبة في امتصاص القسطرة للماء من الدم ، مما يؤدي إلى التمدد. ينتج عن هذا التمدد تراجع الهلام وتكوين فراغ عند طرف القسطرة ، مما يزيد من خطر تكوين الجلطة.
  4. تحريض التخدير
    1. التخدير الاستنشاقي: ضع في حجرة الحث وقم بتخديره بنسبة 5٪ من الأيزوفلوران في الأكسجين بمعدل تدفق 0.5 لتر / دقيقة. بمجرد فقدان منعكس التقويم ، انقل إلى منصة جراحية يتم التحكم في درجة حرارتها (37 درجة مئوية) وحافظ على التخدير بواسطة مخروط أنف يوفر 2٪ من الأيزوفلوران مع تدفق أكسجين 0.5 لتر / دقيقة طوال الإجراء17.
    2. التخدير الحقني: يتم تخدير الفئران عن طريق الحقن العضلي لخليط زوليتيل وزيلازين (1: 2 حجم/حجم) بجرعة 20 ميكرولتر لكل 20 جم من وزن الجسم18.
    3. استخدم مرهما بيطريا على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير.
  5. تحضير موقع الجراحة: ثبت الأطراف بشريط لاصق وإزالة شعر الرقبة باستخدام كريم مزيل الشعر ، ثم امسح المنطقة نظيفة. تطهير موقع الشق باستخدام بروميد البنزالكونيوم باستخدام ثلاثة مقشرات دائرية ، متبوعا بمقشرين ببوفيدون يود بعد وضع ستارة معقمة.

3. زرع جهاز إرسال القياس عن بعد الجراحي

ملاحظة: قم بإجراء عملية الزرع الجراحية إما من خلال الشريان السباتي أو قسطرة الشريان الأورطي البطني (الشكل 2).

