该方法为小鼠在显微成像或单细胞电生理记录期间提供了一个可感知且熟悉的环境，使其能够在动物头部被牢固固定的情况下进行导航与探索。
本文内容
摘要
摘要
人们普遍认为，使用全身麻醉剂可能会影响从活体动物大脑中获得的电生理或显微数据的相关性。此外，麻醉后的长时间恢复限制了在纵向研究中重复进行记录/成像的频率。因此，开发能够实现对未麻醉且行为正常的小鼠进行稳定记录的新方法，有望推动细胞神经科学和认知神经科学领域的发展。现有的解决方案从简单的物理约束，到更为复杂的方法不等，例如结合计算机生成的虚拟现实技术使用的线性或球形跑步机。本文介绍一种新方法，使头部固定的动物能够在气浮式可移动家园笼中自由移动，并在无应激条件下探索其环境。该方法使研究人员能够在单次实验中同时开展行为学测试（例如，学习、习惯化或新物体识别）、双光子显微成像和/或膜片钳记录。本视频文章描述了清醒动物头部固定装置（移动式家园笼）的使用方法，演示了动物习惯化的操作流程，并举例说明了该方法的若干潜在应用。
引言
神经科学领域的一个新兴趋势是开发能够在清醒、行为活跃的啮齿类动物大脑中对神经元网络进行分子和细胞水平探测的实验方法。这类方法有望揭示运动功能、感觉运动整合、感知、学习、记忆以及损伤进展、神经退行性病变和遗传性疾病背后的神经生理过程。此外，对清醒动物大脑的记录研究在新型治疗药物和疗法的开发方面也具有广阔前景。
人们日益认识到，在神经生理学实验中常用的麻醉剂可能会影响大脑功能的基本机制，从而可能导致对实验结果的错误解释。例如，广泛使用的麻醉剂氯胺酮会迅速增加新树突棘的形成并增强突触功能1；另一种常用麻醉剂异氟烷在手术麻醉浓度下可完全抑制新生大鼠的自发皮层活动，并阻断成年动物中的纺锤波振荡2。目前，仅有少数几种方法能够通过双光子显微成像或膜片钳记录技术在未麻醉的小鼠中开展实验。这些方法可分为自由活动和头部固定两种制备方式。
自由活动动物模型的独特优势在于能够评估自然行为，包括导航过程中的全身运动。对自由活动啮齿类动物脑内进行成像的一种方法是安装微型化头戴式显微镜或光纤显微镜3-5。然而，与基于物镜的双光子显微镜相比，微型化设备通常光学性能有限，并且难以与全细胞膜片钳记录技术相结合6。
现有的清醒啮齿类动物头部固定方案主要依赖于物理约束7,8 或训练动物实现自愿头部固定9另一种常用的方法是将动物置于其上，使其四肢能够自由活动。 例如，一个球形跑步机10；该方法常与计算机生成的虚拟现实相结合。在固定头部小鼠上进行的电生理实验大多采用细胞外记录，用于研究心血管功能的中枢调节机制11麻醉对神经元活动的影响12脑干中的听觉反应13 以及信息处理142000年代，研究人员首次在清醒且行为自主的动物中开展了细胞内/全细胞记录，主要聚焦于与感知和运动相关的神经活动15-20大约在同一时期，首批关于清醒小鼠的显微成像研究得以发表，其中在身体被固定的大鼠感觉皮层中应用了双光子显微镜技术。7 小鼠在球形跑轮上奔跑21.
后续的体内显微成像与电生理学研究证明，头部固定准备可成功结合基于前肢运动、气味识别、触须运动和舔舐行为的行为范式8,22-25。将小鼠置于球形跑步机上，可训练其在计算机生成的虚拟视觉环境中进行导航10,26。细胞内/细胞外记录表明，在头部固定并穿越此类虚拟环境的小鼠中，可检测到海马区位置细胞的激活27。在虚拟视觉环境中，小鼠在主动运动期间表现出正常的运动相关局部场电位theta节律以及theta相位进动27。最近，研究人员在小鼠执行虚拟环境中的工作记忆决策任务时，通过光学手段记录了神经元群体在时空上的活动模式28。
尽管球形跑步机设计已推动了突破性研究，但它存在若干固有的局限性。首先，动物必须在一个持续旋转的气浮球体表面运动，该表面没有实际的障碍物，例如墙壁或屏障。这一局限性仅能通过计算机生成的“虚拟现实”部分弥补，因为与触觉感官输入（例如，胡须触碰或舔舐）相比，视觉输入对小鼠和大鼠的效果相对较弱，而这些物种在自然状态下更依赖触觉输入。其次，球体表面较大的曲率可能使实验小鼠感到不适，因为它们习惯于在笼内平坦的地面上行走。最后，球体本身的直径较大（小鼠至少200 mm，大鼠至少300 mm），导致球形跑步机装置的整体垂直尺寸较大。这使得球形跑步机难以与大多数市售显微镜系统兼容，通常需要借助定制的显微镜框架围绕跑步机重新搭建整套实验装置。
本文介绍了一种新方法，其中头部固定的自由活动小鼠可在一个由气浮支撑、具有平坦底部和实体侧壁的移动式家园笼内自由移动，并在无应激条件下探索物理环境。文章展示了小鼠训练与头部固定的操作流程，并提供了在清醒且行为正常的小鼠脑部进行双光子显微成像、内在光学成像和膜片钳记录的代表性实例。
方案
所有操作均按照当地动物护理指南（《芬兰动物实验法》（62/2006））进行。动物实验许可（ESAVI/2857/04.10.03/2012）由当地主管部门（ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA）颁发。成年小鼠（年龄1–3个月，体重20–40 g）饲养于赫尔辛基大学认证的动物实验设施内，采用群养方式，并自由供应食物和水 随意摄取.
