利用生物发光共振能量转移在活细胞中研究蛋白质-蛋白质相互作用

摘要

蛋白质之间的相互作用是所有细胞过程的基础。利用生物发光共振能量转移技术，可以在活细胞中实时监测一对蛋白质之间的相互作用。此外，还可以评估潜在致病性突变的影响。

摘要

基于生物发光共振能量转移（BRET）的检测方法为在活细胞中监测蛋白质-蛋白质相互作用提供了一种灵敏且可靠的技术。BRET 是指能量从“供体”荧光素酶酶非辐射性地转移至“受体”荧光蛋白。在该检测最常见的配置中，供体为Renilla reniformis荧光素酶，受体为黄色荧光蛋白（YFP）。由于能量转移效率强烈依赖于距离，观察 BRET 现象要求供体与受体必须处于非常接近的空间位置。为在培养的哺乳动物细胞中检测两种目标蛋白质之间的相互作用，可将其中一种蛋白质表达为与荧光素酶的融合蛋白，另一种则表达为与 YFP 的融合蛋白。若两种目标蛋白质之间存在相互作用，则可能使供体与受体接近到足以发生能量转移的距离。与其他研究蛋白质-蛋白质相互作用的技术相比，BRET 检测具有高灵敏度，操作简便，所需人工干预时间短、试剂用量少，并能够检测那些微弱、短暂或依赖于活细胞内生化环境的相互作用。因此，该方法是验证酵母双杂交或质谱蛋白质组学研究所提示的潜在相互作用的理想手段，同时也适用于绘制相互作用区域、评估翻译后修饰对蛋白质-蛋白质相互作用的影响，以及分析在患者 DNA 中发现的突变所产生的效应。

引言

对人类疾病的经典连锁分析和新一代测序研究正在揭示参与多种生物通路的蛋白质在临床上的重要性。通常情况下，在这些研究发现之前，人们对这些蛋白质的生物学功能几乎未进行过研究或研究甚少。探索目标蛋白质生物学功能的一个有效途径是确定其在生理环境中与哪些其他蛋白质相互作用。以这种方式表征分子网络，有助于揭示人类表型背后的生物学通路。

用于鉴定目标蛋白候选互作蛋白的最常用大规模筛选方法是酵母双杂交筛选¹和基于质谱的蛋白质组学分析²。这些方法在预测潜在相互作用蛋白方面可能非常有效，但容易产生假阳性结果。因此，通过酵母双杂交或质谱筛选鉴定出的相互作用必须使用第二种技术进行验证。通常采用共免疫沉淀或pull-down实验来实现这一目的³。使用此类技术进行验证的一个缺点是需要进行细胞裂解，这会破坏维持某些蛋白相互作用所必需的细胞内环境；另一个缺点是弱结合或瞬时的蛋白相互作用可能在洗涤步骤中被破坏。此外，这些实验需要较多的手动操作时间，可同时处理的样本数量有限，且通常需要对试剂和实验方案进行耗时的优化。

为克服与免疫共沉淀实验相关的一些问题，已开发出多种基于可在活细胞中使用的荧光和生物发光蛋白的检测方法。最早出现的此类检测方法基于荧光共振能量转移（FRET），即两种具有重叠发射光谱和激发光谱的荧光蛋白之间发生的非辐射性能量转移⁴。能量转移效率具有强烈距离依赖性，因此观察FRET现象要求供体和受体荧光基团必须处于非常接近的空间位置。为检测两种目标蛋白之间的相互作用，可将其中一种蛋白表达为与供体荧光基团（通常为青色荧光蛋白，CFP）的融合蛋白，另一种蛋白则表达为与受体荧光基团（通常为黄色荧光蛋白，YFP）的融合蛋白。若两种目标蛋白发生相互作用，则可能使供体和受体荧光基团接近到足以发生能量转移的程度，从而导致YFP受体的发光信号相对于CFP供体出现可测量的增强。FRET已成功用于在活细胞中检测蛋白-蛋白相互作用⁴。然而，利用FRET检测蛋白-蛋白相互作用的主要缺点在于需要外部光照来激发供体荧光基团。外部光照会导致发射信号背景值升高、受体的非特异性激发，以及供体和受体荧光基团的光漂白。这些因素会降低该检测方法在检测蛋白-蛋白相互作用时的灵敏度。

