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用于诊断与治疗监测的纳米材料注册生物成像

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DOI：

10.3791/2459

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2010年12月9日

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1Department of Radiology, University of Nebraska Medical Center, 2Department of Pharmacology and Experimental Neuroscience, University of Nebraska Medical Center

本文内容

摘要

用于评估纳米颗粒在细胞内生物分布的生物成像方法，适用于纳米制剂化合物的治疗和诊断监测。通过组织学共定位分析，本文所述方法具有高灵敏度和特异性。这些方法为从啮齿类动物到人类的应用提供了转化路径。

摘要

纳米药物可由血液中的单核-巨噬细胞携带进入网状内皮系统（RES；包括脾脏、肝脏、淋巴结）以及终末器官。后者包括肺、网状内皮系统和脑，在人类免疫缺陷病毒1型（HIV-1）感染期间具有活性。巨噬细胞进入组织的现象在HIV-1活跃复制区域和炎症部位尤为显著。为了评估巨噬细胞作为纳米载体的潜力，研究人员将表面活性剂包被的超顺磁性氧化铁和/或载药颗粒经肠外途径注射至HIV-1脑炎小鼠体内，以定量评估颗粒和药物在体内的生物分布。磁共振成像（MRI）检测结果通过组织学共定位和增强图像处理进行验证。通过MRI评估以脑组织病理学改变为代表的终末器官疾病。纳米制剂向局灶性脑炎区域显著迁移的实验证明了利用先进生物成像技术监测巨噬细胞迁移的“概念验证”。重要的是，脑组织的组织病理学异常与生物成像参数相关，这使得MRI在疾病状态下细胞分布研究中具有广泛的适用性。我们认为，采用此类方法可实时反映疾病负荷及治疗效果，并具备向人类临床转化的潜力。

方案

1. 引言

将药物和治疗性大分子（多肽、蛋白质和核酸）选择性递送至疾病活动部位及持续性微生物感染的细胞和组织位点，将提高疾病治疗过程中的药物疗效1-3。其中一类特定的细胞靶点是巨噬细胞，该细胞具有高度迁移性和免疫活性，同时也是人类免疫缺陷病毒（HIV）持续感染的主要靶细胞4。重要的是，巨噬细胞介导的炎症反应还参与多种疾病的发生发展，包括退行性、炎症性、感染性和肿瘤性疾病；同时，该细胞向病变部位的迁移也推动了组织损伤的进展5-9。值得注意的是，利用血液来源的巨噬细胞作为药物、大分子和信号分子的载体，近年来因其转化潜力而受到广泛关注。然而，实现此类治疗潜力的一个主要障碍是血脑屏障（BBB）以及其他组织屏障，这些屏障对多种大分子和蛋白质具有不通透性。尽管如此，这些屏障仍允许细胞通过。总体而言，人们预计在疾病自然进程中，外周巨噬细胞可绕过屏障，将配制的药物、标记物和多肽运送至感染或炎症部位。然而，此类技术目前仍处于研发阶段。通过我们的研究工作，有望推动细胞介导递送技术在诊断和治疗中的应用，相关应用已得到人类疾病实验室模型和动物模型的支持10-12。

2. 纳米材料制备

用于药物递送和生物分布研究的纳米材料制备是本期另一篇并列稿件的主题（并列稿件参考文献）。所有晶体纳米颗粒的制备操作均在层流罩中进行。所有操作表面在使用前均需用70%酒精消毒，包括工作台面、手套外表面以及任何溅洒物；一旦发生污染，立即用70%酒精溶液浸湿的擦拭纸覆盖处理。手套使用后即丢弃，且不得穿戴进入其他任何实验室区域。辅料、药物、无菌水及制备载药颗粒所需的任何/全部试剂仅在需要时方可带入工作区。仅使用无菌包装的移液器，使用后丢弃至生物危害废物容器中。湿法制粒装置在使用前后均需用酒精消毒。工作区域在操作开始前和结束后均须立即用70%酒精清洁。根据美国食品药品监督管理局（FDA）指南，对纳米颗粒溶液进行热原检测，以评估用于动物的药物颗粒溶液中是否存在细菌内毒素。简言之，

