Name: 自发性乳腺癌转移的原位小鼠模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 11 s
Description: 学习原位小鼠乳腺癌模型技术，通过手术切除原发肿瘤延长小鼠寿命，利用荧光素酶成像监测肿瘤生长与自发性转移动态，为癌症转移机制研究提供可靠平台。

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由美国国立卫生研究院资助项目 CA133085、CA182518 和 CA185909（资助对象：KL）以及退伍军人事务部杰出研究奖 BX001962（资助对象：KL）提供支持。

所有操作均遵循佐治亚州立大学动物使用与护理委员会的指南和批准的方案。
1. 建立原位乳腺癌肿瘤模型
<ol>
	<li>实验前一天，在含有10%胎牛血清（FBS）的10 ml RPMI培养基中，于10 cm培养皿中培养约2 × 106个4T1-Luc肿瘤细胞。将培养皿置于37 °C、5% CO2的CO2培养箱中孵育。</li>
	<li>在肿瘤细胞注射当天，用真空泵吸除培养皿中的培养基，加入5 ml无菌磷酸盐缓冲液（PBS，pH 7.4），轻轻摇动培养皿以清洗培养表面，再用真空泵吸除PBS。</li>
	<li>向培养皿中加入2 ml胰蛋白酶-EDTA溶液（0.05%胰蛋白酶和0.53 mM EDTA），在37 °C的CO2培养箱中孵育约5分钟。在倒置显微镜下观察细胞，确保所有细胞均已从培养皿底部脱落。</li>
	<li>加入8 ml含血清的培养基以终止胰蛋白酶反应，将细胞转移至15 ml锥形离心管中，在室温下以约450 × g离心3分钟。</li>
	<li>用真空泵吸除上清液，将细胞重悬于10 ml PBS中。再次以约450 × g离心3分钟。吸除上清液后，将细胞重悬于10 ml PBS中。</li>
	<li>用移液器吸取10 μl细胞悬液，置于血细胞计数板盖玻片下，进行细胞计数以确定细胞浓度。将细胞重悬于PBS中，调整细胞密度为2 × 105个细胞/ml HBSS。将细胞转移至1.5 ml无菌微量离心管中，置于冰上保存直至使用。</li>
	<li>选用6至8周龄的雌性BALB/c小鼠进行肿瘤细胞注射。
	<ol>
		<li>使用电动剃毛器剃除第3对乳头周围区域的毛发。将4T1细胞注射至第3对乳腺脂肪垫可稳定诱导肺转移。用浸有70%乙醇的棉签清洁剃毛区域。通过轻轻颠倒微量离心管2至3次使细胞重悬。用½ CC 27 G 1/2结核菌素注射器缓慢吸取50 µl细胞悬液。</li>
		<li>将肿瘤细胞注射至BALB/c小鼠第3对乳腺下方的乳腺脂肪垫中。将小鼠放入洁净的笼子中，并送回动物饲养设施。等待约21至30天以观察肿瘤生长。&#160;应根据机构关于肿瘤研究的相关规定定期监测肿瘤生长情况。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 肿瘤生长的活体小鼠生物发光成像
<ol>
	<li>每3天对荷瘤小鼠进行一次成像。将小鼠转移至成像设施。成像前，向小鼠腹腔注射100 μl 荧光素（PBS配制，30 mg/ml）。约10分钟后，使用2%异氟烷/氧气混合气体在诱导室中对小鼠进行麻醉。2 流动。用镊子触碰小鼠的腿部，若小鼠对触碰无反应，则证实其已完全失去意识。
	<ol>
		<li>将小鼠置于成像室中，持续给予2%异氟烷和O₂2&#160;以 2 L/min 的流速。将小鼠放置，使感兴趣区域（即，初始肿瘤注射部位的乳腺垫）朝向成像系统的摄像头。确保小鼠的鼻部和口腔牢固地置于麻醉管路内。&#160;动物应按照机构的兽医标准进行麻醉。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用不同曝光时间的阵列获取生物发光成像。例如，将曝光时间设为30，视野（FOV）设为25，物体高度设为1.5 cm，并利用低功率X射线获取发光的摄影图像。将测量单位设为 &#34;辐射度&#34;
	<ol>
		<li>使用自动线性颜色范围，最大值约为 2.4 x 107 辐射单位。获取初始图像后，调整设置并获得优化后的图像（图3 &amp;#38; 4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将小鼠放回清洁的笼子中，并确保小鼠恢复意识并能够自主活动后，再将其送回饲养设施。</li>
	<li>使用成像仪器配套的活体成像软件分析数据。在成像程序中，围绕感兴趣区域（ROI）绘制封闭轮廓线。利用成像软件测定ROI的辐射强度，记录每只小鼠各ROI的相对强度值。 