1. 颅窗植入
颅窗的植入按照已发表的方案29-31进行，仅作轻微修改，简要描述如下：
- 在开始颅窗植入手术前对器械进行灭菌处理。手术过程中保持无菌环境，以尽量降低术后并发症的风险。
- 术前30分钟 和术后24小时 给予镇痛药（酮洛芬，2.5 mg/kg）。通过腹腔注射混合麻醉剂（氯胺酮80 mg/kg和赛拉嗪10 mg/kg）对小鼠进行麻醉。通过夹捏足掌定期监测麻醉深度。使用加热垫将动物体温维持在37.0 °C。为减轻手术引起的炎症反应和脑水肿，皮下注射地塞米松（2 mg/kg）。
- 涂抹眼用润滑剂以防止眼睛干燥。剃除小鼠头部毛发并清洁去毛区域。使用手术剪和镊子沿从颈背部至前额的直线切开皮肤。清除附着在颅骨上的结缔组织。
- 使用高速外科钻在左侧额骨上缓慢而小心地钻出一个小孔。将微型螺栓（见材料部分）旋入钻好的孔中，旋转不超过一圈半。
注意：避免在浅表皮层血管正上方区域操作，破坏这些血管可能导致大量出血。 - 进行开颅手术时，在右侧顶骨上钻出一个直径为3-3.5 mm的圆形窗口。滴加一滴皮层缓冲液（125 mM NaCl、5 mM KCl、10 mM葡萄糖、10 mM HEPES、2 mM CaCl2 和 2 mM MgSO4 溶于蒸馏H2O中，并添加青霉素100单位/ml和链霉素100 μg/ml），然后小心移除圆形窗口内的骨片。
注意：若需在特定细胞亚群中表达荧光蛋白，可在本步骤进行腺相关病毒（AAV）载体或其他病毒载体的颅内注射。 - 将圆形玻璃盖玻片（#1.5厚度代码）放置于颅窗上。使用聚丙烯酸胶将盖玻片固定在颅骨上。在盖玻片上方放置金属固定环，并用牙科水泥与聚丙烯酸胶的混合物将其固定。
注意：上述步骤适用于光学成像实验中的颅窗制备。若需制备适用于电生理实验的“倒置”颅窗，请采用不同方法：首先将金属固定环用胶粘在颅骨上，然后在固定环开口范围内钻出圆形窗口（如视频所示）。或者，在目标区域制作更小的开颅孔（直径小于0.5 mm），以防止或最小化脑组织移动32。更换新鲜皮层缓冲液或在颅窗上滴加硅胶粘合剂，再用圆形玻璃盖玻片封闭。 - 手术完成后，将动物置于保温笼中，确保食物和水易于获取。待动物完全从麻醉中恢复后，方可将其放回群体饲养笼。若观察到疼痛迹象（如不愿活动、进食或饮水、体重减轻、流涎、竖毛或异常呼吸音），应重新给予镇痛药。
2. 动物操作
- 从笼中取出小鼠，轻轻握住并保持5-10分钟。操作时应保持镇静，避免突然的动作和噪音。
- 操作结束后，将小鼠放回笼中。
- 重复操作过程2-3次 ，各次操作之间间隔时间不等，以使小鼠逐渐适应实验人员。
- 取一块柔软的小布，将动物包裹2-3次 ，各次包裹之间间隔时间不等。
- 动物应保持安静，并逐渐适应被包裹的状态。若小鼠表现出兴奋或紧张，需重复操作和包裹步骤。
3. 动物训练
- 在完成动物对抓取和包裹的适应后，于次日开始在移动家笼中对动物进行训练。
- 每天在训练前和训练期间记录动物的体重。
注意：在训练期间，若动物体重减轻超过10%，应将其排除在实验之外。 - 调整移动式家庭笼装置头部固定臂的垂直位置，以适应训练动物的体型。将装置的进气口连接至标准实验室加压空气输出端（通常为气瓶或空气泵，可提供足够高的压力和气流速率）。 即 约5 bar和300 l/min。
- 用一块布将动物包裹起来。
- 将固定在动物头部的金属支架插入头部固定臂中，并通过拧紧螺丝牢固固定。打开气流，确保气流强度达到使气浮式饲养笼自由漂浮的最佳状态。移除布片，将动物放入可移动的饲养笼中。
- 为使动物适应噪音，应在所有训练阶段及实验期间持续给予环境声音刺激（例如，使用收音机、录制的音乐或语音）。
- 首次训练期间，保持房间灯光开启一小时，随后关闭灯光直至训练结束。
- 2 小时后 在移动家笼中训练结束后，解除动物的头部固定，将其放回笼中，并提供水和食物。静置至少2小时。 在静息条件下。
- 每次训练结束后，使用70%乙醇溶液清洁移动笼具，并用自来水冲洗。用一次性纸巾吸干水分，在下次使用前将移动笼具晾干。
- 进行连续的训练，每次持续2小时，训练动物时关闭房间灯光。
- 每天进行两次训练。
