我们描述了一种在小鼠前脑中进行神经元迁移实时视频成像的实验方案。通过在急性活体脑片中利用宽场荧光成像技术，并以相对较短的时间间隔快速采集图像，记录经病毒标记或移植的神经前体细胞的迁移过程，以研究细胞迁移的不同阶段，包括静止期和迁移期的持续时间以及迁移速度。
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摘要
摘要
大量证据表明，成年哺乳动物大脑的特定区域存在内源性神经干细胞池，能够持续生成新的功能性神经元。源自脑室下区（SVZ）的新生神经母细胞沿吻侧迁移流（RMS）迁移到嗅球（OB）的最终位置1。在RMS中，神经母细胞以链状结构进行切向迁移，这些链状结构被星形胶质细胞突起包绕2,3，并以血管作为结构支撑以及迁移所需分子因子的来源4,5。到达OB后，神经母细胞脱离链状结构，转为径向迁移，进入嗅球的不同层次，在那里分化为中间神经元并整合到已有的神经网络中1,6。
本文中，我们描述了在啮齿类动物脑组织急性切片中监测细胞迁移的实验方法。利用急性切片可评估细胞在高度接近体内真实微环境条件下的迁移行为。 体内 条件以及难以触及的脑区中 体内 成像。此外，该方法避免了类器官和细胞培养所需的长期培养条件，而这些条件最终可能改变细胞的迁移特性。在急性脑片中，可使用微分干涉差（DIC）光学或荧光蛋白对神经前体细胞进行可视化。通过病毒标记侧脑室下区（SVZ）中的神经前体细胞、将报告基因小鼠的成神经细胞移植到野生型小鼠的SVZ中，或使用在成神经细胞中表达荧光蛋白的转基因小鼠，均为可视化成神经细胞并追踪其迁移的有效方法。然而，后一种方法由于标记细胞密度较高，难以对单个细胞进行长时间追踪。我们采用配备CCD相机的宽场荧光直立显微镜，以实现相对较快的图像采集间隔（每15或30秒采集一幅图像），从而可靠地识别静止期和迁移期。准确判定静止期与迁移期的持续时间，对于结果的明确解读至关重要。我们还进行了多步z轴采集，以在三维空间中监测成神经细胞的迁移。宽场荧光成像已被广泛用于可视化神经元迁移过程7-10在此，我们详细描述了标记神经母细胞、对成年小鼠前脑急性脑片中的神经母细胞迁移进行实时视频成像以及分析细胞迁移的方法。尽管本方案以成年小鼠喙侧迁移流（RMS）中神经母细胞的迁移为例进行说明，但该方法同样适用于胚胎期及出生后早期脑组织中细胞迁移的观察。
方案
1. 标记神经前体细胞
可以利用转基因小鼠来观察神经母细胞，这些小鼠可在神经母细胞中特异性表达荧光蛋白（即，Dcx-GFP，Gad67-GFP），通过立体定位将编码荧光蛋白的病毒颗粒注射至侧脑室下区（SVZ）或喙侧迁移流（RMS），或移植报告基因小鼠的神经前体细胞即，Dcx-GFP，Gad67-GFP）注射至野生型小鼠的脑室下区（SVZ）。本文描述了神经前体细胞移植及病毒标记的操作步骤。
从报告基因小鼠的脑室下区（SVZ）分离神经母细胞
- 神经母细胞解离需要以下溶液。
40倍浓缩液
10 ml 青霉素/链霉素（青霉素储存液 10,000 u/ml/链霉素 1,000 ug/ml）
10 ml 葡萄糖（储备液 200 mg/ml）
20 ml 丙酮酸钠（储存液 100 mM）
10 ml H2O
制备 1 ml 分装液
解剖液（100 ml）
HBSS 1× - 97.4 ml
HEPES（1 M）- 0.1 ml
40倍浓缩液 - 2.5 ml
DNase 溶液（20K 单位/毫升）
牛胰腺DNaseI，IV型
150,000 单位溶于 7.5 ml H2O
经 0.22 μm 滤膜过滤
制备1 ml等份试样
胰蛋白酶-DNase I 溶液（10 ml）
HBSS - 8.6 ml
DNaseI（20K 单位/ml）- 0.15 ml
胰蛋白酶-EDTA（0.5%）- 1 ml
40倍浓缩液 - 0.25 ml
重悬液（50 ml）
Neurobasal 培养基 - 47.5 ml
BSA（300 mg/ml）- 332.5 μl
40倍浓缩液 - 1.25 ml
DNaseI（20K 单位/ml）- 0.66 ml