	注意：较高的辐射强度表明发光细胞水平更高，因而肿瘤生长更显著。</li>
	<li>每3天对小鼠进行一次视觉检查，观察是否有不良反应。 
	注意：小鼠每周称重一次。若体重减轻达到初始体重的15%，则视为出现不良反应，应按照步骤5所述对荷瘤小鼠实施安乐死。出现溃疡性肿瘤的小鼠也应实施安乐死。</li>
</ol>
3. 原发肿瘤的手术切除
注意：将剪刀、镊子、伤口夹和伤口夹施加器进行高压灭菌（图1）。
<ol>
	<li>在无菌操作台中进行手术，以维持无菌环境，降低感染风险。手术前一天，使用电动毛发修剪器剃除荷瘤小鼠肿瘤周围区域的毛发。</li>
	<li>手术前约 2 - 4 小时，给予小鼠专为小鼠配制的可咀嚼卡洛芬片剂，剂量为 5 mg/kg 体重。</li>
	<li>将小鼠放入含有 2% 异氟烷氧气混合气体的麻醉舱中，持续约 30 秒。在整个手术过程中，使用麻醉装置持续对小鼠进行麻醉。</li>
	<li>使用无菌棉签将兽用眼膏涂抹于小鼠眼部，以防止麻醉期间角膜干燥。用镊子轻触小鼠腿部，若无反应，则确认小鼠已完全失去意识。</li>
	<li>用肥皂类消毒液擦拭液对肿瘤部位周围的皮肤进行三次交替擦拭消毒，随后用 70% 酒精棉片擦拭手术区域。</li>
	<li>使用无菌手术刀（图 1）在肿瘤附近切开一个小切口。</li>
	<li>将无菌剪刀尖端插入切口，剪开肿瘤周围的皮肤以暴露肿瘤结节（图 2A）。用无菌镊子夹住肿瘤，使用剪刀将肿瘤与皮肤分离（图 2B）。将肿瘤样本保存于 -80 °C 冰箱冷冻，或置于 10% 甲醛溶液中固定，以备后续使用。</li>
	<li>使用 9 mm 伤口夹和自动夹合器闭合手术切口（图 1）。将小鼠放回含有高压灭菌垫料的清洁笼具中。&#160;应按照机构指南对动物进行监测。 
	注意：小鼠通常在手术后约 10 - 30 分钟恢复足够意识，并开始在笼内活动。</li>
	<li>术后 24 小时再次给予小鼠卡洛芬。卡洛芬用于术后镇痛，术后镇痛方案应通过与机构兽医人员直接协商确认。伤口愈合后（通常在术后 5 - 7 天）拆除伤口夹。使用自动夹子拆除器拆除伤口夹。</li>
</ol>
4. 肿瘤转移的活体小鼠生物发光成像
<ol>
	<li>术后每3天按步骤2所述方法对小鼠进行成像。</li>
</ol>
5. 使用印度墨水灌注荷瘤肺组织验证肺转移
注意：为了验证荧光素酶活体肿瘤成像结果，应对荷瘤小鼠的肺组织进行印度墨水灌注，以定量分析肿瘤结节数量。4T1细胞还可转移至其他器官和组织（图5），因此，如有需要，应通过组织学检查这些器官以确认肿瘤转移情况。本方案以肺转移为例进行说明。
<ol>
	<li>将小鼠保留在其原有的饲养笼中进行安乐死。若与其他动物同笼饲养，需将不进行安乐死的小鼠转移至另一笼中。</li>
	<li>移除笼具的过滤盖，更换为CO2过滤盖。打开连接至CO2过滤盖的压缩CO2气瓶（100%浓度），将气体流速设定为2 L/min，并持续通入CO2至少10分钟。若10分钟后小鼠仍有呼吸，继续通入CO2直至小鼠停止呼吸后至少1分钟。随后关闭CO2气瓶阀门及流量计。再等待3分钟，然后取下过滤盖。</li>
	<li>将已处死的小鼠仰卧置于聚苯乙烯板上，用针固定四肢以确保气管区域无障碍暴露。用70%乙醇喷洒小鼠体表进行消毒。</li>
	<li>使用剪刀沿小鼠腹部中线切开，穿过肋骨区域并向上延伸至唾液腺。观察气管位置，用镊子清除气管周围组织以充分暴露气管。</li>
	<li>将移液器吸头从气管下方穿入。一手持吸头，轻轻将气管向上提起并远离身体组织。</li>
	<li>将承载小鼠的平台旋转180°。使用½ CC 27 G 1/2规格的结核菌素注射器，通过气管向肺部注入印度墨汁（10%印度墨汁和0.1%氢氧化铵），直至肺部完全膨胀并感到明显阻力为止。</li>
	<li>使用剪刀剪断气管。用镊子夹住小鼠身体，将另一把镊子插入肺部下方，将肺叶完整拉出。将肺组织在盛有水的烧杯中短暂冲洗。</li>
	<li>在化学通风橱内，将肺组织转移至含有3 ml Fekete's溶液（50%乙醇、6%甲醛和3%冰醋酸）的玻璃闪烁瓶中。盖紧瓶盖以防止溶液挥发。 
	注意：组织可在Fekete's溶液中无限期保存。</li>
	<li>数分钟后，可在黑色肺组织上观察到呈白色斑点的肿瘤结节（图5）。白色肿瘤结节肉眼可见。将肺组织转移至通风橱内的培养皿中，计数白色斑点数量。每个白色斑点代表一个独立的转移性肿瘤结节。</li>
</ol>

