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方法文章

通过表面等离子共振检测毒素向宿主细胞胞质的转位

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DOI：

10.3791/3686

⸱

2012年1月3日

 ,  ,  , 
1Department of Molecular Biology and Microbiology, University of Central Florida

本文内容

摘要

在本报告中，我们描述了如何利用表面等离子共振技术检测毒素进入宿主细胞胞质的过程。这种高灵敏度的方法可提供关于胞质内毒素含量的定量数据，并可应用于多种毒素的研究。

摘要

AB 毒素由具有酶活性的 A 亚基和负责细胞结合的 B 亚基组成1。这些毒素被分泌到细胞外环境中，但其作用靶点位于真核细胞的胞质溶胶内。某些 AB 毒素通过囊泡载体从细胞表面转运至内质网（ER），然后进入胞质溶胶2-4。在内质网中，催化性的 A 链从毒素其余部分解离，并经由一种蛋白质转运通道进入胞质溶胶以作用于其靶标5。由于毒素向内质网的转运过程效率极低，转位至胞质溶胶的 A 链难以被检测到：大多数内吞的毒素被定向转运至溶酶体进行降解，仅有少量结合于细胞表面的毒素能够到达高尔基体和内质网6-12。

为了监测毒素从内质网向培养细胞胞质溶胶的转位过程，我们将亚细胞分级分离方案与高灵敏度的表面等离子体共振（SPR）检测方法相结合13-15。用皂苷选择性地通透化毒素处理细胞的质膜，从而收集胞质溶胶组分，随后将其流经涂有抗毒素A链抗体的SPR传感器。该抗体包被的传感器可捕获并检测皮克每毫升（pg/mL）量级的胞质毒素。利用该方案，可追踪毒素进入胞质溶胶的动力学过程，并表征对转位事件的抑制效应。通过已知浓度A链标准品在传感器上流经后生成的标准曲线，还可计算胞质溶胶中毒素的浓度。本方法是一种快速、灵敏且定量的检测系统，无需对目标毒素进行放射性标记或其他修饰。

方案

1. 原生质体酶的制备

  1. 向一个微量离心管中加入 500 μL 的 100% 乙醇，并将其置于 80 °C 的加热块中孵育 10 分钟。
  2. 将 2.5 mg 的皂苷素溶解于 250 μL 预热的乙醇中，制备成 1% 的皂苷素储备液。
  3. 为配制 0.04% 的皂苷素工作液，取 40 μL 皂苷素储备液加入 960 μL 的 HCN 缓冲液（50 mM Hepes pH 7.5、150 mM NaCl、2 mM CaCl2、10 mM N-乙基马来酰亚胺和蛋白酶抑制剂混合物）中。

2. 细胞中毒与通透化

我们的转位实验可应用于多种毒素和细胞系。以下，我们提供了霍乱毒素（CT）检测的详细方案。图1给出了该实验流程的概览。

  1. 在6孔板中接种HeLa细胞，每孔加入1 mL添加10%胎牛血清和抗生素-抗真菌剂的DMEM培养基，于37 °C过夜培养后使每孔细胞数达到1×106个。为获得足够量的胞质毒素以实现可重复检测，每种实验条件需设置三个重复孔。
  2. 过夜培养后，弃去原培养基，每孔加入1 mL含100 ng/mL神经节苷脂GM1的DMEM培养基。此举可增加霍乱毒素（CT）的结合位点，因为GM1作为CT的受体，可插入暴露于GM1溶液的细胞质膜中。
  3. 在37 °C孵育1小时后，移除含GM1的培养基，用DMEM洗涤细胞两次，然后在含1 μg/mL CT的1 mL DMEM中将细胞置于4 °C孵育30分钟。
  4. 移除含毒素的培养基，用DMEM洗涤细胞两次，随后在37 °C下用1 mL DMEM继续培养细胞，孵育时间为所需的时间间隔。
  5. 每个追踪时间点结束后，用PBS洗涤细胞，每孔加入250 μL含0.5 mM EDTA的PBS溶液。室温静置10分钟后，使用P1000移液器剧烈吹打使细胞脱离培养板。收集一个孔的细胞后，将其与同组条件下的第二、第三孔细胞合并。也可使用细胞刮刀收集细胞。
  6. 将三个重复孔合并的细胞悬液（总体积750 μL）转移至一个微量离心管中，在台式微量离心机中以5,000 × g离心5分钟。所有实验条件下的细胞沉淀应大小相近。
  7. 弃去上清液，将细胞沉淀重悬于100 μL 0.04%的皂苷工作液中，冰上放置10分钟。
  8. 将经皂苷透化的细胞在台式微量离心机中以16,000 × g离心10分钟。将含胞质成分的上清液转移至新的微量离心管中，保留含细胞器的沉淀部分。

