Name: طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس (فيديو) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: تعلم طريقة بسيطة لتنبيب الرئة في الفئران باستخدام مصدر ضوء ليفي بصري لقياس الوظائف الرئوية. تتيح هذه التقنية استعادة الفئران ودراستها لاحقاً في أبحاث علم الأعصاب والبيولوجيا.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

بدعم من المعاهد الوطنية للصحة HL-10342.

1. التحضير لإجراء يجب على المرء أولا الحصول على وإعداد العناصر التالية: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وقنية. للالتنبيب من الفئران ز 20-35، نستخدم 1 بوصة أو 1.5 الطويل، 20 قسطرة IV قياس (BD Insylte، سباركس، MD أو Optiva Jelco، كارلسباد، كاليفورنيا). ويمكن استخدام قسطرة جديدة معقمة في كل الماوس، ولكن يمكن أيضا القسطرة إعادة استخدامها بعد التعقيم عن طريق نقع في الايثانول 70٪ بين عشية وضحاها. على الرغم من أن أيا من البلعوم ولا القصبة الهوائية من الفأرة عاقر إجراءات النظافة السليمة، بما في ذلك استخدام القفازات المعقمة والأدوات، ينبغي اتباعها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كابل الالياف البصرية. نحن نستخدم ≈ 70 سم من الكابلات البصرية 0،5 مم من ادموند البصريات، ولكن طول ليست حرجة. من المهم للتأكد من الألياف وسهلت لها حافة، منذ بعد قطع الكبل طول بشفرة الحلاقة، يتم ترك حافة حادة نسبيا، وأنها لا تأخذ الكثير من الجهد لاختراق الجدار القصبة الهوائية. ومع ذلك، فإنه طمن السهل جدا لتسهيل هذه الحافة من خلال عقد الألياف حوالي 2 سم من نهاية، وجعل دوائر صغيرة ثم لبضع ثوان مع حواف من طرف لمس قطعة ورق الصنفرة من 1،000 الحصباء (انظر الفيديو مظاهرة في الشكل و1 من ماكدونالد، وآخرون 10). يتم إدراج الطرف الآخر من خلال سدادة مطاطية. هو الأكثر بسهولة تحقيق ذلك عن طريق دفع الإبرة أولا 18-قياس من خلال سدادة، إدراج الألياف البصرية من خلال تحمل الإبرة، ثم سحب الإبرة. توصيل سدادة مطاطية لمصدر ضوء الهالوجين 150 واط (مثل NCL-150، فولبي الولايات المتحدة الأمريكية، أو أي مصدر آخر أو الضوء، حتى أقل من 150 واط). من المهم التأكد من استخدام سدادة مصنوعة من مطاط السيليكون (أو غيرها من المواد المقاومة للحرارة)، منذ المطاط أو الفلين العادية قد تحرق عندما تقع على مقربة من مصدر ضوء الساخنة. </li></ol> 2. أداء تنبيب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أنظر الشكلين 1 و 2. إدراج كابل الألياف البصرية رhrough قطعة قصيرة من أنابيب مطاط السيليكون (≈ 0.8 مم × 4 مم ID OD، كول بالمر، EW-96410-13). ربط هذا الأنبوب المطاطي ضيق إلى حد ما، في حين لا يزال يسمح ليتم ضبط كابلات الالياف البصرية. إدخال أنابيب السيليكون بشكل مريح في نهاية الأنبوب للقنية يحدد موقف كابلات الالياف البصرية في داخل قنية. ضبط موضع كابل الالياف البصرية بحيث يمتد من خلال قنية 4 مم ≈ أمام الطرف قنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على تخدير الدعم العمودي، علقت من قبل القواطع العلوية في (الشكل 3). معظم المحققين العثور على أفضل التصور مع الجانب البطني من الفأرة التي تواجه أنفسهم. سحب بلطف جدا من اللسان وعقد مع الإبهام والسبابة. يتم وضع الإصبع الأوسط بين الرقبة والدعم من البلاستيك. يتم استخدام الجر على اللسان مع السبابة والإبهام لفتح الفم، وتصويب المسار التنبيب، يتم ضبط زاوية الرأس مع الاصبع الأوسط خلف الرقبةهو موضح في الشكل 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام كابل الألياف البصرية كمصدر الضوء والتعريف، ودفع من خلال الحبال الصوتية والمرئية. إذا كانت الحبال تكون غير مرئية، وسحب بلطف أصعب على اللسان باستخدام الاصبع الوسطى والدعم. عند إدراجها، دفع ≈ 5 مم قنية أخرى. ثم، ويجري حريصا جدا على ألا نقل قنية، سحب كابلات الألياف البصرية. تقع أسفل الماوس وتأمين قنية مع قطعة من الشريط ودعم مركز قنية على قطعة من البلاستيسين (النمذجة الطين)، كما هو مبين في الشكل 4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لا يمكن إجراء في الخطوة 3 أن تدرس بسهولة أو حتى تظاهر، لأنها عملية منفردة. ومع ذلك، تعديلات خفية من الجر على لسان والدعم خلف الرأس تقريبا كل الذين يحاولون هذا سرعان ما تجد الطريق الصحيح لوضع الماوس على تصور الحبال الصوتية. </li></ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol. Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory Animals. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41, 128-135 (2007).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab Animal. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory Animals. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science+%2F+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>Ewart, S. L., Levitt, R. C., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+system+mechanics+in+mice+measured+by+end-inflation+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Respiratory system mechanics in mice measured by end-inflation occlusion.</a> Journal of Applied Physiology. 79, 560-566 (1995).</li>
<li>MacDonald, K. D., McKenzie, K. R., Mitzner, W., Zeitlin, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+Mechanics+in+Heterozygous+CF+Mice+after+Repeated+LPS+Dosing%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Crit.+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Lung Mechanics in Heterozygous CF Mice after Repeated LPS Dosing.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175 (4), A930(2007).</li>
</ol>