<ol><li>Fantozzi, A., Christofori, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+breast+cancer+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse models of breast cancer metastasis.</a> Breast Cancer Res. 8, 212(2006).</li>
<li>Weigelt, B., Peterse, J. L., van 't Veer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breast+cancer+metastasis%3A+markers+and+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Breast cancer metastasis: markers and models.</a> Nat Rev Cancer. 5, 591-602 (2005).</li>
<li>Kocaturk, B., Versteeg, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+injection+of+breast+cancer+cells+into+the+mammary+fat+pad+of+mice+to+study+tumor+growth%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic injection of breast cancer cells into the mammary fat pad of mice to study tumor growth.</a> J Vis Exp. , (2015).</li>
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<li>Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+mammary+tumors+by+expression+of+polyomavirus+middle+T+oncogene%3A+a+transgenic+mouse+model+for+metastatic+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease.</a> Mol Cell Biol. 12, 954-961 (1992).</li>
<li>Almholt, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+metastasis+of+transgenic+mammary+cancer+in+urokinase-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Reduced metastasis of transgenic mammary cancer in urokinase-deficient mice.</a> Int J Cancer. 113, 525-532 (2005).</li>
<li>Gallego, M. I., Bierie, B., Hennighausen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+expression+of+HGF%2FSF+in+mouse+mammary+epithelium+leads+to+metastatic+adenosquamous+carcinomas+through+the+activation+of+multiple+signal+transduction+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">Targeted expression of HGF/SF in mouse mammary epithelium leads to metastatic adenosquamous carcinomas through the activation of multiple signal transduction pathways.</a> Oncogene. 22, 8498-8508 (2003).</li>
<li>Lin, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somatic+mutation+of+p53+leads+to+estrogen+receptor+alpha-positive+and+-negative+mouse+mammary+tumors+with+high+frequency+of+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Somatic mutation of p53 leads to estrogen receptor alpha-positive and -negative mouse mammary tumors with high frequency of metastasis.</a> Cancer Res. 64, 3525-3532 (2004).</li>
<li>Ridgeway, A. G., McMenamin, J., Leder, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((P53+levels+determine+outcome+during+beta-catenin+tumor+initiation+and+metastasis+in+the+mammary+gland+and+male+germ+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">P53 levels determine outcome during beta-catenin tumor initiation and metastasis in the mammary gland and male germ cells.</a> Oncogene. 25, 3518-3527 (2006).</li>
<li>Zimmerman, M., Hu, X., Liu, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+metastasis+and+CTL+adoptive+transfer+immunotherapy+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Experimental metastasis and CTL adoptive transfer immunotherapy mouse model.</a> J Vis Exp. , (2010).</li>
</ol>

