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小鼠和大鼠的手动保定及常用化合物给药途径

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DOI：

10.3791/2771

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2012年9月26日

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1Insourcing Solutions, Charles River , 2Research Models and Services, Charles River

本文内容

摘要

安全且人道地操作实验啮齿类动物需要掌握基本的抓取与固定方法。本文将介绍安全抓取小鼠和大鼠并有效给予化合物所需的基本原则。

摘要

能够安全有效地固定小鼠和大鼠是开展科研工作的重要组成部分。自信且人道地操作小鼠和大鼠需要掌握基本的抓取与固定方法。本文将介绍安全操作实验动物所需的基本原则，包括单手固定、双手固定以及使用专门设计的固定装置进行固定的方法。在动物实验研究中，另一个常见环节是对小鼠和大鼠有效给予化合物。尽管给药途径种类繁多（仅受动物体型和器官限制），但大多数途径在常规研究中并不常用。本视频将演示几种常见的给药途径，包括静脉注射、肌肉注射、皮下注射和经口灌胃。本文的目标是向不熟悉这些技术的观众介绍基本的动物固定方法和物质给药途径。请注意，本视频不能替代您所在机构所要求的实地操作培训，而是用于辅助和补充该培训内容。

方案

1. 实验操作中动物的安全固定与温和操作是关键步骤

  1. 本视频旨在作为您所在机构提供的实践培训的补充材料。
  2. 在开始任何实验操作之前，务必确保已获得IACUC或伦理委员会的批准。
  3. 每位参与实验方案操作的人员都应了解该方案所批准操作的详细内容，以及其参与的其他所有方案的相关要求。
  4. 接近啮齿类动物时应自信从容，操作时动作要轻柔但稳固。操作过于粗暴或动作迟疑均可能导致操作者被咬伤或抓伤，或对动物造成伤害。
  5. 在操作动物时，始终存在动物意外逃脱或跌落的风险。建议在工作台面上进行大多数操作，以便在动物跌落或逃逸时不会受伤且易于重新捕捉。请遵循您所在机构关于动物接触地面后的处理规定。
  6. 切勿仅抓住动物尾尖进行操作，以免导致尾部脱套伤。在操作大型大鼠或怀孕小鼠时需格外小心。抓取尾部提起动物时，务必用另一只手托住其身体。
  7. 注射时应使用锋利的针头。尽管实验室啮齿类动物使用的针头有时会多次使用，但出于多种原因不建议这样做，其中最轻微的问题是常用的小规格针头极易迅速变钝。
  8. 在操作动物时，存在被咬伤或抓伤的潜在风险。若操作的物质或传染性因子可能对人类造成伤害，应采取额外预防措施，例如在通风橱或生物安全柜内操作动物或相关因子。
  9. 在实施操作前采用温和的方式接近动物，并使其适应操作过程，有助于降低动物因操作而产生的应激反应。
  10. 在进行化合物给药前应先练习固定动物，并先在对照动物上练习给药操作，再应用于实验动物。
  11. 定期练习这些技术可增强操作者的信心，而信心将带来更佳的操作效果、更低的动物应激水平以及更可靠的科学结果。
  12. 采用任何操作技术时，若动物表现出强烈抗拒，应尝试更换其他技术。将动物放回笼中稍后再试，可能对动物和操作者均有益处。