3. 样品制备

  1. 含细胞质的上清组分用 HCN 缓冲液稀释至终体积为 1 mL。样品体积至少需 1 mL，以确保进样前将 500 μL 样品环中的空气排尽。
  2. 含细胞器的沉淀组分在含有 1% Triton X-100 的 1 mL HCN 缓冲液中重新悬浮。添加去垢剂是释放膜包被毒素库所必需的。
  3. 在 HCN 缓冲液中配制浓度分别为 100、10、1 和 0.1 ng/mL 的毒素标准品。
  4. 为验证组分分离程序的可靠性，需平行制备细胞质组分和细胞器组分用于对照实验。按照第 2 节所述方法制备的组分，分别重悬于 20 μL 4x 上样缓冲液（细胞质组分）或 120 μL 1x 上样缓冲液（细胞器组分）。取等体积的各组分进行十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶电泳，并通过蛋白质印迹分析检测，以证明细胞质蛋白分布于上清组分中，而可溶性内质网驻留蛋白分布于沉淀组分中16-19。

4. SPR 芯片制备

  1. Reichert SR7000 SPR 折光仪用于 SPR 实验。
  2. 将带有自组装单分子层的镀金玻璃片放入 SPR 仪器中。为激活传感器片，以 41 μL/min 的流速在玻璃片上灌注 0.4 M EDC 与 0.1 M NHS 的 1:1 (v:v) 混合溶液，持续 10 分钟。后续所有灌注步骤均使用相同的流速。
  3. 使用含 0.05% Tween 20 的 PBS（PBST）清洗芯片 5 分钟，以去除 EDC:NHS 激活缓冲液。此时芯片表面因 EDC:NHS 溶液去封闭而形成具有反应活性的酰胺键连接臂。
  4. 将抗 CTA 抗体以 1:20,000 的稀释比例溶于 20 mM 醋酸钠缓冲液（pH 5.5）中，灌注至已激活的传感器片表面，持续 15 分钟。由于 pH 变化，折射率单位（RIU）会出现初始下降。随后，随着抗体被传感器片表面的酰胺反应性连接臂捕获，RIU 将逐渐上升。
  5. 用 PBST 洗涤 5 分钟，去除传感器片上未结合的抗体。被捕获抗体所产生的 RIU 信号将趋于平稳并稳定下来，形成新的基线信号。
  6. 以 1 M 乙醇胺（pH 8.5）溶液灌注传感器片 5 分钟，以封闭并失活传感器片上残留的未结合连接臂。

5. 样品的 SPR 分析

  1. 为建立基线读数，用 PBST 对抗体包被的传感器灌注 5 分钟。
  2. 将实验样品或毒素标准品溶液灌注过传感器，持续 300 秒。随后从缓冲液中去除配体，并用 PBST 继续灌注传感器 200 秒。
  3. 每次灌注后，使用 pH 5.0 的 PBST 对传感器进行 100 秒的清洗，以去除传感器上结合的毒素。此步骤可使信号恢复至初始基线水平，从而允许在同一传感器上处理下一个样品。
  4. 在加载新样品前，推动少量空气通过样品环路，以排出前一样品残留的液体。采用 5.2–5.4 节所述步骤，我们已在同一张芯片上连续运行多达 12 个样品，且基线信号未出现明显衰减。
  5. 数据分析使用 Scrubber 2 软件完成，图形制作则使用 Igor 软件。