小鼠购自杰克逊实验室，并饲养于佐治亚 Regents 大学动物实验中心。实验操作及动物护理/福利均符合联邦法规，并经佐治亚 Regents 大学 IACUC 委员会批准的方案许可。作者无任何利益冲突需要披露。

已开发出多种用于研究乳腺癌转移的转基因小鼠模型。1 这些转基因小鼠的肿瘤发生率较高，范围为60%至100%。然而，这些转基因小鼠的转移发生率远低于肿瘤发生率（14%–100%）。在大多数乳腺癌转移转基因小鼠模型中，肿瘤细胞会转移至淋巴结和肺部。不同模型之间的转移潜伏期各不相同，范围为2至8个月。6,11-16 这些乳腺癌转移的转基因小鼠模型是研究乳腺癌转移背后遗传和分子机制的优良体系。然而，较低的转移发生率和较长的转移潜伏期限制了这些模型在抗癌药物测试中的应用。
将4T1细胞原位植入乳腺脂肪垫，可形成原发性肿瘤并继发转移性生长，该过程模拟了恶性乳腺癌的多个阶段，包括原发性肿瘤形成、淋巴结转移以及远端器官转移。此外，同系移植可避免宿主对移植物的免疫排斥反应，从而便于研究肿瘤微环境（包括免疫系统）在恶性肿瘤进展中的作用。该模型也适用于研究宿主抗肿瘤免疫应答。因此，将4T1细胞注射至乳腺脂肪垫是一种快速且定量的研究乳腺癌转移的方法。
原位移植4T1肿瘤模型在不到30天内肿瘤发生率为100%...