  1. 候选纳米制剂 体内 通过在适当的表面活性剂包被前，将药物核心或液滴替换为相同尺寸的超顺磁性氧化铁（SPIO）颗粒或研磨后的碎片，可实现相同用途的复制。
  2. 随后通过测定尺寸、电荷、形状及细胞毒性，以确定SPIO模型系统是否具有与候选纳米制剂药物相同的性质。
  3. 最后，通过将候选的SPIO模型纳米制剂与细胞共孵育来进行细胞载药实验，以利用悬浮于琼脂糖凝胶中的标记细胞所构成的模体来测定细胞内的弛豫率。模体需设三个重复，并按一系列浓度梯度制备，以定量细胞摄取SPIO所引起的弛豫率变化。该方法可提供灵敏度指标，并判断纳米制剂是否可能影响SPIO的氧化状态，从而影响其在磁共振成像（MRI）扫描中的显影能力。

3. 方法与操作：动物准备

  1. 注射/导管。根据实验关注的时间点，可能需要使用导管在磁共振成像（MRI）过程中对动物进行注射。导管应采用非磁性针头和最小内径的延长管制备，以尽量减少注射管路中的死腔体积。导管应预先充满待注射的纳米材料溶液或生理盐水，具体选择取决于死腔体积以及可接受的总注射体积。若条件允许，注射后可使用生理盐水冲洗管路。若无需关注极早期时间点，可在扫描前先进行一次预扫描，随后将动物移出磁体，在预定时间点完成注射，再进行后续的生物分布成像评估。通常通过尾静脉插入导管以实现静脉注射（I.V.）。
  2. 麻醉与监测。扫描前，将动物置于麻醉诱导舱内。麻醉舱预先充满含1.5%异氟烷、70%一氧化二氮和30%氧气的混合气体，以加快动物麻醉诱导速度，并确保动物在离开麻醉舱后不会苏醒。待动物完全麻醉后，将其从麻醉舱中取出，并安置于立体定位固定装置中。该装置可在设置和扫描期间持续供给异氟烷，同时监测动物的呼吸频率和体温。
  3. 动物固定装置与调整注意事项：准备过程中需使用眼部润滑剂，以预防角膜溃疡。动物应用纱布轻轻包裹，并用胶带固定，以减少扫描期间的热量散失，并为呼吸监测器提供稳定的压力接触。动物固定装置配备可调节的门齿杆，可实现头部的垂直和水平对齐。这一点在高场强MRI中尤为重要，因为头部在尾-头方向上的角度偏移会因磁化率差异而导致磁场不均匀性加剧。磁场不均匀性会严重影响高质量T2* MRI、1H磁共振波谱分析（1H MRS）以及磁共振扩散张量成像（DTI）。除需精确调整头部在尾-头方向的角度外，还应尽可能避免头部的旋转。允许动物固定装置在磁体中进行旋转调节，可补偿不同动物之间可能出现的微小旋转偏差。此外，在将动物置入MRI系统前，仔细放置头部并注意其角度，可进一步减小此类偏差。
  4. 校准与匀场：将动物安置于固定装置中，并将表面线圈正确放置于头部后，通过实时一维读出信号在尾-头方向上确定动物的初始位置。信号仅限于接收线圈所在区域，从而减少对观测波形解释的需求。确定初始位置后，采集三平面定位像，以精确确定动物在扫描仪中的位置，并实现向所需扫描区域的精确定位。随后进行磁场均匀性调节，即“匀场”。该过程通过测绘磁场分布，并基于系统内一系列用于调节磁场均匀性的电磁线圈（即“匀场线圈”）的实测响应，计算出精确的空间校正参数来实现。匀场采用Hetherington博士开发的多梯度回波序列及测绘软件完成13。匀场区域的均匀性需与各成像方法所检测的具体区域相匹配。匀场完成后，即可对动物进行目标扫描的图像采集。