2. 手工固定

  1. 单手小鼠固定法
    1. 用手指捏住小鼠尾根部，将其放置于笼盖、金属网笼顶或类似的粗糙表面上。
      1. 单手固定小鼠通常使用非惯用手操作，以便将惯用手留出用于其他操作。
      2. 另一种方法允许技术人员使用其实验服或制服的前臂袖部来固定动物，以便在约束前调整其位置。
    2. 将尾巴的根部塞入第3个rd 和 4th 手指轻轻向后拉尾巴，同时让小鼠用四只爪子抓住表面并向前移动。
      1. 切勿抓住小鼠尾尖，尤其避免仅通过尾巴悬吊其整个身体重量，否则可能导致尾部皮肤脱套伤，即尾部皮肤脱落。
    3. 接着，用同一只手牢固地抓住小鼠颈背部皮肤，该手同时握住小鼠尾巴。用食指和拇指在小鼠头部基部附近抓握，并通过中指和无名指沿小鼠背部向下延伸抓握范围。
      1. 确保对小鼠颈部周围的皮肤施加适当的压力或紧度，以防止小鼠在固定过程中转动或扭动，但不要拉得过紧，以免动物无法呼吸。
      2. 控制头部至关重要。如果小鼠能够活动头部，就可能够到操作者的手指并造成咬伤。这种情况常发生在新手操作者抓握小鼠背部位置过靠后，而非紧靠头骨后方时。
  2. 双手固定小鼠
    1. 用手指捏住小鼠尾根部，将其放在笼盖、金属丝网盖或粗糙表面上。
      1. 另一种方法允许技术人员使用其实验服或制服的前臂袖部来固定动物，以便在约束前调整其位置。
    2. 轻轻向后拉尾巴，小鼠会用四只爪子抓住表面并向前拉。
    3. 接下来，用另一只手迅速而牢固地抓住小鼠颈部的皮肤（见上述单手固定方法）。
    4. 一手抓住小鼠尾巴，另一手捏住颈背部皮肤，将小鼠提起，并将尾巴根部夹于手掌与第三指之间rd 或 4th 抓握颈背部皮肤的手的手指
      1. 与单手操作法相同，应牢固抓住小鼠颈背部皮肤以防止其扭动或转身，但不要抓得过紧以免影响动物呼吸。
      2. 如果小鼠对抓取颈背部皮肤感到抗拒，可轻轻按压小鼠背部，使手能够上移以获得更好的抓握。
  3. 大鼠固定；抓取颈背部皮肤
    1. 大鼠颈背部抓握通常需双手操作，且仅适用于较小的大鼠。由于大鼠对抓握颈背部的耐受性较 mice 差，该技术并不常用，但在某些采血情况下仍具应用价值。
    2. 用非惯用手抓住大鼠的尾巴，在粗糙表面上轻轻向后拉动（操作方法如上文所述小鼠的操作）。
      1. 抓取大鼠尾巴时应靠近其基部，因为若在尾尖附近抓取，可能会导致尾巴皮肤脱落。
    3. 用手牢固抓住大鼠的尾巴，从后方接近其颈背部。
      1. 例如，如果大鼠的尾巴位于操作者左手，不要从大鼠的鼻部方向用右手抓取颈背部皮肤。相反，应从左手上方越过，从后方接近并抓取颈背部皮肤。
    4. 轻轻按压大鼠肩胛骨后方，然后用手指和手掌抓住靠近头骨基部的颈背部皮肤。
    5. 控制头部对于防止咬伤至关重要。大鼠咬伤可能导致严重伤害。
    6. 大鼠在以这种方式被固定时可能会发出声音。
  4. 大鼠固定；肩部抓握法
    1. 用惯用手抓住大鼠的尾巴，在粗糙表面上轻轻向后拉（操作方法如上文所述小鼠的操作）。
      1. 另一种方法允许技术人员使用其实验服或制服的前臂袖部来固定动物，以便在约束前调整其位置。
      2. 抓取大鼠尾巴时应靠近尾根部，因为若在尾尖附近抓取，大鼠的尾部皮肤可能会脱落。
    2. 从后方接近，将非优势手放在大鼠背部。
    3. 用无名指、小指和拇指抓住大鼠的胸部，使大鼠头部位于食指和中指之间。
      1. 不要压迫胸腔。
    4. 如果将大鼠的身体紧贴操作者以固定，可用一只手以这种方式抓握大鼠。
  5. 大鼠固定；肩部下方抓握法
    1. 用惯用手抓住大鼠的尾巴，在粗糙表面上轻轻向后拉（操作方法如上文所述小鼠的操作）。
      1. 另一种方法允许技术人员使用其实验服或制服的前臂袖管来固定动物，以便在约束前调整其位置。
      2. 抓取大鼠尾巴时应靠近尾根部，因为若在尾尖附近抓取，大鼠的尾部皮肤可能会脱落。
    2. 从后方接近，将非优势手放在大鼠背部。
    3. 抓住大鼠肩胛骨下方的胸部区域，用拇指和食指轻轻将大鼠的前肢向上推起。
      1. 前臂应交叉置于大鼠的下巴下方，以防止其咬伤。
      2. 不要压迫胸腔。
    4. 如果将大鼠的身体紧贴操作者以固定，可用一只手以这种方式抓握大鼠。
  6. Decapicone
    1. Decapicone 是一种柔韧的锥形薄塑料装置，一端带有一个孔洞。该孔洞足够小，可使小鼠或大鼠仅能将鼻子伸出孔外，而身体其余部分无法穿出。
    2. 为固定动物，将小鼠或大鼠放入合适尺寸的断头锥形管中。
    3. 将动物向前推进，直至其鼻部从去头器的孔中伸出。
    4. 用手将袋子在尾巴周围捏紧封口，或使用扭结扎带将动物固定在锥形管中。
    5. Decapicone 的优点在于其塑料材质较薄，允许通过材料进行注射。
    6. 缺点是该材料不透气，动物可能会过热。动物在 Decapicone 中的停留时间应仅限于完成操作所需的时长。
  7. 丙烯酸/硬质塑料固定器
    1. 塑料固定装置在需要接触动物尾部时尤为有用。
    2. 这些可从商业渠道购买，也可在实验室中自行制备。
    3. 尺寸应适合待固定的动物——动物在固定装置内不应能够转身。
    4. 将动物先轻轻保定，然后从固定装置的开口处以头部朝前的方向放入装置中。
      1. 将设备对准笼子上方倾斜放置可能会有所帮助，因为啮齿类动物通常会迅速爬入管状等安全结构中。
    5. 将闭合装置放置在设备末端，注意不要损伤动物的尾巴、脚或睾丸。
    6. 尽量减少动物在固定装置中的时间，以防过热。
  8. 动物也可采用其他方式固定，例如用小毛巾包裹，或用手轻轻罩住动物。可根据动物和操作人员的具体需求调整固定技术。操作时务必注意避免被咬伤或抓伤，并防止动物意外逃脱或从高处跌落。