根据美国癌症协会的数据，乳腺癌是美国女性中最常被诊断出的癌症类型。在过去二十年中，早期发现与新开发的靶向治疗相结合，已显著降低了乳腺癌的死亡率。然而，乳腺癌仍然是美国女性癌症相关死亡的第二大主要原因1。大多数乳腺癌患者死亡的原因是肿瘤细胞发生转移。不幸的是，大多数乳腺癌具有侵袭性，常转移至淋巴结，并进一步扩散至远处器官，包括骨骼、肺、肝脏和脑1,2。目前尚无针对转移性乳腺癌的有效疗法。因此，开发能够抑制转移性乳腺癌的化疗和免疫治疗药物具有重要意义。
已开发出多种乳腺癌自发性转移小鼠模型，用于研究乳腺肿瘤细胞进展和转移的分子机制，并作为治疗药物研发的模型。1,3-5 然而，这些小鼠模型大多为基因工程肿瘤模型，尽管非常适合机制研究，却不适用于治疗药物的测试，因为在这些基因模型中转移过程需要数月才能形成，从而要求长期且昂贵的抗癌药物给药。6,7 在活体小鼠中监测肿瘤进展在技术上也具有挑战性。相比之下，移植型乳腺癌转移模型具有肿瘤进展周期短、易于在活体小鼠中追踪肿瘤进展的优点。4T1原位乳腺癌自发转移小鼠模型即为一种此类移植性肿瘤模型。8 在此模型中，将乳腺肿瘤细胞移植到乳腺脂肪垫中以建立原位肿瘤结节。随后可对手术切除原发肿瘤，模拟人类乳腺癌患者的治疗过程。4T1肿瘤细胞具有高度侵袭性。8,9,3,10 几乎所有接种肿瘤至乳腺脂肪垫的小鼠在30天内均会出现转移。然而，4T1肿瘤在原位生长具有高度侵袭性，肿瘤体积常超出大多数动物实验方案所允许的上限。在此阶段，转移灶通常为微转移灶。因此，切除原发肿瘤对于促进转移进展并用于评估治疗药物至关重要。本文报道了一种简便且灵敏的实验流程，包括原位肿瘤移植、原发肿瘤的手术切除，以及基于生物发光成像的4T1肿瘤生长与进展的定量分析。 体内.

<table><tbody><tr><td>Ami-X 成像系统&amp;nbsp;</td><td>Spectral Instruments Imaging 公司，亚利桑那州图森市</td><td></td><td></td></tr><tr><td>IsoTec SurgiVet</td><td>Anesthesia Service &amp; Equipment 公司，佐治亚州亚特兰大市</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AutoClip 医用套装</td><td>Becton Dickinson 初级护理诊断公司，马里兰州斯帕克斯市</td><td>427638</td><td></td></tr><tr><td>9 mm AutoClip 施夹器&amp;nbsp;</td><td>Becton Dickinson 初级护理诊断公司，马里兰州斯帕克斯市</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>9 mm AutoClip 取夹器</td><td>Becton Dickinson 初级护理诊断公司，马里兰州斯帕克斯市</td><td>427637</td><td></td></tr><tr><td>9 mm AutoClip 伤口夹</td><td>Becton Dickinson 初级护理诊断公司，马里兰州斯帕克斯市</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>尖头解剖剪刀</td><td>Fisher</td><td>8940</td><td></td></tr><tr><td>精细解剖镊</td><td>Fisher</td><td>8875</td><td></td></tr><tr><td>1/2 CC 27&amp;nbsp;G&amp;nbsp;1/2 结核菌素注射器</td><td>Becton Dickinson and Co.，新泽西州&amp;nbsp;</td><td>305620</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 培养基</td><td>Mediatech 公司</td><td>10-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Mediatech 公司</td><td>21-040-CV</td><td></td></tr><tr><td>70% 乙醇</td><td>Ultrapure-usa.com</td><td></td><td></td></tr><tr><td>胰蛋白酶-EDTA</td><td>Mediatech 公司</td><td>25-040-CI</td><td></td></tr></tbody></table>

