يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

علم الخلايا بالقصبات وتسلسل الميتاجينوميك لتمييز علاج السرطان وإصابات الرئة المعدية

219 مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/70725

⸱

مايو 26, 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Respiratory Medicine, Center for Pathogen Biology and Infectious Diseases, The First Hospital of Jilin University, 2Pulmonary and Critical Care Medicine Department, First Hospital of Jilin University, 3Department of Thoracic Surgery, The First Hospital of Jilin University

في هذه المقالة

ملخص

هنا، نقدم بروتوكولا لتقييم سائل غسل الشعب الهوائية (BALF) من خلال جمع موجه بالشعب الهوائية المتكاملة، والتحليل الخلوي، وتسلسل الجيل التالي من الجينوم الميتاجينومي (mNGS). يميز هذا السير الشامل بدقة بين إصابات الرئة المرتبطة بعلاج السرطان والالتهابات الرئوية، مما يسهل اتخاذ قرارات سريرية دقيقة وفي الوقت المناسب.

الملخص

غالبا ما يظهر المرضى المصابون بإصابات الرئة المرتبطة بعلاج السرطان (CTLI) بأعراض تنفسية غير محددة وتغيرات إشعاعية تشبه إلى حد كبير الالتهاب الرئوي المعدي أو تقدم الأورام، مما يشكل تحديا كبيرا أمام التشخيص النهائي. العمليات التشخيصية التقليدية، التي يتم تقييمها بشكل رئيسي من خلال مؤشرات الدم والزراعة الميكروبية القياسية، عادة لا تستطيع إجراء تشخيص واضح وتستغرق وقتا طويلا. هنا، نقدم بروتوكولا شاملا لتشخيص CTLI من خلال دمج تحليل خلوي لسائل الغسيل القصيبي (BALF) مع التسلسل الجينومي التالي (mNGS). يتكون سير العمل الإجرائي من ثلاث مراحل رئيسية. أولا، يتم إجراء تنظير الشعب الهوائية الموحد للحصول على عينات BALF عالية الجودة. ثانيا، يوفر إجراء تحليل خلوي لعينات BALF المحصنة لمحة عن البيئة الدقيقة للرئة. يتيح ذلك تحديد السمات الالتهابية وفحص الخلايا الخبيثة لمنع تقدم الورم. أخيرا، يستخدم mNGS لتحديد أو استبعاد الأسباب المعدية النشطة. تحقق هذه التقنية الجينومية المتقدمة اكتشافا سريعا وحساسا وغير متحيز لمسببات الممرض، متغلبة بنجاح على قيود الثقافات التقليدية. تظهر النتائج التمثيلية باستخدام هذه الطريقة أن هذا النهج يمكنه التمييز بفعالية بين التهاب الرئة المناعي والالتهابات الرئوية النشطة أو تقدم الورم. مقارنة بطرق التشخيص التقليدية، يتمتع هذا البروتوكول بميزة التمييز السريع والدقيق بين CTLI والأمراض المعدية والأورام الخبيثة الخفية. في النهاية، يوضح هذا السير الموحد التشخيصات السريرية، ويوجه قرارات العلاج الحرجة، ويحسن نتائج المرضى.

المقدمة

لقد أدت التطورات في العلاجات المضادة للأورام، مثل مثبطات نقاط التفتيش المناعية والعلاجات المستهدفة، إلى تحسين بقاء المرضى بشكل كبير، كما زادت من معدل حدوث السموم الرئوية غير المعدية، المعروفة مجتمعة باسم إصابات الرئة المرتبطة بعلاج السرطان (CTLI)1,2,3,4,5,6,7 . ومن الجدير بالذكر أن التهاب الرئة المثبط لنقاط التفتيش (CIP) ظهر كحدث سلبي قاتل مرتبط بالمناعة، حيث تتراوح معدلات الإصابة الإجمالية بين 2–19٪ ومعدلات وفيات تصل إلى 35٪ 8,9,10. تشخيص CTLI يمثل تحديا سريريا كبيرا لأن أعراضه التنفسية غير المحددة ومظهراته الإشعاعية — مثل عتامة الزجاج الأرضي، التماسك، أو العتامة الشبكية — تشبه إلى حد كبير تلك التي تمثل الالتهاب الرئوي المعدي أو تقدم الأورام 11,12,13,14.

حاليا، يجب تحديد تشخيص CTLI من خلال استبعاد أسباب أخرى بعناية15. تعتمد سير العمل التشخيصي التقليدية بشكل كبير على مؤشرات الدم الحيوية والزراعة الميكروبية القياسية، والتي تستغرق وقتا طويلا وغالبا ما تفشل في إعطاء تشخيص نهائي 16,17,18,19,20,21,22,23. بينما توفر الخزعة الجراحية للرئة أدلة نسيجية واضحة، فإن تدخلها يجعلها غير مناسبة لمرضى السرطان في حالات حرجة. وبالتالي، هناك حاجة ملحة لنهج تشخيصي فعال وقليل التوغل. في الممارسة السريرية، يجب تطبيق البروتوكول الموضح هنا على مرضى السرطان الذين تلقوا سابقا أو يتلقون حاليا علاجات مضادة للأورام (مثل العلاج المناعي أو العلاج المستهدف) وتظهر عليهم أعراض تنفسية جديدة وتغيرات في تصوير الرئة. يوصى به بشكل خاص عندما يشتبه سريريا في CTLI، أو عندما تفشل الفحوصات غير الجراحية القياسية في تقديم تشخيص واضح، ولا يستطيع المريض تحمل الفحوصات الجراحية الجراحية الغازية.

يعمل تنظير القصبات مع غسل الشعب الهوائية (BAL) كخزعة سائلة طفيفة التوغل للجهاز التنفسي السفلي24. من خلال دمج تحليل الخلايا لسائل BAL (BALF) مع تسلسل الجيل التالي من الميتاجينومية (mNGS)، يحسن هذا النهج بشكل كبير سير العمل التشخيصي الحالي. أولا، يوفر علم الخلايا في BALF لمحة مباشرة عن البيئة الدقيقة الرئوية؛ يمكنه تحديد السمات الالتهابية المميزة25، مثل اللمفاوية ونسبة CD4/CD8 المقلوبة في CIP، مع فحص الخلايا الخبيثة لاستبعاد تقدم الورم26، 27، 28، 29، 30. ثانيا، يحقق mNGS اكتشافا سريعا وحساسا للغاية وغير متحيز، متغلبا على معدلات الكشف المنخفضة والتأخيرات في الزراعة التقليدية، خصوصا للبكتيريا الدقيقة أو مسببات الأمراض غير النادية 31,32,33,34,35. لقد ثبت أن الاستخدام المشترك لهذه الأساليب يحسن بشكل كبير اكتشاف العدوى المختلطة ويوجه علاجات دقيقة، مما يقلل بشكل كبير من وفيات المرضى 4,5.