一种对FRET检测方法的改进是生物发光共振能量转移（BRET）检测^5,6，该方法克服了外部光照导致背景信号过高的问题。在BRET系统中，供体荧光基团被替换为一种荧光素酶。因此，受体荧光基团的激发能量由系统内荧光素酶底物的氧化反应产生，无需外部光照。在此检测的最常见配置中，供体为Renilla reniformis荧光素酶，受体为黄色荧光蛋白（YFP）（关于其他供体和受体蛋白的讨论参见Pfleger et al.⁵）。因此，在该系统中，目标蛋白与荧光素酶融合，而潜在相互作用的蛋白则与YFP融合，或反之亦然。BRET检测需要添加腔肠素作为荧光素酶的底物。由于腔肠素具有细胞膜通透性，因此可在活细胞中进行BRET检测。然而，天然腔肠素在水溶液中不稳定，其非酶促降解不仅降低了可用于检测的底物浓度，还会产生自发光，从而降低荧光素酶活性检测的灵敏度。通过开发受保护的腔肠素类似物，促进了BRET在活细胞中的应用：这类类似物在水溶液中稳定，但穿过细胞膜进入细胞质后可被胞内酯酶切割，从而在细胞内释放出具有活性的腔肠素⁷。

在向表达荧光素酶和YFP融合蛋白的细胞中加入底物后，通过检测荧光素酶和YFP的发射光来量化由蛋白质相互作用引起的能量转移。由于可在多孔板中的活细胞内直接监测蛋白质相互作用，BRET检测成为一种简单且可扩展的方法，可用于验证推测的相互作用，具有成本低、耗时少的优点。

除了验证蛋白质组学筛选研究中鉴定出的潜在相互作用蛋白外，BRET系统还可用于检验基于目标蛋白先前的生化和结构研究所提出的候选相互作用蛋白。一旦蛋白质-蛋白质相互作用的存在被确立（无论是通过BRET检测还是其他技术），便可进一步利用BRET检测对该相互作用进行表征。例如，可通过构建蛋白质的截短突变体来定位相互作用区域，并通过引入点突变来验证特定氨基酸残基在相互作用中的作用。此外，还可利用该方法研究翻译后修饰或小分子（如药物或配体）对蛋白质-蛋白质相互作用的调节作用^8-10。

BRET 检测在研究患者 DNA 中发现的突变方面也具有巨大潜力。当某个突变的致病作用已被确立时，利用 BRET 研究该突变对蛋白质-蛋白质相互作用的影响，可能有助于进一步揭示表型的分子病因¹¹。随着新一代测序技术的出现，个体中常会发现多个可能具有破坏性的突变，而其中哪些突变与表型相关往往尚不明确¹²。在此情况下，BRET 检测可用于评估突变对蛋白质功能的影响，从而判断其与疾病的相关性。

方案

1. 质粒的构建

1. 使用标准的分子生物学技术将每种目标蛋白的 cDNA 分别亚克隆至 pLuc 和 pYFP 载体中（图1）。详细实验方案参见 Green et al¹³。
2. 对所有构建的质粒进行测序，以确认目标蛋白的编码序列与 Luc/YFP 序列阅读框正确连接，且中间无提前终止密码子。
3. 根据需要进行功能检测，以验证融合蛋白是否保留生物学活性。在本研究示例中，通过荧光显微镜观察 YFP 融合蛋白的亚细胞定位。
4. 通过在 pLuc 和 pYFP 表达载体中引入相应的靶向信号，构建合适的 Luc 和 YFP 对照蛋白表达质粒。在本研究示例中，通过在 pLuc 和 pYFP 载体中插入核定位信号，构建靶向细胞核的 Luc 和 YFP 载体。
5. 构建一个阳性对照质粒，将 Luc 和 YFP 融合为单一多肽链。在本研究示例中，通过将 YFP 编码序列插入 pLuc 载体中，构建阳性对照质粒。
6. 选择一种中性填充质粒，用于调整转染混合物中 DNA 的总质量。应选用不含真核启动子、因此在哺乳动物细胞中无转录活性的质粒，例如细菌克隆载体。