- 经过8到12次训练后，将动物用于一次最长持续2小时的实验阶段 一次一个。
注意：在持续时间超过1-2小时的长时间训练过程中，应考虑为小鼠提供饮用水，可通过手动方式或使用连接至移动笼架的移液器支架来供给。 Alternatively, water can be supplied for 随意摄取 通过将粘稠的水凝胶滴直接涂抹在活动家笼的内壁上，以供动物使用。
注意：训练前需每天称量动物体重，以排除任何慢性应激效应。若动物在任何时间点出现冻结、发声或应激性腹泻等应激反应，应将其排除在实验之外。
4. 应用
- 清醒小鼠在移动式家居笼内活动时的双光子成像
- 组装移动式家居笼。检查桥梁和头部固定臂的位置。
- 用布包裹训练好的动物。将动物放入移动式家居笼中。将金属支架夹紧在头部固定臂上。取下包裹的布。
- 使用70%乙醇溶液清洁植入的盖玻片表面的灰尘，并使其自然干燥。
- 在盖玻片上滴加一滴浸没液。建议使用黏稠溶液，因为水会迅速蒸发。
- 将装有训练动物的移动式家居笼装置置于显微镜下（除非您拥有第二套完全相同的装置，并已固定在显微成像系统中）。
- 使用定制或商用的激光扫描显微成像系统进行成像，该系统需配备飞秒脉冲红外激光器。
- 使用荧光显微镜的宽场模式定位感兴趣区域。使用长通滤光片观察脑血管结构，并根据血管分布模式选择合适的靶区域。
- 为成像皮层血管结构，将1%的70,000 MW Texas Red标记葡聚糖溶液（或其类似物）注入尾静脉（动物被包裹在布中固定时）或球后注射（动物位于移动式家居笼中时）。将双光子激光器调至860 nm，并使用带通滤光片（590–650 nm）收集发射光。使用515–560 nm发射滤光片，结合表达YFP或在Thy1启动子驱动下于部分神经元中表达Ca2+敏感荧光蛋白GCaMP3的转基因小鼠，以评估神经元形态的精细结构或神经元活动。
- 使用适当的软件进行图像采集。
- 成像结束后，松开螺丝，解除动物头部固定。将动物放回笼中，至少休息2 hr 后再进行下一次成像。
- 保存每个感兴趣区域（ROI）的坐标，以便后续重复成像。随时间对同一ROI进行成像，并每次调整坐标以最大化图像重叠度。
- 使用适当的软件（例如，ImageJ等）分析图像并进行三维重建。
- 清醒小鼠在移动式家居笼内活动时的内在光学成像
- 在内在光学成像系统的图像采集相机下方组装移动式家居笼。
- 用布包裹训练好的动物。将动物放入移动式家居笼中。将金属支架夹紧在头部固定臂上。
- 使用70%乙醇溶液清洁植入的盖玻片表面的灰尘，并使其自然干燥。
- 在植入的玻璃上滴加一滴甘油，并覆盖8 mm圆形盖玻片。
- 将带有吹气管的操纵器放置在对侧胡须的对面。
- 调整高速相机的位置，并将其聚焦于皮层血管结构。
- 使用绿光（滤光片546BP30）且不加相机滤光片，以获取血管图谱。
- 将焦平面调至皮层更深部位，约位于皮层表面下400微米处。
- 为成像血氧水平依赖性（BOLD）光学信号，在相机前放置590LP滤光片，并用红光（滤光片630BP30）照射皮层。
- 调整皮层表面的照明，使其在感兴趣区域内均匀分布，避免过曝。调节光照强度，使感兴趣区域落在相机动态范围的70–90%区间内。
- 使用LongDaq图像采集软件从相机中采集图像。
- 对于低频刺激（0.05 Hz）实验，使用1至10 Hz（即每秒1至10帧）的图像采集频率。
- 关闭室内灯光，以防止对内在光学信号造成干扰。
- 让小鼠至少适应移动式家居笼30 min 。
- 在无刺激条件下记录6-min 的基线活动。
- 为记录诱发的皮层活动，以高频率（25 Hz）气流脉冲刺激胡须，采用10 sec 开启/10 sec 关闭模式（0.05 Hz刺激），总持续时间为6 min。
- 图像采集结束后，解除小鼠头部固定，并将其放回笼中。
- 无需额外进行频率滤波，因为在清醒动物中刺激反应的幅度通常较高，信噪比优异。
- 将获得的图像集转换为*.tif堆栈文件，并使用例如开源FIJI软件（ImageJ）进一步分析。使用Image Calculator工具，从胡须刺激期间获得的帧中减去基线自发活动。或者，使用适当的软件在频域中对数据进行滤波。
