介绍了一种损伤的体内动物模型。该方法利用了腓神经的皮下位置。通过商用软件预先设定并同步运动速度、肌肉激活时机和运动弧度。损伤后的变化通过磁共振成像/波谱分析在体内进行监测。
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摘要
摘要
肌肉拉伤是医生治疗中最常见的主诉之一。肌肉损伤通常仅通过患者病史和体格检查即可诊断，但其临床表现可能因损伤程度、患者的疼痛耐受度等因素而有很大差异。对于存在肌肉损伤或肌肉疾病的患者，对肌肉损伤的评估通常局限于临床体征，例如压痛、肌力、关节活动范围，以及较新近应用的影像学检查。生物标志物（如血清肌酸激酶水平）在肌肉损伤时通常会升高，但其水平并不总是与肌肉力量的下降相一致。这一点甚至适用于来自动物的组织学检查结果，尽管组织学提供了“直接的”损伤评估，但仍无法完全解释功能的全部丧失。一些研究者认为，衡量肌肉整体健康状况最全面的指标是其收缩力。由于肌肉损伤是在多种生物力学条件下发生的随机事件，因此难以研究。在此，我们描述了一种用于测量扭矩并诱发稳定肌肉损伤的 in vivo 动物模型。我们还介绍了在 in situ 条件下对离体肌肉进行力量测量的模型。此外，我们描述了小动物 MRI 操作流程。
方案
1. 体内 损伤模型与等长转矩的测量
- 这些操作步骤适用于大鼠或小鼠7,17,18。开始时，将动物仰卧位置于吸入麻醉下（在诱导舱中使用约 4–5% 异氟烷进行诱导，随后通过鼻罩以约 2% 异氟烷维持麻醉），使用精密蒸发器（产品目录号 #91103，Vet Equip, Inc, Pleasanton, CA）。在每只眼睛上涂抹无菌眼用软膏（Paralube Vet Ointment，PharmaDerm，Floham Park, NJ），以防止角膜干燥。在操作过程中，通过在笼外使用加热灯保持动物体温，加热灯应始终距离动物至少 6 英寸。
- 通过剃除毛发并交替使用聚维酮碘和 70% 酒精进行皮肤清洁，以防止皮肤细菌污染软组织或骨骼。通过深部肌腱反射缺失（捏足时无足部回缩反应）确认麻醉效果。手动将一根针插入近端胫骨，以将肢体固定在装置上（小鼠使用 25G 或 27G 针头）。针头不应进入小腿前侧间室。
- 将针头锁定在固定位置，使动物保持仰卧位且脚趾垂直向上。使用定制装置固定针头，从而稳定下肢。
- 将肢体的足部放置在定制加工的足板上（图 1）。足板的轴连接至步进电机（型号 T8904，NMB Technologies，Chatsworth, CA）和扭矩传感器（型号 QWFK-8M，Sensotec，Columbus, OH）。初始时应将足部对齐，使其与胫骨垂直，如图 1 所示。
- 使用经皮电极（723742，Harvard Apparatus，Cambridge, MA）或皮下电极（J05 针式电极，36BTP，Jari Electrode Supply，Gilroy, CA）刺激腓骨颈附近的腓神经，该处神经位置较浅表。在固定足部前，通过一系列抽搐刺激（小鼠使用 0.1 ms 脉冲，大鼠使用 1 ms 脉冲）目视确认仅引起背屈运动。一旦用胶带将足部固定在足板上，通过增加电压后抽搐幅度的增强可确认拮抗肌（跖屈肌）未被同时激活。
- 在损伤前以及损伤后的选定时间点，记录背屈肌群产生最大力量的能力，即“最大等长扭矩”（肌肉长度不变时的扭矩）。扭矩测量在用于诱导损伤的同一装置上进行。在记录最大等长扭矩之前，需调整脉冲幅度以优化抽搐张力，并通过在不同背屈肌长度下给予抽搐刺激来确定踝关节的最佳位置。在获得扭矩-角度曲线以确定背屈肌的最佳长度（静息长度，即 Lo）后，通过在 200 ms 脉冲串期间逐步增加脉冲频率获得扭矩-频率曲线。通常在 90–100 Hz 时达到最大强直性收缩。分别记录并保存三次独立的抽搐和强直性收缩数据用于后续分析。
- 使用商用软件（Labview 版本 8.5，National Instruments，Austin, TX）同步肌肉收缩激活、踝关节旋转起始及扭矩数据采集。在计算机控制的电机同时将足板移向跖屈方向时，对背屈肌群进行刺激，从而引发拉长收缩（也称为“离心”收缩），导致肌肉损伤。具体实验方案取决于研究者期望达到的损伤程度。可通过调节角速度、肌肉激活时机、活动范围以及拉长收缩次数等变量来控制损伤程度或组织损伤水平。