أي من الكتاب لديها أي تضارب في المصالح للكشف.

الإجراءات الموصوفة هنا ديها العديد من المزايا. أول جهاز بسيط وغير مكلف نسبيا .. تلفيق جهاز لا يتطلب أي أدوات خاصة أو معدات مكلفة. استخدام قسطرة يدخل هذا هو أيضا مصدر الضوء يعني أن واحدا لم يفقد البصر لفتح القصبة الهوائية كما تقترب من جهة التعريف افتتاح القصبة الهوائية. استخدام التعريف 0.5 مم يعمل أيضا على تقليل الصدمات التي قد تحدث مع الإدراج الأولي لأكبر قنية. نلاحظ هنا أن تحقيق مماثلة البصرية تتوفر من بائع التجارية (برينتري العلمية وبرينتري، MA). أجهزتهم يستخدم بطارية تعمل بالطا...

في عام 1999، نشرت براون وآخرون ورقة تصف طريقة لإدخال أنبوب في الرئة الماوس 1. مثل هذا الأسلوب له فائدة كبيرة في القيام وظيفة تكرار الرئوي أو غسل القصبات في الفئران الفردية في الدراسات الطولية 2. منذ تلك الورقة الأصلية، كانت هناك العديد من الأوراق الأخرى التي وصفت نهج مختلفة لالتنبيب الماوس 3-9. في حين يمكن استخدام جميع هذه الأساليب بنجاح، فإنها تتطلب عادة التدريب أو تكلفة كبيرة. واحدة من القضايا الرئيسية مع التنبيب هو أن مثل هذه مع اقتراب قنية التنبيب يقترب من القصبة الهوائية المعلقة الإدراج، وقنية نفسه يمنع الضوء، وبالتالي تصور حيث يجب ان يرحل. وهكذا، فإن الإدراج يصبح أعمى في الوقت الأكثر حرجا. في هذه الورقة نعرض كيفية ببساطة وبتكلفة زهيدة القضاء على هذه المشكلة التصور، وبالتالي ضمان التنبيب ناجحة مع قليل من التدريب أو نسبياالخبرة.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> مادة </td><td> شركة </td><td> كتالوج # </td><td> تعليق </td></tr><tr><td> التنبيب قنية </td><td> BD Insylte، سباركس، MD أو Jelco Optiva، كارلسباد، CA </td><td></td><td> 1-فيه لمدة 20 عيار الوريد (IV) القسطرة </td></tr><tr><td> كابلات الألياف البصرية </td><td> ادموند البصريات، بارينغتون، NJ </td><td> # NT02-542 </td><td> ما يقرب من 2 قدم طول 0.5 ملم الألياف الضوئية (الألياف البلاستيكية الصف الاتصالات). وينبغي على حافة نهاية الألياف التي يتم إدراجها في القصبة الهوائية تقريب بلطف من خلال عقد الألياف ≈ 2 سم من النهاية ثم جعل دوائر صغيرة أثناء سحب تلميح لبضع ثوان على 1،000 ورقة حصى إيموري. </td></tr><tr><td> ضوء المصدر </td><td> فولبي </td><td> NCL-150 </td><td> على الرغم من أننا استخدام ضوء الهالوجين 150-W مصدر، أي مصدر ضوء ما يعادلها، حتى مع القوة الكهربائية أقل بكثيريمكن استخدامها. </td></tr><tr><td> سيليكون المطاط سدادة </td><td></td><td></td><td> A سدادة مطاطية رقم 1 سيليكون يناسب مصدر الضوء المستخدمة في هذه المظاهرة. قد مصادر الضوء المختلفة تتطلب حجم مختلف. </td></tr><tr><td> أنبوب المطاط سيليكون صغيرة </td><td> كول بالمر </td><td> EW-96410-13 </td><td> A ≈ قطعة الطول 1.5 من أنابيب مطاط السيليكون (0.8 القطر الداخلي، القطر الخارجي 4 مم) </td></tr><tr><td> الزاوية دعم موقف </td><td></td><td></td><td> وconstucted لنا من زجاج شبكي، ولكن يمكن استخدام أي مواد التي يمكن اضافته للمواضيع أو الأسلاك لعقد الماوس في زاوية عمودية تقريبا. </td></tr></tbody></table>

طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

ومن شأن إجراء بسيط لينبب الفئران لقياس وظائف الرئة لديها مزايا عديدة في دراسات طولية مع عدد محدود من الحيوانات أو باهظة الثمن. واحدة من الأسباب التي لم يتم ذلك بشكل روتيني أكثر هو أنه من الصعب نسبيا، على الرغم من كونه هناك العديد من الدراسات المنشورة التي تصف طرق لتحقيق ذلك. في هذه الورقة نبين إجراء من شأنه أن يزيل واحدة من العقبات الرئيسية المرتبطة بهذا التنبيب، وذلك من خلال القصبة الهوائية تصور طوال الوقت من التنبيب. النهج يستخدم 0.5 مم مصدر الضوء الالياف البصرية التي تعد بمثابة التعريف لتوجيه قنية التنبيب إلى القصبة الهوائية الماوس. ونحن تبين أنه من الممكن استخدام هذا الإجراء لقياس ميكانيكا الرئة في الفئران الفردية على دورة زمنية لا تقل عن عدة أسابيع. يمكن تعيين هذه التقنية مع حساب قليلة نسبيا والخبرة، ويمكن أن يتحقق بشكل روتيني مع قليل من التدريب نسبيا. وهذا ينبغي أن ماكه من الممكن لأي مختبر لإجراء روتيني من هذا التنبيب، مما يسمح الدراسات الطولية في الفئران الفردية، وبالتالي تقليل عدد الفئران اللازمة وزيادة القدرة الإحصائية باستخدام الماوس كما كل ايقاعه.

كما تقييما لطريقة مستخدمة لدينا أربعة القديمة ذكر 20 الاسبوع BALB / ج الفئران مع الوزن المتوسط ​​(± SEM) قدره 27.7 ± 0.40 غرام. ودرسوا على خمسة أسابيع متتالية، حيث تم قياس المقاومة الرئة باستخدام نظام كما هو موضح سابقا 11. كان كل تخدير الماوس مع الكيتامين (100 ميكروغرام / BW ز) وزيلازين (15 ميكروغرام / غرام BW) في المياه المالحة عن طريق الحقن IP. وبعد ذلك مدخل أنبوب كما هو موضح أعلاه. إذا كان هناك أي شك في ما إذا كان هو قنية في القصبة الهوائية والمريء لا يمكن التحقق من ...