- 使用腹腔注射100 μl氯胺酮/赛拉嗪（每10 g体重给予10 mg/1 mg）对表达神经母细胞荧光蛋白的2至3月龄成年小鼠进行麻醉，随后实施断头。我们使用GAD67-GFP小鼠11。用手术刀在侧脑室水平对脑组织进行冠状切片，并在冰上解剖液中分离出脑室下区（SVZ）。将SVZ组织置于含有500 μl胰蛋白酶-DNase溶液的微量离心管中，冰上孵育20分钟。
- 将SVZ组织转移至含有5 ml预热（37 °C）胰蛋白酶-DNase溶液的15 ml锥形管中，在37 °C、5% CO2条件下孵育30分钟。
- 将全部内容物转移至含有15 ml吹打溶液的50 ml锥形管中，以1,000 × g离心1分钟。吸除上清液，加入10 ml吹打溶液，将细胞转移至新的15 ml锥形管中，再以1,000 × g离心1分钟。
- 将巴斯德吸管尖端烧制光滑以减小口径，并用吹打溶液润洗。离心后尽可能吸除上清液，向锥形管中加入2 ml新鲜吹打溶液。用巴斯德吸管在吹打溶液中反复吹打细胞（约上下吹打50次）。取上半部分含有充分解离细胞的上清液，转移至另一个含有10 ml吹打溶液的15 ml锥形管中。
- 再次烧制光滑巴斯德吸管以进一步缩小尖端口径。向含有未完全解离细胞的管中加入1 ml吹打溶液，继续吹打（约上下吹打10次），然后将全部内容物转移至含有先前已解离细胞的15 ml锥形管中。以1,000 × g离心7分钟。弃去上清液，将沉淀细胞重悬于50 ml神经基础培养基中，转入细胞计数板，进行细胞计数。
使用下述方法将所需数量的细胞移植到脑室下区（SVZ）。
病毒的立体定位注射及解离细胞的移植
- 手术开始前，使用玻璃珠灭菌器对所有器械进行灭菌。
- 进行立体定位注射时，使用尖端极细（1–2 μm）的玻璃微量移液管，以尽量减少脑组织损伤。制备移液管时，用移液管拉制仪拉制玻璃毛细管。用石蜡油从后方填充移液管至一半体积，并将纳升注射器（Nanoliter injector，World Precision Instruments）的推杆插入移液管未处理的一端。
- 使用纳升注射器控制器，推动推杆使石蜡油向下移动，直至少量石蜡油从尖端渗出。将移液管插入含有病毒颗粒（1×106–1×108 TU/mL）或解离的SVZ细胞（0.5–1 μL）的无菌容器中。使用纳升注射器的回吸功能将所需溶液吸入移液管内，确保管内无气泡。
- 通过腹腔注射氯胺酮/赛拉嗪对2至3月龄成年C57Bl/6小鼠进行麻醉。使用电动剃须刀剃除头部手术区域的毛发，并用湿纱布彻底清洁，去除残留毛发。
- 将小鼠固定在立体定位仪上并固定头部。先用消毒皂（Hibitane）清洗无毛发的注射区域，再用70%酒精（纱布或喷雾）清洗。随后用碘伏（Proviodine，纱布或喷雾）对注射部位进行消毒，并用手术巾覆盖动物身体。
- 在已灭菌的小鼠皮肤上做一个小切口，小心分开皮肤以暴露颅骨表面。将颅骨表面擦干。以前囟点（bregma）和中线作为零点坐标，分别设定前后（AP）和内外侧（ML）立体定位坐标。
- 在双侧半球的相应坐标位置钻一个小孔，注意避免损伤下方脑组织。小心钻孔，直至仅穿透颅骨。清理钻孔区域，并将背腹（DV）立体定位坐标的零点设定在脑表面。我们对成年（22–24 g）C57Bl/6小鼠SVZ或RMS注射所用坐标（单位：mm）如下：SVZ：AP 0.70，ML 1.20，DV 1.90；RMS：AP 2.55，ML 0.82，DV 3.15。
- 根据相应的DV坐标，缓慢将玻璃微量移液管尖端插入脑内，并缓慢注入少量细胞悬液（来自报告基因小鼠SVZ的解离细胞）或含病毒颗粒的溶液（我们通常注射100–500 nl，速度为5 nl/sec）。我们通常使用慢病毒或逆转录病毒颗粒，浓度为1×106–1×108 TU/mL。
- 缓慢撤出玻璃微量移液管，缝合颅骨上的皮肤，并将小鼠置于加热垫上以促进恢复。当小鼠术后苏醒后，给予镇痛药（酮洛芬，10 mg/kg，皮下注射，术后连续3天每日注射一次）。
2. 制备急性切片
- 制备急性脑片需要以下溶液：a) 一种基于蔗糖的人工脑脊液（ACSF），以下简称切割液，其中用蔗糖替代NaCl，以抑制在脑片制备过程中神经元兴奋性升高；b) 含NaCl的ACSF，置于水浴中加热至32 °C，用于转移并维持脑片直至成像。
