本演示介绍了如何利用电学模型来理解生物膜的特性。我们还展示了在面向学生的实验课程中，从螯虾腹神经索记录动作电位的实验操作步骤。
本文内容
摘要
摘要
本演示展示了如何利用电学模型来表征生物膜。该实验还介绍了电生理学中使用的生物物理学术语。实验所用设备与活体标本实验中的设备相同。实验将探究离体神经索的某些特性：神经动作电位、神经元的募集以及神经索对环境因素的反应性。
方案
1. 引言
1.1）背景
掌握电路基础知识对于理解与构建生理学实验和理论的许多方面具有重要价值。本练习旨在使您熟悉电压源、电阻和电容等一些基本原理。这些入门概念为理解突触传递以及电信号沿神经纤维传播等现象提供了必要的背景知识。
需要注意的是：在由金属导线和电阻器组成的普通日常电路中，电流由带负电荷的电子传导。而在生物系统中，电流由离子传导，这些离子可能带有一个或多个正电荷或负电荷。按照惯例，电流的方向被定义为从正极流向负极（尽管电子实际上沿相反方向移动）。
电路的各个组成部分代表了生物组织的电学特性，在某些情况下也代表了用于研究这些组织的无生命物体（如电极）的电学特性。
在完成实验过程中，应记录结果和计算过程。
1.2）一般原则
描述直流电路基本特性的定律是欧姆定律
V = IR
其中 V 表示电压，单位为伏特 (V)
I 表示电流，单位为安培 (A)
R 表示电阻，单位为欧姆 (Ω)
该定律描述了用电极在神经细胞中观察到的电位变化。我们将首先演示欧姆定律及其在生物材料中的应用。
1.3）材料
| 项目 | 数量 |
| Breadboard | 1 |
| 电阻：330 K Ω | 1 |
| : 100 K Ω | 12 |
| : 33 K Ω | 6 |
| : 22 K Ω | 1 |
| : 10 K Ω | 6 |
| : 4.7 K Ω | 1 |
| : 2.2 K Ω | 1 |
| : 1.5 K Ω | 1 |
| : 1 K Ω | 1 |
| : 510 Ω | 1 |
| : 330 Ω | 1 |
| : 220 Ω | 1 |
| : 150 Ω | 1 |
| : 100 Ω | 1 |
| 电容：0.1 μF | 6 |
| : 10 μF | 6 |
| 导线 | 12 |
| PowerLab | 1 |
| PowerLab 输出导线 | 1 |
| PowerLab 输入导线 | 1 |
| 电压表（具备电流测量功能） | 1 |
电阻编码说明
| 颜色 | 数字 |
| 黑色 | 0 |
| 棕色 | 1 |
| 红色 | 2 |
| 橙色 | 3 |
| 黄色 | 4 |
| 绿色 | 5 |
| 蓝色 | 6 |
| 紫色 | 7 |
| 灰色 | 8 |
| 白色 | 9 |
| 银色 | 10% 容差 |
| 金色 | 5% 容差 |
1st 条带 - 1st 数字
2nd 条带 - 2nd 数字
3rd 条带 - 零值数量
4th 条带 - 容差
图 1：系统装置。计算机、面包板和带输出刺激器的电源实验设备。
PowerLab 系统（澳大利亚 AD Instruments 公司的 PowerLab 接口）将在本实验中作为电压源使用。将 PowerLab 的 USB 线连接至计算机，打开 PowerLab 电源，并从桌面启动 LabChart 程序。选择“新建文件”。此时将弹出一个包含多个记录通道的窗口。点击顶部的“设置”，然后选择“通道设置”。在窗口左下角，将通道数量减少至 1；在通道 1 上，将量程（Range）更改为 5 V。将刺激器电缆的两个迷你钩状导线连接到 PowerLab 的输出端口：红色连接线接正极输出端口，黑色连接线接负极输出端口。接下来，需要调整 PowerLab 的输出功率、频率和脉冲持续时间。为此，请选择“设置”，然后点击“刺激器面板”。实验的第一部分需要使用 1.5 V 的长脉冲，因此将振幅调节至 0.75 V；这将产生 1.5 V 的电压范围（PowerLab 将发出在 +0.75 V 和 -0.75 V 之间波动的电压）。设置频率为 0.5 Hz，脉冲持续时间为 1 s。