  1. زرع الشريان السباتي
    1. قم بعمل شق من 1 إلى 1.5 سم على طول خط الوسط للجلد أسفل الذقن وقم بإنشاء مساحات ثنائية تحت الجلد باستخدام تشريح حاد.
    2. سحب الغدد النكفية وتحت الفك السفلي برفق باستخدام أدوات حادة لفضح عضلات القصبة الهوائية. حدد الشريان السباتي الأيسر المجاور للقصبة الهوائية باستخدام تشريح حاد (الشكل 3 أ).
    3. تحرير الشريان السباتي من الأنسجة المحيطة. قم بتشريح العصب المبهم المصاحب بعناية ، وهو خيط أبيض مميز ، بعيدا عن جدار الشريان على جزء 10 مم لفضح التشعب.
      ملاحظة: قم بتشريح العصب المبهم بعناية دون جر لتجنب الضعف الوظيفي ، لأنه ضروري للتنظيم اللاإرادي.
    4. مرر ثلاث خيوط مبللة بالمحلول الملحي وغير قابلة للامتصاص 6-0 تحت جزء الشريان السباتي المعزول وضعها في المواقع القحفية والذيلية والوسطى ، على التوالي (الشكل 3 ب). ارفع الوعاء بعناية لتجنب إصابة الأوعية الدموية.
    5. ضع الخيط الأمامي بجوار تشعب الشريان السباتي ثم اربط الوعاء بإحكام بعقدة دائمة. توفر الخيط الذيلية انسدادا مؤقتا للأوعية الدموية ، بينما تشكل الخيط الوسطى حلقة فضفاضة لتثبيت القسطرة بعد الإدخال. ارفع طرفي الغرز باستخدام مشابك الأوعية الدموية لتوسيع الوعاء (الشكل 3 ج).
      ملاحظة: يعد تشعب الشرايين السباتية الداخلية والخارجية معلما مهما لتحديد طول الإدخال المناسب للقسطرة المزروعة.
    6. ثني طرف إبرة حقنة 1 مل إلى حوالي 100 درجة وثقب جدار الشرايين بعناية بالقرب من الرباط القحفي. استخدم الإبرة كدليل لدفع القسطرة إلى الشريان ، وتحريكها برفق على طول الوعاء باستخدام ملقط يحمل القسطرة (الشكل التكميلي 1B-C).
    7. اسحب الإبرة باستخدام يد ثابتة واستبدلها بملقط ناعم لدفع القسطرة برفق إلى عمق الوعاء. راقب علامات العمق على القسطرة ، وأوقف الإدخال بمجرد الوصول إلى الموضع المحدد مسبقا (الشكل التكميلي 2A-B). شد الخيط الأوسط لتثبيت القسطرة في مكانها. اربط الخيط البعيد بإحكام لتثبيت إضافي. قم بلف الخيط القريب حول الجزء الخارجي من القسطرة وربطه لمنع الإزاحة. قطع نهايات الغرز أقصر ما يمكن (الشكل 3D).
    8. تأكد من عمق القسطرة باستخدام العلامة وتأكد من وصولها إلى قوس الأبهر. تحقق من وجود تسرب الدم أو الفقاعات في موقع الثقب أو حول القسطرة. تطبيق الإجراء التصحيحي على الفور في حالة حدوث تسرب. اسحب القسطرة برفق للتأكد من بقائها في مكانها بشكل آمن بواسطة الغرز أو المادة اللاصقة.
    9. باستخدام ملقط حاد ، قم بإنشاء جيب تحت الجلد من الشق باتجاه الجانب الأيسر من البطن. قم بحقن 200 ميكرولتر من المحلول الملحي المسخن مسبقا (37 درجة مئوية) لتوسيع المساحة ، ثم أدخل جهاز إرسال القياس عن بعد في الجيب وضعه تحت الجلد في منطقة البطن اليسرى (الشكل 4A-C).
    10. اختياري: قم بتنفيذ هذه الخطوة عند استخدام الغرسات ذات أسلاك تخطيط القلب (HD-X11). ضع سلك الرصاص عديم اللون لتخطيط القلب تحت الجلد فوق العضلة الصدرية اليمنى وقم بتأمين سلك الرصاص الأحمر في المساحة السفلية اليسرى تحت الجلد. أغلق الشق بخيوط متقطعة لمنع تفرز الجرح (الشكل 4D-E).
      ملاحظة: تم تنفيذ الإجراء الموضح في تم قتله رحيما. تم إجراء جميع جراحات البقاء على قيد الحياة في ظل ظروف معقمة صارمة مع لف معقم لضمان رفاهية والنجاح التجريبي.
    11. حافظ على نظافة الشق المغلق ومرسوبها. تحقق من وجود نزيف نشط تحت الجلد ، مثل التورم السريع أو تكوين ورم دموي أو تسرب الدم عبر خط الخياطة.
  2. زرع الشريان الأورطي البطني
    1. ضع في اتجاه ضعيف مع توجيه الرأس بعيدا عن الجراح.
    2. قم بعمل شق في جلد البطن بطول 3-4 سم ، متبوعا بتشريح حاد بين الجلد وجدار البطن.
    3. قم بشق linea alba على طول خط الوسط واسحب الأمعاء برفق بشاش رطب لكشف المساحة خلف الصفاق.