وتصف هذه الورقة طريقة striaghforward وكفاءة تنبيب الفئران لقياس وظائف الرئة أو تقطير الرئوي، التي تسمح للفئران لاسترداد ويكون درس في أوقات لاحقة. الإجراء ينطوي على مصدر الضوء غير مكلفة الالياف البصرية الذي ينير مباشرة القصبة الهوائية.

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

الهدف العام من هذا الإجراء هو إجراء تنبيب لفأر للسماح إما بالتهوية الميكانيكية أو إدخال السوائل. ويتم تحقيق ذلك أولاً عن طريق تجميع القنية ومصدر الضوء. وتتمثل الخطوة الثانية في تعليق الفأر رأسياً بواسطة القواطع العلوية.بعد تحريك الرأس والجسم للسماح بمسار مستقيم للتنبيب، يتم إدخال الموصل والأنبوب الليفي البصري عبر الحبال الصوتية. وفي النهاية، يتم إزالة الليف البصري ووضع الفأر الذي يحتوي على الأنبوب في وضعية الاستلقاء من أجل التهوية أو التركيب. حسناً، سنقوم اليوم بشرح إجراء بسيط لتنبيب رئة الفأر.تعد عملية التصوير المرئي مهمة لأن تحديد موضع الفأر غالباً ما يكون خطوة حاسمة فيما يتعلق بإدخال الكانيولا، ولذا فإن الأمر يتطلب القليل من الممارسة. ويجب أن يكون بمقدور أي شخص القيام بذلك بشكل متكرر في وقت قصير نسبياً. التي تستعرض الإجراء اليوم هي الدكتورة Sandy Doss، وهي عضو هيئة تدريس مبتدئة في قسم طب الرئة وكلية الطب. الخطوة الأولى هي التحضير.لتحضير القنية للفئران البالغة، يتم استخدام قسطرة وريدية (IV catheter) مقاس 20 وبعرض يتراوح بين 1 إلى 1.5 بوصة. بعد ذلك، يتم تحضير كابل الألياف الضوئية عن طريق قطع قطعة من الكابل الضوئي بطول 0.5 مليمتر لتنعيم الحافة. بعد القطع، يتم إمساك الليف من الطرف وتدويره في دوائر صغيرة بحيث تلامس الأطراف قطعة من ورق صنفرة (emery paper) بحبيبات 1000.يتم إدخال الطرف الآخر في سدادة من مطاط السيليكون ذات حجم يتناسب مع فتحة مصدر الضوء. أولاً، يتم دفع إبرة قياس 18 gauge. بعد ذلك، يتم إدخال الليف البصري عبر تجويف الإبرة ثم تُسحب الإبرة.يتم بعد ذلك توصيل السدادة المطاطية بمصدر ضوء هالوجين بقدرة 150 watt. بعد ذلك، أدخل كابل الألياف الضوئية عبر قطعة قصيرة من أنابيب السيليكون المطاطية. ثبّت الأنبوب في مكانه مع السماح بإمكانية ضبط كابل الألياف الضوئية.بمجرد الاستقرار في الموضع، أدخل أنبوب السيليكون بإحكام في الطرف الجاذب للقنية. اضبط موضع كابل الألياف الضوئية بحيث يمتد عبر القنية وبمقدار 4 mm تقريباً أمام الطرف. وبمجرد تجهيز كل شيء، ضع فأراً مخدراً على دعامة عمودية عن طريق تعليق الحيوان بعناية من القواطع العلوية.