图 2：面包板电路示意图。侧面的彩色条带在同一颜色下均相互连接为一个整体。中间的两组水平列在每一半的同一行内相互连接，但不跨越中线，也不与侧边条带连接。中间的每一行与相邻行相互独立。
使用面包板时，其两侧各有两列用于输入和输出引线的插孔。正极通常连接到右侧的正极列，该列中的所有插孔都是相互连通的。负极输入则连接到面包板的另一侧，同样，该列中的所有插孔也是彼此连通的。在中间区域，位于这两组列之间的是多行独立的五孔单元组，每组五个插孔相互连通，但与其他行隔离。请参见图2。高亮区域显示了面包板中哪些部分是相互连接的。有关面包板使用的有用视频可在线访问：http://www.youtube.com/watch?v=oiqNaSPTI7w&feature=related
练习 1
使用欧姆定律计算流经以下电路的电流：
电流（Network 1）：________________A
练习 2
测量电阻两端的电压、电阻器的电阻值，以及流经上述电路（网络 1）的电流。
图 3：Wavetek Meterman 电压表。
使用一个 1500 Ω 电阻在面包板上重建网络 1；PowerLab 作为电压源（1.5 V）。使用电压表测量电压、电流和电阻。为了使电压表获得准确的数据，红色和黑色探针必须均与电路中的裸露导线接触。此外，旋钮应调节至适合具体实验装置量程的直流电压（DC voltage）档位。测量电压时，将电压表的两个探针分别接触电阻两端。在测量电阻值（而非电压降）时，需断开电压源，然后再次将两个探针接触电阻两端。测量电流时，电压表必须以串联方式接入电路；请注意，红色和黑色探针必须根据电流流向正确连接。
电压（网络 1）：________________V
电阻（网络 1）：________________Ω
电流（网络 1）：________________A
现在使用 Power Lab 测量网络 2 上的电压（与网络 1 相同，但在面包板上），方法与使用电压表时相同。断开电压表，将电压测量探头的导线连接好，红夹和黑夹分别对应正负极。接下来，使用光标单击屏幕右侧的“Channel 1”。单击后进入“input amplifier”设置界面，然后在弹出的窗口中点击“differential”按钮，并将量程设置为 5 V。单击“OK”以保存设置。
单击“开始”按钮（右下角）以开始采集数据。可在任意时刻停止，以测量电压偏转。要测量采集到的电压，请单击“停止”，然后使用“M”光标（左下角），通过将其拖动至基线位置进行对齐。接着使用自由光标移动到电压波形的峰值处，以测量其幅度。读取电压变化值（ΔV），并将数据记录在纸上。您可使用独立的电压表验证测量结果。
1.4）串联电路中的电阻与电导
分压器原理：串联电路中所有电阻上的总电压降等于电源电压。每个单独电阻上的电压取决于该电阻占总电阻的比例。因此：
一对电阻会按照其各自电阻值的比例对电压进行分配。
练习 3
计算网络3中每个电阻上的电压降。将1.5 V电源接入电路后，使用电压表和Power Lab软件测量实际电压，以验证计算结果。
网络 3。使用上方所示的两个电阻。
| 计算值： | 测量值： |
| 电压（跨过 R1）：_______V | 电压（跨过 R1）： ________________V |
| 电压（跨过 R2）：_______V | 电压（跨过 R2）： ________________V |
1.5）生物学应用示例：