4. 数据采集

  1. 高分辨率 T2* 加权 MRI。通过检测高分辨率 3D T2* 加权 MRI 中信号丢失的区域，可确定含超小超顺磁性氧化铁（SPIO）纳米颗粒的生物分布。脑部区域根据定位扫描确定，并在定位扫描或额外扫描上进行划定。随后获取分辨率为 150 微米各向同性的 T2* 加权 MRI 图像。使用 25 mm 鸟笼式体积线圈对小鼠头部进行高分辨率 3D 梯度回波 MRI 扫描，采集参数为：回波时间 = 5 ms，重复时间 = 50 ms，30% 回波，翻转角 = 35 度，平均次数 = 2，视野 = 20 × 20 × 20 mm，矩阵尺寸 = 128 × 128 × 128（体素大小 = 150 × 150 × 150 μm3），总采集时间为 30 分钟。
  2. 弥散张量成像（DTI）：弥散张量图像是对组织细胞内水分子弥散方向和大小的定量测量。因此，信号相位极易受运动影响，因为扫描对微观水分子运动具有敏感性或“加权”效应。因此，需采用单次激发采集以防止多次采集间相位偏移导致信号模糊；同时需要呼吸门控以避免信号采集期间发生宏观运动。因此，采用呼吸门控的自旋回波弥散加权平面回波成像（EPI）MRI 序列。再次强调，对扫描区域进行匀场非常重要，因为在信号演化过程中出现的失谐效应会导致信号频率错位，从而引起图像平面内的位置错配。EPI 采集参数包括：14 层切片，带宽 200 KHz，平面内采集矩阵为 96 × 96，零填充至 256 × 256，层厚 0.5 mm。弥散编码采用平衡、旋转不变且极性交替的二十面体方案（12 个方向）14,15。该编码方案设计用于减少背景弥散梯度耦合效应16。弥散加权 b 值 = 800 s/mm-2，δ = 4 ms，Δ = 15 ms，Gdmax = 40 G/cm，上升时间 200 μs，b = 0 时采集 7 次平均，每个 b = 800 编码方向采集 3 次平均，总采集时间为 20–40 分钟，具体取决于呼吸频率。
  3. 局部 1H 磁共振波谱分析（1H MRS）：1H MRS 可从同一成像会话中获取的图像上预设的脑区获得。在图像上确定解剖位置，以划定用于采集谱图的兴趣区域。一旦确定该区域，需在与采集体积匹配的区域进行匀场，并通过局部水谱进行验证。随后优化水抑制脉冲的功率，测量水频率以确保水信号处于共振状态，并采集一段短测试谱图以进行质量控制。若谱图质量不足，则检查系统设置，包括射频（RF）功率和匀场参数。最后，若质量仍不理想，则重新运行一次三平面定位扫描，以确认动物未从初始扫描位置移动。根据我们的经验，这种方法可为波谱采集提供高度的可重复性和准确性。最终，谱图以短时段分段采集，并在每次采集之间重置系统频率，以消除磁场漂移的影响，确保最终扫描的可重复性和质量。在采集结束时，使用预设前置放大器增益下的单脉冲水谱作为定量信号幅度参考。
  4. 组织学与切块表面成像：在实验时间序列的最后一次 MRI 扫描后，对小鼠进行灌流，取出脑组织并包埋于 OCT 包埋剂中，该包埋剂通过加入一滴印度墨水染黑。将组织块置于冷冻切片机中进行切片和组织学分析。使用安装在冷冻切片机前方的数码相机（佳能 EOS Digital Rebel 300D 搭配佳能 Ultrasonic EFS 60mm f/2.8 Macro USM 镜头），并通过定制支架和遥控开关触发，采集切块表面图像。在整个脑体积中，每隔 50 微米采集一次数字图像。对切片编号，以便在组织学处理和染色后进行体积内的配准。利用切块轮廓对单个切块表面图像进行对齐，以校正冷冻切片机头部位置的微小抖动。随后在 Analyze 软件包（AnalyzeDirect, Lexena, KS）中使用基于种子点的区域生长算法自动分割脑体积。