على الرغم من هذا الإمكان السريري، لا يوجد حاليا بروتوكول موحد لجمع وتحليل BALF الشامل في سياق CTLI. هنا، نقدم بروتوكولا موحدا للحصول على ومعالجة BALF عبر تنظير القصبات، يجمع صراحة بين التقييم الخلوي وmNGS. تكمن الميزة المنهجية لهذا السير في قدرته التشخيصية ذات الشقين: حيث يستخدم علم الخلايا لرسم خريطة البيئة الدقيقة المناعية واستبعاد الورم الخبيث، إلى جانب mNGS لاستبعاد أو استبعاد العدوى النشطة بشكل قاطع. مقارنة بطرق التشخيص التقليدية، يقدم هذا البروتوكول المتكامل ميزة واضحة تتمثل في التمييز السريع والدقيق بين CTLI والأمراض المعدية وتطور الأورام الخفي. في النهاية، يسرع هذا السير الموحد الجدول الزمني للتشخيص ويوجه التدخلات السريرية المستهدفة في الوقت المناسب (الشكل 1).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

يلتزم هذا البروتوكول بمبادئ إعلان هلسنكي وقد تمت الموافقة عليه من قبل لجنة المراجعة المؤسسية في مستشفانا. تم الحصول على موافقة مستنيرة من جميع المشاركين قبل الإجراء.

1. التحضير قبل الإجراء

  1. تقييم المريض (خلال أسبوع واحد من تنظير القصبات)
    1. احصل على فحوصات مخبرية حديثة، بما في ذلك عد دم كامل وملف تخثر، لضمان السلامة للإجراء الغازي (الملف التكميلي 1).
    2. قم بإجراء تخطيط كهربائي للقلب بسعة 12 رصاص.
    3. تقييم العلامات الحيوية وضمان الاستقرار الديناميكي الدموي.
    4. قس تشبع الأكسجين أثناء الراحة لدى المريض على هواء الغرفة لتقييم وظيفة الرئة.
      ملاحظة: إذا كان SpO₂ منخفضا أو كان لدى المريض ضعف في الجهاز التنفسي، فكر في تحليل غازات الدم الشريانية لمستوى PaO₂/PaCO₂ في الوضع الأساسي.
    5. افحص جميع الموانع الانتخابية.
    6. وجه المريض للصيام لمدة لا تقل عن 6 ساعات وتجنب شرب الماء لمدة ساعتين قبل الإجراء لتقليل خطر الشفط.
    7. قم بإجراء شفط وتنظيف الفموي والأنف مباشرة قبل الإجراء لتقليل تلوث مجرى الهواء العلوي.
  2. تجهيز المعدات والأفراد
    1. جهز جميع أجهزة تنظير القصبات ومعدات المراقبة المطلوبة. اختر حجم منظار القصبات الهوائية المناسب بناء على تشريح مجرى الهواء للمريض. تحقق من وظيفة الشفط في المنظار.
      ملاحظة: تأكد من توفر معدات الإنعاش الطارئة، بما في ذلك أجهزة توصيل الأكسجين الإضافية وأجهزة الشفط، فورا في غرفة الإجراءات لإدارة مضاعفات مجرى الهواء المحتملة. يمكن لأي أخصائي تنظير الشعب الهوائية المعتمد ولديه تدريب قياسي تنفيذ هذا الإجراء بشكل مستقل دون الحصول على شهادات متخصصة.
    2. سخن المحلول الملحي الفسيولوجي المعقم (0.9٪ NaCl) المخصص للغسل إلى 37 درجة مئوية.
    3. سحب 100–150 مل من المحلول الملحي المعقم الدافئ في عدة حقن سعة 20 مل لتسهيل الغرس السريع.
  3. إعداد تموضع المريض ومراقبته
    1. ضع المريض على ظهر المريض على طاولة تنظير القصبات.
    2. قم بتركيب معدات مراقبة مستمرة للمريض قبل بدء الإجراء.
      1. تطبيق تخطيط القلب الكهربائي (ECG) مباشرة إلى صدر المريض لمراقبة النشاط القلبي المستمر.
      2. قم بتوصيل مسبار قياس التأكسج النبضي بإصبع المريض لمراقبة تشبع الأكسجين في الدم والنبض باستمرار.
      3. ثبت كفة ضغط دم غير جراحية على ذراع المريض العلوية للكشف المستمر عن ضغط الدم الوريدي.
  4. إعداد جهاز دعم الأكسجين والفطام بعد العملية
    1. جهز وضبط جهاز دعم الأكسجين المناسب بناء على الحالة التنفسية الأساسية للمريض. أكمل هذا التكوين قبل بدء تنظير القصبات.
    2. إعداد القناة الأنفية عالية التدفق (HFNC)
      1. اختر نظام HFNC للمرضى الذين لديهم SpO2 ≥ 90٪ على الهواء في الغرفة ولا يوجد فرط في الكابنيا. وصل القنية بالمريض واضبط معدل تدفق الغاز الأولي إلى ≥60 لتر/دقيقة مع FiO2 بقيمة 1.0. قم بتعديل FiO2 بشكل مستمر أثناء العملية للحفاظ على SpO2 ≥ 90٪.
    3. استراتيجية الانتقال لمرضى التهوية غير الجراحية (NIV)
      1. قم بإزالة قناع NIV ونقل المريض إلى نظام HFNC مباشرة قبل إدخال المنظار. اضبط معدل تدفق الغاز في HFNC إلى ≥60 لتر/دقيقة مع مؤشر FiO2 مقداره 1.0. قم بإجراء شفط نشط في مجرى الهواء خلال فترة عدم الكشف عن الكمامة لإزالة الإفرازات وتحسين فعالية مجرى الهواء.
      2. راقب المريض عن كثب بحثا عن فقدان التشبع خلال الانتقال المؤقت من NIV إلى HFNC. إذا انخفض SpO₂ إلى أقل من 90٪ وظل مقاوما للشفط وأقصى إعدادات HFNC، يجب إيقاف إجراء تنظير القصبات فورا. أعد وضع قناع NIV بسرعة لاستعادة الضغط الإيجابي أو تصعيد إلى تنبيب داخلي غازي في القصبة الهوائية إذا تدهورت حالة المريض التنفسية.
    4. إعداد التهوية الميكانيكية الغازية (IMV)
      1. اضبط حجم المد والجزر إلى 6–8 مل/كجم من وزن الجسم المتوقع، وFiO₂ إلى 1.0، والضغط الإيجابي في نهاية الزفير (PEEP) إلى 5–8 سمس م.حن، ومعدل التنفس إلى 12–16 نفسا/دقيقة. أدخل المنظار مباشرة عبر أنبوب القصبة الهوائية القائم الآن.
    5. حافظ على مراقبة العلامات الحيوية باستمرار عند اكتمال غسل الشعب الهوائية (BAL). قم بتعديل الأكسجين التكميلي للحفاظ على SpO2 بين 92٪ و96٪ (أو 88٪ إلى 92٪ للمرضى الذين يعانون من فرط الكابنيا المزمن).
    6. تحقق من أن المريض يستوفي جميع المعايير التالية قبل تقليل دعم الأكسجين: الخروج الكامل من التخدير، استعادة ردود فعل مجرى الهواء الواقية، الاستقرار الديناميكي الدموي، وغياب نزيف نشط أو تشنج قصبي شديد.
    7. عند الفطام ب HFNC، خفض التركيز أولا، ثم معدل التدفق. خفض FiO₂ بزيادات 5٪ إلى 10٪ حتى تصل إلى ≤40٪. بعد ذلك، خفض معدل التدفق بدرجات تتراوح بين 5٪ إلى 10٪. توقف عن استخدام HFNC تماما عندما يحافظ المريض على SpO₂ المستهدف مع FIO₂ ≤ 35٪ ومعدل تدفق ≤ 20 لتر/دقيقة.
    8. بالنسبة لفطام NIV، تأكد من تحسن نقص الأكسجين واستقرار العلامات الحيوية، ثم تابع إحدى طريقتين:
      1. تقليل IPAP بمقدار 2–3 سم حماء لكل تعديل، خفض PEEP إلى 4–5 سمسيمتر H₂O، وخفض FiO₂ إلى ≤40٪.
      2. بالنسبة للفطام المتقطع، انتقل المريض إلى التنفس العفوي لتسهيل وتمديد مدة التنفس التلقائي تدريجيا. أعد تشغيل دعم NIV الكامل فورا إذا أظهر المريض تسارع التنفس (>30 نفسا/دقيقة)، تسرع القلب (>140 نبضة/دقيقة)، إرهاق عضلات التنفس، تغير في الحالة الذهنية، أو SpO₂ < 90٪.
    9. بالنسبة للفطام من العضلات العضلية، قم بإجراء تجربة تنفس تلقائية أو اختبار تسرب الكفة. المضي قدما إلى الاستئصال فقط بعد أن يجتاز المريض التجربة بنجاح، ويظهر قوة سعال تلقائية كافية، ويظهر إفرازات مجرى الهواء قليلة.
  5. التخدير والتخدير
    1. حقن 15 مل من 2٪ ليدوكائين في الغشاء المخاطي الأنفي والبلعوم الفمو، مقسمة إلى 2–5 جرعات.
    2. قم بحقن 10 مل من الليدوكائين بنسبة 2٪ بجرعات مقسمة عبر قناة عمل المنظار. طبق هذه الجرعات خطوة بخطوة مع دفع المنظار إلى مجرى الهواء لتغطية الغشاء المخاطي في القصبة الهوائية، والكارينا، وشجرة القصبات الهوائية.
      ملاحظة: الحد الأقصى المطلق للجرعة الآمنة من الليدوكائين الموضعي غير مؤكد. عادة ما تحدث السمية عندما يتجاوز تركيز المصل 5 ميكروغرام/مل، لكن قد تظهر آثار جانبية ذاتية عند تركيزات أقل. تابع بعناية حجم التخدير الإجمالي المعطى.
    3. أعط التخدير الجهازي وفقا لتفضيل المريض، ودرجة القلق، وتحمل الإجراء المتوقع لضمان تخدير كاف، وزيادة راحة المريض، وتقليل السعال. أعط الميدازولام من 2 إلى 2.5 ملغ عن طريق الحقن البطيء عن طريق الوريد، أو خفض الجرعة إلى 0.5 إلى 1 ملغ للمرضى الضعفاء أو كبار السن36.
    4. يتماعتماد مراقبة SpO₂، وتخطيط القلب الكهربائي، وضغط الدم غير الجراحي (NIBP) بشكل مستمر.
      ملاحظة: التخدير الجهازي يزيد بشكل كبير من مخاطر نقص التأكسج المقاوم، وانهيار مجرى الهواء، والتنفس الطارئ في القصبة الهوائية. راقب المريض عن كثب طوال فترة الإجراء.