- 为诱导损伤，需在最大等长收缩基础上叠加一次拉长收缩，根据需要调整活动范围、拉长速度和刺激时机。例如，在背屈肌群产生最大等长收缩后 200 ms，以选定速度（约 900°/sec）进行拉长，以模拟正常运动。我们先前已证明，运动前的肌肉激活以及拉长程度是造成损伤的重要因素14。背屈肌群产生的大部分扭矩来源于胫骨前肌（TA）11，我们此前已证实该模型会导致该肌肉损伤5,13–15。在整个拉长过程中，TA 始终保持刺激状态。
- 损伤后，将动物从装置上移除。拔出胫骨针，再次清洁腿部，然后将动物放回笼中（置于 37°C 温控加热板上），并持续监测直至恢复，包括等待动物清醒并能够自主活动。动物在操作过程中无明显疼痛表现，且由拉长收缩诱导的损伤后步态无可见异常（如跛行）。然而，术后应给予适当的镇痛治疗（手术后 48 小时内每 12 小时给予丁丙诺啡 0.05–0.1 mg/kg）。
2. 原位 整体肌肉张力的测量
- 按照上述第1.1至1.3节所述方法准备动物并固定胫骨。所有仪器需在测试前至少30分钟开启，以确保正确校准，并尽量减少力传感器的热漂移。
- 在踝关节前方切开皮肤，切断胫骨前肌（TA）的肌腱。使用4.0 Ethicon丝线（不可吸收缝线）小心地结扎肌腱，并通过提供的S形钩（重量=0.1g，型号FT03，Grass Instruments，Warwick，RI）将缝线连接至负荷传感器。或者，也可使用定制夹具（重量=0.5g）将肌腱连接至缝线（见图2）。
- 将负荷传感器安装在微操作器（Kite Manipulator，World Precision Instruments Inc，Sarasota，FL）上，以便调整TA至静息长度并正确对齐（在起点与止点之间形成一条直线的拉力方向）。使用加热灯防止TA冷却，并用矿物油防止其脱水。负荷传感器的信号（每次测试前均需校准）通过直流放大器（型号P122，Grass Instruments，Warwick，RI）传输至A/D采集板，由采集软件（PolyVIEW版本2.1，Grass Instruments，Warwick，RI）进行数据采集和存储。
- 将TA连接至负荷传感器，并在不同肌肉长度下施加单次抽搐刺激（1 ms矩形脉冲），以确定L0。肌肉静息长度使用游标卡尺测量，定义为胫骨结节与肌腱连接处之间的距离。在此长度下，逐步增加脉冲幅度和脉冲频率，建立力-频率关系。在约90–100 Hz时（由0.1 ms或1 ms脉冲组成的300 ms刺激串）可获得最大强直收缩。使用最大刺激强度的150%来激活TA，以实现最大收缩激活（P0）。可重复进行最大强直收缩，并以P0的百分比表示，作为任意时间点疲劳程度的指标。
3. 在体 啮齿类动物骨骼肌的磁共振成像和/或波谱分析
所有磁共振成像（MRI）和磁共振波谱（MRS）均在配备12 cm梯度插入线圈（最大梯度强度660 mT/m，最大切换率4570 T/m/s）的Bruker Biospin（美国马萨诸塞州比勒里卡）7.0特斯拉磁共振系统上进行，系统运行Paravision 5.0软件。
- 动物使用上文1.1所述的气化异氟烷进行麻醉。采用磁共振兼容的小动物监测与门控系统（SA Instruments, Inc.）监测呼吸频率和体温。小鼠体温维持在36-37°C 使用温水循环器。采用定制的固定装置将小鼠以仰卧位固定，使其双腿从膝盖到脚部与磁体孔道平行。将一个四通道仅接收表面线圈置于72 mm线性¹H共振器内。共振器线圈针对样本进行调谐和匹配。
- MR成像：完成定位像扫描后，进行以下MR扫描：T1加权快速自旋回波序列（RARE），参数如下：TE = 9.52 ms，TR = 1800，回波链长度 = 4，平面内分辨率 100×100 μm，切片厚度 = 750 μm双回波PD/T2 RARE：TE=19.0/57.1 ms，TR=5000 ms，回波链长度=4，平面内分辨率为100×100 μm，切片厚度 = 750 μm. 采用12个非共线方向的自旋回波（SE）扩散张量成像数据：b值 = 350 s/mm–2，TE = 26 ms，TR = 4500 ms，平面内分辨率为150×150 μm，切片厚度 = 750 μm多层面多回波（MSME）T2参数图数据，采用16个回波时间（TE = 11.4 ms至182.5 ms，ΔTE = 11.4 ms），重复时间（TR）= 10000 ms，平面内分辨率为150×150 μm，切片厚度 = 750 μm.