3. 化合物给药方法

  1. 这绝不是一份详尽的清单，其他给药途径也是可行的。本方案旨在说明最常用的给药途径。其他途径可能需要对动物实施麻醉以及给药后的镇痛处理。
  2. 无论采用何种给药方式，在固定动物前务必确保所有材料均已准备就绪。
  3. 水性物质比油性化合物等较粘稠的物质更容易注射。注射粘稠物质时务必非常缓慢，以避免针头从注射器上脱落。
  4. 注射器和针头使用的一般注意事项。
    1. 务必妥善存放和处置注射器及针头。
    2. 如果您初次使用注射器和针头，请在尝试对动物注射前先练习操作注射器和注射动作。理想情况下，您应能自信地单手操作注射器和针头，另一只手用于固定动物。稳定的手法可减少针头移动，从而最大限度地减少组织损伤。
    3. 针头包括针尖、斜面、针杆和针座。注射器包括接口、筒身和活塞（图1 a和b）。
    4. 针头的规格由直径（规格号）和长度决定。规格号越大，针头越细。细针极易变钝（针尖形成毛刺），不应用于穿刺多剂量药瓶（图1 c）。应始终选择能够完成给药的最短针头。
    5. 针头通过针座连接到注射器接口上。某些注射器具有锁定接口。务必确保针头牢固地连接在注射器上。
    6. 将针头插入动物体内时，应使斜面朝上，尤其是进行静脉注射时。
    7. 切勿用手套回针帽，这是导致针刺伤的常见原因。应将针头和注射器正确丢弃至标有“锐器”的专用容器中。若必须套回针帽，可使用专用装置（图1 d）。
  5. 鼻内给药（IN）
    1. 按上述方法固定动物。
    2. 使用注射器或移液器，将少量待吸入物质滴于动物鼻孔处。
    3. 观察物质是否进入鼻孔。
    4. 根据需要重复操作，直至完成所需体积的给药。
  6. 肌肉注射（IM）
    1. 按上述方法固定动物。确保动物的一条后肢自由且稳定，以便注射。固定过程可能需要两人配合。若动物在注射过程中踢腿，可能导致针头造成肌肉损伤。
    2. 针头应垂直于动物皮肤插入。使用合适规格的注射器和针头，将针头插入约一个斜面深度，将药物注入动物的股四头肌（大腿前部）或外侧大腿肌群。
    3. 切勿注射至后侧肌群，以免损伤坐骨神经。
    4. 若动物需接受多次肌肉注射，应交替使用左右腿。
  7. 腹腔注射（IP）
    1. 按上述方法固定动物。
    2. 将动物鼻部朝向地面，暴露腹部以便注射。
    3. 确定动物腹中线，并在脑海中将腹部划分为四个象限（图2）。下部象限，尤其是动物的右下象限，是腹腔注射的合适部位。
      1. 选择右下象限的原因是该区域缺乏重要的解剖结构。
    4. 使用合适规格的注射器和针头，将药物注入动物体内。
    5. 若动物需接受多次腹腔注射，应交替更换注射部位。
  8. 皮下注射（SC, SQ）
    1. 按上述方法固定动物。动物的固定程度应足够松，以便能够移动皮肤。
    2. 若动物在皮下注射后需常规操作，不应使用颈背部皮肤（颈后部）。应使用背部臀部或侧腹部的皮肤。若动物需接受多次皮下注射，应交替更换注射部位。
    3. 捏住皮肤并轻轻向上提起，形成一个“帐篷”。
      1. 若单人操作注射，可插入针头并用针头轻轻向上提起皮肤，以确认针头位于皮下间隙。