2. إجراء BAL

ملاحظة: قم بإجراء عملية جمع BALF وفقا للبروتوكولات القياسية وإرشادات الممارسة السريرية.

  1. اختيار جزء الرئة المستهدف (الشكل 2)
    1. راجع أحدث فحص تصوير مقطعي للصدر عالي الدقة (HRCT) للمريض قبل الإجراء لتحديد التوزيع التشريحي الدقيق للمرض الرئوي.
    2. اختر الجزء المستهدف من الرئة لاختبار BAL بناء على توزيع المرض المحدد في فحص HRCT.
    3. وجه المنظار لإجراء الغسيل في الجزء الأكثر تأثرا بالأشعة أو في الجزء الذي يظهر أسرع تقدم للمرض الموضعي أو غير المتماثل بشكل واضح.
    4. وجه المنظار الهوائية لغسل إما الفص الأوسط الأيمن أو اللسان في الفص العلوي الأيسر لعلاج أمراض منتشرة أو متناظرة، حيث تعطي هذه المواقع التشريحية عادة عودة سوائل كافية.
  2. التخلص من العينات والمقدمة
    1. قم بإدخال 20–30 مل من المحلول الملحي الدافئ عبر القصبة في الجزء المحشور. انتظر 20–30 ثانية.
    2. طبق شفطا لطيفا (ضغط سلبي 50–100 مم زئبق) لسحب السائل مرة أخرى. اجمع هذا الليكوت الأول في فخ وتخلص منه دون إرساله للتحليل، لأنه قد يحتوي على مخاط وبقايا الشعب الهوائية.
  3. الإجراء الرئيسي للغسل
    1. قم بتوصيل حقنة معقمة تحتوي على 0.9٪ محلول ملحي طبيعي بقوة إلى منفذ قناة العمل في المنظار.
    2. حقن 20 مل من المحلول الملحي عبر قناة العمل خلال 3–5 ثوان. توقف فورا لمدة 5–10 ثوان بعد الحقن، مما يسمح للسائل بالانتشار الكامل والاستقرار في الفراغات الحويصلية البعيدة بفعل الجاذبية.
    3. طبق شفطا لطيفا لاستعادة السائل المدمج في مصيدة تجميع معقمة. حافظ على ضغط شفط أقل من 100 ملم زئبق لتجنب انهيار مجرى الهواء بشكل كبير أو تلف في الغشاء المخاطي في مجرى الهواء.
    4. كرر تسلسل الغرس والتوقف والشفط بشكل صارم حتى يصبح الحجم الكلي المنقوع بين 100 و150 مل لضمان أن عينة الجهاز التنفسي السفلي كافية وممثلة.
      ملاحظة: راقب العلامات الحيوية للمريض، تشبع الأكسجين، وراحته باستمرار طوال فترة الإجراء. أوقف الإجراء فورا إذا حدث سعال شديد أو فقدان تشبع واستأنف الإجراء فقط بعد استقرار المريض.
  4. تقنية استرداد السوائل
    1. استخدم ضغط شفط منخفض (≤100 مم زئبق) لتجنب انهيار مجرى الهواء.
    2. استخدم تقنية "الشفط النبضي" بدلا من الشفط المستمر: قم بإغلاق وتحرير أنبوب الشفط بشكل متقطع للسماح للهواء بالاختلاط، مما يحرك السائل ويمنع انهيار القصبات عند التلسكوب.
    3. استهدف استرجاع لا يقل عن 40–60 مل من BALF.
      ملاحظة: أوقف غسل الدم إذا ظهرت مضاعفات (مثل تشنج القصبات أو نقص تأكسج الدم غير المحتمل)، حتى لو لم يتم استعادة الحجم الكامل. حافظ على إجمالي مدة الإجراء لحقن وشفط BAL أقل من 2–3 دقائق لتقليل خطر نقص الأكسجين.
  5. الرعاية بعد الغسيل
    1. اسحب المنظار بحذر عند إكمال اختبار BAL.
    2. شفط أي إفرازات متبقية من المجاري الهوائية المركزية.
      ملاحظة: استمر في دعم HFNC أو NIV إذا تم استخدامه حتى يصبح المريض مستقرا في مرحلة التعافي. راقب المريض بحثا عن مضاعفات ما بعد الإجراء مثل النزيف أو استرواح الصدر.