بمجرد التثبيت، اسحب اللسان برفق شديد وأمسكه باستخدام الإبهام والسبابة. ضع الإصبع الوسطى بين الرقبة والدعامة البلاستيكية، ثم قم بسحب اللسان باستخدام السبابة. يُستخدم الإصبع والإبهام لفتح الفم ولتعديل مسار التنبيب ليكون مستقيماً.يتم ضبط زاوية الرأس باستخدام الإصبع الأوسط خلف الرقبة كما هو موضح هنا. بعد ذلك، قم بمعاينة الحبال الصوتية. إذا لم تكن الحبال الصوتية مرئية، فاسحب اللسان برفق وبقوة أكبر مع استخدام الإصبع الأوسط كدعامة.بمجرد الرؤية، استخدم كابل الألياف الضوئية كمصدر للضوء وأداة توجيه في آن واحد وادفعه عبر الحبال الصوتية. ومن المؤشرات على وجود القنية في القصبة الهوائية أن الفأر قد يلهث عند إدخال القنية لأول مرة. وبمجرد الإدخال، قم بدفع القنية لمسافة 5 mm إضافية تقريبًا، ثم اسحب كابل الألياف الضوئية مع الحرص على عدم تحريك القنية، وضع الفأر في وضع الاستلقاء، وثبّت القنية بقطعة من الشريط اللاصق وادعم محور القنية على قطعة من الصلصال الاصطناعي.يمكن استخدام مرآة أسنان صغيرة محفوظة في المجمد للتأكد من أن القنية موجودة في الرغامي وليس في المريء. ضع المرآة أمام وصلة القسطرة. إذا كانت القسطرة في الموضع الصحيح، فإن الزفير سيؤدي إلى تكوين تكاثف على المرآة.إذا كان إجراء التنبيب يتم فقط من أجل تثبيت الرذاذ من العوامل في الرئة، فيمكن القيام بذلك بينما يكون الفأر مستلقياً على ظهره. ومع ذلك، وفي هذا الوضع، يتم إجراء التثبيتات السائلة بشكل أكثر كفاءة بينما لا يزال الفأر معلقاً في الوضع الرأسي، يلي ذلك إزالة فورية للقُنَيّة لقياس وظائف الرئة. بعد ذلك، يتم توصيل الفأر المخدر الذي خضع للتنبيب بجهاز تنفس اصطناعي كما هو موضح هنا.يجب ضبط إعدادات جهاز التنفس الاصطناعي قبل البدء في عملية التنبيب، وذلك لتجنب أي تأخير في التهوية. يظهر هنا سجل لضغط وحجم التهوية لهذا الفأر الذي تم تنبيبه. لقد قمنا بتقييم قدرة هذه الطريقة على الحصول على قياسات قابلة للتكرار لمقاومة المجرى التنفسي على مدى فترة زمنية مدتها خمسة أسابيع.تظهر البيانات في هذا الرسم البياني عدم وجود تأثير لإجراء قياسات متكررة، حيث تظل المقاومة الأساسية ثابتة نسبيًا. وفي كل فأر من الفئران الأربعة التي تمت دراستها على فترات أسبوعية، قمنا بتقييم إحكام الغلق بين الرغامي وكانولا التنبيب عن طريق حقن دفعات من الهواء في الرئتين بعد التضحية بالفأر. ورغم احتمالية وجود تسرب بطيء جدًا بعد مرحلة الإجهاد واستعادة الاسترخاء، إلا أن تسريبات الضغط تبدو في حدها الأدنى.أثناء تنفيذ هذا الإجراء، من المهم جداً توخي الحذر عند إخراج الفأر من الحامل الداعم، حيث من السهل جداً سحب القنية عن طريق الخطأ.