    4. 使用合适规格的注射器和针头，以30–45°角将针头插入帐篷状皮肤，并注入药物。注射方向应与捏起皮肤的手指平行并远离手指。
    5. 若注射成功，可在皮肤下看到轻微肿胀。
    6. 注射后施加轻柔压力，以防止药物回流。
  9. 皮内注射（ID）
    1. 进行皮内注射时，通常需要剃除动物毛发，以便观察皮肤。
    2. 对动物进行多次皮内注射时，固定可能较为困难。此时可能需要化学镇静。皮内注射的部位与皮下注射相同。
    3. 以15–30°角将合适规格的针头插入皮肤。针头插入深度较浅，注射时应有阻力感。
      1. 另一种方法是轻轻捏起注射部位旁边的皮肤，并以极浅的角度插入针头。此方法在小鼠中尤为有用，可防止其在注射过程中移动。
    4. 若注射成功，会看到一个小水疱，颜色较周围皮肤更浅。
    5. 注射后施加轻柔压力，以防止药物回流。
  10. 血管内注射（IV）
    1. 小鼠和大鼠最常用的血管通路是左右侧尾静脉。
    2. 小鼠和大鼠也可采用其他血管通路，但通常需要镇静及注射后的镇痛处理。
    3. 进行尾静脉注射时，将动物固定在断头锥形管或塑料啮齿类动物固定器中。
    4. 将动物尾巴置于灯下或置于有保护的加热装置上。这有助于血管扩张，便于注射。
      1. 切勿使动物过热。
      2. 对于大型雄性大鼠，清除尾部皮肤上的鳞片可能有助于更清晰地观察静脉。清洁过程应轻柔，避免擦伤皮肤。
    5. 用非优势手握住动物尾巴末端，以拉直尾巴。
    6. 将尾巴旋转¼圈，使尾静脉位于背侧，便于注射。动物有两条侧尾静脉和一条腹侧尾动脉（图3）。
    7. 以15–20°角持针接近尾巴。从尾部远端开始注射。
      1. 静脉较浅，针头插入深度不应超过斜面。
      2. 若尽可能从远端开始注射，即使首次尝试失败，仍有更多未受损的静脉可供再次尝试。
    8. 注入药物。成功的注射表现为药物顺利进入静脉，无阻力感，且在注射过程中尾静脉变白。
      1. 注射前切勿回抽，以免静脉塌陷。
      2. 注射后对穿刺部位施加轻柔压力，可防止出血。
    9. 若注射失败，药物将难以流动，尾部皮肤会变白，或完全无法注入药物。
  11. 胃内给药（口服灌胃）
    1. 仅对已固定且清醒的动物进行灌胃。麻醉或镇静会增加误吸风险（物质意外进入肺部）。
    2. 选择合适规格的口服喂养针头。此类针头末端带有球状头，可防止其进入气管。
    3. 可通过将动物竖直固定并从口角处测量来确定所需长度。喂养针的球状头应到达动物最后一根肋骨处（图4）。针头的规格号由动物体重决定。
    4. 固定动物，使其头部和身体呈一条垂直直线。这有助于拉直食管，便于喂养针顺利通过。
    5. 将针头的球状头插入动物口中，越过舌头。针头就位后，将针头和注射器向上提起，轻轻压向腭部，使动物鼻部朝向天花板。
      1. 在大鼠中，针头通过咽喉后部时可能需要轻微调整方向。若感到针头有阻力，表明需要调整位置。
    6. 继续推进针头，直至达到预定距离。针头应能顺利通过，动物不应出现喘息或窒息。
    7. 注入物质。物质应顺利流入胃内。若遇到阻力，或动物出现喘息、窒息或发绀，应立即停止操作并拔出针头。发生误吸的动物可能需要实施安乐死，具体取决于所给物质的性质。