3. التعامل مع العينات ومراقبة الجودة

  1. القياس، والنقل، والتقييم الأولي ل BALF
    1. سجل حجم السائل العائد مقابل الحجم الذي تم إدخاله فورا أثناء الإجراء.
    2. احسب نسبة الاسترداد باستخدام الصيغة التالية:
      نسبة الاسترداد = (حجم الاسترداد / حجم الاشتعال) × 100٪
      ملاحظة: يعتبر استرداد بنسبة ≥30٪ عينة جيدة من BALF.
    3. ضع BALF المجمع على الثلاجة فورا. انقل BALF فورا إلى المختبر.
      تحذير: عينات BALF البشرية قد تكون معدية. تعامل مع جميع العينات مع الاحتياطات القياسية المناسبة.
    4. راقب وسجل اللون الماكروسكوبي وعكارة عينة BALF قبل المعالجة.
      ملاحظة: سائل شفاف أو أصفر فاتح بدون عكارة ظاهرة هو أمر شائع في الحالات غير المعدية. يرتبط المظهر العكر أو الحليبي ببروتين السنيخ الرئوي (PAP)38. السائل القذيفي يشير إلى احتمال وجود عدوى بكتيرية. السائل المصاب بالدم يشير إلى احتمال وجود نزيف أو نزيف سنخي منتشر39.
  2. تقييم بقاء الخلايا
    1. قم بتخفيف BALF إلى تركيز يقارب 1 ×10 6 خلايا/مل باستخدام محلول ملحي فسيولوجي معقم.
    2. اخلط BALF المخفف مع تريبان بلو بنسبة حجم 1:1 لإنتاج خليط تفاعل بسعة 20 ميكرولتر.
      تحذير: تريبان بلو مادة كيميائية سامة ويشتبه في كونها مسرطنة.
    3. حضن خليط التفاعل لمدة 3 دقائق في درجة حرارة الغرفة (حوالي 25 درجة مئوية).
    4. ضع الخليط على جهاز قياس الهيموسيتوميتر. افحص الخلايا تحت مجهر ضوئي منخفض الطاقة.
    5. عد ما لا يقل عن 200 خلية لتحديد مدى صلاحية الخلية بشكل منهجي.
      ملاحظة: تبقى الخلايا القابلة للحياة غير مصبوغة، شفافة، وسليمة شكليا، بينما الخلايا غير القابلة للحياة تمتص الصبغة الزرقاء. يتطلب الأمر قدرة أولية على البقاء في الخلايا بنسبة >90٪–95٪ لضمان وجود نتائج خلوية موثوقة في المراحل اللاحقة.
  3. توزيع Aliquot
    1. قسم BALF إلى أنابيب مخصصة لتحليلات مختلفة أثناء عملية الغسيل.
    2. حدد الأنبوب 1 ك "مهمل" لأول أليكوت أعاد.
    3. خصص الأنبوب 2 لعلم الأحياء الدقيقة وخصص 10–20 مل من BALF لفحص الممرض (مثل mNGS).
      ملاحظة: قم بإجراء صبغة/زراعة بكتيري بروتينية، وصبغة/زراعة الفطريات، ومسحة العصيات السريعة حمضيا (AFB)، وPCR في نفس الوقت في الممارسة السريرية.
    4. حدد الأنبوب 3 للخلوية واحتفظ بما لا يقل عن 10 مل للعدد الكلي والفرق للخلايا.
    5. حدد أنبوب 4 كاحتياطي اختياري وتخزين أي سائل متبق (عند 4 °م للمؤقتة أو -80 °م للمدى الطويل) لإجراء اختبارات إضافية.
      ملاحظة: جمد عينة mNGS على -80 درجة مئوية فورا إذا لم يبدأ الاختبار فورا. عينات خلوية العمليات طازجة؛ إذا كان هناك تأخير متوقع، يجب تبريد العينة عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى 24 ساعة للحفاظ على شكل الخلية.