Research

JoVE Journal

Medicine

الطب

القياسات المتكررة لفسيولوجيا الجهاز التنفسي القوارض وأخذ العينات من الخلايا الهوائية الملتهبة مرغوب فيها ، ولكن عموما ليست مجدية. نحن هنا تصف طريقة لتكرار intubating شفويا الفئران التي تسمح القياسات المتكررة لhyperreactivity الهوائية وأخذ العينات من الخلايا الهوائية الملتهبة.

A عكسية ، غير الغازية طريقة لقياس مقاومة مجرى الهواء وأخذ عينات السوائل غسل القصبات في الفئران

يصف هذا الفيديو طريقة بسيطة وموثوقة لإدخال السائل في القصبة الهوائية لتقطير الرئة وتثبيتها وقياس حجم الرئة.

تقطير الرئة وتثبيتها: إدخال سائل في القصبة الهوائية وتثبيت الرئتين لقياس حجم الرئة الثابت

وقد وضعنا طريقة بسيطة وموثوق بها، وغير مكلفة نسبيا لالتنبيب الرغامي في الفئران عن طريق تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مع 2.0 مم المنظار. هذا الأسلوب هو ارضحي، ويمكن استخدامها لقياس المتكررة في التجارب المزمنة. نجد أنها متفوقة على القصبة الهوائية أو سبق وذكرت التقنيات غير الجراحية.