4. 代表性结果

正确操作动物时，动物和操作人员所承受的压力均降至最低。操作人员不会被咬伤或抓伤，动物也会得到人道且专业的对待。化合物通过正确的途径给予，尽可能减少对组织的损伤以及动物的不适感。

如果研究人员初次接触动物操作，可先使用小型填充玩具动物进行练习。此外，某些技术还可使用动物模拟器，例如Koken大鼠。对许多研究人员而言，在接触实验动物之前几乎没有机会熟悉针头和注射器的使用。针头和注射器的代表性结构如图1A和1B所示。在首次对动物进行注射前，建议先进行注射练习。非常细的针头（如28和30号）容易损坏。若需从多剂量药瓶中抽取药液，应先使用较粗的针头抽取，再更换为较细的针头进行注射。针尖卷边的情况如图1C所示。使用针头时应采取基本的安全防护措施，例如不得用手直接回套使用过的针头。图1D展示了一个正在使用的针头回套装置。对于需要取下针头的操作（例如从注射器中排出血液，以避免血液经针头推出时造成的溶血），该装置对研究人员尤为有用。

图2和图3展示了腹腔注射的解剖标志以及尾部的典型结构，说明了注射的靶向位置。图4提供了灌胃针合适尺寸的示例。灌胃针的长度应从动物的口腔延伸至最后一根肋骨的稍下方。

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图1. A) 针头和 B) 注射器各部件，已标注。C) 由于反复将针头插入多剂量药瓶导致针头产生毛边。D) 正在使用中的针头回套器。

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图2. 腹部腹侧的四个象限。仅可注射于下方两个象限，优先选择右下象限。

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图3. 尾部横截面示意图，显示动脉和静脉与骨性结构及肌腱结构之间的关系。

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图4. 大鼠灌胃针尺寸选择。A）灌胃针过长。B）尺寸合适的灌胃针。C）灌胃针测量长度过短。D）触诊最后一根肋骨以确定合适的灌胃针尺寸。