4. المعالجة المخبرية ل BALF

  1. إجمالي عدد الخلايا
    1. اقلب الأنبوب لخلط BALF بلطف وإعادة تعليق الخلايا.
    2. تخفيف BALF بحجم مناسب من المحلول الملحي الفسيولوجي المعقم إذا كانت العينة تحتوي على سدادات مخاطية كبيرة وحطام.
    3. بلل قطعة من الشاش الطبي المعقم جيدا بمحلول ملحي معقم قبل الترشيح. قم بترشيح العينة المخففة عبر طبقتين من الشاش الطبي المعقم المبلل مسبقا.
    4. اجمع الفلترة في أنبوب تجميع معقم. عد إجمالي الخلايا النووية باستخدام محلل أمراض الدم.
      ملاحظة: انخفاض تلوث الخلايا الظهارية (<5٪ من الخلايا) ونسبة قليلة من خلايا الدم الحمراء (<10٪) تشير إلى عينة سنخية عالية الجودة.
  2. عدد الخلايا التفاضلي
    1. انقل 1 مل من عينة BALF المختلطة جيدا إلى أنبوب دقيق بحجم 1.5 مل. قم بطرد المركزي بالأنبوب الدقيق عند 211 × جرام لمدة 5 دقائق لتركيز الخلايا.
    2. إزالة السوبرناتان، مما يترك بالضبط 50–100 ميكرولتر من السائل في الأنبوب الدقيق. أعد تعليق حبيبات الخلية تماما في السوبرناتانت المتبقي.
    3. مائية بحجم 10–20 ميكرولتر من تعليق الخلية المعلقة على سطح شريحة زجاجية نظيفة، بالقرب من الحافة المتجمدة.
    4. أمسك شريحة زجاجية نظيفة ثانية بزاوية 30–45° للشريحة الأولى. ادفع الشريحة الثانية للأمام باستخدام تقنية تطهير إسفين لطيف لصنع طبقة رقيقة وموحدة من السيل.
    5. كرر الخطوات من 4.2.3 إلى 4.2.4 لتحضير 2–3 شرائح متطابقة.
    6. دع الشرائح الملطخة تجف تماما في الهواء عند درجة حرارة الغرفة.
    7. صبغ الشرائح باستخدام طريقة رايت-جيمسا.
    8. راقب الشرائح الملونة تحت مجهر ضوئي باستخدام هدف غمر زيت عالي القدرة (تكبير 1000×).
    9. تحديد وتصنيف ما لا يقل عن 400 خلية لتحديد عدد الخلايا المختلفة.
      ملاحظة: حافظ على أي عينات BALF لديها شكوك سريرية عالية في وجود ورم خبيث عند 4 درجات مئوية وتقديمها إلى المختبر المركزي لإجراء الطرد المركزي خلال ساعتين من جمع العينة.
  3. خط أنابيب mNGS
    1. قم بتعطيل عينة سائل غسل الشعب الهوائية (BALF) عن طريق حضانها عند حرارة 65 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.
    2. انقل 0.5 مل من عينة BALF غير المنشطة إلى أنبوب طرد مركزي دقيق بحجم 1.5 مل يحتوي على 1 جرام من حبات زجاجية بقطر 0.5 مم.
    3. ثبت أنبوب الطرد المركزي الدقيق على منصة أفقية على خلاط دوامة. حرك الخليط بسرعة 2,800–3,200 دورة في الدقيقة لمدة 30 دقيقة لتسهيل تعطيل جدار الخلايا الميكروبي الميكانيكي وإطلاق الحمض النووي لاحقا.
    4. قم بطرد مركزي الأنبوب لفترة وجيزة لتثبيت الخرزات، وانقل بحذر 0.3 مل من المادة الفائقة إلى أنبوب طرد مركزي دقيق جديد بسعة 1.5 مل.
    5. استخلاص الأحماض النووية الكاملة من المادة الفائقة باستخدام مجموعة استخراج الحمض النووي ذات الحجم الدقيق، مع اتباع تعليمات الشركة المصنعة بدقة.
    6. قس تركيز الحمض النووي المستخرج باستخدام جهاز قياس الفلورومتر.
    7. [نقطة توقف] تخزين الحمض النووي المستخرج عند -20 درجة مئوية للاستخدام قصير الأمد أو -80 درجة مئوية للتخزين طويل الأمد إذا لم يتم تجهيز المكتبة فورا.
    8. إنشاء مكتبات الميتاجينوميات من الحمض النووي المستخرج باستخدام مجموعة تحضير مكتبة منخفضة الإدخال للغاية.
    9. افحص المكتبات المبنية لضمان حجم الأجزاء المناسب وتركيز كاف.
    10. تسلسل المكتبات المؤهلة على منصة تسلسل عالية الإنتاجية.
  4. تحليل بيانات التسلسل
    1. استبعد القراءات منخفضة الجودة وتسلسلات المحولات من بيانات التسلسل الخام باستخدام برامج معالجة التسلسل.
    2. قراءات Discard، بطول أقل من 35 زوج أساسي (bp)، وتقرأ بتعقيد منخفض، وقراءات بدرجة جودة Phred (درجة Q) أقل من 20.
    3. محاذاة القراءات عالية الجودة مع الجينوم المرجعي البشري (الإصدار hg38) باستخدام خوارزمية محاذاة بوروز-ويلر لتحديد تسلسلات الحمض النووي البشري.
    4. تخلص من تسلسلات المضيف البشرية المحاذية لعزل بيانات التسلسل غير المضيف.
    5. قم بتفجير بقراءات التسلسل غير المضيف مقابل قاعدة بيانات مرجعية للتصنيف للحصول على معلومات ميكروبية على مستوى النوع. بناء قاعدة البيانات بناء على قواعد بيانات الجينوم الميكروبي المنشورة، مثل قاعدة بيانات تسلسل المرجع في المركز الوطني لمعلومات التكنولوجيا الحيوية (NCBI). تأكد من احتوائه على بيانات شاملة عن مسببات الأمراض (مثل 25,863 مسببا ممرضا يشمل 12,142 بكتيريا، 2,680 فطريا، 10,061 فيروسا، 654 طفيليا، 206 ميكروبكتيريا، و120 مايكوبلازما/كلاميديا).
    6. إنشاء ضوابط سلبية (تحكم 'بدون قالب'، NTC) وإيجابية من خلال معالجتها من خلال نفس إجراءات الاستخراج، وتحضير المكتبة، وتحليل المعلوماتية الحيوية.
    7. افحص رقم القراءة المخطط بدقة (SMRN) والتغطية الجينومية للتقييم التشخيصي.
      ملاحظة: يشير SMRN إلى كمية التسلسلات التي تتوافق بدقة مع الكائن الدقيق على مستوى النوع.
    8. صنف نتيجة بكتيريا أو فطرية أو ميكوبلازما أو كلاميديا mNGS كنتيجة إيجابية إذا لم يتم اكتشاف الكائن الدقيقي في NTC وكانت تغطيته الجينومية ضمن أفضل 10 بين الميكروبات في نفس الجنس، أو إذا كانت نسبة SMRN_sample إلى SMRN_NTC > 10 (عندما SMRN_NTC ≠ 0).
    9. تأكد من أن SMRN_sample تستوفي الحد الأدنى التالي للنتيجة الإيجابية: ≥3 للبكتيريا والفطريات والميكوبلازما والكلاميديا؛ ≥100 للطفيليات؛ و≥1 للبكتيريا الفطرية السلية.
    10. صنف نتيجة mNGS الفيروسية كإيجابية إذا لم يتم اكتشاف الفيروس في NTC، أو إذا كانت نسبة SMRN_sample إلى SMRN_NTC >5 (عندما SMRN_NTC ≠ 0).
    11. تأكد أن SMRN_sample الفيروسات هي ≥1.
    12. قم بإعداد قائمة بمسببات الأمراض المرشحة مع عدد قراءاتها أو الوفرة النسبية.
    13. سجل أي جينات مقاومة للمضادات الحيوية أو عوامل ضراوة تم تحديدها بواسطة خط أنابيب المعلوماتية الحيوية.
    14. حدد الضربة المهمة من خلال دمج عدد القراءات، والمقارنة الإحصائية مع مجموعات الضبط، والأهمية السريرية.
    15. تقييم ما إذا كان كل ممرض محدد يمكن أن يفسر الحالة السريرية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