    4. حدد الشريان الأورطي البطني النابض المجاور للوريد الأجوف السفلي ، ثم قم بتشريح الأنسجة الدهنية / الضامة المحيطة بعناية باستخدام مسحات قطنية لتعريض الجزء الأبهري من الوريد الكلوي الأيسر (بشكل متفوق) إلى التشعب الحرقفي (سفلي) ، وتطهير جميع الأنسجة السطحية البطنية (الشكل 5 أ).
      ملاحظة: يعمل الوريد الكلوي الأيسر الذي يعبر سطح الأبهر البطني كمعلم حاسم لتعبئة الأبهر القريبة.
    5. مرر خيوطتين غير قابلة للامتصاص 4-0 مبللة بالمحلول الملحي تحت الشريان الأورطي البطني المعزول. ضع خياطة الجمجمة عند معبر الوريد الكلوي الأيسر والخياطة الذيلية عند التشعب الحرقفي. شد كلتا الغرز مؤقتا لمنع تدفق الدم (الشكل 5 ب).
    6. ثني طرف إبرة حقنة 5 مل إلى 100 درجة تقريبا ، ثم قم بثقب جدار الأبهر أسفل الشريان المساريقي الذيلي. باستخدام الإبرة كدليل ، قم بدفع القسطرة إلى الشريان الأورطي عبر موقع الدخول باستخدام ملقط متخصص يحمل القسطرة ، وقم بتحريكها برفق على طول الوعاء.
    7. اسحب الإبرة وتقدم القسطرة بعناية في الجمجمة حتى يواجه طرفها البعيد مقاومة طفيفة في خياطة الانسداد الأمامية (الشكل 5 ج والشكل التكميلي 2C-D).
    8. ضع قطرة واحدة من لاصق الأنسجة على موقع دخول القسطرة واتركها تلتف لمدة 30 ثانية. حرر خياطة الجر الذيلية تدريجيا مع المراقبة عن كثب لأي نزيف في موقع الإدخال (الشكل التكميلي 3 أ). تأكد من وضع طرف القسطرة في القحف على الوريد الكلوي الأيسر.
    9. قم بإعداد رقعة غشاء ليفي مقاس 5 مم × 3 مم وضعها فوق موقع إدخال القسطرة (الشكل التكميلي 3 ب) ، ثم قم بتثبيتها بمادة لاصقة متوافقة حيويا لتثبيت القسطرة (الشكل 5 د).
    10. في ظل التصور الواضح، تحقق من وجود تسرب دم نشط من موقع البزل أو حول القسطرة. توقف فورا في حالة حدوث فقاعات أو تسرب وقم بتطبيق الإجراء التصحيحي. اسحب القسطرة برفق للتأكد من بقائها في مكانها بإحكام بواسطة الغرز و / أو المادة اللاصقة.
      ملاحظة: عند إجراء الإجراءات على التي تعاني من ارتفاع ضغط الدم ، ابدأ بالمشابك اللارضحية. قم باستعادة الضغط تدريجيا باستخدام بروتوكول تحرير المشبك المرحلي: حرر المشبك البعيد أولا لاختبار الختم تحت ضغط منخفض ، ثم حرر المشبك القريب فقط بعد تأكيد الإرقاء.
    11. قم بإزالة كل شاش البطن وأعد وضع الأمعاء برفق. اشطف تجويف البطن بمحلول ملحي مسخن مسبقا (37 درجة مئوية) ثم تأكد من الإرقاء في موقع دخول القسطرة.
    12. ضع جهاز الإرسال داخل البطن بين الحلقات المعوية وقم بتثبيته في الصفاق الجداري باستخدام 6-0 خيوط غير قابلة للامتصاص (الشكل 6 أ).
    13. اختياري: قم بتنفيذ هذه الخطوة عند استخدام الغرسات ذات أسلاك تخطيط القلب (HD-X11). أدخل إبرة 18 جرام عبر جدار البطن بالقرب من الشق الجانبي الأيمن (الجانب الأيمن للحيوان) في التجويف البريتوني ، وتجنب الأعضاء الداخلية. قم بتمرير الرصاص السالب (قسطرة شفافة) من خلال الإبرة وقم بإخراجه من البطن. اسحب الإبرة مع الحفاظ على مركز الصدارة. كرر الإجراء على الجانب الآخر لإخراج الرصاص الموجب (القسطرة الحمراء) (الشكل 6B-C).
    14. إغلاق جدار البطن: قم بخياطة جدار البطن باستخدام نمط بسيط متقطع مع خيوط غير قابلة للامتصاص 5-0 أو 6-0.
    15. تحضير الرصاص ووضعه: تقليم طول الرصاص الزائد ، وترك ملف صغير ؛ قم بإزالة ~ 1 سم من السيليكون الطرفي لفضح الأسلاك وتأمين الأنابيب بخيوط 5-0 / 6-0. قم بنفق الرصاص الإيجابي إلى الضلع الذيلي الأيسر والرصاص السلبي إلى العضلة الصدرية اليمنى ، وتثبيت كل منها بخيوط البقاء (الشكل 6 د).
    16. أغلق الشق بخيوط متقطعة لمنع تفرز الجرح (الشكل 6E).
      ملاحظة: تقوم هذه الدراسة بإجراء الإجراء على تم قتله رحيما للعرض. قم بإجراء جميع جراحات البقاء على قيد الحياة في ظل ظروف معقمة صارمة مع لف معقم لضمان رفاهية والنجاح الإجرائي.