活神经细胞内部与外部溶液之间不同的电学特性是分压器的一个实例。这种生物电路可以通过外部电极记录进行研究。神经细胞中离子进入的活跃区域充当电压源；电流从该区域沿细胞内部流动，并通过外部溶液返回。因此，在膜上电位不同的两点之间存在电流流动，且纤维内部与外部的电流必然相同；由于内部电阻大于外部电阻，最大的电压降发生在此处。
考虑该系统及其等效电路（图4：A和B）：
等效电路：
图4：A（顶部）。生物细胞膜上的电流电学流动示意图。B（底部）。等效电学电路。电压源（120 mV）为神经细胞动作电位产生的跨膜电压。
注意：由于电源位置的关系，R0 和 Ri 实际上是串联（而非并联）。该电路的另一种等效图示如下：
图5： 图4A的另一种等效电学电路。
练习 4。
已知：
Vm，膜电位 = 120 mV
Ri，内液电阻 = 106 Ω
R0，外液电阻 = 104 Ω
计算电极 A 和 B 之间的电位 V0。
V0：________________V
练习 5。
使用网络 4（见下文），测量每个电阻（R0 和 Ri）两端的电势差。
网络 4：将 4.7 K Ω 和 10 K Ω 的电阻与 1.5 V 电源串联：
使用电压表测量电压。
电压（R0 两端）： ________________V
电压（Ri 两端）： ________________V
网络 5： 与网络 4 相同，但 R0 = 1 K Ω
需注意，在网络 5 中，外部电阻显著降低（类似于存在大量液体或非活性组织导致电极间分流），因此在空气中或绝缘油下记录神经信号至关重要，以提高外部电阻。
电压（跨过 R0）：________________V
电压（跨过 Ri）：________________V
1.6）串联与并联中的电阻与电导
生物学应用示例：
串联和并联电阻的一个典型实例是化学突触的电学构型。由于突触间隙的分流效应，大多数突触无法实现电传递。但需要注意的是，这种分流可能对于在突触前膜上形成较大的电位并引发神经递质释放是必要的。
图 6：突触中电化学流动的模型。
需要注意的是，在活体组织中，细胞膜和受限的细胞外空间会形成显著的电阻力。而相对较大的液体空间，例如细胞质或灌流溶液，则不会形成显著的电阻。
练习 6。
网络 6（见上文及电路板）模拟了一个化学传递性突触。在电传递性突触中，突触间隙（分流电阻 Rs）被消除，电流直接从突触前细胞经 Rm1 和 Rm2 流向突触后细胞，再通过 Rm3。通过使用不同阻值的电阻，可轻松测量该网络的衰减程度，从而说明不同类型突触的变化。将你的 PowerLab 连接至 1.5 V（即 0.75 伏特设置）。
- 使用万用表测量所提供电路网络中每个电阻两端的电位差（PD）。记录各电阻的阻值。特别记录 Rm3（突触后细胞膜）上的电位差。电压：________________V
- 将 Rs 处的 330 Ω 电阻替换为 330K Ω 电阻。测量 Rm3 处的电位差。
- 现在保持 Rs 为 330K Ω，将 Rm2 处的 330K Ω 电阻替换为 33K Ω 电阻。测量 Rm3 两端的电位差。电压：________________V
- 现在保持 Rs 为 330K Ω 且 Rm2 为 33K Ω，将 Rm1 处的 22K Ω 电阻替换为 220 Ω 电阻。测量 Rm3 两端的电位差。电压：________________V
练习 7
在考虑神经或肌肉纤维的电缆特性时，会出现一种典型的串并联电阻网络实例。纤维的“长度常数”是指膜电位（PD）下降至其原始值的 37% 时所对应的距离。这种衰减是由于膜两侧液体的内阻和外阻被（相对较高的）横向膜电阻分流所致。电阻的大小限制了信号在神经细胞轴突上的传递。长度常数相当于指数衰减过程中的 1/e。其微分方程为 dE/dT = -E/RC，其中 E 为电压差，R 为电阻，C 为电容。另一种表达形式为 E = Eoexp(-t/RC)，其中 Eo 为初始电压，t 为时间（单位为秒）。RC 也称为 tau（τ），即时间常数。