- 上述溶液成分如下（单位为 mM）：切割液：210.3 蔗糖，3 KCl，1.3 MgCl2·6H2O，2 CaCl2·2H2O，26 NaHCO3，1.25 NaH2PO4，20 葡萄糖；ACSF：125 NaCl，3 KCl，1.3 MgCl2·6H2O，2 CaCl2·2H2O，26 NaHCO3，1.25 NaH2PO4，20 葡萄糖。将溶液pH维持在7.3–7.4，并持续用95% O2/5% CO2混合气体通气氧合。
- 通过腹腔注射氯胺酮/赛拉嗪麻醉小鼠。使用液氮制备呈凝胶状的冰冻切割液。用20 mL注射器经心脏灌注该溶液。
- 此操作应迅速完成，通常20 mL溶液灌注耗时1–2分钟。若需标记血管，可不进行切割液灌注，改为经心脏向左心室注射200 μl Texas Red葡聚糖（10 mg/mL），注射后等待2–3分钟再处死小鼠。
- 处死小鼠后，迅速将其头部浸入冰冻切割液中。用剪刀去除头皮，并沿小脑至嗅球方向沿正中矢状缝从前向后剪开颅骨。用镊子轻轻掀开颅骨瓣。
- 用手术刀切除脑组织尾侧部分。沿大脑半球间裂将脑组织分离，并在每个半球最外侧区域进行两次矢状切面切割（图1A）。用刮匙小心取出脑组织，放入冰冻切割液中。
- 将两个脑半球分别置于4%琼脂块上，使背侧接触琼脂，再将带有脑半球的琼脂块粘附于振动切片机平台。将脑半球的外侧切面粘在平台上，保持内侧朝上（图1B）。将平台放入振动切片机腔室，并加入切割液。在整个切片过程中，持续用95% O2/5% CO2混合气体通气，以维持溶液氧合状态。
- 使用振动切片机切出厚度为250 μm的脑片。我们采用Microm HM 650 V振动切片机（Thermo Scientific），切割频率设为100 Hz，速度为1 mm/sec。为获得高质量切片，应使用较低切割速度和较高频率的刀片振动。一旦脑片从刀片上脱落，立即轻轻将其从切割液中取出，并转移至盛有持续氧合ACSF的孵育 chamber 中，该 chamber 置于32 °C水浴中维持温度（图1C）。
此操作应尽快完成，以确保获得最佳质量的切片。
3. 神经母细胞迁移的延时成像
迁移神经母细胞的成像应在脑片制备后6-8小时内进行，并在神经母细胞标记后3-10天内完成。为避免因立体定位注射可能引起脑组织损伤和胶质细胞活化而导致迁移参数改变，请使用尖端较细的玻璃微电极（1-2 μm以尽量减少脑损伤，并在注射部位远端区域进行成像（即 在将慢病毒颗粒注射至SVZ或RMS后，可在RMS或嗅球的RMS中观察到荧光信号。尽管在注射后21天内均可进行成像，但我们建议采用较短的注射后时间间隔（3–10天），因为这有助于在每个视野中观察和追踪到更多的细胞。
我们使用配备CCD相机（CoolSnapHQ2，Photometrics）和数值孔径为0.8的40倍水浸物镜（Olympus）的宽场荧光电动BX61WI显微镜（Olympus）。具有更高数值孔径的物镜可提供更高分辨率的图像。标记的成神经细胞（来自报告基因供体小鼠或病毒标记）通过配备175 W氙灯（Sutter Instruments）的Lambda DG-4激发，每次z轴图像采集的曝光时间为30–100毫秒。也可使用适当的滤光片组（Chroma）进行多波长成像，以追踪成神经细胞沿嗅侧脑室下区（RMS）其他细胞成分（如荧光标记的星形胶质细胞或血管）的迁移过程。显微镜、CCD相机和DG-4均由MetaMorph软件（Molecular Device）控制，该软件可用于设置延时成像程序的各项参数（见下文）。将脑片转移至安装在显微镜上的PH1系列20型超静音成像腔室（Harvard Apparatus）。腔室连接自动加热系统（TC-344B，Harvard Apparatus），并持续灌注含氧人工脑脊液（ACSF）（图1D）。腔室内温度维持在31–33 °C，ACSF灌注流速为1–2 ml/min。
- 将脑片小心地放置在显微镜的成像腔内。为避免成像过程中脑片发生漂移，可在脑片上方轻轻放置一层尼龙网（Warner Instruments）以固定脑片。该尼龙网厚度为0.12 mm，网孔大小范围为0.3至1.13 mm。放置尼龙网时应确保其不遮挡成像视野（图1D）。先使用10倍物镜找到感兴趣的视野，然后切换至40倍物镜并调节焦距。