4. التعافي الجراحي

  1. إنهاء التخدير: يجب إيقاف التخدير بالغاز وإزالة جهاز التوصيل. انقل إلى وسادة تسخين 37 درجة مئوية للحفاظ على الحرارة الطبيعية حتى تستأنف الحركة التلقائية بالكامل. لا تترك دون رقابة حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على استيقاع القص.
  2. تسكين ما بعد الجراحة: يتم تطبيق ميلوكسيكام تحت الجلد بمعدل 5 مجم / كغ من وزن الجسم لتخفيف الآلام بعد الجراحة19،20،21،22.
    ملاحظة: لمنع الألم بشكل استباقي ، يمكن إعطاء التسكين الوقائي قبل الجراحة.
  3. مراقبة الشفاء: مراقبة الفئران بشكل منهجي بحثا عن الألم والعدوى بعد الجراحة. قم بتقييم الألم التلقائي باستخدام مقياس ششيب الفأر (MGS) عن طريق تسجيل الشد المداري وانتفاخ الأنف وانتفاخ الخد وموضع الأذن وتغيير الشعيرات. سجل الملاحظات السريرية اليومية ، بما في ذلك فقدان الوزن ، وانخفاض تناول الطعام أو الماء ، والموقف المنحني ، والانتصاب الشعري ، وانخفاض النشاط ، والعزلة الاجتماعية. افحص موقع الجراحة يوميا بحثا عن احمرار أو تورم أو حرارة أو إفرازات (الجدول التكميلي 1). قم بإدارة المسكنات أو استشر طبيبا بيطريا وفقا لنقاط نهاية إنسانية محددة مسبقا إذا لوحظ سلوك أو مظهر غير طبيعي23،24،25،26،27. بعد الشفاء التام (عادة بعد 10 أيام من الجراحة) ، قم بإيواء الفئران بشكل فردي في أقفاص قياسية على لوحات استقبال القياس عن بعد للحصول على البيانات باستمرار.

5. تسجيل البيانات وتحليلها

  1. زرع جهاز الإرسال وتشغيله: تحكم في جهاز الإرسال القابل للزرع باستخدام مغناطيس قوي لتشغيله أو إيقاف تشغيله. قم بتأكيد التنشيط الناجح عن طريق التحقق من وجود إشارة مسموعة على راديو FM قريب.
  2. تكوين جهاز الإرسال والحصول على البيانات
    1. الحصول على البيانات باستخدام البرنامج (Ponemah v5.00). ارجع إلى الملف التكميلي 1 للحصول على خيارات التكوين.
    2. افتح Ponemah v5.00 ، أو أنشئ تجربة جديدة أو افتح تجربة موجودة. انتقل إلى Configuration > Hardware (إعداد الأجهزة وانقر فوق Edit APR Configuration (تحرير APR Configuration ) لتحديد جهاز استقبال فارغ.
    3. افتح الجهاز > تحرير تكوين MX2 لتوصيل الغرسة. حدد جهاز الاستقبال المقترن بالغرسة وقم بتكوين المعلمات التالية: الاسم وطراز الزرع ونوع الإشارة ومعدل العينة والرقم التسلسلي.
    4. انقر فوق البحث عن HD Implant. قم بتنشيط الغرسة باستخدام مغناطيس وضعها على لوحة الكشف المحددة حتى يتعرف النظام على الإشارة. انقر فوق حفظ للتأكيد.
    5. قم بتكوين تفاصيل الموضوع عن طريق تعيين اسم الموضوع والجنس والنوع، ثم حدد عناصر الكشف المقابلة لنوع الزرع.
    6. حدد جهاز الإرسال (أجهزة الإرسال) المستهدفة، وانقر واختر زر التشغيل (الرمز الأولي للمثلث) لبدء الحصول على الإشارة. انقر فوق موافق للتأكيد.
    7. انقر فوق الزر "إيقاف مؤقت " لإنهاء التسجيل.
    8. لجمع البيانات التجريبية ، عينة وفقا للمتطلبات التجريبية.
  3. تحليل البيانات
    1. تحميل بيانات بيانات تتبع الاستخدام. في البرنامج ، انتقل إلى ملف > تحميل البيانات. حدد المعلمات الهدف. اختر أجهزة الإرسال من قائمة النماذج واضبط الإطار الزمني للتحليل وفقا لأوقات البدء / الإيقاف المسجلة.
    2. تحديد إزاحة ضغط الدم: استخراج البيانات من فترة 30 دقيقة السابقة لإنهاء أخذ العينات. حساب القيم والإبلاغ عنها كمتوسط ± SEM.
    3. تصدير معلمات القلب والأوعية الدموية ، بما في ذلك ضغط النبض ، وضغط الدم الانقباضي (SBP) ، وضغط الدم الانبساطي (DBP) ، ومتوسط الضغط الشرياني (MAP) ، ومعدل ضربات القلب ، وعدد الأنشطة (الشكل 7 أ). استخدم طريقة صفعة الذيل5،6،28 (الملف التكميلي 2) لقياس ضغط الدم في الفئران عبر مبدأ تسجيل ضغط الصوت (VPR) وإنشاء منحنيات ضغط للتحليل (الشكل 7 ب).
    4. التحليل الإحصائي: التعبير عن البيانات كمتوسط ± SEM. قم بإجراء التحليلات الإحصائية باستخدام GraphPad Prism 8.0. قم بتقييم الاختلافات بين وسائل المجموعة باستخدام اختبار t للطالب غير المزاوج ، وتحليل البيانات المستمرة لمدة 24 ساعة بواسطة ANOVA ثنائي الاتجاه متبوعا باختبار Bonferroni اللاحق. تعتبر القيمة p < 0.05 تشير إلى الدلالة الإحصائية.