假设细胞外液体的电阻与细胞内和膜电阻相比可忽略不计，则膜的被动电阻特性可用以下电路表示：
图7：将网络7转换为面包板实验装置。
在电路7的A端和B端之间施加电压。使用刺激器，选择持续时间为1秒、幅度为1 V（设置为0.5 V）、频率为0.75 Hz的脉冲。依次将电压表连接至每个“膜”电阻两端，记录该电阻上的电势差。将电压表探针的一端固定在（A端，红色）位置，另一端依次移动至1-5号位置。将每个测量值绘制在电势差随“距离”变化的图上，膜电阻之间的距离为单位距离。根据所绘图形确定该电路的长度常数。
电路7长度常数图：______________
横向膜电阻增加（如发生于髓鞘）或纤维直径增大导致的纵向内阻降低，均会改变长度常数。模型中电阻的数值并非神经轴突中的实际值，但大致成比例。同样，模型上的“单位距离”也远大于真实神经细胞的尺度。
1.7）电容
电容器能够储存电荷。当通过一个电阻向电容器施加电压时，电流会流入电容器，电容器两端的电势差（PD）随时间呈指数上升，趋近于电源的电势差；该电压变化的过程取决于所施加的电压、电容值以及串联电阻的大小。当电容器放电时，可观察到类似但相反的时间过程。
将此简单的电阻-电容（RC）网络的输入端A和B连接至刺激器。使用1 V（设置为0.5 V）的脉冲，持续时间为1 s，频率为0.75 Hz。同时需将采样速率设置为20 K/秒（面板右侧）。将PowerLab的输入夹连接到电容器两端。采集数秒信号后停止。使用缩放窗口放大其中一个方波脉冲的上升时间。可能需要多次放大，以充分展开波形轨迹。从基线开始测量电压波形上升至顶部并趋于平稳时的上升时间。观察电势变化的时间过程以及方波脉冲的失真情况。观察将10 μF电容器更换为0.1 μF电容器后的影响。通过将PowerLab电压探头连接到电阻两端，可观察电路中电流流动的时间过程。仅采集少数几个脉冲后即停止，以便进行测量。使用“M”游标移动到上升前的基线位置，使用自由游标定位到电压开始趋于平稳的位置。
最后一个示例包含电阻和电容两种组分。神经和肌肉纤维的被动电缆特性由类似的元件决定，这些元件源于细胞膜的特性。细胞不仅具有横向的膜电阻，还由于细胞膜的电学特性而具有膜电容。这种特性的影响在于改变电紧张扩布电位的发展时程。
示例：
该网络可通过将所需的电容器与膜电阻（Rm）并联连接至网络 7 而构建。
练习 8。
将 10 μF 电容器连接至网络 7。使用刺激器输出的 1 s、1 V（0.5 V 设置）和 0.75 Hz 脉冲（刺激器应连接在 A 和 B 点），观察每个膜电阻上的电位变化。假设“阈值”电压（即神经细胞中产生动作电位的电压）为 0.2 V，测量每个膜电阻处电位达到阈值所需的时间。此处的阈值是指活细胞中能够产生动作电位的电位值。以时间为纵坐标，以“距离”为横坐标，绘制实验结果图。
图8：网络9在面包板上的搭建示意图。
图 8 的曲线图。
通过将电容替换为较小的0.1μF电容器，模拟髓鞘增厚导致膜电容降低的效果。注意观察在选定电阻下达到阈值所需时间的变化。将使用较大电容器时的数据与当前数据绘制在同一张图上进行叠加比较。
就肌膜而言，由于横小管增加了膜的表面积，导致其电容较神经元更大。可通过使用较小的电容器来说明在无髓神经轴突上添加髓鞘后电容降低的现象。此处需要理解的关键点是：电容与表面积成正比，而与分隔电容器“极板”或储能表面的电介质层（髓鞘）厚度成反比。
在模型电路中呈现的特性可在活体标本中观察到。然而，细胞在膜漏电和轴向电阻等特性上存在差异。某些细胞不产生动作电位。但是，当需要将信号传递数毫米时，细胞会产生动作电位，因为细胞的被动电学特性会使信号在数毫米范围内衰减。在接下来的一系列实验中，将演示动作电位的记录方法。
1.8）向学生提出的问题
- 神经元和肌细胞的长度常数正常值通常是多少？