- 图像处理：使用 TrackVis（Martinos 生物医学成像中心；麻省总医院；波士顿，MA）进行扩散张量重建和纤维束成像，以生成平均扩散率（MD）、分数各向异性（FA）图像以及纤维束成像图谱。T2 映射采用基于 MATLAB（The Mathworks；Natick，MA）编写的自定义软件，通过非线性最小二乘法将每个像素的测量数据拟合至标准 T2 信号方程。通过感兴趣区域测量评估胫骨前肌（TA）内的参数值。
- 1H 谱分析：在 1 x 1 x 4 mm 体积上执行自动匀场3 TA 中的体素。采用点分辨波谱（PRESS）脉冲序列（TR/TE=2000/18 ms）对同一体素进行1024次平均采样以获取波谱数据。每条腿的数据采集时间为34分钟。波谱数据使用 LCModel 软件包进行处理。1631P 谱学：采用双调谐（1H，31P）表面线圈进行非定位（使用单脉冲实验）或定位谱学分析，定位方法采用图像选定 体内 光谱学（ISIS）脉冲序列
4. 肌肉的收获与保存。
实验结束后，取材胫骨前肌（TAs），称重后在液氮中速冻，随后于-80°C保存。此操作可在体内（in vivo）实验结束后的任意时间点进行。由于原位（in situ）实验为终末性操作，肌肉需在实验结束后立即取材。如需进行详细的形态学研究，可通过左心室灌注4%多聚甲醛对动物进行固定。
5. 代表性结果。
图3 显示了一只大鼠的代表性数据 体内 仪器 的 体内 该装置用于获取背屈肌产生的最大扭矩，同时也用于诱导这些肌肉的损伤。由于肌肉的长度-张力关系，当踝关节处于约 20° 跖屈（以足部与胫骨呈正交位置为参考） 0°）。在获得最大等长扭矩后，可将足部置于任意位置以开始损伤实验方案。图3展示了一种损伤实验方案，包含30次重复动作，运动弧度从 0° - 70°注意在收缩诱导损伤实验过程中，等长收缩阶段（实心箭头）和拉长阶段（空心箭头）所产生的力矩均呈持续下降趋势。力矩的记录单位为 Nmm，但其绝对值取决于动物的体型及其生理状态（例如，受损肌肉、疲劳肌肉，或因同源重组而缺失某种特定蛋白的肌肉）。
图4显示了一只大鼠的代表性数据 原位 仪器。我们的 原位 该装置不涉及肌肉的拉长收缩；相反，它使我们能够在已知长度下分离、准确定位并测量单个肌肉产生的最大张力。图4显示了大鼠胫骨前肌在疲劳测试过程中力量逐渐下降的情况。在此特定示例中，每秒进行一次强直收缩，持续5分钟。张力（力）通常以牛顿（或克）为单位记录，但与力矩类似，其绝对值取决于动物的体型和状态。由于肌肉重量在此程序结束后立即获得，因此可将力量标准化（称为“比力”）为肌肉横截面积。
图5显示了代表性数据 在体内 小鼠成像，如T1加权和T2参数图（A），基于扩散张量成像的三维纤维束成像（B） 1氢谱（C），以及 31P 谱分析。详细信息见图注。
图1：体内实验装置。* 为造成损伤，需固定胫骨并将足部连接至电机驱动的平板。在足底板强制足部进入跖屈（虚线箭头）的同时，通过腓神经刺激踝背屈肌。
* Lovering & De Deyne, 《生物力学杂志》2005年，经许可使用。
图 2：体内 实验装置 测力传感器安装在显微操作器上，以便调整胫骨前肌（TA）至静息长度，并在 X、Y 和 Z 方向上正确对齐。TA 的远端肌腱连接到测力传感器，通过在不同肌肉长度下诱发单次抽搐以确定 L0。通过诱发最大强直收缩来测定最大收缩激活力（P0）。可在任意时间点重复测定最大强直张力，并以 P0 的百分比表示，作为疲劳程度的指标。
图3：来自扭矩的数据 体内 仪器 大鼠离心收缩过程中力矩的代表性记录轨迹。在此特定示例中，肌肉先受到持续200毫秒的刺激以诱发最大等长收缩（实心箭头），随后通过足板进行拉长（空心箭头） 70° 以角速度进行的运动弧度 900°/ s.