 小鼠大鼠
给药途径推荐体积推荐针头规格与长度推荐体积推荐针头规格与长度
鼻内注射15-25 μlN/A5-25 μlN/A
肌肉注射1,20.00005 ml/g<23 g, 0.5 至 0.75 英寸0.1 ml/kg<21 g, 0.5 至 0.75 英寸
腹腔注射1,20.02 ml/g<21 g, 0.75 至 1 英寸10 ml/kg<21 g, 0.75 至 1 英寸
皮下注射1,20.01 ml/g<22 g, 0.5 至 1 英寸5 ml/kg<22 g, 0.5 至 1 英寸
皮内注射10.05-0.1 ml<26 g, 0.5 英寸0.05-0.1 ml<26 g, 0.5 英寸
静脉注射1,20.005 ml/g - 0.025 ml/g*<25 g, 0.75 至 1 英寸5 ml/kg - 20 ml/kg*<23 g, 0.75 至 1 英寸
口服灌胃1,20.01 ml/g20-22 g 喂食针5-10 ml/kg16-20 g 喂食针

*第一个数值是以静脉推注方式在约1分钟内给予的体积。第二个数值是以缓慢输注方式在5-10分钟内给予的体积。

表1. 小鼠和大鼠不同给药途径的推荐剂量及针头规格。

讨论

本方案应视为动物操作和物质给药的入门介绍，旨在补充研究人员所在机构提供的实际操作培训。在实验设计以及撰写研究方案或伦理委员会方案时，应考虑所采用的固定方法和物质给药途径。

动物相关操作的培训对研究的成功至关重要。大多数实验需要研究人员对动物进行操作，而操作技术越好，动物所承受的压力就越小3。让动物适应温和的人工接触可以减轻其应激反应，使其成为更易于管理的实验对象4,5。已有研究表明，操作应激会影响某些类型的研究6，也可能影响其他类型的研究。对啮齿类动物的固定应通过谨慎但稳固的手法完成（抓握不坚定可能导致动物和操作者受伤），且应尽可能缩短固定时间。固定方法通常根据动物体型或所需操作部位来选择。例如，虽然可以通过颈背部抓握成年大鼠，但大鼠通常会强烈抵抗，尤其是当操作者经验不足时。徒手抓握小鼠或大鼠会使尾静脉难以暴露，因此常使用固定装置以尽可能保持动物静止。

研究人员在处理动物时，通常需要给予某种化合物或生物制剂以进行后续研究。给药途径会影响物质的吸收、生物利用度以及其在特定实验中的适用性。熟悉各种给药途径有助于研究人员以最符合研究需求的方式给予物质。例如，如果研究人员希望以较慢作用的方式给予物质，则不应选择促进快速吸收的给药途径，如静脉注射或腹腔注射。有关这些技术的最新综述，以及关于给药体积、器械和溶质的考虑因素，可参见Turner et al. 1,7发表的两篇论文。

每当向实验啮齿类动物施用物质时，应考虑所用设备的合适规格及物质的体积（如文中所述）。 表1）。不合适的设备尺寸或过大的容量可能导致动物不适、受伤甚至死亡。通常情况下，通过非胃肠道途径给予的物质应为无菌，除非研究目的使无菌操作无法实现（即，细菌学研究）。化合物和生物制剂应溶解于对动物影响最小的溶剂或载体中。生理 pH 值（7.3–7.4）通常可被良好耐受，尤其是皮下、肌肉和腹腔注射途径。通过这些途径给予 pH 值偏离生理范围的物质可能导致疼痛、坏死及组织损伤。经胃内和静脉途径给药时，可耐受更宽范围的 pH 值。 7在小型啮齿类动物中，另一个重要考虑因素是，若给予大量室温液体，可能导致动物体温过低。若通过静脉或腹腔途径输注液体，尤其是用于病弱动物的支持治疗时，液体应预热至体温（37 °C）。

本方案中讨论的给药途径在许多研究项目中被广泛使用，易于掌握，通常不需要麻醉。然而，可能的给药途径种类几乎无限，包括颅内、鞘内、硬膜外、气管内、骨内和关节内等，仅举几例。对于这些特殊给药途径的培训，应向对该途径具有丰富经验并取得良好效果的专业人员寻求。