- 清醒小鼠在移动式家居笼内活动时的膜片钳记录
- 组装移动式家居笼。
- 用布包裹训练好的动物。给予甲氧苄啶（5 mg/kg）和磺胺多辛（25 mg/kg）以预防细菌感染。将动物放入移动式家居笼中。将金属支架夹紧在头部固定臂上。
- 使用70%乙醇溶液或0.5%氯己定双葡萄糖酸盐清洁并消毒植入的牙科水泥“帽”和盖玻片，并使其自然干燥。
- 缓慢而小心地从金属支架上取下盖玻片。
- 更新补充青霉素、链霉素的皮层缓冲液，并用无菌止血棉签清除颅窗内的碎屑。
- 将接地电极置入皮层缓冲液中。
- 将电生理头级固定在微操纵器上。
- 使用硼硅酸盐玻璃拉制电极，目标尖端电阻为6.5至8.5 MΩ。用细胞内液填充膜片钳电极。膜片钳电极液成分如下（单位：mM）：8 KCl，111 K-葡萄糖酸盐，0.5 CaCl2，2 NaOH，10 葡萄糖，10 HEPES，2 Mg-ATP，5 BAPTA，pH用KOH调节至7.2。膜电位值必须根据计算的液接电位-12 mV进行校正33。
- 根据立体定位坐标定位感兴趣区域，并在保持电极尖端强正压的同时快速将电极插入脑组织。穿透硬脑膜并定位电极后，测量尖端电阻，若电阻增加超过10–15%，则弃用该电极，以提高后续步骤的成功率。
- 将正压减半，以避免周围脑组织肿胀。后续步骤与标准“盲法膜片钳”方案类似。为找到可记录的神经元，逐步将电极尖端下移，直至在电极尖端附近检测到神经元，表现为电极阻抗变化的特征性时间序列。神经元存在的关键指标是，在连续几次前进步骤中电极电阻单调上升（通常在三次2-μm步进中电阻增加约20%）。
- 为与目标神经元形成吉欧封接（gigaseal），施加负压并对电极施加超极化电压。
- 施加短暂的较大负压脉冲，以建立全细胞构型。将电极回撤2–3 μm以维持良好封接。
- 在所需时间段内记录自发或诱发活动，最长可达20–40 min。
- 记录结束后，将电极从脑组织中移出。
- 更新皮层缓冲液，或在颅窗上滴加一滴硅胶粘合剂，然后在金属支架上粘附圆形玻璃盖玻片。
- 松开螺丝，解除动物头部固定。将动物放回笼中，至少休息一天后再进行下一次记录。
- 使用例如FitMaster软件分析数据。
- 清醒小鼠在移动式家居笼内活动时的习惯化-去习惯化嗅觉测试
- 使用双面胶将一块浸过自来水的洁净棉布（2 × 2 cm）贴在移动式家居笼内壁。通过在外壁贴上颜色标记将笼壁分为四个区域，使棉布位于“目标区”中央。将动物固定在头部固定臂上，使其面朝与“目标区”相对的笼壁，并让其适应移动式家居笼30 min。
- 取另一块洁净棉布，滴加几滴1%香草精使其湿润。将笼壁上的洁净棉布替换为带有香草气味的棉布。呈现气味5 min。在气味呈现期间跟踪移动式家居笼的运动情况。通过测量动物面朝“目标区”的累计时间占移动式家居笼总运动时间的比例，评估其对气味的兴趣程度。
- 重复使用香草气味进行三次5-min的应用会话，每次间隔5 min。每次会话均使用新的“香草”棉布。
- 在最后一次（第五次）会话中，向动物呈现具有社会意义的气味。取一块洁净棉布，滴加几滴前一天采集的异性动物尿液，将其置于目标区中央，持续5 min。
- 清醒小鼠在移动式家居笼内活动时的新气味识别测试
- 通过在移动式家居笼外壁贴上颜色标记，将笼壁分为四个区域。在相对的两个区域（分别指定为目标区1和目标区2）内壁中央各贴一块浸过自来水的洁净棉布（2 × 2 cm）。将动物固定在头部固定臂上，使其面朝非目标区的笼壁，并让其适应移动式家居笼30 min。
- 更换两块棉布：将浸有1%香草精的棉布置于目标区1，将浸有自来水的棉布置于目标区2。在气味呈现期间对移动式家居笼的运动进行10 min 视频记录。计算“气味关注度”，即动物面朝目标区1的时间占其面朝区域1和区域2总时间的百分比。
- 间隔10 min后，在笼壁上放置另一对施用器，持续10 min。将“香草”棉布置于目标区1，将浸有1%香蕉提取物的棉布置于目标区2。录制移动式家居笼的运动视频。计算对新气味的偏好程度，即动物面朝带有新气味的笼壁区域（目标区2）的时间占其面朝区域1和区域2总时间的百分比。