- 确保脑片持续灌流ACSF，并在物镜与脑片之间保持足够的液体。ACSF灌流速度的变化、灌流不规律或温度剧烈波动均会导致成像过程中出现漂移和焦平面变化。
- 使用MetaMorph软件设置延时成像参数（即激发时间、z轴层数、每层z轴间距、时间间隔及记录持续时间），该软件控制图像采集系统并启动延时成像。MetaMorph会自动将数据保存为tiff文件，每个文件对应延时视频中的一个时间点。
- 成像时间应至少持续1–2小时，并需考虑神经母细胞迁移过程中存在的两个静止期。在不影响神经母细胞迁移特性的前提下，成像可持续长达4小时（我们未进行超过4小时的成像实验）。避免对脑片表面的细胞进行成像，通常选择深度为20至100 μm的区域进行成像。建议采用较短的成像时间间隔（15–30秒），以便准确判断静止期和迁移期的起始与终止。
- 为评估特定分子因素在神经前体细胞迁移中的作用，可用含有特定药理学试剂（即不同激动剂、拮抗剂、阻断剂、生长因子等）的ACSF替代正常ACSF。先在对照条件下进行至少1小时的成像，随后在加入药理学试剂的条件下再进行1小时的成像。
4. 分析神经母细胞迁移
我们使用 Imaris 软件（Bitplane）分析数据，该软件可实现对新生细胞在三维空间中迁移的自动追踪。Imaris 7.0F1 版本包含 MeasurementsPro、Imaris Tracking、ImarisColoc、ImarisXT、Filament Tracer 和 InPress 模块。
- 要在 Imaris 中打开视频，只需将视频第一个时间点的图像（tiff 文件）拖放到程序图标上即可加载采集的图像。
- 视频加载完成后，在“显示调整”窗口中调节信号的亮度和对比度，并在“图像属性”和“设置等时间间隔”窗口中设定采集视频的参数（体素大小和时间间隔）（图 4A）。指定体素大小后，即可在 3D 模式下查看帧结构，同时查看视频的时间和比例尺。
- 为自动追踪记录的细胞，在 Surpass 窗口中选择“Spots”功能，在视野中为每个细胞创建一个点。按照步骤操作，并根据成像对象设置参数（图 4B）。其中一个参数是细胞的直径，可在 Slice 窗口中测量。
- 检查所检测对象在时间序列上的可靠性。如果并非所有迁移的细胞都被自动检测到，请调整检测阈值（图 4B），并确保在所有时间点上所有细胞均已被点标记选中。
- 在自动追踪过程中，若相邻时间点的两个对象其边界/边缘存在任何重叠，则程序会为每一对重叠对象建立轨迹连接。必须指定代表同一条轨迹中相邻时间点的两个点之间的最大距离和最大间隙大小（图 4C），以便程序能够连接这些时间点。最大距离由同一对象在连续时间点之间的距离决定。
- 轨迹生成后，可通过直接删除无关轨迹来过滤并移除它们（图 4C）。可通过连接或断开不同轨迹以及同一条轨迹的不同时间点来修正轨迹（图 4C）。
- 完成所有修正后，最后检查一遍轨迹，并将数据（每个时间点的细胞位移、轨迹长度、位移距离、轨迹持续时间等）导出为 Excel 文件（图 4D）。
5. 代表性结果
我们测试并优化了宽场延时成像技术以观察神经母细胞的迁移。通过病毒标记或移植荧光标记的神经母细胞至脑室下区（SVZ），可在迁移细胞中实现稳定的GFP表达（图2）。多波长成像可用于观察神经母细胞沿纹状体迁移路径（RMS）中其他细胞结构的迁移过程，例如用TexasRed标记的葡聚糖填充的血管4（图3和视频1）、通过立体定位注射携带胶质细胞特异性启动子的病毒对星形胶质细胞进行荧光标记（图2B）12，或在转基因动物中特异性标记的星形胶质细胞。
在急性脑片中进行的宽场视频成像揭示了神经母细胞迁移的跳跃式行为，该行为由两个不同阶段组成：神经元胞体向 Leading Process 方向发生位移的迁移阶段，以及其间的静止阶段（图3，影片1和2）。为了可靠地识别静止期和迁移期的持续时间，并获取其他细胞迁移参数（例如仅在迁移阶段计算的位移速率），实验采用短时间间隔（每15或30秒一次）进行三维成像。精确判定静止期和迁移期的持续时间对于数据的明确解读至关重要。例如，在特定时间段内迁移距离的差异，可能由迁移速率的改变引起，也可能由迁移期或静止期的持续时间或周期性变化所致。若使用较长的成像时间间隔，则无法区分这些不同的可能性。