2. DNA 混合物的制备

1. 根据在 260 nm 处的吸光度估算第 1 节中所述所有质粒的浓度（1 个吸光度单位相当于 50 µg/ml 的 DNA）。通过将碱基对数目乘以 650 Da 来确定每个质粒的分子质量。利用浓度和分子质量计算每个质粒制备物的摩尔浓度。将质粒 DNA 制备物稀释至 36 nM 的浓度。这些即为用于制备转染用 DNA 混合物的工作液。
2. 制备对照 DNA 混合物，其中含有 1,800 ng 填充质粒，最终体积为 20 µl 水。
3. 制备对照 DNA 混合物，其中含有 5 µl pLuc-control 载体。加入填充质粒使总 DNA 质量达到 1,800 ng。加水使最终体积达到 20 µl。
4. 制备对照 DNA 混合物，其中含有 5 µl pLuc-control 载体和 5 µl pYFP-control 载体。加入填充质粒使总 DNA 质量达到 1,800 ng。加水使最终体积达到 20 µl。
5. 制备对照 DNA 混合物，其中含有 5 µl 阳性对照载体。加入填充质粒使总 DNA 质量达到 1,800 ng。加水使最终体积达到 20 µl。
6. 制备以下 DNA 混合物以检测目的蛋白 X 的同源二聚化。对每种 DNA 混合物，加入 5 µl 相应的 pLuc 载体和 5 µl pYFP 载体。加入填充质粒使总 DNA 质量达到 1,800 ng。加水使最终体积达到 20 µl。
   A) pLuc-control 和 pYFP-X
   B) pLuc-X 和 pYFP-control
   C) pLuc-X 和 pYFP-X
7. 制备以下 DNA 混合物以检测一对目的蛋白 X 和 Y 之间的相互作用。对每种 DNA 混合物，加入 5 µl 相应的 pLuc 载体和 5 µl pYFP 载体。加入填充质粒使总 DNA 质量达到 1,800 ng。加水使最终体积达到 20 µl。
   A) pLuc-control 和 pYFP-X
   B) pLuc-X 和 pYFP-control
   C) pLuc-control 和 pYFP-Y
   D) pLuc-Y 和 pYFP-control
   E) pLuc-X 和 pYFP-Y
   F) pLuc-Y 和 pYFP-X

3. 转染

1. 从一个75 cm² 培养瓶中收集处于亚汇合状态的HEK293细胞。将总细胞数的10%稀释至13 ml培养基中。每孔加入130 µl细胞悬液至白色透明底96孔组织培养板的各孔中。培养细胞24小时。
2. 通过将DNA混合物数量乘以3，计算需要转染的孔数。将无血清培养基平衡至室温。按每孔6.3 µl无血清培养基和0.18 µl转染试剂的比例配制主混合液。涡旋混匀，并在室温下孵育5分钟。
3. 在20 µl无血清培养基/转染试剂主混合液中加入2 µl DNA混合物，制备转染混合液。不要涡旋。室温孵育10分钟。
4. 使用每种转染混合液对三个孔进行转染，每孔加入6.5 µl转染混合液。继续培养细胞36–48小时。

4. BRET 信号的检测

1. 将活细胞荧光素酶底物以34 mg/ml的浓度溶解于DMSO中，通过涡旋混合。
2. 用预热至37 °C的底物稀释液将重组后的活细胞荧光素酶底物按1:1,000比例稀释。每孔预留50 µl底物稀释液。涡旋混匀。可能出现沉淀，但不会干扰检测。
3. 从96孔板中吸除培养基。向每孔加入50 µl稀释后的活细胞荧光素酶底物。继续培养细胞至少2小时（最长可达24小时）。
4. 取下96孔板的盖子，将板置于化学发光检测仪内，在室温下孵育10分钟。
5. 逐孔检测Luc和YFP的发射光信号。使用滤光片阻断波长大于470 nm的光以检测Luc的发射光；使用500–600 nm带通滤光片检测YFP的发射光。信号积分时间为10秒。 

5. 数据分析

1. 取3次Luc发光读数的平均值 仅转染了空载体质粒的孔。将该值从所有其他荧光素酶发光读数中减去，以获得背景校正后的荧光素酶发光值。
2. 取仅加入填充质粒的3个孔的YFP发射光读数的平均值。将其他所有YFP发射光读数减去该值，得到背景校正后的YFP发射光值。
3. 对每个孔，用经背景校正的YFP发射值除以经背景校正的Luc发射值，得到未校正的BRET比值。
4. 取转染了仅含pLuc-control质粒的三个孔的未校正BRET比值，计算其平均值。将所有其他未校正BRET比值减去该数值，得到校正后的BRET比值。
5. 对于其余每组校正后的BRET比值，取三个转染孔的数值平均值，得到最终的BRET比值。

结果

BRET检测的原理如图2所示。本研究所采用的实验装置如图3所示。在转染了荧光素酶-YFP融合蛋白的细胞中检测到强烈的BRET信号，证实在此实验体系中可观察到能量转移现象（图4）。

我们的研究聚焦于FOXP转录抑制因子家族在大脑发育中的作用。影响FOXP2的杂合突变会导致一种罕见的言语和语言障碍，其最显著特征是发育性言语失用症——即难以完成言语所需的复杂口面部肌肉运动序列^14-16。FOXP1突变已在患有自闭症谱系障碍和智力障碍并伴有严重言语及语言问题的患者中被报道^17-20。目前正通过研究FOXP蛋白与其他蛋白质的相互作用，以深入了解这些蛋白在大脑发育中所发挥作用的分子机制。