结果
本文所述方法适用于在清醒、头部固定但其他方面可自由活动并表现行为的小鼠中进行显微成像或单细胞电生理记录。动物可在真实（而非虚拟）、有形且熟悉的环境中进行二维运动，同时其颅骨被牢固地固定在头部固定装置上。使小鼠适应气浮式可移动饲养笼的过程包括每天两次、每次2小时、持续4至6天的训练阶段（图1）。经过训练的动物可立即用于后续实验。一项典型研究包含多次成像或膜片钳记录会话，各会话之间的间隔从数小时到数天甚至数周不等。重要的是，在单次实验中，可同时进行光学和电生理记录，并施加认知或行为刺激，获取相应读数。
为了评估小鼠在移动笼中头部固定的机械稳定性，同时采集了实验动物在移动笼中活动时皮层血管（用荧光标记的葡聚糖标记）和表达YFP的皮层树突的图像序列（图2）。动物运动过程中脑组织的最大位移通常不超过1–1.5 µm。这些位移主要发生在水平方向，极少导致成像平面发生可检测到的偏移，因此无需进行运动伪影校正。在移动笼中实现稳定的头部固定，使得在清醒动物中对单个树突棘进行定量分析的可靠性与在麻醉小鼠中相当。树突棘的密度、形态和周转率可在纵向研究中通过多次成像进行监测，成像时间间隔可从数小时到数天乃至数周不等。
通过两种方法在清醒小鼠的体感皮层中测试了移动笼具在功能性光学成像中的可用性：i）对 Thy1-GCaMP3 转基因小鼠进行双光子显微成像；ii）对野生型小鼠进行内在光学信号成像。钙离子（Ca2+）成像在第2/3层进行，该层包含大量荧光标记神经元的胞体及其树突和轴突（图3）。从选定感兴趣区域（ROIs）提取的荧光随时间变化曲线如图3所示，显示了小鼠在移动笼具中主动探索期间出现的自发性神经元活动（表现为GCaMP3荧光信号的瞬时增强）。基于内在信号的光学成像可用于绘制功能域的空间分布图。图4展示了在以0.05 Hz频率刺激小鼠须垫后，体感皮层中沿传播的血氧水平波动（反映局部神经元激活）的波动样变化。
为了测试在移动笼具中进行膜片钳记录的可行性，我们使用了2至3个月大的C57Bl/6J小鼠。采用电流钳模式对体感皮层第2/3层神经元进行全细胞记录配置下的记录。在清醒小鼠固定头部并处于移动笼具中时，对其脑内进行的膜片钳记录基本类似于脑切片中的盲法膜片钳记录。约50%的尝试成功形成了吉欧欧姆密封（gigaseal），其中超过70%获得了稳定的全细胞记录配置。未观察到因细胞机械位移导致吉欧欧姆密封接触丢失的事件。图5展示了一段典型的持续10分钟的电流钳记录中60秒的片段，该记录与小鼠主动（奔跑）和被动（静息）状态的时段相对应。
图1. 在移动式家庭笼具中对清醒小鼠进行头部固定的实验方法。A) 气浮式移动家庭笼具的设计概览及整体概念示意图。B) 典型实验时间线示意图。研究开始前两周，首先为小鼠植入颅窗，随后进行小鼠抓取与包裹的适应性训练，接着进行每日两次、共八次的训练。典型的研究包括多次成像或膜片钳记录实验，各次实验之间的间隔从数小时到数天甚至数周不等。在单次实验中，可同时进行光学或电生理记录，并结合认知或行为刺激及相应读数检测。请点击此处查看该图的放大版本。
图 2. 在自由活动的清醒小鼠中进行双光子显微成像的示例。A,B) 使用70 kDa Texas Red标记的葡聚糖标记的皮层血管系统。通过在小鼠静止和奔跑期间，沿血管管腔横截面绘制的线轮廓随时间变化来测量单个血管段的直径（A）。通过沿平行于血管壁绘制的线进行线扫描，测量动脉和静脉中的血流速度（B）。C,D) 在转基因小鼠脑中可视化神经元形态的精细细节，这些小鼠在Thy1启动子驱动下于部分神经元中表达YFP。小鼠体感皮层中锥体神经元的三维重建（C）。在清醒且行为正常的小鼠中获取的树突分支图像足够稳定，可用于定量分析单个树突棘的形态（D）。E) 小鼠运动引起脑组织运动的定量分析。较大振幅的位移与小鼠奔跑时段相关。请点击此处查看该图的放大版本。
图3. 清醒 Thy1-GCaMP3 小鼠在移动式家园笼内自由活动时神经元群体活动的示例。A) 皮层II/III层神经元的双光子图像。黄色所示为感兴趣区域（ROI），例如神经元胞体、树突和轴突。B) 来自A图中ROI的GCaMP3荧光ΔF/F信号轨迹（时间序列以1.5秒/帧记录）。C) 以65毫秒/帧速度成像的局部放大区域。D) C图中黄色ROI的荧光随时间变化曲线，显示GCaMP3荧光的短暂升高（红色），对应于动作电位引发的Ca2+内流事件。请点击此处查看该图的高清版本。