باتباع البروتوكول الموحد أعلاه، يمكن للأطباء الحصول على عينات BALF عالية الجودة بشكل متكرر والاستفادة من التحليلات الخلوية والجينومية لتمييز CTLI عن مقلداته. فيما يلي، نقدم نتيجة ممثلة من قضيتنا لتوضيح النتائج النموذجية. امرأة تبلغ من العمر 68 عاما مصابة بسرطان رئة في المرحلة الرابعة ضعيف التمايز (ورم أولي في المنطقة الجنبية اليمنى) تلقى العلاج المناعي ببيمبروليزوماب لتوضيح نهج BALF Cytology + mNGS (الشكل 1). خضعت لست دورات ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في عصر علاج السرطان الحالي، لا تزال إصابات الأعضاء المرتبطة بالعلاج، مثل تلك الناتجة عن مثبطات نقاط التفتيش المناعية (ICIs)، مصدر قلق سريري رئيسي قد يحد من تقدم العلاج أوحتى تهدد الحياة. من بين الأحداث السلبية المناعية الناتجة عن ICI، حظي التهاب الرئة باهتمام كبير كسبب رئيسي للنتائج القاتلة10، حيث يمثل 79٪ من الوفيات المرتبطة ب irAE لدى المرضى الذين عولجوا ب ICI49. لذلك، فإن تحديد C...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنهم لا يملكون مصالح متنافسة.

إعلان المساعدة في الذكاء الاصطناعي:
يعلن المؤلفون استخدام تقنيات مدعومة بالذكاء الاصطناعي أثناء إعداد هذه المخطوطة. على وجه التحديد، استخدم جوجل جيميني حصريا لصقل اللغة الإنجليزية، وتصحيح الأخطاء النحوية، وضمان التزام التنسيق الهيكلي بإرشادات المجلة. لم تستخدم أداة الذكاء الاصطناعي في توليد البيانات أو التحليل أو تفسير النتائج العلمية. قام جميع المؤلفين بمراجعة النص الذي تم إنشاؤه بدقة، وإجراء التعديلات اللازمة، وتولوا المسؤولية الكاملة عن الدقة العلمية ونزاهة المخطوطة النهائية.

شكر وتقدير

وقد دعم هذا العمل مشروع تحسين قدرات التكنولوجيا الصحية التابع للجنة الصحة الإقليمية في جيلين (المنحة رقم 2023JC007).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
2٪ ليدوكائين<قوي>هونان كيلونلا يوجدتخدير موضعي للمخاط الهوائي المخاطي.
خرز زجاجي بقطر 0.5 ممسيغمالا يوجديستخدم في تعطيل جدار الخلايا الميكانيكي للميكروبات.
منظار القصبات الإلكتروني BF-260أوليمبوسلا يوجديستخدم منظار القصبات للحصول على سائل غسل السنخ.
محاذاة بوروز-ويلرالمصدر المفتوح0.7.17 (RRID:SCR_010910)خوارزمية لربط التسلسلات بالجينوم البشري.
جهاز علاج الأكسجين عالي التدفق والرطوبةبي إم سي الطبيةلا يوجدتوفير تدفق معين من غاز التنفس الدافئ والرطب للمرضى الذين يعانون من التنفس التلقائي.
خلاط الدوامةScientific  الصناعاتلا يوجدالصناعات العلمية
ميدازولامجيانغسو إنهوالا يوجدمهدئ جهازي لراحة المريض.
منصة Nextseq 550إلومينالا يوجدتسلسل الجينات لتسلسل الجينوم في BALF
مجموعة مكتبة الإدخال فائقة التكلفة QIAseqتيانغنلا يوجدمجموعة لبناء مكتبة الميتاجينومية
الكيوبت 4.0ثيرمو فيشر العلميلا يوجدأداة للكشف عن محتوى حمض النووي BALF
TIANamp Micro DNA Kit DP316تيانغنلا يوجدمجموعة استخراج الحمض النووي لاستخلاص الأحماض النووية الكلية من BALF
تريبان بلوبايوشاربلا يوجدالصبغة المستخدمة لتقييم بقاء الخلايا.
  حمام مائيجوانلا يوجداستخدم لإيقاف عينة BALF عند 65 درجة مئوية.
بقعة رايت-جيمسايوانمولا يوجديستخدم لتلوين الخلايا التفاضلية.
محلل أمراض الدم XN-9000سيسميكسSN-13699محلل أمراض الدم لعد إجمالي الخلايا المبنية من عينة BALF