6. استرجاع أجهزة الإرسال

  1. القتل الرحيم للحيوان باستخدام التقنيات القياسية. لا تستخدم خلع عنق الرحم ، لأنه قد يؤدي إلى تلف القسطرة.
  2. شق الجيب تحت الجلد الذي يحتوي على جهاز الإرسال بمقص جراحي ناعم. ابدأ من الطرف الذيلي للجيب وقم بتمديد الشق في الجمجمة ، وتجنب ملامسة القسطرة. قم بإزالة جهاز الإرسال من الجيب واستمر في الشق في الجمجمة باتجاه منطقة الرقبة البطنية ، مع الحرص على عدم إتلاف القسطرة.
  3. حرر القسطرة من جميع الأنسجة الضامة. ارفع جهاز الإرسال برفق وضعه في الحقل الجراحي بالقرب من رأس لمنع القطع العرضي للقسطرة.
  4. قم بعمل شق في منتصف البطن باستخدام مقص جراحي ناعم وقم بتمديده من الجمجمة لتقسيم الحجاب الحاجز والقص. قم بعمل شقوق ثنائية من خلال القفص الصدري الجانبي لفضح تجويف الصدر بالكامل.
  5. التعرف على القلب. قم بتشريح وإزالة الغدة الصعترية بعناية ، والتي تظهر على شكل نسيج أبيض ، لتصور قوس الأبهر. أمسك الغدة الصعترية فقط أثناء التشريح لتجنب إتلاف الأوعية الأساسية ، حيث تقع القسطرة داخل القوس الأبهري أسفل الغدة الصعترية.
  6. حدد موقع القوس الأبهري بعد إزالة الغدة الصعترية. اعزله برفق عن الأنسجة المحيطة وضع ملقط رفيع الرؤوس أسفل القوس لتحديد موقع طرف القسطرة. شق قوس الأبهر في هذا الموقع لكشف طرف القسطرة ، مع الحرص على عدم إتلاف القسطرة.
  7. تتبع طرف القسطرة وقم بشق الشريان الأورطي بعناية نحو الشريان السباتي المشترك حتى موقع خياطة الربط. قم بقص عقدة الخيط برفق لكشف نقطة الإدخال واسترداد القسطرة بأكملها.

7. التنظيف في الموقع وإعادة تعقيم أجهزة الإرسال

  1. إزالة الأنسجة والحطام: قم بإعداد محلول Tergazyme 1٪. انقع جهاز الإرسال في المحلول لمدة 24 ساعة لإزالة الدم وبروتينات المصل وحطام الأنسجة. اشطفها جيدا تحت الماء الجاري.
  2. إزالة التلوث: العمل تحت غطاء الدخان. اغمر جهاز الإرسال في جلوتارالديهايد داخل أنبوب طرد مركزي محكم الغلق سعة 50 مل لمدة 24 ساعة. اشطفها جيدا بمحلول ملحي معقم واحفظها في عبوة معقمة.