- 如果细胞膜的膜电阻较低，时间常数（达到最终值63%所需的时间）会发生变化吗？如果会，当膜电阻降低时，时间常数将如何变化？时间常数（tau）的通用数学公式是什么？
- 为什么在同一鱿鱼标本中，较大的轴突（例如鱿鱼巨大轴突）比小的轴突传导电信号更快？
2. 神经细胞的传导特性
2.1）从电路板到活细胞
在电路板实验中展示的被动特性也可在活细胞中测量；然而，当神经细胞伴随动作电位时，这些被动特性的分离和分析会变得复杂。神经元的主动特性是指其维持静息膜电位、产生动作电位以及在膜上沿一定长度再生动作电位的能力。
神经索中的电流传导在单个神经元内部以及神经元之间也可以是再生性的。在小龙虾腹神经索（VNC）中，一些神经元通过隔膜型（即缝隙）连接进行通讯。正如之前在面包板实验中所展示的，改变电阻会阻碍电信号的传导。这类似于改变通过腹神经索内缝隙连接的电流流动。
在接下来的一系列实验中，将检测腹神经索（VNC）中复合动作电位的传导速度及其他特性。我们将演示如何获取用于实验的腹神经索，以及如何使用专为学生实验室教学设计的标准设备来引出并测量其反应。
2.2）小龙虾标本制备
螯虾的腹神经索最适合本实验。该神经易于解剖，且可采用多种影响传导的实验方案进行操作。在开始本实验之前，请先熟悉以下螯虾解剖学术语：
图9. 螯虾一般解剖结构示意图。
修改自：http://www.enchantedlearning.com
2.3）神经传导的基础知识
螯虾腹神经索在传递引发逃避反应（如尾扇翻转反应）的信号中起重要作用。本实验将对完整的腹神经索进行记录。神经索内各个神经元产生的单个电位叠加形成复合动作电位，该电位由记录软件显示为可测量的电脉冲。Erlanger、Gasser 和 Bishop（1924）是描述复合动作电位特征的先驱之一。本实验展示了不应期、传导速度以及缝隙连接抑制剂 1-庚醇 或 温度对神经活动的影响。掌握神经细胞信号的基本原理有助于更深入理解神经系统的一般功能（Bennett, 等，1991；Furshpan 等，1959；Watanabe 和 Grundfest，1961）。
2.4）材料
| 项目 | 数量 |
| 大型小龙虾（Procambarus clarkii） | 1 |
| 精密解剖剪 | 1 |
| 镊子 | 1 |
| MLT016/X 神经记录室 | 1 |
| 安装 Scope 软件的笔记本电脑 | 1 |
| PowerLab | 1 |
| PowerLab 放大器 | 1 |
| PowerLab 刺激输出电缆 | 1 |
| USB PowerLab/计算机连接线 | 1 |
| 带吸电极的操纵器支架 | 1 |
| 带橡胶球的玻璃移液管 | 1 |
| 烧杯盛装的小龙虾生理盐水 | 1 |
2.5）方法
2.5.1）解剖
在解剖小龙虾之前，确保准备好神经皿、各种器械和溶液。
- 用湿润的纸巾包裹小龙虾，或用手握住小龙虾，将螯足（螯肢）置于拇指和食指之间。
- 用另一只手使用剪刀在眼窝之间的额剑处做一剪切切口。
- 从切口处向下剪切，直至完全切断头部。
- 在腹部上方的头胸部基部做一切口；移除尾部。（如有需要，可先移除螯足和步足以方便操作。）
- 移除游泳足。
- 沿腹部腹侧两侧做切口，注意不要损伤深层组织。
- 将已切开的外骨骼部分向尾扇基部剥离，以暴露腹神经索。
- 使用镊子边缘，小心地从尖端处取出腹神经索，注意不要拉伸或压碎神经索。（在神经索上观察到的任何结节均为小龙虾的神经节。）
- 将神经索横跨放置在神经记录室的金属横杆上。必须保持腹神经索湿润。为此，向神经记录室中加入足够的小龙虾生理盐水，使液面达到与金属横杆齐平的高度；随后用移液器吸出部分生理盐水，使液面刚好接触横杆底部。