التنبيب الرغامي في الفئران<em&gt; عبر</em&gt; تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن

استخدام نموذج الذي يحاكي حالة من أمراض الرئة في البشر أمر بالغ الأهمية لدراسة الفيزيولوجيا المرضية و / أو مسببات مرض معين لتطوير والتدخل العلاجي. هنا يتم تقديم طريقة التنبيب داخل الرغامى موسع التي يمكن ان تنقل مباشرة إلى مواد خارجية الماوس الرئتين.

موسع داخل الرغامى التنبيب لدراسة علم الأمراض وعلم وظائف الأعضاء من الرئة ماوس

التنبيب داخل الرغامى بوساطة (IMIT) تقطير الكواشف هو، طريقة ممتازة موسع لدراسة أمراض الجهاز التنفسي، وكذلك وسيلة لغرس الكواشف العلاجية مباشرة في الرئة. انها طريقة سريعة وقابلة للتكرار للغاية والتي هي مناسبة لاختبار قبل السريرية.

بوساطة التنبيب داخل الرغامى (IMIT) تقطير: وموسع والرئة محدد نظام تسليم

والهدف من هذه الورقة هو وصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. نقدم 3 بروتوكولات ببساطة وبشكل موثوق تنفيذ instillations الرئة، والتثبيت، وقياسات حجم الرئة.

تقطير والتثبيت طرق مفيدة في الرئة ماوس لأبحاث السرطان

تقدم هذه المقالة طريقة سريعة وبسيطة لإدارة بليوميسين مباشرة إلى القصبة الهوائية الماوس عبر التنبيب. المزايا الرئيسية لهذه الطريقة هي أنها تكرار للغاية، وسهلة لسيده، ولا يتطلب معدات متخصصة أو أوقات الانتعاش طويلة.

افضل طريقة لرابيد تنبيب القصبة الهوائية في الفئران

إدارة الرغامى (IT) من العوامل التجريبية في الفئران غالبا ما يؤدي إلى تسليم غير متناظرة إلى الرئتين البعيدة.  في هذا التقرير، نقوم بوصف نهج داخل الشعب الهوائية مباشرة (IB) لcannulate كل رئة في الفئران الحية غير الجراحية.  ويمكن استخدام هذا النهج لإدارة انتقائية وكلاء إلى رئة واحدة أو يمكن تكييفها لتحسين تسليم عامل متناظرة لكلا الرئتين.

الإدارة داخل الشعب الهوائية مباشرة لتحسين ترسب عامل انتقائي داخل الرئة الماوس

الهدف من هذه المقالة هو وصف طريقة مكررة من تنبيب فأرالمختبر. هذه الطريقة غير الغازية ، وبالتالي ، مثالية للدراسات التي تتطلب الرصد التسلسلي لوظيفة الجهاز التنفسي و / أو غرس العلاجات في الرئة.

التنبيب المتكرر للأوتراكشفاء في الفئران

نموذج جراحي للفأر لإنشاء إصابة نقص تروية الرئة اليسرى (IR) مع الحفاظ على التهوية وتجنب نقص الأكسجة.

نموذج فأر للتنبيب الرغامي وجراحة نقص تروية الرئة المهواة

يعرض هذا البروتوكول كيف يتيح وضع الفأر على النحو الأمثل وإدخال منظار الأذن القائم على الكاميرا عبر الفم تصور المزمار ، والتنبيب السريع مع الحد الأدنى من صدمة الأنسجة ، وتوصيل السوائل بشكل ثابت إلى الرئتين.

منهجية محسنة لتوصيل السوائل إلى رئة الفأر: التنبيب باستخدام منظار الأذن للمستهلك

تعلم طريقة بسيطة لتنبيب الرئة في الفئران باستخدام مصدر ضوء ليفي بصري لقياس الوظائف الرئوية. تتيح هذه التقنية استعادة الفئران ودراستها لاحقاً في أبحاث علم الأعصاب والبيولوجيا.

طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس

استكشف المزيد من الفيديوهات