8. تحضير حقنة ريجل وملء القسطرة

  1. ارتد قفازات نظيفة. تطهير الهواء من المحقنة عن طريق شفط كمية صغيرة من الجل من طرف الإبرة.
  2. بالنسبة إلى HD-S10، أدخل طرف الإبرة في القسطرة دون لمس حوافها. قم بتقدمه تحت سطح أي مادة متبقية. حقن الجل تحت ضغط لطيف مع سحب الإبرة ببطء حتى يمتلئ الطرف بالكامل وخالي من الفقاعات أو الحطام.
  3. بالنسبة إلى HD-X11 ، تجنب إدخال الإبرة. ضع قطرة صغيرة من الجل على سطح معقم. اضغط برفق على لمبة القسطرة لطرد الهواء أو الجلطة. اتصل بالفتحة بقطرة الجل. حرر للسماح بالملء الرجعي عن طريق العمل الشعري والضغط السلبي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

التسجيل المستمر عن بعد لضغط الدم ومعدل ضربات القلب في فئران C57BL/6
تم اختيار الفئران الذكور C57BL / 6 البالغة من العمر ثمانية أسابيع بشكل عشوائي للخضوع لزرع جهاز الإرسال عن طريق قنية الشريان السباتي (CAC) أو قنية الشريان الأورطي البطني (AAC). بعد 10 أيام من التعافي ، تم تسجيل خط ضغط الدم. أكدت المراقبة المستمرة لمدة 24 ساعة إشارات مستقرة وموثوقة مع إيقاع الساعة البيولوجية المتوقع ، مما يظهر قيما ليلية أعلى قليلا من القيم النهارية. بالمقارنة مع CAC ، أدى AAC إلى ارتفاع SBP (الشكل ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

الخطوات الحاسمة ضمن البروتوكول
يعرف القياس عن بعد القابل للزرع على نطاق واسع باعتباره المعيار الذهبي للمراقبة المستمرة وعالية الدقة للقلب والأوعية الدموية في القوارض الواعية التي تتحرك بحرية31،32. تتمثل الخطوة الحاسمة في اختيار موقع زرع القسطرة ، إما الشريان السباتي أو الشريان الأورطي البطني ، بناء على الأهداف التجريبية. توفر زراعة الشريان السباتي البساطة التقنية وتسمح بتقدم القسطرة إلى الشريان الأورطي الصاعد ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل مؤسسة العلوم الطبيعية في الصين (منحة 82230012 ، 81830015 إلى N. Wang ، منحة 91939108 ، 82570478 ل L. Xiao).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مرجع الضغط المحيط APR-1علوم البيانات الدولية (DSI)يعد مرجع الضغط المحيط APR-1 مكونا مطلوبا في كل نظام قياس عن بعد DSI حيث يتم مراقبة قياسات الضغط لتعويض تأثيرات تغير الضغط الجوي على القياسات المطلقة (بالنسبة للفراغ) التي تأخذها زرعات التليمترية بشكل ديناميكي
مجموعة رقعة السليلوزعلوم البيانات الدولية (DSI)370-0036-001
جلوتارالديهايدميترسايد89132-856
ملقط جريف منحني، بأسنانعلوم البيانات الدولية (DSI)11054-10
الزرع (HD-S10)علوم البيانات الدولية (DSI)825969
الزرع (HD-S10)علوم البيانات الدولية (DSI)910265
الزرع (HD-X11)علوم البيانات الدولية (DSI)1315981
الزرع (HD-X11)علوم البيانات الدولية (DSI)1315986
إيزوفلورانعلم الحياة للدفع الخلفيR510-22-10
ليكسار-بيبي سيسسر مستقيم، 10 سمعلوم البيانات الدولية (DSI)14078-10
ماتريكس 2.0 (MX2) علوم البيانات الدولية (DSI)يدير ماتريكس 2.0 (MX2) الاتصالات بين زرعات القياس عن بعد PhysioTel وPhysioTel HD وجهاز الكمبيوتر الخاص بالاستحواذ.
حقيبة آلة مورياعلوم البيانات الدولية (DSI)20311-21
محلول ملحي عاديشركة كيلونج للأدويةC1250213B1
حامل إبر أولسن-هيغار - حساس جداعلوم البيانات الدولية (DSI)12002-12
الصوديوم بنتوباربيتالسيغما-ألدرتشP3761
مستقبلات RPC-1علوم البيانات الدولية (DSI)34668يستخدم مستقبل RPC-1 غالبا لمراقبة التي توضع في أقفاص بلاستيكية يمكن وضعها فوق جهاز الاستقبال. يوفر جهاز استقبال RPC-1 استقبالا موثوقا للبيانات المرسلة عبر القياس الرقمي، ويحتوي على هوائيين استقبال موجهين بزاوية قائمة لتقليل الانقطاعات بسبب اتجاه نمط الإرسال.
مستقبلات RPC-1علوم البيانات الدولية (DSI)34669
تيرغازيمسيغما-ألدرتشZ273287
ملقط القناة الوعائية، طوله 11 سمعلوم البيانات الدولية (DSI)00608-11
موسع الوعاء - طرف مائل 45 درجة، طوله 13.5 سمعلوم البيانات الدولية (DSI)00276-13
لاصق الأنسجة فيتبوندشركة مينيسوتا للتعدين والتصنيع (3M)1469SB
زيلازين 20سيغما-ألدرتشX1251
زوليتيل 50مختبرات فيرباك