6. 典型结果

百日咳毒素（PT）是一种AB型毒素，可从细胞表面转运至内质网，随后其A亚单位（PTS1）进入细胞质3, 12。如图2所示，我们基于表面等离子共振（SPR）的转位检测方法能够检测到中毒CHO细胞细胞质中的PTS1。未中毒细胞的细胞质组分未产生任何信号，这证实抗-PTS1抗体不会与宿主细胞质中的任何组分发生交叉反应。在存在布雷菲德菌素A（BfA）的情况下中毒的细胞，其细胞质组分也未能产生阳性信号。BfA可阻止毒素向内质网转位位点的运输6-8, 12, 20-25，从而抑制A亚单位向细胞质的递送。每次运行结束后，传感器芯片表面结合的毒素均被剥离。这使得多个样品可在同一传感器芯片上进行检测，从而实现了不同实验条件下所得结果的直接比较。

CT 是另一种 AB 型、可进入内质网转运的毒素4。在图 3A 中，可在 CT 处理的 HeLa 细胞的胞质组分中检测到 CTA1。这表明我们的方法适用于多种细胞类型，并可应用于任何已有抗 A 链抗体的毒素。当将 CT 处理细胞的胞质组分流经涂覆有抗 CTB 抗体的 SPR 传感器时，未检测到信号（图 3B），从而证明只有 CTA1 亚基而非负责细胞结合的 CTB 五聚体进入胞质。图 3C 显示，与较弱的胞质组分信号相比，细胞器组分的信号超出量程。这与已知的 CT 向内质网转运位点运输效率较低的现象一致6,7，后者进而限制了能够到达胞质的毒素量。此外，细胞器组分中既包含完整的 CT 全毒素，也包含定位于内质网的 CTA1，因此细胞器组分的 SPR 信号因全毒素相关 CTB 五聚体的额外质量而被放大。因此，将细胞器组分与胞质组分的数据绘制在同一张传感器图上并不合理。

我们的检测方法可监测易位至细胞质的毒素随时间推移而积累的过程（图4）。将细胞暴露于CT并在4 °C条件下孵育，该温度允许毒素结合质膜，但阻止与细胞结合的毒素发生内化。在去除未结合的毒素后，将细胞升温至37 °C。在此温度下，毒素可转运至内质网，同时A亚基可从内质网转位至细胞质。升温至37 °C后15分钟内未检测到细胞质中的毒素，这反映了以下过程所需的滞后时间：（i）全毒素向内质网的运输；（ii）内质网中A/B亚基的解离；以及（iii）A链向细胞质的输出。在37 °C孵育30分钟后可检测到少量位于细胞质的毒素，而在45分钟和60分钟的追踪孵育后，检测到的细胞质毒素量逐步增加。在5小时的追踪孵育后检测到更高水平的细胞质毒素17，表明与细胞结合的毒素持续且长期地递送至宿主细胞质中。

我们的检测方法还可检测毒素向细胞质转位的抑制作用（图5）。用10%二甲基亚砜（DMSO）处理的细胞中，细胞质内的CTA1水平较低，相比之下未处理的对照细胞则较高；DMSO是一种化学伴侣分子，可防止分离的CTA1亚基发生热变性（T. Banerjee 和 K. Teter，未发表观察结果）。毒素A链的去折叠是其转位至细胞质的先决条件16-18，因此DMSO诱导的CTA1稳定性阻碍了其从内质网向细胞质的转移。