图4. 通过成像固有光学信号，绘制清醒小鼠大脑皮层功能反应空间分布的示例。A) 经颅窗观察到的浅表血管明场图像。 B) 小鼠在移动家居笼中静息状态下6分钟时段内的基线活动强度图。 C) 对频率为0.05 Hz的胡须刺激产生响应后，体感皮层中神经元活动传播的强度图。 请点击此处查看该图的放大版本。
图 5. 在清醒小鼠于移动笼中自由活动时，对其大脑皮层进行全细胞膜片钳记录的示例。A) 来自小鼠皮层第2/3层神经元的电流钳记录。施加持续0.5秒、强度为100 pA的电流刺激（轨迹下方所示），引发了一连串动作电位的爆发。该细胞表现出锥体神经元典型的峰电位频率适应现象。B) 同一神经元的连续电流钳记录，与小鼠的运动活动（轨迹上方粉红色曲线所示）相对应。在小鼠静息（C）和奔跑（D）期间，第2/3层神经元的代表性自发性活动。请点击此处查看该图的高清版本。
图6. 小鼠在移动家居笼中训练期间的体重变化与运动活动情况（头部固定与非固定状态）。A) 训练前小鼠体重（均值±标准差，%）。注意体重下降在第7-8次训练时已完全恢复。B) 小鼠相对于移动家居笼的水平运动轨迹，该轨迹由第8次训练期间移动家居笼的追踪运动外推得出。C) 非头部固定小鼠在第8次训练期间探索圆形笼时的追踪运动轨迹。D) 头部固定（圆形）与非固定（三角形）小鼠在训练第1-4天的运动持续时间（均值±标准差，%）。注意在第4天，头部固定小鼠既无僵直行为（如第1天所示），也无过度运动活动。请点击此处查看该图的放大版本。
讨论
为了更好地理解脑的生理学与病理学，必须在多种复杂程度的样本制备水平上开展研究，并针对每种样本采用最适宜的技术。目前，一系列神经科学研究方法（从全身功能性磁共振成像fMRI到亚细胞器水平的受激辐射损耗显微镜STED）已可常规应用于麻醉动物；然而，对清醒且行为自主的动物进行实验仍面临重大的方法学挑战。
本文介绍了一种新颖的方法，即在实验动物头部被牢固固定的情况下，仍可使其在一个气浮式可移动家鼠笼内自由移动，并在无应激条件下探索其真实环境。这种头部固定但可行为活动的动物模型具有多项关键优势。首先，采用该方法获取的电生理或成像数据既不受麻醉影响，也不受束缚所致应激的干扰。将小鼠置入可移动家鼠笼的过程快速，且无需对动物进行任何形式的麻醉，即使是短暂麻醉也无需。其次，气浮式家鼠笼可确保必要的机械稳定性，从而能够精确量化清醒动物神经元精细形态的动态变化，并记录单细胞水平的电生理活动。最后，与球形跑步机相比，该可移动家鼠笼的设计更为紧凑，因而可将其置于标准直立式显微镜下，用于清醒小鼠大脑的双光子成像或膜片钳记录。
在移动家笼中实现牢固的头部固定，需要植入一种特制的四翼金属固定装置，其中心带有圆形开口，以便对下方脑区进行光学或电学通路访问。这些金属固定装置通过胶水、牙科水泥以及拧入颅骨的小螺钉组合固定于颅骨上。该手术程序基于大量已发表的先前方法开发而成，实践证明可获得稳定且可重复的颅窗制备效果。对于 体内 电生理实验，月牙形窗口34，一个小型颅骨开窗（小于0.5 mm）32，以及一个钻孔的玻璃覆盖标本35 已采用上述方法。此处，“倒置”颅窗通过较大（直径3.5 mm）或较小（直径小于0.5 mm）的颅骨开窗植入。由于最小化脑组织运动对于稳定的单细胞记录至关重要，因此在进行电生理实验时建议采用小尺寸颅骨开窗。在植入用于光学成像实验的颅窗后，需让动物恢复至少2至3周；在此期间，颅窗会短暂失去透明性，随后重新恢复透明（成功率约为50%-70%，具体取决于小鼠品系的遗传背景）。可通过常规双目显微镜观察及在动物操作过程中进行物理检查，评估颅窗的透明度以及粘附于颅骨的牙科水泥“帽”的稳定性。在2至3周的恢复期结束后，若动物仍表现出术后炎症的任何迹象，或牙科水泥存在机械性缺陷，则应将其排除在实验之外并予以处死。