المراجع

  1. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Montani, J. P. Characteristics of 24 h telemetered blood pressure in enos-knockout and c57bl/6j control mice. J Physiol. 549 (Pt 1), 313-325 (2003).
  2. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  3. Morgan, T. O., et al. Cardiac hypertrophy depends upon sleep blood pressure: A study in rats. J Hypertens. 18 (4), 445-451 (2000).
  4. Kurtz, T. W., Griffin, K. A., Bidani, A. K., Davisson, R. L., Hall, J. E. Recommendations for blood pressure measurement in animals. Arteriosclerosis Thrombosis Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).
  5. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 69-73 (2017).
  6. Feng, M., et al. Validation of volume-pressure recording tail-cuff blood pressure measurements. Am J Hypertens. 21 (12), 1288-1291 (2008).
  7. Mancarella, S., Parks, C., Alam, M. A. Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry. J Vis Exp. (111), e53991(2016).
  8. Butz, G. M., Davisson, R. L. Long-term telemetric measurement of cardiovascular parameters in awake mice: A physiological genomics tool. Physiol Genomics. 5 (2), 89-97 (2001).
  9. Mills, P. A., et al. A new method for measurement of blood pressure, heart rate, and activity in the mouse by radiotelemetry. J Appl Physiol (1985). 88 (5), 1537-1544 (2000).
  10. Huetteman, D. A., Bogie, H. Direct blood pressure monitoring in laboratory rodents via implantable radio telemetry. Methods Mol Biol. 573, 57-73 (2009).
  11. Popova, A., et al. Adaptation to a blood pressure telemetry system revealed by measures of activity, agility and operant learning in mice. J Pharmacol Toxicolog Methods. 85, 29-37 (2017).
  12. Lemmer, B., Mattes, A., Böhm, M., Ganten, D. Circadian blood pressure variation in transgenic hypertensive rats. Hypertension. 22 (1), 97-101 (1993).
  13. El-Mas, M. M., Abdel-Rahman, A. A. Longitudinal studies on the effect of hypertension on circadian hemodynamic and autonomic rhythms in telemetered rats. Life Sciences. 76 (8), 901-915 (2005).
  14. Anderson, N. H., et al. Telemetry for cardiovascular monitoring in a pharmacological study: New approaches to data analysis. Hypertension. 33 (1 Pt 2), 248-255 (1999).
  15. Kapsdorferová, V., Grešová, S., Švorc, P. Measurement of blood pressure in rats: Invasive or noninvasive methods. Physiol Rep. 12 (17), e70041(2024).
  16. Hilliard, L. M., et al. Gender differences in pressure-natriuresis and renal autoregulation. Hypertension. 57 (2), 275-282 (2011).
  17. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, part ii: Anesthetic considerations in preclinical imaging studies. Ilar J. 53 (1), E70-E81 (2012).
  18. Chang, M. Y., et al. A mice model of chlorhexidine gluconate-induced peritoneal damage. J Vis Exp. (182), e63903(2022).
  19. Carbone, E. T., Lindstrom, K. E., Diep, S., Carbone, L. Duration of action of sustained-release buprenorphine in 2 strains of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (6), 815-819 (2012).
  20. Kuchinsky, S., Ascher, J. Postoperative multimodal pain management. Lab Animal. 44 (4), 132-134 (2015).
  21. Busch, U., et al. Pharmacokinetics of meloxicam in animals and the relevance to humans. Drug Metab Dispos. 26 (6), 576-584 (1998).
  22. Bourque, S. L., Adams, M. A., Nakatsu, K., Winterborn, A. Comparison of buprenorphine and meloxicam for postsurgical analgesia in rats: Effects on body weight, locomotor activity, and hemodynamic parameters. J Am Assoc Lab Anim Sci. 49 (5), 617-622 (2010).
  23. Oliver, V. L., Pang, D. S. J. Pain recognition in rodents. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 26 (1), 121-149 (2023).
  24. Matsumiya, L. C., et al. Using the mouse grimace scale to reevaluate the efficacy of postoperative analgesics in laboratory mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 42-49 (2012).