使用 Imaris 软件分析神经母细胞在三维环境中的迁移，并计算细胞迁移的其他参数，如轨迹持续时间、轨迹长度以及轨迹位移长度（即位移矢量）。通过将轨迹长度除以轨迹位移长度，还可计算轨迹直线性，该参数反映单个神经母细胞迁移路径的直线程度。
图 1. 急性活体脑切片制备的示意图。 A) 一次尾侧、一次半球内及两次矢状切口的示意图。B) 将小鼠脑组织置于振动切片机琼脂块及平台上的示意图。C) 急性脑切片孵育装置的示意图。D) 在直立显微镜上构建的成像装置的示意图。
图 2. RMS 中成神经细胞的标记。 A) 低倍镜图像显示成年小鼠RMS中成神经细胞和血管的强效标记。将编码GFP的逆转录病毒注射至SVZ区域，3天后可在RMS中检测到表达GFP的细胞（绿色，左图）。通过向小鼠心脏注射德克萨斯红标记的葡聚糖对血管进行标记（红色，右图）。插图为与血管相关的血管结构及病毒标记的成神经细胞的高倍镜图像。B) 成年小鼠RMS中不同细胞成分的标记。通过向SVZ区域注射编码mCherry的慢病毒标记成神经细胞（红色），通过向RMS区域注射在GFAP启动子控制下编码GFP的慢病毒标记星形胶质细胞（绿色），并通过向心脏注射德克萨斯蓝标记的葡聚糖标记血管（蓝色）。C) 将从GAD67-GFP转基因小鼠SVZ区解离得到的GAD67-GFP细胞注射到成年野生型小鼠SVZ区的示意图。D) 移植后7天在RMS中检测到移植的GAD67-GFP细胞（绿色）。RMS组织经GFAP免疫染色（蓝色）。E) 移植的GAD67-GFP细胞（绿色）对Dcx呈免疫阳性（红色），但对GFAP呈免疫阴性（蓝色）。 点击此处查看高清大图。
图 3. 神经母细胞的延时成像。 神经母细胞（绿色）沿血管（红色）迁移的延时成像。箭头指示神经母细胞的迁移阶段，箭头末端指示静止阶段。
图 4. 神经母细胞迁移的分析。 （A-D）神经母细胞迁移分析的不同步骤。红色圆圈标示了文中提到的不同功能。 点击此处查看大图。
视频 1. 病毒标记的成神经细胞（绿色）沿葡聚糖-TexasRed 标记的血管（红色）迁移的时间推移成像。 点击此处查看视频。
视频 2. 使用 Imaris 软件追踪神经母细胞迁移。绿色点代表细胞体，轨迹线表示迁移距离。 点击此处观看视频。
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讨论
神经前体细胞正确迁移到相应脑区是神经环路正常组装和功能实现的基本过程。绝大多数细胞仅在胚胎发育期间发生迁移，而在出生后的脑组织中，只有少数区域（如嗅球、齿状回和小脑）仍存在神经元的迁移活动。然而，调控出生后脑内细胞迁移的机制目前仍不清楚。深入了解成熟神经系统中引导细胞迁移的相关机制和分子通路，将有助于我们更好地理解出生后脑内神经元的靶向定位，并可能为开发诱导神经元募集至脑部病变区域的新策略提供临床意义。
在本文中，我们描述了一种用于监测成年小鼠前脑急性脑片中细胞迁移的实验方案。尽管我们以成年小鼠的SVZ-OB通路作为模型系统，但该技术同样可用于追踪胚胎期及出生后早期脑组织中的细胞迁移，以及成年脑损伤后的细胞迁移过程。我们已利用该方案成功追踪了出生后早期喙侧迁移流（RMS）12、小脑以及成年卒中后纹状体中的细胞迁移（Eiriz, Grade, Malva 和 Saghatelyan，未发表数据）。
使用急性活体脑片进行神经母细胞迁移成像，该方法可在高度模拟体内微环境的条件下研究细胞迁移 体内
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披露
未声明任何利益冲突。
致谢
本研究得到了加拿大卫生研究院（CIHR）向 A.S. 提供的资助。J.K. 获得了拉瓦尔大学博士后奖学金的部分支持。A.S. 获得了加拿大产后神经发生领域研究讲席职位。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 蔗糖 | Sigma | S9378 | |