表面等离子共振（SPR）实验测得的结合速率常数（ka）与灌注缓冲液中配体的浓度成正比14, 15, 26。因此，可通过绘制已知浓度毒素标准品的 ka 值随毒素浓度变化的标准曲线，来确定细胞质中毒素的浓度。该方法被用于定量分析图5中DMSO诱导的毒素转位阻断效应：利用已知浓度毒素建立的标准曲线，计算得出未处理细胞的细胞质CTA1浓度为0.3 ng/mL，DMSO处理细胞的CTA1浓度为0.1 ng/mL（图6）。因此，DMSO对CTA1去折叠的抑制作用导致CTA1从内质网向细胞质的转位减少了3倍。

生物传感器操作示意图，展示蛋白质结合的逐步过程及SPR图谱分析。
图1. 实验流程概述。（A）将细胞与AB毒素在4 °C下孵育，该温度允许毒素结合细胞表面，但阻止其内吞作用。毒素的A亚基和B亚基分别用红色和蓝色圆圈表示。（B）去除未结合的毒素后，将细胞升温至37 °C，以促进全毒素的内吞作用及其逆行转运至内质网（ER）。全毒素在ER中解离，释放出的A链可通过ER膜上的蛋白质转运通道进入细胞质。（C）用皂苷（digitonin）处理细胞，选择性地通透化细胞质膜。（D）通过离心将细胞分为细胞质组分和细胞器组分。细胞质内容物经digitonin形成的孔隙被挤出，存在于上清液中；完整且具有膜结构的细胞器则存在于沉淀组分中。（E）为检测已转位至宿主细胞质中的毒素A链，将上清液组分流经固定有抗A链抗体的SPR传感器芯片表面。

PTS1 蛋白相互作用图；传感器图分析；浓度依赖性响应曲线。
图 2. 检测 PTS1 向宿主细胞胞质中的转位。CHO 细胞在 4 °C 条件下用 1 μg/mL 的 PT 脉冲标记 30 分钟。随后，细胞在 37 °C 下于不含毒素且未添加其他成分（中毒）或含 5 μg BfA/mL（+BfA 中毒）的培养基中继续培养 3 小时。通过皂苷对质膜进行透化处理，将细胞提取物分为细胞器组分和胞质组分。使用包被了抗-PTS1 抗体的 SPR 传感器检测未经处理或经 BfA 处理细胞中的胞质 PTS1 池。将 PTS1 标准品流经传感器作为阳性对照，而未中毒细胞的胞质组分则作为阴性对照流经传感器芯片。每次运行结束后，从传感器芯片上去除已结合的样品。

显示随时间变化的细胞质和细胞器组分中蛋白质相互作用的图表；实验结果。
图3. CTA1 转位至宿主细胞质的检测。HeLa 细胞在 4 °C 条件下用 1 μg/mL 的 CT 进行脉冲标记，随后在不含毒素且无添加物（中毒）或含 5 μg BfA/mL（+BfA 中毒）的培养基中于 37 °C 追踪培养 2 小时。通过皂苷对质膜进行透化处理，将细胞提取物分离为细胞器组分和细胞质组分。（A）将细胞质组分灌注至 SPR 传感器表面，该传感器涂覆有抗 CTA 抗体。已知量的 CTA 用作阳性对照，未中毒细胞的细胞质用作阴性对照。（B）将未添加 BfA 条件下中毒细胞的细胞质组分灌注至涂覆有抗 CTB 抗体的 SPR 传感器表面。纯化的 CTB 五聚体作为阳性对照灌注至芯片表面。（C）细胞器组分在灌注至涂覆有抗 CTA 抗体的 SPR 传感器前，用 1% Triton X-100 溶解。为便于比较，来自同一细胞提取物的细胞质组分（最终体积 1 mL）以及 CTA 标准品也同时灌注至传感器表面。所有图谱中，每次运行结束后均将结合的样品从传感器表面洗脱去除。