المراجع

  1. Li, Z., et al. Effects and potential mechanisms of the ultra-high dose rate radiotherapy on lung injury: a review. Radiat Oncol. 20 (1), 161(2025).
  2. Kormish, J., et al. Temporal and spatial patterns of inflammation and tissue injury in patients with postoperative respiratory failure after lung resection surgery: a nested case-control study. Int J Mol Sci. 24 (12), 10051(2023).
  3. Xie, X., et al. Fatal toxic effects related to EGFR tyrosine kinase inhibitors based on 53 cohorts with 9,569 participants. J Thorac Dis. 12 (8), 4057-4069 (2020).
  4. Hazama, K., et al. Disproportionality analysis of adverse events in advanced lung cancer treated with atezolizumab plus platinum-based combination chemotherapy. J Pharm Health Care Sci. , (2025).
  5. Iwasa, E., et al. Interstitial lung disease as an adverse drug reaction in Japan: exploration of regulatory actions as a basis for high reporting. Drug Saf. 43 (11), 1121-1131 (2020).
  6. Imran, S., et al. Immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis: acute lung injury with rapid progression and organising pneumonia with less severe clinical disease. Histopathology. 81 (6), 724-731 (2022).
  7. Zou, T., et al. A real-world disproportionality analysis of the US Food and Drug Administration adverse event reporting system events for durvalumab. BMC Pharmacol Toxicol. 25 (1), 97(2024).
  8. Naidoo, J., et al. Pneumonitis in patients treated with anti-programmed death-1/programmed death ligand 1 therapy. J Clin Oncol. 35 (7), 709-717 (2017).
  9. Suresh, K., et al. Pneumonitis in non-small cell lung cancer patients receiving immune checkpoint immunotherapy: incidence and risk factors. J Thorac Oncol. 13 (12), 1930-1939 (2018).
  10. Wang, D. Y., et al. Fatal toxic effects associated with immune checkpoint inhibitors: a systematic review and meta-analysis. JAMA Oncol. 4 (12), 1721-1728 (2018).
  11. Hou, Z., et al. Pirfenidone for grade 2 and grade 3 radiation-induced lung injury: a multicentre, open-label, randomised, phase 2 trial. Lancet Oncol. 26 (12), 1552-1562 (2025).
  12. Huang, A., et al. Radiographic features and prognosis of early- and late-onset non-small cell lung cancer immune checkpoint inhibitor-related pneumonitis. BMC Cancer. 21 (1), 634(2021).
  13. Shroff, G. S., et al. Drug-induced lung disease in the oncology patient: from cytotoxic agents to immunotherapy. Clin Chest Med. 45 (2), 325-337 (2024).
  14. Kuhlman, J. E. The role of chest computed tomography in the diagnosis of drug-related reactions. J Thorac Imaging. 6 (1), 52-61 (1991).
  15. Nissen, A., et al. Advances in noninvasive imaging for detecting radiation-induced lung injury (RILI). Int J Radiat Biol. , 1-13 (2025).
  16. Gosangi, B., et al. Imaging features of toxicities associated with immune checkpoint inhibitors. Eur J Radiol Open. 9, 100434(2022).
  17. Teng, P., et al. Severe community-acquired pneumonia with disseminated infection caused by highly virulent Pseudomonas aeruginosa: successful treatment of a case. J Inflamm Res. 18, 12817-12824 (2025).
  18. Wang, C. C., et al. Acute fibrinous and organizing pneumonia presents as right lung upper lobe cavitary lesion: case report and literature review. Medicine (Baltimore). 104 (39), e44915(2025).
  19. Li, Q., et al. Psittacosis chlamydia pneumonia complicated with organizing pneumonia: a case report and literature review. Front Med (Lausanne). 12, 1670456(2025).
  20. Lin, X., et al. Expert consensus on cancer treatment-related lung injury. J Thorac Dis. 17 (4), 1844-1875 (2025).
  21. Zhang, Y., Shen, W. X., Li, P., Chen, M. B., Zhou, L. N. Serum interleukin levels predict occurrence of acute radiation pneumonitis and overall survival in thoracic tumours. Clin Invest Med. 48 (1), 29-38 (2025).
  22. Loy-Caraos, G., et al. PNA-FISH-based chromosome aberration frequency and serum IL-6 as predictive biomarkers for radiation therapy-induced pneumonitis in lung cancer patients. Radiat Res. 204 (2), 127-142 (2025).
  23. Zhang, X., et al. Integrated omics characterization reveals reduced cancer indicators and elevated inflammatory factors after thermal ablation in non-small cell lung cancer patients. Respir Res. 25 (1), 309(2024).
  24. Luo, T., et al. Preclinical models of immune checkpoint inhibitors-related interstitial pneumonia for anti-PD1 tumor immunotherapy. Immunobiology. 230 (2), 152884(2025).
  25. Xiao, L., et al. Early prediction of radiation pneumonitis in patients with lung cancer treated with immunotherapy through monitoring of plasma chemokines. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 122 (5), 1238-1247 (2025).
  26. Lin, X., et al. Comprehensive analysis of the immune microenvironment in checkpoint inhibitor pneumonitis. Front Immunol. 12, 818492(2021).
  27. Suresh, K., et al. The alveolar immune cell landscape is dysregulated in checkpoint inhibitor pneumonitis. J Clin Invest. 129 (10), 4305-4315 (2019).
  28. Strippoli, S., et al. Cellular analysis of bronchoalveolar lavage fluid to narrow differential diagnosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in metastatic melanoma. J Transl Med. 18 (1), 473(2020).
  29. Johkoh, T., et al. Chest CT diagnosis and clinical management of drug-related pneumonitis in patients receiving molecular targeting agents and immune checkpoint inhibitors: a position paper from the Fleischner Society. Chest. 159 (3), 1107-1125 (2021).
  30. Davidson, K. R., Ha, D. M., Schwarz, M. I., Chan, E. D. Bronchoalveolar lavage as a diagnostic procedure: a review of known cellular and molecular findings in various lung diseases. J Thorac Dis. 12 (9), 4991-5019 (2020).
  31. Ungvári, T., et al. The possible role of some laboratory parameters in predicting radiation-induced lung injury after breast cancer treatment. Orv Hetil. 166 (29), 1153-1159 (2025).
  32. Park, S. H., et al. Predictive factors for severe radiation-induced lung injury in patients with lung cancer and coexisting interstitial lung disease. Radiother Oncol. 192, 110053(2024).
  33. Lin, X., et al. Peripheral blood biomarkers for early diagnosis, severity, and prognosis of checkpoint inhibitor-related pneumonitis in patients with lung cancer. Front Oncol. 11, 698832(2021).
  34. Arora, S., Walker, S. M., Cummings, K. W., Hammer, M. M. Pneumonia in immunocompromised patients. Radiographics. 45 (12), e250021(2025).
  35. Domagala-Kulawik, J. The relevance of bronchoalveolar lavage fluid analysis for lung cancer patients. Expert Rev Respir Med. 14 (3), 329-337 (2020).
  36. Du Rand, I. A., et al. British Thoracic Society guideline for diagnostic flexible bronchoscopy in adults: accredited by NICE. Thorax. 68, Suppl 1. i1-i44 (2013).
  37. Wahidi, M. M., et al. American College of Chest Physicians consensus statement on the use of topical anesthesia, analgesia, and sedation during flexible bronchoscopy in adult patients. Chest. 140 (5), 1342-1350 (2011).