| 葡萄糖（ACSF） | EMD | DX0145-3 | |
| NaCl | Sigma | S9625 | |
| KCI | Sigma | P9541 | |
| MgCI2x6H2O | Sigma-Aldrich | M2670 | |
| NaHCO₃3 | Sigma | S5761 | |
| NaH2PO4xH2O | EMD | SX0710-1 | |
| CaCI2x2H2O | Sigma-Aldrich | C3881 | |
| 德克萨斯红葡聚糖 | Invitrogen | D1864 | |
| Dextran CascadeBlue | Invitrogen | D1976 | |
| 葡萄糖（40倍溶液） | Sigma | G8769 | |
| 丙酮酸钠 | Gibco | 11360-070 | |
| HEPES | Sigma | H3375 | |
| HBSS | Gibco | 14170-112 | |
| DNase I | Sigma | D-5025 | |
| 胰蛋白酶-EDTA | Gibco | 25300-054 | |
| Neurobasal 培养基 | Gibco | 21103-049 | |
| BSA | EMD | 2930 | |
| 青霉素/链霉素 | Life Technologies | 15140-122 | |
| 氯胺酮/赛拉嗪 | CDMV | 5230 | |
| 巴斯德吸管 | VWR | 14672-380 | |
| 15 ml 锥形管 | Sarstedt | 62.553.205 | |
| 50 ml 离心管 | Sarstedt | 62.547.205 | |
| 玻璃毛细管（立体定位注射） | WPI | 4878 | |
| 石蜡油 | EMD | PX0045-3 | |
| 聚维酮碘 | Rougier | 65655-1370 | |
| 缝合 | 斯托尔廷 | 50487 | |
| Anafen | CDMV | 11508 | |
| 20 cc 注射器 | VWR | SS-20L2 | |
| 培养皿 | VWR | 25384-094 | |
| 琼脂 | 马特实验室 | AP-0108 | |
| 胶水 | Permabond | 910 | |
| 95% O2/5% CO₂2 | Linde | 24068835 | |
| 刀片 | WPI | 501901 | |
| 尼龙网 | Warner Instruments | 64-0198 | |
| 离心 | Eppendorf | 5702 000.019 | |
| 拉针仪 | Sutter Instrument | P-97 | |
| 纳升级注射器 | WPI | B203MC4 | |
| 立体定位注射装置 | WPI | 502900 | |
| 微型钻孔系统 | WPI | 501819 | |
| 振动切片机 | 赛默飞世尔科技 | 920110 | |
| 宽场荧光显微镜 | Olympus | BX61WIF | |
| CCD相机 | 光度测量 | CS-HQ2-D | |
| 超静音成像室 | 哈佛仪器公司 | 64-1487 | |
| PH-1 Series 20 加热平台 | 哈佛仪器公司 | 64-0284 | |
| 加热系统 | Warner Instruments | TC-344B | |
| 40倍水浸物镜 | 奥林巴斯 | 1-UM587 | |
| 10倍水浸物镜 | Olympus | 1-UM583 | |
| Lambda DG-4 | Sutter Instruments | DG-4/OF | |
| MetaMorph 软件 | Molecular Devices | 40000 | |
| Imaris 软件 | Bitplane | BPI-IM70-F1 |
参考文献
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