在啮齿类动物中，鼻内给药途径通常用于研究通过比气管内灌注更“自然”的方式进入肺部的物质。小鼠和大鼠为强制性鼻呼吸动物，因此即使在清醒状态下，使其吸入极少量液体也并不困难。由于鼻黏膜富含血管，某些物质通过鼻内给药的吸收效果可能接近静脉注射。然而，对于患有鼻炎的动物，不建议采用该给药途径，因为这可能影响药物吸收。尝试通过鼻内途径给予大剂量液体可能导致动物出现呼吸困难甚至溺亡。

肌内注射可实现物质的快速吸收。由于大鼠和小鼠体型较小，相应肌肉也较小，因此在这些动物中进行肌内注射具有挑战性。注射通常在后肢进行。由于可能存在坐骨神经损伤的风险，故首选股四头肌作为注射部位。

尽管皮下和皮内给药途径均涉及皮肤，但物质在皮肤与皮下组织中的生物利用度存在差异。皮下给药通常被视为一种“储存”式给药途径，其吸收速度较静脉或腹腔注射等途径更慢。皮内给药则用于给予极小体积的物质，通常为免疫刺激性物质，如佐剂-抗原混合物。在这两种情况下，所给予的物质均应具有生理pH值且无刺激性。不应在动物颈背部皮肤皱褶处进行皮内或皮下注射，因为该部位常用于抓握固定啮齿类动物。

在啮齿类动物中，静脉注射和腹腔注射通常被认为是等效的。然而，静脉给药途径可使化合物更快地被吸收，而腹腔注射则应大致视为与口服给药相当8。腹腔注射的化合物需特别注意，若缓冲不当可能引起疼痛。啮齿类动物常见的静脉推注途径是通过尾静脉。如需长期进行静脉给药，应考虑植入静脉或动脉导管。静脉注射的物质必须以无菌方式给予，并应证明其静脉给药的安全性。例如，可能诱发溶血、血栓形成或血管炎的物质不适合用于静脉注射。

经口灌胃或胃内给药途径常用于模拟人类常见的给药方式。与通过食物或饮水进行的口服给药相比，该方法可实现更精确的剂量控制。通过灌胃给予的化合物的生物利用度会因动物的进食/禁食状态以及化合物或生物制剂的溶质或载体不同而有所差异。灌胃针或饲喂针应根据所用动物的体型选择合适规格，并在动物之间使用后进行清洁，除非使用一次性灌胃针。灌胃操作所致的损伤并不少见，可能包括将药物误注入肺部，或导致胃部或食道破裂。操作培训应由经验丰富的人员监督，并首先在已处死的动物上进行，随后在将被处死的麻醉动物上练习，最后才能尝试对清醒动物实施灌胃。首次对清醒动物进行灌胃时，应选择体型适中的动物，并使用较小体积的无害物质（如生理盐水），以避免操作失误时造成严重伤害。灌胃后应密切观察动物是否出现痛苦迹象，例如呼吸急促、皮肤发绀、出血或过度流涎，必要时应实施安乐死。若需实施安乐死，应对动物进行剖检以确定灌胃失败的原因。

披露

作者为查尔斯河实验室的员工。

致谢

本研究由 Charles River 资助。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
针头多种多种针头按规格和长度出售。订购前请确认两者参数。
注射器多种多种务必根据给药体积选择合适的尺寸。
DecapiConesBraintree ScientificDC-200, DCL-120, MDC-200提供适用于小鼠和大鼠的型号。
啮齿类动物固定器Harvard Apparatus, Braintree Scientific, Plas-Labs, 其他厂商有透明有机玻璃、可调节塑料材质，提供适用于小鼠和大鼠的尺寸。
50 ml 离心管多种
灌胃针VWR, Popper and Sons多种针头的规格和长度应根据动物情况如上所述进行选择。一次性及可重复使用的灌胃针均有供应。

参考文献

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