  25. Mogil, J. S., Pang, D. S. J., Silva Dutra, G. G., Chambers, C. T. The development and use of facial grimace scales for pain measurement in animals. Neurosci Biobehav Rev. 116, 480-493 (2020).
  26. Le Moëne, O., Larsson, M. A new tool for quantifying mouse facial expressions. eNeuro. 10 (2), (2023).
  27. Jacobsen, K. R., Kalliokoski, O., Teilmann, A. C., Hau, J., Abelson, K. S. Postsurgical food and water consumption, fecal corticosterone metabolites, and behavior assessment as noninvasive measures of pain in vasectomized balb/c mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 51 (1), 69-75 (2012).
  28. Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method. J Vis Exp. (27), e1291(2009).
  29. Safar, M., Chamiot-Clerc, P., Dagher, G., Renaud, J. F. Pulse pressure, endothelium function, and arterial stiffness in spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 38 (6), 1416-1421 (2001).
  30. Jama, H. A., et al. Rodent models of hypertension. Br J Pharmacol. 179 (5), 918-937 (2021).
  31. Pickering, T. G., et al. Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals: Part 1: Blood pressure measurement in humans: A statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association Council on High Blood Pressure Research. Circulation. 111 (5), 697-716 (2005).
  32. Gunasekaran, D., Turner, J. M. Current and developing technologies for bp monitoring. Curr Cardiol Rep. 25 (10), 1151-1156 (2023).
  33. Faraci, F. M., Heistad, D. D., Mayhan, W. G. Role of large arteries in regulation of blood flow to brain stem in cats. J Physiol. 387, 115-123 (1987).
  34. Santillan, A., et al. Cannulation of the internal carotid artery in mice: A novel technique for intra-arterial delivery of therapeutics. J Neurosci Methods. 222, 106-110 (2014).
  35. Sasaki, T., et al. A novel model of occlusive thrombus formation in mice. Lab Invest. 84 (11), 1526-1532 (2004).
  36. Flores Gerónimo, J., Corvera Poiré, E., Chowienczyk, P., Alastruey, J. Estimating central pulse pressure from blood flow by identifying the main physical determinants of pulse pressure amplification. Front Physiol. 12, 608098(2021).
  37. Rötzer, R. D., et al. Implantation of combined telemetric ecg and blood pressure transmitters to determine spontaneous baroreflex sensitivity in conscious mice. J Vis Exp. (168), e62101(2021).
  38. Mccormick, D., et al. Frequency response of implantable blood pressure telemetry systems. Clin Exp Pharmacol Physiol. 37 (8), 862-869 (2010).
  39. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Blood pressure monitoring using radio telemetry method in mice. Methods Mol Biol. 1614, 75-85 (2017).
  40. Pichler, G., et al. Pulse pressure amplification and its determinants. Blood Press. 25 (1), 21-27 (2016).
  41. Mattson, D. L. Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice. Am J Hypertens. 14 (5 Pt 1), 405-408 (2001).
  42. Westerhof, N., Lankhaar, J. W., Westerhof, B. E. The arterial windkessel. Med Biol Eng Comput. 47 (2), 131-141 (2009).
  43. Safar, M. E., et al. Central pulse pressure and mortality in end-stage renal disease. Hypertension. 39 (3), 735-738 (2002).
  44. Drüeke, T. B., Devuyst, O. Blood pressure measurement in mice: Tail-cuff or telemetry. Kidney Int. 96 (1), 36(2019).
  45. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: Exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  46. Leung, C. C. Current role of the cardiomems device for management of patients with heart failure. Curr Cardiol Rep. 21 (9), 98(2019).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

قياس ضغط الدمالشريان السباتيالأبهر البطنيدراسات فرط ضغط الدمالمعايير الديناميكية الدمويةالزرع الجراحي
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.