显示浓度和持续时间效应的微RIU随时间变化的色谱图。
图4. CTA1进入细胞质的动力学。HeLa细胞在4 °C下用1 μg/mL的CT脉冲标记后，在无毒素培养基中于37 °C分别追逐15、30、45或60分钟。为检测已转位的毒素部分，将经皂苷（digitonin）透化的细胞的细胞质组分流经固定有抗CTA抗体的SPR传感器。同时将CTA标准品也流经该传感器。每次运行结束后，从传感器芯片上剥离已结合的样品。

CTA 结合反应图，微折射率单位 vs. 时间；中毒与未中毒样本分析。
图 5. DMSO 对 CTA1 转位的抑制作用。HeLa 细胞在 4 °C 条件下用 1 μg/mL 的 CT 脉冲标记后，在不含毒素的培养基中于 37 °C 追踪孵育 2 小时，培养基中不添加任何成分（中毒）或添加 10% DMSO（+DMSO 中毒）。为检测毒素的胞质转位量，将经皂苷透化的细胞所得的胞质组分流经 SPR 传感器，该传感器表面包被有抗 CTA 抗体。CTA 标准品（100、10、1 和 0.1 ng/mL）流经传感器作为阳性对照；出于比例显示目的，图中仅展示 1 和 0.1 ng/mL 标准品。未中毒细胞的胞质组分作为阴性对照。每次检测结束后，从传感器载片上剥离已结合的样本。

CTA浓度与结合速率（ka）的相关性图；带趋势线的数据点。
图6. 胞质CTA1浓度的计算。将图5中CTA标准品的ka值对其毒素浓度作图，得到标准曲线。利用该标准曲线，根据图5中实验样品的ka值，确定未经处理及DMSO处理细胞中胞质CTA1的浓度。毒素标准品以实心圆表示；未处理的胞质以空心方块表示；DMSO处理的胞质以空心圆表示。数据展示两次独立实验的平均值±范围。

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讨论

与现有方法的比较

基于 SPR 的转位检测方法是一种快速、灵敏且定量的检测毒素进入宿主细胞胞质的方法。该技术无需对毒素进行放射性标记或其他修饰，且适用于任何可获得抗毒素 A 链抗体的毒素。目前监测毒素进入胞质的方法依赖于亚细胞分级分离方案，将细胞裂解物分离为胞质和膜组分11, 23, 27, 28。这些方法采用 Western 印迹或放射性标记来检测胞质中的毒素。前者最多仅为半定量，且灵敏度相对较低。即使是放射性标记方法，由于到达胞质的毒素水平极低，也可能需要数周时间才能获得结果。虽然使用放射性标记毒素的定量分析可确定进入胞质的细胞相关毒素的相对百分比，但该方法无法直接确定胞质中毒素分子的确切数量。因此，将 SPR 检测毒素的灵敏度与放射性标记检测进行比较存在困难，因为 SPR 可以计算胞质毒素的数量，而放射性标记则不能。

其他易位检测方法绕过了上游的毒素运输步骤，利用基于质粒的表达系统或体外转录/翻译系统，直接将毒素A链递送至内质网29-38。对于这两种方法，N端信号序列均可引导A...

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披露

未声明任何利益冲突。

致谢

本工作由NIH基金R01 AI073783资助，项目负责人为K. Teter。我们感谢Shane Massey博士在亚细胞分级分离方案开发过程中提供的帮助，以及Helen Burress对稿件的审阅意见。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
DigitoninSigma-AldrichD141
乙醇Acros Organics61509-0010
DMEMInvitrogen11995065
胎牛血清Atlanta BiologicalsS11550
神经节苷脂 GM1Sigma-AldrichG7641
CTASigma-AldrichC2398
PTS1List182
NHS（N-羟基琥珀酰亚胺）Pierce, Thermo Scientific24500
EDC（1-乙基-3-(3-二甲基氨基丙基)碳二亚胺）Thermo Fisher Scientific, Inc.22981
乙醇胺Sigma-AldrichE0135
PBSTMedicago09-8903-100
抗CTA抗体Santa Cruz Biotechnology, Inc.sc-80747
抗CTB抗体Calbiochem227040
抗PTS1抗体Santa Cruz Biotechnology, Inc.sc-57639
折光仪ReichertSR7000, SR7000DC
SPR传感器芯片Reichert13206060
注射泵Cole-Parmer780200C