已知FOXP2可与其他FOXP家族成员形成同源或异源二聚体²¹，因此本研究利用FOXP2的同源二聚化来验证BRET检测方法（图4

讨论

融合蛋白表达载体的设计是建立BRET检测的关键步骤。在本研究所展示的实验中，目的蛋白被融合至荧光素酶或黄色荧光蛋白（YFP）的C末端。此外，也可将蛋白融合至荧光素酶/YFP的N末端，这在某些情况下可能是必要的。对于某些蛋白而言，为避免破坏其结构与功能，融合可能仅能发生在N末端或C末端之一。此外，对于N末端和C末端位于不同亚细胞区室的跨膜蛋白，荧光素酶/YFP必须与和相互作用伙伴处于同一区室的末端进行融合。例如，在研究跨膜G蛋白偶联受体与胞质β-阻遏蛋白（β-arrestin）相互作用时，荧光素酶被融合至跨膜受体的胞内羧基末端⁸。在其他情况下，蛋白-蛋白相互作用的空间构型可能导致两种可能的融合蛋白组合中仅有一种能实现更高效的能量转移。偶尔，若仅使用一种融合方式，可能完全无法检测到能量转移，从而导致假阴性结果。

荧光素酶/YFP 与目的蛋白之间的肽连接序列也可能影响共振能量转移的效率。该连接序列应足够长，以允许荧光素酶/YFP 和目的蛋白自由折叠而不受阻碍。较长的连接序列可增加荧光素酶/YFP 与目的蛋白连...

材料

本文使用的材料清单

姓名	公司	目录编号	评论
Nanodrop 8000	Nanodrop		任何能够在 260 nm 处读取吸光度的分光光度计均可使用。确定质粒的分子质量对于计算转染混合物中所用 DNA 量至关重要。
96 孔微孔板，平底，白色	Greiner Bio One	655098	白色板可减少孔之间的串扰，并最大限度提高发光检测的灵敏度。透明底孔便于监测细胞密度。板必须适用于细胞培养。若使用顶部读数的发光仪，则应在检测前取下板盖。
Infinite F200Pro 酶标仪及其控制软件	TECAN		使用“Blue 1”和“Green 1”滤光片进行发光检测，使用 GFP 的滤光片组和二向色镜进行荧光检测。任何具备双色发光和荧光检测能力的顶部读数酶标仪均适用。
pLuc、pYFP、阳性对照质粒	N/A	N/A	质粒可应要求向作者索取。
pGEM-3Zf(+)	Promega	P2271	用于转染混合物中 DNA 质量平衡的填充质粒。任何不含真核启动子的质粒均可适用。
HEK293 细胞	ECACC	85120602	其他转染效率合理的细胞系也可能适用。
DMEM，高糖，含酚红	Gibco	41966	这是用于培养 HEK293 细胞的培养基。使用前在 37 °C 水浴中预热。若使用其他细胞系，请将此处描述的生长培养基替换为相应细胞系专用的培养基。
DMEM，高糖，无酚红（底物稀释液）	Gibco	21063	此为用于稀释荧光素酶底物（EnduRen）的底物稀释液，因其不含会降低检测灵敏度的酚红。含有 HEPES，可在细胞离开 CO2 培养箱期间维持正确的 pH 值。使用前在 37 °C 水浴中预热。
OptiMEM	Gibco	31985	OptiMEM 用于稀释 GeneJuice 转染试剂。其他无血清培养基也可适用。使用前恢复至室温。
胎牛血清	Gibco	10270	用于以 10% v/v 的浓度补充细胞培养基。
GeneJuice 转染试剂	Novagen	70967	若使用的细胞系非 HEK293，可能需要调整转染混合物中 GeneJuice 转染试剂与 DNA 的比例。也可使用其他转染试剂。若使用替代转染试剂，可能需要根据生产商说明书优化转染混合物中 DNA 的用量。
DMSO	Sigma	D2650	使用适用于组织培养的无菌 DMSO。
EnduRen 活细胞底物	Promega	E6481	用 DMSO 将 EnduRen 重悬至 34 mg/ml。EnduRen 在培养基中稀释时可能出现沉淀，但不会干扰检测。将重悬后的 EnduRen 储存于 -20 °C，避免反复冻融。确保重悬后的 EnduRen 在稀释至培养基前已完全解冻。