开始训练小鼠的最佳年龄为2至4个月（对应体重为20至40克）。在更年幼的动物中，牙科水泥“帽”在颅骨上的固定可能不够牢固，从而降低其对头固定小鼠在移动笼内活动时所承受机械应力的耐受性。尽管雄性和雌性小鼠在进入移动笼进行导航的意愿方面表现相似，但雌性小鼠颅窗恢复透明的比例往往更高（数据未显示）。因此，为了确保用于成像实验的动物群体中性别比例均衡，建议植入颅窗的雄性小鼠数量比雌性多约30%。已知社会互动有助于改善动物福利并减轻应激反应，因此建议同窝小鼠同时接受手术和训练，并在群养笼中共同饲养。
与已发表的球形跑步机装置方法13相比，使用可移动饲养笼的方法在头部固定时无需对小鼠进行麻醉。这一差异至关重要，因为它能够排除即使短暂且“轻度”的麻醉过程也可能对随后短时间内获得的生理测量结果产生的任何残留影响。事实上，尽管在一些研究中，头部固定是在麻醉下完成的，并在短暂等待后才开始正式实验13，但仍无法排除短暂麻醉可能对实验数据造成持久影响的可能性。其他研究则依赖于通过限制饮水来系统性地使动物适应头部固定，并以饮水作为奖励手段促使动物保持静止不动36。然而，基于奖励的头部固定方法限制了可适用行为测试的选择，更重要的是，占用了已建立的刺激–奖励关联通路之一。相比之下，小鼠在可移动饲养笼中适应头部固定的方法无需限制饮水，也无需后续奖励。
对于长期实验，建议在移动笼具中配备供水系统。本文所述的动物训练和实验均在白天进行（上午8点至下午6点），这对应于按照标准12小时光照周期（早晨6点开灯，傍晚6点关灯）饲养的小鼠的生理静息期。由于饮水行为与小鼠的活动水平直接相关，在静息期内，若训练/成像/记录会话的持续时间不超过2 小时，则小鼠无需额外供水。除了训练会话的时间安排和持续时长外，还需考虑使动物适应移动笼具所需的训练会话最佳次数。为此，采用两个指标评估头部固定操作引起的应激反应：i）体重变化；ii）运动活动水平。如图6所示，小鼠在训练第2天平均体重下降达6%，并在训练第4天完全恢复（图6A）。与体重变化趋势一致，头部固定小鼠的运动活动水平在训练首日受到抑制，但到训练第4天趋于稳定（图6D）。基于上述测量结果，我们建议小鼠在移动笼具上的最少训练周期为4天，具体方案如本实验规程所述。
使用气浮式、平底的移动鼠笼，可在头固定小鼠的训练范式中加入复杂的任务（感觉运动、感知和认知任务）。本研究展示了两种行为测试方案，两种方案均利用气味线索，并可与小鼠皮层的纵向成像/记录相结合。尽管移动鼠笼由非吸附性材料制成，但仍需考虑装置本身的气味与测试气味之间可能存在的干扰。另一个可能干扰行为实验中视觉/触觉线索的因素是笼壁与插入件之间的接缝，该接缝并非完全无缝，动物可能将其感知为一个空间标志。值得注意的是，为了尽量减少在将呈味棉签插入移动鼠笼壁等操作过程中对动物造成的应激，实验人员应练习尽可能快速地完成此类操作，并避免长时间抓握碳纤维笼体。对于新气味/物体的呈现，也可设想其他替代策略，例如，将基于水凝胶的溶液液滴或物体（如食物碎片）放置于固定在碳纤维笼壁内侧的小型支架上，支架高度需与动物头部位置相适应。
移动式笼具可使头部固定的动物完成多种二维运动，包括水平移动、坐起、理毛、触须运动、舔舐、鼻触、前肢精细运动以及前肢触碰笼壁等，本研究对此进行了图示说明。通过使用移动式笼具及本文所述的实验方案，研究人员能够在刺激条件和行为读数方面对感觉运动神经系统进行高度可控的研究。此外，还可对清醒小鼠在条件反射、空间导航和决策任务过程中的认知能力开展研究。
该方法存在若干实际局限性。首先，需要大量压缩空气来实现对鼠笼的提升作用，并支持长时间实验的运行。其次，当前设计中的移动鼠笼直径仅为18 cm，与虚拟现实相比，所提供的空间相对较小且结构简单，而虚拟现实中可设计出不受任何空间限制的复杂实验环境。第三，在本研究中所展示的胡须刺激和基于奖励的实验过程中，使用了一种限制小鼠接触笼壁的装置。若需增加外部视觉或感觉刺激通道（例如面向眼睛的光源投影仪），则必须设计出比球形跑步机实验中所用的多屏或穹顶投影方案更为符合人体工学且紧凑的设备。