参考文献

  1. Sandvig, K., van Deurs, B. Membrane traffic exploited by protein toxins. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 18, 1-24 (2002).
  2. Watson, P., Spooner, R. A. Toxin entry and trafficking in mammalian cells. Adv. Drug Deliv. Rev. 58, 1581-1596 (2006).
  3. Carbonetti, N. H. Pertussis toxin and adenylate cyclase toxin: key virulence factors of Bordetella pertussis and cell biology tools. Future Microbiol. 5, 455-469 (2010).
  4. Wernick, N. L. B., Chinnapen, D. J. -F., Cho, J. A., Lencer, W. I. Cholera toxin: an intracellular journey into the cytosol by way of the endoplasmic reticulum. Toxins. 2, 310-325 (2010).
  5. Lord, J. M., Roberts, L. M., Lencer, W. I. Entry of protein toxins into mammalian cells by crossing the endoplasmic reticulum membrane: co-opting basic mechanisms of endoplasmic reticulum-associated degradation. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 300, 149-168 (2005).
  6. Lencer, W. I. Entry of cholera toxin into polarized human intestinal epithelial cells. Identification of an early brefeldin A sensitive event required for A1-peptide generation. J. Clin. Invest. 92, 2941-2951 (1993).
  7. Orlandi, P. A., Curran, P. K., Fishman, P. H. Brefeldin A blocks the response of cultured cells to cholera toxin. Implications for intracellular trafficking in toxin action. J. Biol. Chem. 268, 12010-12016 (1993).
  8. Sandvig, K., Prydz, K., Hansen, S. H., van Deurs, B. Ricin transport in brefeldin A-treated cells: correlation between Golgi structure and toxic effect. J. Cell. Biol. 115, 971-981 (1991).
  9. Sandvig, K., Prydz, K., Ryd, M., van Deurs, B. Endocytosis and intracellular transport of the glycolipid-binding ligand Shiga toxin in polarized MDCK cells. J. Cell Biol. 113, 553-562 (1991).
  10. van Deurs, B. Estimation of the amount of internalized ricin that reaches the trans-Golgi network. J. Cell Biol. 106, 253-267 (1988).
  11. Tam, P. J., Lingwood, C. A. Membrane cytosolic translocation of verotoxin A1 subunit in target cells. Microbiology. 153, 2700-2710 (2007).
  12. Plaut, R. D., Carbonetti, N. H. Retrograde transport of pertussis toxin in the mammalian cell. Cell. Microbiol. 10, 1130-1139 (2008).
  13. Willander, M., Al-Hilli, S. Analysis of biomolecules using surface plasmons. Methods Mol. Biol. 544, 201-229 (2009).
  14. Homola, J. Present and future of surface plasmon resonance biosensors. Anal. Bioanal. Chem. 377, 528-539 (2003).
  15. Medaglia, M. V., Fisher, R. J. Protein-Protein Interactions. Golemis, E. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. 255-272 (2002).
  16. Banerjee, T. Contribution of subdomain structure to the thermal stability of the cholera toxin A1 subunit. Biochemistry. 49, 8839-8846 (2010).
  17. Massey, S. Stabilization of the tertiary structure of the cholera toxin A1 subunit inhibits toxin dislocation and cellular intoxication. J. Mol. Biol. 393, 1083-1096 (2009).
  18. Taylor, M. A therapeutic chemical chaperone inhibits cholera intoxication and unfolding/translocation of the cholera toxin A1 subunit. PLoS ONE. 6, e18825-e18825 (2011).