一种自发性乳腺癌转移的原位小鼠模型

An Orthotopic Mouse Model of Spontaneous Breast Cancer Metastasis

转移是乳腺癌患者死亡的主要原因。癌症细胞转移的机制，包括乳腺癌转移的机制，在很大程度上仍不清楚，是当前癌症研究的重点。目前已建立了多种乳腺癌自发转移的小鼠模型。本文报道一种简化的操作流程，用于建立原位移植性乳腺癌原发肿瘤及其自发转移模型，该模型可模拟人类乳腺癌的转移过程。结合活体生物发光肿瘤成像技术，该小鼠模型可实现对肿瘤生长及进展动力学的监测与定量分析。在该模型中，使用低剂量（1 × 10⁵）表达荧光素酶的4T1细胞（4T1-Luc2）通过乳腺脂肪垫注射接种于免疫健全的BALB/c小鼠体内。原发肿瘤生长至一定体积后予以手术切除，以模拟临床中乳腺癌患者的原发灶切除情况。术后通过定期活体成像检测转移灶的出现与进展。该模型具有操作简便、转移率高且转移部位与人类乳腺癌相似（如肺、肝、骨等）的特点，适用于评估抗转移治疗策略及研究转移机制。4 将4T1-Luc乳腺癌细胞（1×10⁵个细胞）使用结核菌素注射器接种至BALB/c小鼠乳腺脂肪垫中。随后在不同时间点向小鼠腹腔注射荧光素酶底物（luciferin），并利用生物发光成像系统进行成像。当原发肿瘤生长至IACUC批准方案规定的最大尺寸（约接种后30天）时，小鼠在持续通入2%异氟烷与氧气的麻醉条件下，用70%乙醇对肿瘤区域进行消毒。围绕肿瘤周围的皮肤被切除，暴露肿瘤后使用无菌剪刀将肿瘤完整切除。原发肿瘤的切除可使荷瘤小鼠的生存期延长约一个月。此后，定期对小鼠进行成像，以监测转移性肿瘤向远端器官的扩散情况。在此阶段，可给予治疗性药物以抑制肿瘤转移。该模型操作简便，且对原位乳腺癌细胞生长及向远端器官转移的动力学过程具有高度敏感性，因此是研究乳腺癌生长与进展机制，以及评估抗转移治疗药物和免疫治疗药物效果的理想模型。 体内.

原位乳腺癌小鼠模型的建立 
4T1 是一种侵袭性乳腺癌细胞系。将低至 1 × 104 个细胞注射至乳腺脂肪垫即可在注射部位形成单个肿瘤结节（图 2A）。因此，该肿瘤可模拟人类原发性乳腺癌。几乎 100% 的小鼠均可成功建立原位肿瘤。肿瘤大小可通过数字卡尺测量或活体肿瘤成像进行定量分析（图 3）。使用生物发光成像系统可在肿瘤接种后约 3 天检测到肿瘤信号，且发光强度随肿瘤体积增大而增强（图 3）。因此，该模型是评估化疗和免疫治疗药物对乳腺癌各阶段治疗效果的理想原位乳腺癌模型。
自发性转移 
在人类乳腺癌患者中，原发性肿瘤通常在确诊后通过手术切除。然而，许多患者在确诊时已经存在淋巴结或远处转移。在本实验流程中，大多数小鼠在肿瘤移植后30天内已出现淋巴结及远...

本文描述了一种原位乳腺癌原发肿瘤模型，以及通过手术切除原发肿瘤以延长小鼠生存期从而产生自发性转移的方法。肿瘤的生长和进展通过荧光素酶成像进行监测和定量。

转移是乳腺癌患者死亡的主要原因。癌症细胞转移的机制，包括乳腺癌……

本实验的总体目标是建立一种小鼠自发性转移性乳腺癌模型，该模型可定量分析原发性乳腺肿瘤的生长情况，同时实现对乳腺癌转移动力学的可视化观察与测量。该方法有助于回答自发性癌症转移领域的关键问题，例如：改变肿瘤相关基因如何影响癌症的生长与转移？该技术的主要优势在于，该模型能够模拟人类乳腺癌的发展过程，因此非常适用于评估治疗药物的有效性。在实验当天，收集过夜培养的4T1荧光素酶标记肿瘤细胞，通过离心形成细胞沉淀。用真空泵吸除上清液后，用10 ml PBS洗涤细胞，并将沉淀重悬于10 ml新鲜PBS中进行细胞计数。随后，将细胞用HBSS稀释至2×10⁵ 个细胞/ml的浓度，并将悬液分装至预冷的1.5 ml无菌微量离心管中，置于冰上备用。接着，用手固定小鼠，用黑色记号笔标记6–8周龄雌性BALB/c小鼠的乳腺区域，并使用电动剃毛器剃除第3乳头周围的毛发。然后，通过轻轻翻转微量离心管2–3次重新混匀细胞悬液，小心吸取50

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自发性乳腺癌转移的原位小鼠模型

该视频展示了在小鼠模型中进行乳腺癌原位接种的技术。与皮下注射或非手术注射相比，该技术具有更高的成瘤率，且肿瘤大小和形态的变异性更小。...