总之，在悬浮式移动家笼中固定头部的小鼠为在同一实验中结合细胞、分子和行为水平的观测与操控提供了极大便利。本文展示的具体应用包括在未麻醉且能自由行为的小鼠中进行双光子显微成像、内在光学信号成像以及膜片钳记录。预计该方法将为清醒、自由行为小鼠的实验研究开辟新的前景，并成为药物开发和脑功能基础研究中的有力工具。
披露
作者无任何利益冲突披露。
致谢
作者感谢 Eero Castren 教授对本文稿的宝贵意见。本工作得到芬兰科学院、芬兰国际流动中心以及芬兰神经科学研究生院（脑与心智博士项目）资助项目的资助。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 镊子，不锈钢，115 mm | XYtronic | XY-2A-SA | |
| 动物修剪器，剃毛机 | Aesculap | Isis GT420 | |
| 双目显微镜 | Zeiss | Stemi 2000 | |
| 带不锈钢加热垫的生物温度控制器 | Supertech | TMP-5b | |
| 钝头显微外科刀片 | BD | REF 374769 | |
| 带细丝的硼硅酸盐玻璃管 | Sutter Instruments | BF120-69-10 | 用于膜片钳移液管制作 |
| 相机 | Foscam | FI8903W | 夜间可视 |
| 卡洛芬 | Pfizer | Rimadyl vet | |
| 牙科水泥 | DrguDent, Dentsply | REF 640 200 271 | |
| 地塞米松 | FaunaPharma | Rapidexon vet | |
| 一次性钻头 | Meisinger | HP 310104001001008 | |
| Dulbecco’s PBS 10x | Sigma | D1408 | |
| Dumont #5 镊子，110 mm | FST | 91150-20 | |
| 眼润滑剂 | Novartis | Viscotears | 用于手术期间眼部保护，以及作为浸没用黏性溶液 |
| Foredom 钻机控制器 | Foredom | FM3545 | |
| Foredom 微型电机手柄 | Foredom | MH-145 | |
| 四翼金属固定夹 | Neurotar | ||
| 小鼠头部固定器 | Narishige | SG-4N | 安装于立体定位仪上 |
| 止血胶原海绵 | Avitene, Ultrafoam BARD | Ref 1050050 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| 氯胺酮 | Intervet | Ketaminol vet | |
| Kwik-Sil | WPI | ||
| Mai Tai DeepSee 激光器 | Spectra-Physics | ||
| 微型敷料镊，105 mm | Aesculap | BD302R | |
| 微电极拉制仪 | Narishige | PC-10H | 用于玻璃移液管制作的垂直拉制仪 |
| 显微操作器 | Sensapex | ||
| 微型螺栓 | Centrostyle | Ref. 00343 s/steel M1.0x4.5 | |
| 移动式鼠笼 | Neurotar | ||
| 多光子激光扫描显微镜 | Olympus | FV1000MPE | |
| 无纺布棉片，5 × 5 | Molnlycke Health Care | Mesoft | 外科棉球 |
| 聚丙烯酸胶水 | Henkel | Loctite 401 | |
| 圆形玻璃盖玻片 | Electron Microscopy Sciences | 1.5 厚度 | |
| 小型动物立体定位仪 | David Kopf Instruments | 900 | |
| 学生用直型虹膜剪，11.5 cm | FST | 91460-11 | |
| 赛拉嗪 | Bayer Health Care | Rompun vet |
参考文献
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