  19. Taylor, M. Hsp90 is required for transfer of the cholera toxin A1 subunit from the endoplasmic reticulum to the cytosol. J. Biol. Chem. 285, 31261-31267 (2010).
  20. Donta, S. T., Beristain, S., Tomicic, T. K. Inhibition of heat-labile cholera and Escherichia coli enterotoxins by brefeldin A. Infect. Immun. 61, 3282-3286 (1993).
  21. Donta, S. T., Tomicic, T. K., Donohue-Rolfe, A. Inhibition of Shiga-like toxins by brefeldin. A. J. Infect. Dis. 171, 721-724 (1995).
  22. Nambiar, M. P., Oda, T., Chen, C., Kuwazuru, Y., Wu, H. C. Involvement of the Golgi region in the intracellular trafficking of cholera toxin. J. Cell. Physiol. 154, 222-228 (1993).
  23. Rapak, A., Falnes, P. O., Olsnes, S. Retrograde transport of mutant ricin to the endoplasmic reticulum with subsequent translocation to cytosol. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 94, 3783-3788 (1997).
  24. Xu, Y., Barbieri, J. T. Pertussis toxin-mediated ADP-ribosylation of target proteins in Chinese hamster ovary cells involves a vesicle trafficking mechanism. Infect. Immun. 63, 825-832 (1995).
  25. Yoshida, T., Chen, C. C., Zhang, M. S., Wu, H. C. Disruption of the Golgi apparatus by brefeldin A inhibits the cytotoxicity of ricin, modeccin, and Pseudomonas toxin. Exp. Cell Res. 192, 389-395 (1991).
  26. Godber, B. Direct quantification of analyte concentration by resonant acoustic profiling. Clin. Chem. 51, 1962-1972 (2005).
  27. Bernardi, K. M., Forster, M. L., Lencer, W. I., Tsai, B. Derlin-1 facilitates the retro-translocation of cholera toxin. Mol. Biol. Cell. 19, 877-884 (2008).
  28. Wernick, N. L., De Luca, H., Kam, W. R., Lencer, W. I. N-terminal Extension of the Cholera Toxin A1-chain Causes Rapid Degradation after Retrotranslocation from Endoplasmic Reticulum to Cytosol. J. Biol. Chem. 285, 6145-6152 (2010).
  29. Simpson, J. C. Ricin A chain utilises the endoplasmic reticulum-associated protein degradation pathway to enter the cytosol of yeast. FEBS. Lett. 459, 80-84 (1999).
  30. Veithen, A., Raze, D., Locht, C. Intracellular trafficking and membrane translocation of pertussis toxin into host cells. Int. J. Med. Microbiol. 290, 409-413 (2000).
  31. Castro, M. G., McNamara, U., Carbonetti, N. H. Expression, activity and cytotoxicity of pertussis toxin S1 subunit in transfected mammalian cells. Cell. Microbiol. 3, 45-54 (2001).
  32. Schmitz, A., Herrgen, H., Winkeler, A., Herzog, V. Cholera toxin is exported from microsomes by the Sec61p complex. J. Cell Biol. 148, 1203-1212 (2000).
  33. Teter, K., Allyn, R. L., Jobling, M. G., Holmes, R. K. Transfer of the cholera toxin A1 polypeptide from the endoplasmic reticulum to the cytosol is a rapid process facilitated by the endoplasmic reticulum-associated degradation pathway. Infect. Immun. 70, 6166-6171 (2002).
  34. Winkeler, A., Godderz, D., Herzog, V., Schmitz, A. BiP-dependent export of cholera toxin from endoplasmic reticulum-derived microsomes. FEBS Lett. 554, 439-442 (2003).
  35. Yu, M., Haslam, D. B. Shiga toxin is transported from the endoplasmic reticulum following interaction with the luminal chaperone HEDJ/ERdj3. Infect. Immun. 73, 2524-2532 (2005).