原位注射：将组织特异性癌细胞植入成年小鼠

本视频介绍了建立结直肠癌患者来源异种移植瘤（PDX）自发转移小鼠模型的实验方案。这些异种移植模型可部分模拟人类癌瘤的特征，有助于理解人类恶性肿瘤的关键特征，包括侵袭和转移过程。...

自发性转移小鼠模型：研究原位注射结直肠癌细胞转移潜能的平台

通过腺病毒-Cre激活乳腺导管系统中的潜伏突变，可导致具有临床相关性的转移性乳腺癌。引入YFP启动子可实现对远端转移性肿瘤细胞的追踪。该模型可用于研究潜伏性转移、抗肿瘤免疫反应，以及设计治疗乳腺癌的新型免疫疗法。...

通过腺病毒-Cre靶向导管上皮启动转移性乳腺癌：一种新型的乳腺癌转基因小鼠模型

癌症是一种复杂的疾病，其发展受到肿瘤周围组织以及局部促炎和抗炎介质的影响。因此，与皮下注射模型相比，原位注射模型可能更适用于研究癌症进展，以更好地模拟人类疾病的病理过程。...

将乳腺癌细胞正位注射至小鼠乳腺脂肪垫以研究肿瘤生长

癌症的转移扩散是导致癌症相关死亡的主要原因。本文详细介绍了我们用于建立“类患者”原位同系小鼠模型系统的生存手术方法，该系统可用于研究实体器官肿瘤转移的机制。...

一种模拟患者的同系小鼠原位肝细胞癌转移模型

通过门静脉注射将乳腺肿瘤细胞递送至小鼠肝脏的手术方法已建立。该模型可在完全免疫功能正常的宿主体内研究肝转移的晚期阶段，包括肿瘤细胞的外渗、定植、存活以及在肝脏内的转移性增殖。...

一种用于研究乳腺癌肝转移的门静脉注射模型

我们介绍了一种利用生物发光技术量化肿瘤负荷的小鼠原位乳腺癌模型和根治性乳房切除术模型，以模拟人类乳腺癌的进展过程。...

建立小鼠原位转移性乳腺癌模型及实施小鼠根治性乳房切除术

本文介绍一种简单、微创且易于操作的方法，将乳腺癌细胞植入小鼠乳腺脂肪垫中。该小鼠原位乳腺癌模型具有适当的乳腺脂肪垫微环境，可用于研究癌症的多个方面。...

将乳腺癌细胞原位注射至小鼠乳腺脂肪垫

本实验方案描述了通过胫骨内注射骨肉瘤细胞，建立携带原位骨肉瘤及肺转移病灶的小鼠模型。...

胫骨内骨肉瘤细胞注射法建立原位骨肉瘤及肺转移小鼠模型

该论文描述了一种方法，用于建立原位注射乳腺肿瘤后自发性肺转移模型，并对转移级联各阶段进行纵向生长监测，适用于干预转移过程的各个阶段。...

体内成像检测原位注射乳腺肿瘤细胞的自发性肺转移

学习原位小鼠乳腺癌模型技术，通过手术切除原发肿瘤延长小鼠寿命，利用荧光素酶成像监测肿瘤生长与自发性转移动态，为癌症转移机制研究提供可靠平台。

一种自发性乳腺癌转移的原位小鼠模型

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