小龙虾生理盐水（mM：205 NaCl；5.3 KCl；13.5 CaCl2.2H2O；2.45 MgCl2.6H2O；5 HEPES，调至 pH 7.4） - 神经放置到位后，将刺激器电缆的两个微型钩状导线连接至神经记录室。将红色正极导线连接至神经索末端附近的其中一个外部金属环；将黑色负极导线连接至仍与神经索接触的最近相邻金属环。
- 将吸电极在操纵器中定位至神经的另一端附近。
- 小心地将腹神经索的尖端吸入记录电极中。
2.5.2）记录
一旦将神经索尖端吸入记录电极中，需确保电极已连接至探头，并且探头充分接地。可通过将接地线简单地连接到法拉第笼来实现接地。正负吸电极导线也应连接至探头上的相应位置。探头应连接至差分放大器，而差分放大器再连接至PowerLab。
将吸电极的导线连接到前置放大器上。导线连接方式为：红色（正极）接左上方，绿色（接地）接中间，黑色（负极）接下方。图10中下方的前置放大器示意图标明了此连接方式。接地导线可直接置于生理盐水中。因此，将吸电极的一根导线接至+输入端，另一根接至-输入端即可。吸电极的两根导线分别接至+或-输入端并无区别。
图10：前置放大器的输入端
放大器的设置如下：
| 控制 | 设置 |
| 高通 | DC |
| 陷波滤波器 | 关闭 |
| 低通 | 20kHz |
| 电容补偿 | 逆时针 |
| 直流偏移微调和粗调旋钮 | 逆时针 |
| 直流偏移（+关闭） | 关闭 |
| 增益旋钮 | 50 |
| 输入（差分 单端 接地） | 差分 |
| 模式（刺激-门控-记录） | 门控 |
| Ω测试 | 关闭 |
将提供的 USB 线缆连接到 PowerLab 背面和计算机的接口上。打开计算机桌面上的 Scope 软件。在屏幕右上方，选择“Channel 2”并将其关闭。通过将屏幕中间的滑动条移至底部，调整显示界面，仅保留 Channel 1。接下来，点击屏幕右上方 Channel 1 的“Input Amplifier”设置项，并选择以下参数：
| 控制 | 设置 |
| 量程 | 500 mV |
| 交流 | 已勾选 |
| 低通 | 关闭 |
| 单端 | 已勾选 |
| 反相 | 已勾选 |
接下来，再次在“设置”下点击“采样”。在屏幕上出现的标有“扫描”的框中，选择以下选项：
| 控制 | 设置 |
| 模式 | 多次扫描 |
| 样品 | 100 次扫描 |
| 源 | 用户 |
| 延迟 | 0 秒 |
最后，在“设置”选项卡中，选择“刺激器”。单击复选框以关闭“独立刺激”。选择以下设置：
| 控制 | 设置 |
| 模式 | 多脉冲 |
| 延迟 | 5 ms |
| 持续时间 | 1 ms |
| 脉冲数 | 2 |
| 间隔 | 15 ms |
| 范围 | 5 V |
| 幅度 | 0.5 |
参见右侧面板中的“时间基准”。将“采样”更改为 1024，将“时间”更改为 200 毫秒。
图 11：使用 Scope 软件记录的两次刺激间隔为 15 毫秒的双相复合动作电位。
练习 1。
点击屏幕左下角的“Start”按钮。根据上述设置，应在示波器数据采集框中出现一个清晰定义的复合动作电位（图11）。请在下方的图表中勾画出该动作电位的大致形状（图12）：
图12：用于勾画复合动作电位形状的空白图表。
缓慢降低屏幕左上角的电压调节按钮。动作电位的幅度应逐渐减小，直至其特征性的波形也随之消失。降低电压会减少被募集以产生复合动作电位的神经元数量。在较低电压下，较粗的轴突更易被募集，这些轴突传导速度较快，因此在复合动作电位中通常首先出现。逐步增加电压可观察到相反的效果；随着更多神经元被募集，复合动作电位的波形逐渐增大。该实验说明，单个神经元产生动作电位的阈值各不相同。当刺激电压继续增加而复合动作电位不再增大时，表明所有神经元均已被募集；此时在计算机屏幕上应可见动作电位波形中出现两个明显的峰值。
练习 2。