  36. LaPointe, P., Wei, X., Gariepy, J. A role for the protease-sensitive loop region of Shiga-like toxin 1 in the retrotranslocation of its A1 domain from the endoplasmic reticulum lumen. J. Biol. Chem. 280, 23310-23318 (2005).
  37. Teter, K., Jobling, M. G., Sentz, D., Holmes, R. K. The cholera toxin A13 subdomain is essential for interaction with ADP-ribosylation factor 6 and full toxic activity but is not required for translocation from the endoplasmic reticulum to the cytosol. Infect. Immun. 74, 2259-2267 (2006).
  38. Redmann, V. Dislocation of ricin toxin a chains in human cells utilizes selective cellular factors. J. Biol. Chem. 286, 21231-21238 (2011).
  39. Yamaizumi, M., Mekada, E., Uchida, T., Okada, Y. One molecule of diphtheria toxin fragment A introduced into a cell can kill the cell. Cell. 15, 245-250 (1978).
  40. Bellisola, G. Reductive activation of ricin and ricin A-chain immunotoxins by protein disulfide isomerase and thioredoxin reductase. Biochem. Pharmacol. 67, 1721-1731 (2004).
  41. McKee, M. L., FitzGerald, D. J. Reduction of furin-nicked Pseudomonas exotoxin A: an unfolding story. Biochemistry. 38, 16507-16513 (1999).
  42. Orlandi, P. A. Protein-disulfide isomerase-mediated reduction of the A subunit of cholera toxin in a human intestinal cell line. J. Biol. Chem. 272, 4591-4599 (1997).
  43. Spooner, R. A. Protein disulphide-isomerase reduces ricin to its A and B chains in the endoplasmic reticulum. Biochem. J. 383, 285-293 (2004).
  44. Fujinaga, Y. Gangliosides that associate with lipid rafts mediate transport of cholera and related toxins from the plasma membrane to endoplasmic reticulm. Mol. Biol. Cell. 14, 4783-4793 (2003).
  45. Guerra, L. Cellular internalization of cytolethal distending toxin: a new end to a known pathway. Cell. Microbiol. 7, 921-934 (2005).
  46. Johannes, L., Tenza, D., Antony, C., Goud, B. Retrograde transport of KDEL-bearing B-fragment of Shiga toxin. J. Biol. Chem. 272, 19554-19561 (1997).
  47. Deeks, E. D. The low lysine content of ricin A chain reduces the risk of proteolytic degradation after translocation from the endoplasmic reticulum to the cytosol. Biochemistry. 41, 3405-3413 (2002).
  48. Hazes, B., Read, R. J. Accumulating evidence suggests that several AB-toxins subvert the endoplasmic reticulum-associated protein degradation pathway to enter target cells. Biochemistry. 36, 11051-11054 (1997).
  49. Rodighiero, C., Tsai, B., Rapoport, T. A., Lencer, W. I. Role of ubiquitination in retro-translocation of cholera toxin and escape of cytosolic degradation. EMBO Rep. 3, 1222-1227 (2002).
  50. Worthington, Z. E., Carbonetti, N. H. Evading the proteasome: absence of lysine residues contributes to pertussis toxin activity by evasion of proteasome degradation. Infect. Immun. 75, 2946-2953 (2007).
  51. Pande, A. H., Moe, D., Jamnadas, M., Tatulian, S. A., Teter, K. The pertussis toxin S1 subunit is a thermally unstable protein susceptible to degradation by the 20S proteasome. Biochemistry. 45, 13734-13740 (2006).
  52. Pande, A. H. Conformational instability of the cholera toxin A1 polypeptide. J. Mol. Biol. 374, 1114-1128 (2007).

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