  38. Jouneau, S., Ménard, C., Lederlin, M. Pulmonary alveolar proteinosis. Respirology. 25 (8), 816-826 (2020).
  39. Maldonado, F., Parambil, J. G., Yi, E. S., Decker, P. A., Ryu, J. H. Haemosiderin-laden macrophages in the bronchoalveolar lavage fluid of patients with diffuse alveolar damage. Eur Respir J. 33 (6), 1361-1366 (2009).
  40. Olsen, H. H., Grunewald, J., Tornling, G., Sköld, C. M., Eklund, A. Bronchoalveolar lavage results are independent of season, age, gender and collection site. PLoS One. 7 (8), e43644(2012).
  41. Meyer, K. C., et al. An official American Thoracic Society clinical practice guideline: the clinical utility of bronchoalveolar lavage cellular analysis in interstitial lung disease. Am J Respir Crit Care Med. 185 (9), 1004-1014 (2012).
  42. Whitley, R. J., Roizman, B. Herpes simplex virus infections. Lancet. 357 (9267), 1513-1518 (2001).
  43. Li, H., et al. Prediction of primary biliary cholangitis among health check-up population with anti-mitochondrial M2 antibody positive. Clin Mol Hepatol. 31 (2), 474-488 (2025).
  44. Wakabayashi, S. I., et al. Emergence of anti-mitochondrial M2 antibody in patient with angioimmunoblastic T-cell lymphoma. Clin J Gastroenterol. 11 (4), 302-308 (2018).
  45. Madrid, F. F., et al. Autoantibodies in breast cancer sera are not epiphenomena and may participate in carcinogenesis. BMC Cancer. 15, 407(2015).
  46. Nisihara, R., et al. Anti-nuclear antibodies in patients with breast cancer. Clin Exp Immunol. 193 (2), 178-182 (2018).
  47. Mohammed, M. E., Abdelhafiz, K. Autoantibodies in the sera of breast cancer patients: antinuclear and anti-double stranded DNA antibodies as example. J Cancer Res Ther. 11 (2), 341-344 (2015).
  48. Khan, M. B., Kaur, A., Ali, A., Boris, A., Spitalewitz, S. Complete resolution of paraneoplastic membranous nephropathy following curative therapy of triple-negative breast cancer. Cureus. 13 (9), e18125(2021).
  49. Sun, X., et al. Immune-related adverse events associated with programmed cell death protein-1 and programmed cell death ligand 1 inhibitors for non-small cell lung cancer: a PRISMA systematic review and meta-analysis. BMC Cancer. 19 (1), 558(2019).
  50. Miao, Q., et al. Microbiological diagnostic performance of metagenomic next-generation sequencing when applied to clinical practice. Clin Infect Dis. 67, Suppl 2. S231-S240 (2018).
  51. Chen, J., et al. Metagenomic next-generation sequencing for concurrent diagnosis of infections and malignancies in patients with lung lesions: a single-center prospective study. Sci Rep. 15 (1), 33721(2025).
  52. Liang, W., et al. Diagnostic strategy of metagenomic next-generation sequencing for gram negative bacteria in respiratory infections. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 23 (1), 10(2024).
  53. Hauser, S., et al. A metagenomics method for the quantitative detection of bacterial pathogens causing hospital-associated and ventilator-associated pneumonia. Microbiol Spectr. 11 (6), e0129423(2023).
  54. Li, H., et al. Detection of pulmonary infectious pathogens from lung biopsy tissues by metagenomic next-generation sequencing. Front Cell Infect Microbiol. 8, 205(2018).
  55. Liu, H., Zhang, Y., Yang, J., Liu, Y., Chen, J. Application of mNGS in the etiological analysis of lower respiratory tract infections and the prediction of drug resistance. Microbiol Spectr. 10 (1), e0250221(2022).
  56. Dickson, R. P., Erb-Downward, J. R., Martinez, F. J., Huffnagle, G. B. The microbiome and the respiratory tract. Annu Rev Physiol. 78, 481-504 (2016).
  57. Huang, M. Q., Zheng, T. T., Wang, X. R., Xiang, F. The clinical value of metagenomic next-generation sequencing in Pneumocystis jirovecii pneumonia. Infect Drug Resist. 17, 69-80 (2024).
  58. Li, Y., et al. Optimization of decision thresholds for Mycobacterium tuberculosis can effectively improve the performance of mNGS in tuberculosis diagnosis. Front Cell Infect Microbiol. 15, 1646194(2025).
  59. Mei, J., et al. Diagnostic role of mNGS in polymicrobial periprosthetic joint infection. J Clin Med. 12 (5), (2023).
  60. Wang, J., Han, Y., Feng, J. Metagenomic next-generation sequencing for mixed pulmonary infection diagnosis. BMC Pulm Med. 19 (1), 252(2019).
  61. Qiang, P., et al. A new era in lower respiratory tract infections management: synergy between mNGS and CMTs in patients with hematological disorders. Diagn Microbiol Infect Dis. 114 (2), 117158(2026).
  62. Duan, J., et al. Metagenomic analysis identifying a polymicrobial pulmonary infection in a non-HIV immunocompromised patient: a case report. BMC Pulm Med. 25 (1), 12(2025).
  63. Qin, Z., et al. Metagenomic next-generation sequencing contributes to the diagnosis of mixed pulmonary infection: a case report. Ann Clin Microbiol Antimicrob. 21 (1), 52(2022).
  64. Deng, Z., et al. BALF metagenomic next-generation sequencing analysis in hematological malignancy patients with suspected pulmonary infection: clinical significance of negative results. Front Med (Lausanne). 10, 1195629(2023).
  65. Zhang, P., et al. Metagenomic next-generation sequencing for the clinical diagnosis and prognosis of acute respiratory distress syndrome caused by severe pneumonia: a retrospective study. PeerJ. 8, e9623(2020).
  66. Chiu, C. Y., Miller, S. A. Clinical metagenomics. Nat Rev Genet. 20 (6), 341-355 (2019).
  67. Hasan, M. R., et al. Depletion of human DNA in spiked clinical specimens for improvement of sensitivity of pathogen detection by next-generation sequencing. J Clin Microbiol. 54 (4), 919-927 (2016).
  68. Miller, S., et al. Laboratory validation of a clinical metagenomic sequencing assay for pathogen detection in cerebrospinal fluid. Genome Res. 29 (5), 831-842 (2019).
  69. Zinter, M. S., et al. Pulmonary metagenomic sequencing suggests missed infections in immunocompromised children. Clin Infect Dis. 68 (11), 1847-1855 (2019).
  70. Rodino, K. G., Simner, P. J. Status check: next-generation sequencing for infectious-disease diagnostics. J Clin Invest. 134 (4), (2024).
  71. Simner, P. J., Miller, S., Carroll, K. C. Understanding the promises and hurdles of metagenomic next-generation sequencing as a diagnostic tool for infectious diseases. Clin Infect Dis. 66 (5), 778-788 (2018).
  72. Li, S., et al. One-step diagnosis of infection and lung cancer using metagenomic sequencing. Respir Res. 26 (1), 48(2025).
  73. Liu, B., et al. Onco-mNGS facilitates rapid and precise identification of the etiology of fever of unknown origin: a single-centre prospective study in North China. BMC Infect Dis. 24 (1), 1475(2024).
  74. Gu, W., et al. Detection of cryptogenic malignancies from metagenomic whole genome sequencing of body fluids. Genome Med. 13 (1), 98(2021).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

تشخيص إصابة الرئةإصابة الرئة الناتجة عن علاج السرطانالغسيل القصبى السنخيالتحليل الخلويتطور الورمالكشف عن المسببات المرضيةالعدوى الرئوية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.