在观察神经元募集及其产生的复合动作电位后，进一步观察不应期的作用。可通过给予两个时间上接近的刺激并改变刺激间间隔，然后观察第二个刺激所引发的复合动作电位在何种刺激间间隔下其幅度较第一个复合动作电位减小。通过屏幕左上角的选项卡调节脉冲之间的延迟时间。持续缩短延迟时间，直至第二个复合动作电位无法被引发。此时脉冲之间无法再引发第二个动作电位的时间即为绝对不应期。从绝对不应期结束到第二个刺激能够引发完整幅度动作电位之间的时间称为相对不应期。请在下方空格中分别估算绝对不应期和相对不应期的数值。
绝对不应期：___________________
相对不应期：___________________
2.5.3）测量传导速度
使用毫米刻度尺测量靠近记录电极的刺激电极导线与记录电极之间的距离。从记录的波形中测量复合电位中各事件峰值出现的时间，以便计算不同电信号的传导速度。将毫米距离换算为米，毫秒时间换算为秒，以米/秒为单位表示传导速度。
1st 波形传导速度：__________________
2nd 波形传导速度：__________________
3rd 波形传导速度：__________________
4th 波形传导速度：__________________
2.5.4）调控缝隙连接和/或传导速度
接下来，研究一种神经元抑制剂的特性。庚醇的去耦联效应最初由 Johnston 在小龙虾的隔膜轴突（即缝隙连接）中描述 等 (1980)。这种与电通讯相关的作用很快在多种脊椎动物和无脊椎动物系统中得到证实（Bernardini 等，1984；Meda 等，1986）。为了理解电突触通信在此腹神经索中的作用，可使用含1 mM 1-庚醇的生理盐水来解偶联缝隙连接。用玻璃移液管将1-庚醇溶液冲洗整个神经索。观察Scope记录软件中记录到的变化，并进行总结（注意波形的变化，以及波形传导速度是否改变）。或者，也可用冰冻冷生理盐水替换浴槽中的生理盐水，监测波形或波形传导速度的任何变化。
讨论
本在线视频演示和本文的目的是证明，细胞的生物物理特性在一定程度上可以用电路模型来描述。此外，利用相对容易获取的活体神经组织，本科生实验课程仅需适度的设备投入，即可开展关于传导速度、不应期以及电生理记录技术等基本原理的实验。文中介绍的主题和基本实验范式可根据不同课程的需求进行适当调整。
小龙虾易于饲养且数量丰富，是适合学生自主实验的理想模型。甲壳动物的腹神经索通常较为强健，在简单的生理盐水中可长时间保持生理完整性，足以满足3小时的学生实验课程需求。
鉴于小龙虾腹神经索（VNC）中的一些大轴突通过缝隙连接相互连接，因此可以进一步开展实验以研究它们的作用，并可展示与标准蛙坐骨神经制备物不同的特性。坐骨神经是研究复合动作电位和传导特性的经典模型。让学生比较这两种制备物在传导特性、轴突募集以及不应期方面的差异，甚至可能成为一个有趣的对比实验。
致谢
这些实验改编自一份实验室手册，该手册由多伦多大学动物学系H.L. Atwood博士组织的课程中使用。这些练习也参考并修改自为“6”编制的手册th “国际脑研究组织基础神经科学强化研讨会”于1993年在韩国首尔韩国大学举办（Cooper 等，1993年）。当前的修改旨在使用目前各大学本科生自主实验课程中常见的设备。本研究由肯塔基大学生物学系、本科教育办公室及文理学院资助 & 科学
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
<强>电路板 | |||
| |||
<强>生理学实验 | |||
|
参考文献
- Bennett, M. V. L., Barrio, L. C., Bargiello, T. A., Spray, D. C., Hertzberg, E., Sdez, J. C. Gap junctions: new tools, new answers, new questions. Neuron. 6, 305-320 (1991).