5. 数据分析

  1. 使用 MRI 检测 SPIO：SPIO 会导致 T2* 加权 MRI 中的信号丢失；因此，MRI 信号空洞是检测组织中 SPIO 存在的敏感但非特异性的标志。该敏感性取决于 MRI 扫描的空间分辨率和 SPIO 颗粒的大小，在各向同性分辨率为 100 微米时可检测到单个微米级颗粒。在本研究中，采用各向同性分辨率为 150 微米，并使用粒径为 200 纳米的 SPIO 颗粒。为了在脑组织中同时实现对 SPIO 存在的敏感性和特异性，小鼠在注射 SPIO 标记细胞前即进行 MRI 扫描，以便通过减影图像在后续时间点正确定位脑内细胞。三维 MRI 扫描图像采用本实验室先前建立的约束水平集方法进行子图像分割17。对分割后的脑体积图像进行共配准、信号强度归一化处理，并进行体积减影，以识别脑体积内出现信号丢失（即 SPIO 存在）的区域，同时排除位于边缘的区域，以消除因亚像素配准误差导致的假阳性信号。
  2. 组织学与 MRI 的共配准：组织学与 MRI 之间的共配准通过使用块面图像作为共同参考实现。该方法将组织切片在制备和染色过程中发生的非对称性收缩这一主要校正难题简化为二维问题，如我们先前研究所述18,19。在此，MRI 与组织学对脑内含 SPIO 的巨噬细胞的检测显示出优异的空间相关性，其中 MRI 信号丢失对体积存在一定程度的高估，而组织学则表现出对少量细胞更高的检测敏感性12。这两种信号的精确共定位为评估组织学图像回贴至原始切片形态过程中的共配准与形变校正准确性提供了一种衡量标准。
  3. 弥散张量成像（DTI）的兴趣区域（ROI）分析：DTI 扫描通常通过选择解剖学 ROI 来分析特定解剖亚结构中组织的平均扩散特性。
    弥散加权数据的分析采用本实验室先前描述的自定义程序，在 IDL（交互式数据语言，ITT Visual Information Solutions，Boulder，CO）中实现15,20。分析结果生成张量扩散率（λ1、λ2、λ3）图、平均扩散率（Dav），其中：Dav = (λ1+λ2+λ3)/3，以及各向异性分数（FA），其公式为：
    统计分析公式 FH 计算；研究方法方程。
    扩散张量的横向分量（λ⊥=(λ2+λ3)/2）和纵向分量（λll=λ1）按文献所述方法获得21。在生成各参数图后，于 T2 加权 MRI 图像上叠加颜色编码的 λ1 方向性图，并在其上绘制 ROI。在 HIV 小鼠模型中用于分析的 ROI 示例见图 1。
  4. 波谱分析：1H MRS 脑代谢物峰的定量分析通过多种曲线拟合方法之一实现。目前已发展出多种曲线拟合技术。在本实验室中，我们采用 jMRUI23 信号处理软件包中的时域拟合方法（QUEST）22，该方法将各代谢物的独立谱线性组合以拟合最终谱线。我们使用包含 22 种独立代谢物的基组作为潜在贡献成分。基谱通过模拟并结合单个代谢物溶液的实测谱进行验证。单个谱线拟合结果示例见图 2。

6. 代表性结果

图1和图2展示了DTI与1H MRS的示例。更多关于1H MRS24-26 和DTI27 的结果示例可参见我们此前发表的文献。图3显示了注射前T2*加权MRI图像，其中黄色区域叠加标注了标记细胞的位置。该小鼠通过尾静脉注射了标记的单核细胞来源巨噬细胞。五天后，按照上文所述方法获取并处理了T2*加权MRI图像。另一实验小鼠通过脑内注射感染HIV的人源巨噬细胞制备，图像中可见一条由检测到的小鼠单核细胞来源巨噬细胞组成的信号线。有关标记细胞检测及与组织学共定位分析的更多示例，可参见我们此前发表的文献10,12。

大脑成像示意图，标注区域：皮层、胼胝体、海马、小脑。
图 1. 用于分析DTI指标的脑区示意图。

光谱拟合分析；图表与数据表；光谱学实验；频域结果。
图 2. 使用 jMRUI 信号处理套件中的 QUEST 进行光谱拟合。

使用 MRI 进行脑活动分析；显示激活模式的成像序列；科学研究。
图 3. 检测从外周血迁移至局灶性脑炎脑区的 SPIO 标记细胞。细胞位置（黄色）叠加于文本中所述 T2* 加权 MRI 采集的代表性切片上。

讨论

将组织学与体内成像结果进行精确配准，是开发用于神经疾病检测与分期的成像生物标志物的关键步骤。某些成像指标可能与宏观形态学变化相关，包括用于检测白质病变和癌症存在的组织磁弛豫特性的改变。其他更为敏感的方法，例如弥散张量成像（DTI），可能能够检测到早期的细胞水平变化，而这些变化在疾病早期尚不会表现为可在组织学上观察到的改变，直到疾病进展至较晚阶段才会显现。还有一些标志物，例如波谱学标志物，可能是比最细微的细胞改变更早出现且可逆性变化的指标。

可以使用多种方法无创地测定生物分布。主要的无创方法包括正电子发射断层扫描（PET）、单光子发射计算机断层扫描（SPECT）、光学成像和磁共振成像（MRI）。基于核医学的成像技术（PET 和 SPECT）多年来已被广泛用于多种生物分布研究，但这些方法受限于用于标记化合物或纳米材料的放射性示踪剂的半衰期，尤其是 PET 示踪剂。光学成像可用于小型啮齿类动物，但由于光吸收和光散射，除易于接近的区域（如体表肿瘤）外，难以应用于人体。此外，出于相同原因，对光学信号进行定量也较为困难。MRI 使用如超顺磁性氧化铁（SPIO）等持久性标记物，可在数周内追踪其在体内的分布。然而，这种方法也必须谨慎使用，因为标记物可能转移至不同细胞或被机体重新吸收。