图 4：来自原位装置的张力数据 代表性数据展示大鼠胫骨前肌（TA）在重复刺激过程中最大等长强直收缩张力的下降情况。在此示例中，TA 肌肉被分离后调整至最适长度（L0），随后每秒施加一次持续 200 ms 的强直收缩刺激，持续 5 分钟。
图 5：体内 成像 A： 图像显示胫骨前肌（TA）的横断面（轴向）T1 加权和 T2 参数图。红色虚线框标出 TA 区域，可见损伤侧（左侧）T2 信号较未损伤侧（右侧）升高。 B： 扩散张量成像（DTI）的代表性三维纤维束成像。 C： 小鼠 TA 的 1H 谱图显示出多个可检测的脂质共振峰；通过该方法可区分肌内脂质（IMCL）与肌外脂质（EMCL）的峰。 D： 大鼠 TA 的 31P 磁共振谱图显示了磷酸肌酸（PCr）、无机磷酸盐（Pi）以及三磷酸腺苷（ATP）的三个共振峰（α、β、γ）。
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讨论
“肌肉损伤”的定义和测量方法多种多样。组织学检查结果6,9可显示结构性损伤，但用于评估肌肉损伤的许多生物标志物（包括动物实验中使用的标志物）存在一个共同问题，即它们通常与力量下降无关。肌肉损伤的定义往往依赖于所采用的检测方法，且没有任何单一指标能够解释损伤后收缩功能的变化。尽管存在损伤标志物，肌肉的完全收缩功能仍可能持续存在，因此力量下降可能是衡量损伤最有效且最相关的指标3。
在人体中研究肌肉损伤具有挑战性，因为其发生是难以预测的随机事件，且临床表现差异很大。因此，关于肌肉损伤的大部分数据均来自动物研究，后者能够控制多种变量，并便于研究损伤与恢复的机制。in vivo 损伤装置的描述提供了一种无需解剖肌肉即可评估肌肉收缩功能的方法，从而避免了处死实验动物。我们自主设计的损伤模型（专利申请中）基于其他研究者用于建立动物收缩性损伤的相同原理5,12,15,24。尽管市场上已有类似模型，但除硬件使用说明外，相关操作指导极为有限。我们的模型在可用活动范围和角速度方面具有优势17，...
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披露
未声明任何利益冲突。
致谢
作者感谢 Robert Bloch 博士慷慨提供实验室空间和设施，感谢马里兰转化影像中心（C-TRIM）和磁共振研究中心（MRRC）的 Rao Gullapalli 博士和 Da Shi 提供的技术支持。本研究得到了美国国立卫生研究院向 RML 提供的资助（K01AR053235 和 1R01AR059179）、美国肌肉萎缩症协会（#4278）的资助，以及 Jain 基金会向 JAR 提供的资助。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 除足板外，小鼠和大鼠所用设备均相同 | |||
| BUD Value Line 柜体 | Newark Inc | 06M4718 | |
| 多功能 I/O USB-6221M | National Instruments | 779808-01 | |
| 步进电机控制器 | Newark Inc | 16M4189 | |
| 步进电机 | Newark Inc | 16M4198 | |
| 应变仪放大器 | Honeywell | DV-05 | |
| 扭矩传感器 | Honeywell | QWLC-8M | |
| 足板及稳定装置（定制，专利待批） |
参考文献
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