- Bernardini, G., Peracchia, C., Peracchia, L. L. Reversible effects of heptanol on gap junction structure and cell-to-cell electrical coupling. European Journal of Cell Biology. 34 (2), 307-312 (1984).
- A report on the, "SIXTH INTENSIVE IBRO WORKSHOP ON BASIC NEUROSCIENCE". Cooper, R. L., Chang, J. J., Ito, M. July 1993, Seoul, South Korea, , Society for Neuroscience. 116-116 (1985).
- Cragg, B. G., Thomas, P. K. The relationship between conduction velocity and the diameter and internodal length of peripheral nerve fibers. Journal of Physiology. 136, 606-614 (1957).
- Erlanger, J. G. asser, S, H., Bishop, G. H. The compound nature of the action current of nerves as disclosed by the cathode ray oscillograph. American Journal of Physiology. 70, 624-666 (1924).
- Furshpan, E. J., Potter, D. D. Transmission at the giant motor synapses of the crayfish. Journal of Physiology. 145 (2), 289-325 (1959).
- Johnston, M. F., Simon, S. A., Ramrn, F. Interaction of anesthetics with electrical synapses. Nature (Lond). 286, 498-500 (1980).
- Loewenstein, W. R. Permeability of membrane junctions. Annual NY Academy of Sciences. 137, 441-472 (1966).
- Meda, P., Bruzzone, R., Knodel, S., Orci, L. Blockage of cell-to-cell communication within pancreatic acini is associated with increased basal release of amylase. Journal of Cell Biology. 103 (2), 475-483 (1986).
- Peracchia, C. Increase in gap junction resistance with acidification in crayfish septate axons is closely related to changes in intracellular calcium but not hydrogen ion concentration. Journal of Membrane Biology. 113 (1), 75-92 (1990).
- Peracchia, C., Dulhunty, A. F. Low resistance junctions in crayfish: structural changes with functional uncoupling. Journal of Cell Biology. 70, 419-439 (1976).
- Peracchia, C., Bernardini, G., Peracchia, L. L. Is calmodulin involved in the regulation of gap junction permeability. Pfügers Arch. 399, 152-154 (1983).
- Peracchia, C., Lazrak, A., Peracchia, L. L. Molecular models of channel interaction and gating in gap junctions. Handbook of Membrane Channels. Molecular and Cellular Physiology. Peracchia, C. , Academic Press. San Diego. 361-377 (1994).
- Spray, D. C., Harris, A. L., Bennett, M. V. L. Gap junctional conductance is a simple and sensitive function of intracellular pH. Sciences NY. 211, 712-715 (1981).
- Spray, D. C., Harris, L. L., Bennett, M. V. L. Comparison of pH and Ca dependence of gap junctional conductance. Intracellular pH: Its Measurement, Regulation, and Utilization in Cellular Functions. Nuccitelli, R., Deamer, D. , Alan R. Liss. New York. 445-461 (1982).
- Spray, D. C., White, R., De Carvalho, C., Harris, A. L., Bennett, M. L. V. Gating of gap junction channels. Journal of Biophysics. 45, 219-230 (1984).
- Watanabe, A., Grundfest, H. Impulse propagation at the septal and commissural junctions of crayfish lateral giant axons. Journal of General Physiology. 45, 267-308 (1961).
- Wiersma, C. A. G., Hughes, G. M. On the functional anatomy of neuronal units in the abdominal cord of the crayfish, Procambarus clarkii. Journal of Comparative Neurology. 116, 209-228 (1961).
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