在MRI中针对SPIO的检测特异性可通过多种方法实现。这些检测方法可提供阳性及阴性信号，用于提高MRI检测组织中SPIO存在的特异性。本研究中采用的减影方法此前亦已被其他研究使用28。其他方法包括离共振检测29-31、产生SPIO信号缺失区域特定图像模式的相位敏感成像32，以及利用T1加权在SPIO区域产生阳性信号强度的零回波时间成像33。目前，改进这些方法以提高标记物定量能力、灵敏度和特异性的研究仍处于活跃阶段。

披露

未声明任何利益冲突。

致谢

本研究工作得到了美国国立卫生研究院（National Institutes of Health）资助项目1K25MH089851、1P01DA028555-01A1、2R01 NS034239、2R37 NS36126、P01 NS31492、P20RR 15635、P01MH64570和P01 NS43985的支持。作者感谢Robin Taylor女士对稿件的审阅以及在图形设计和文字方面的出色支持。作者还要感谢Erin McIntyre、Melissa Mellon和Lindsay Rice在技术方面提供的支持。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
异氟烷
医用氧气
异氟烷蒸发器
啮齿类动物气体麻醉面罩
磁共振兼容立体定位头架
注射器
聚乙烯导管管路
无磁针头
眼部润滑剂
纱布
胶带
灌注介质
包埋组织用OCT包埋剂
磁共振成像系统
数码相机
组织切片冷冻切片机

参考文献

  1. Nowacek, A., Gendelman, H. E. NanoART neuroAIDS and CNS drug delivery. Nanomedicine (Lond). 4, 557-574 (2009).
  2. Nowacek, A., Kosloski, L. M., Gendelman, H. E. Neurodegenerative disorders and nanoformulated drug development. Nanomedicine (Lond). 4, 541-555 (2009).
  3. Nowacek, A. S., Miller, R. L., McMillan, J. NanoART synthesis, characterization, uptake, release and toxicology for human monocyte-macrophage drug delivery. Nanomedicine (Lond). 4, 903-917 (2009).
  4. Herbein, G., Varin, A. The macrophage in HIV-1 infection: from activation to deactivation. Retrovirology. 7, 33-33 (2010).
  5. Qian, B. Z., Pollard, J. W. Macrophage diversity enhances tumor progression and metastasis. Cell. 141, 39-51 (2010).
  6. Nathan, C., Ding, A. Nonresolving inflammation. Cell. 140, 871-882 (2010).
  7. McNeill, E., Channon, K. M., Greaves, D. R. Inflammatory cell recruitment in cardiovascular disease: murine models and potential clinical applications. Clin Sci (Lond). 118, 641-655 (2010).
  8. Bondeson, J. Activated synovial macrophages as targets for osteoarthritis drug therapy. Curr Drug Targets. 11, 576-585 (2010).
  9. Benoit, L. A., Holtzman, M. J. New immune pathways from chronic post-viral lung disease. Ann N Y Acad Sci. 1183, 195-210 (2010).
  10. Beduneau, A., Ma, Z., Grotepas, C. B. Facilitated monocyte-macrophage uptake and tissue distribution of superparmagnetic iron-oxide nanoparticles. PLoS One. 4, e4343-e4343 (2009).
  11. Dou, H., Grotepas, C. B., McMillan, J. M. Macrophage delivery of nanoformulated antiretroviral drug to the brain in a murine model of neuroAIDS. J Immunol. 183, 661-669 (2009).
  12. Liu, Y., Uberti, M. G., Dou, H. Ingress of blood-borne macrophages across the blood-brain barrier in murine HIV-1 encephalitis. J Neuroimmunol. 200, 41-52 (2008).
  13. Hetherington, H. P., Chu, W. J., Gonen, O., Pan, J. W. Robust fully automated shimming of the human brain for high-field 1H spectroscopic imaging. Magn Reson Med. 56, 26-33 (2006).
  14. Hasan, K. M., Parker, D. L., Alexander, A. L. Comparison of gradient encoding schemes for diffusion-tensor MRI. J Magn Reson Imaging. 13, 769-780 (2001).
  15. Hasan, K. M., Basser, P. J., Parker, D. L., Alexander, A. L. Analytical computation of the eigenvalues and eigenvectors in DT-MRI. J Magn Reson. 152, 41-47 (2001).
  16. Neeman, M., Freyer, J. P., Sillerud, L. O. A simple method for obtaining cross-term-free images for diffusion anisotropy studies in NMR microimaging. Magn Reson Med. 21, 138-143 (1991).
  17. Uberti, M. G., Boska, M. D., Liu, Y. A semi-automatic image segmentation method for extraction of brain volume from in vivo mouse head magnetic resonance imaging using Constraint Level Sets. J of Neurosci Methods. 179, 338-344 (2009).
  18. Liu, Y., Uberti, M. G., Dou, H., Mosley, R. L., Gendelman, H. E., Boska, M. D. An Image Warping Technique for Rodent Brain MRI-Histology Registration Based On Thin-Plate Splines with Landmark Optimization. Proc Soc Photo Opt Instrum Eng. 7259, 72592-K-72597-K (2009).
  19. Uberti, M. G., Liu, Y., Dou, H., Mosley, R. L., Gendelman, H. E., Boska, M. Registration of in vivo MR to histology of rodent brains using blockface imaging. Proc Soc Photo Opt Instrum Eng. 7262, 726213-726213 (2009).
  20. Basser, P. J., Mattiello, J., LeBihan, D. Estimation of the effective self-diffusion tensor from the NMR spin echo. J Magn Reson B. 103, 247-254 (1994).
  21. Hasan, K. M., Narayana, P. A. Retrospective measurement of the diffusion tensor eigenvalues from diffusion anisotropy and mean diffusivity in DTI. Magn Reson Med. 56, 130-137 (2006).
  22. Ratiney, H., Sdika, M., Coenradie, Y., Cavassila, S., Ormondt, D. van, Graveron-Demilly, D. Time-domain semi-parametric estimation based on a metabolite basis set. NMR Biomed. 18, 1-13 (2005).
  23. Naressi, A., Couturier, C., Castang, I., Beer, R. de, Graveron-Demilly, D. Java-based graphical user interface for MRUI, a software package for quantitation of in vivo/medical magnetic resonance spectroscopy signals. Comput Biol Med. 31, 269-286 (2001).
  24. Boska, L. ewis, Destache, T. B., J, C. Quantitative 1H magnetic resonance spectroscopic imaging determines therapeutic immunization efficacy in an animal model of Parkinson's disease. J Neurosci. 25, 1691-1700 (2005).
  25. Mosley, R. L., Benner, E. J., Kadiu, I. Neuroinflammation, Oxidative Stress and the Pathogenesis of Parkinson's Disease. Clin Neurosci Res. 6, 261-281 (2006).
  26. Nelson, J. A., Dou, H., Ellison, B. Coregistration of quantitative proton magnetic resonance spectroscopic imaging with neuropathological and neurophysiological analyses defines the extent of neuronal impairments in murine human immunodeficiency virus type-1 encephalitis. J Neurosci Res. 80, 562-575 (2005).
  27. Boska, H. asan, Kibuule, K. M., D, Quantitative diffusion tensor imaging detects dopaminergic neuronal degeneration in a murine model of Parkinson's disease. Neurobiol Dis. 26, 590-596 (2007).
  28. Liu, W., Frank, J. A. Detection and quantification of magnetically labeled cells by cellular MRI. Eur J Radiol. 70, 258-264 (2009).
  29. Balchandani, P., Yamada, M., Pauly, J., Yang, P., Spielman, D. Self-refocused spatial-spectral pulse for positive contrast imaging of cells labeled with SPIO nanoparticles. Magn Reson Med. 62, 183-192 (2009).
  30. Stuber, M., Gilson, W. D., Schar, M. Positive contrast visualization of iron oxide-labeled stem cells using inversion-recovery with ON-resonant water suppression (IRON). Magn Reson Med. 58, 1072-1077 (2007).
  31. Suzuki, Y., Cunningham, C. H., Noguchi, K. In vivo serial evaluation of superparamagnetic iron-oxide labeled stem cells by off-resonance positive contrast. Magn Reson Med. 60, 1269-1275 (2008).
  32. Kim, Y. B., Bae, K. H., Yoo, S. S., Park, T. G., H, P. ark Positive contrast visualization for cellular magnetic resonance imaging using susceptibility-weighted echo-time encoding. Magn Reson Imaging. 27, 601-610 (2009).
  33. Zhou, R., Idiyatullin, D., Moeller, S. SWIFT detection of SPIO-labeled stem cells grafted in the myocardium. Magn Reson Med. 63, 1154-1161 Forthcoming.

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