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方法文章

通过连续补料实现球状体大规模扩增哺乳动物细胞的营养调控

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DOI：

10.3791/52224

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2016年9月25日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Radiology, University of Minnesota, 2Medicine, University of Minnesota, 3School of Public Health, University of Minnesota, 4Surgery, University of Arizona

本文内容

摘要

与间歇性分批补料相比，采用连续生长调节补料可改善搅拌式悬浮生物反应器中哺乳动物细胞球体的生长速率。本研究展示了建立简单调节速率补料培养所需的方法。

摘要

在本实验中，采用β-TC6胰岛瘤细胞系形成的球体作为哺乳动物胰岛细胞产品生产的模型，以展示调控营养水平如何提高细胞产量。在以往的研究中，生物反应器相较于静态培养虽可实现更大的培养体积，但并未观察到细胞产量的提升。关键营养物质（如葡萄糖）在分批补料期间被消耗，可能导致细胞扩增受限。尽管培养基中葡萄糖初始浓度增加，仍观察到葡萄糖水平出现显著波动。采用连续补料系统可消除葡萄糖浓度的波动，并与分批补料的静态培养及SSB培养方法相比，显著提高了细胞生长速率。通过根据计算的营养消耗率调整补料速率，进一步提升了生长速率，可在培养期间连续三周维持生理水平的葡萄糖浓度。该方法也可适用于其他细胞类型。

引言

为了获得大量可用于移植的存活且功能正常的人类细胞，必须对培养条件进行调控。营养物质的耗竭以及代谢废物的积累是导致细胞衰老和代谢改变的主要因素，会降低细胞产品的质量1–3。本实验展示了一种利用搅拌式生物反应器结合调节流速的灌注 feeding 系统，在整个培养过程中将葡萄糖浓度维持在生理范围4内，以实现哺乳动物细胞在球形聚集体中的培养。在本研究中，生理范围定义为 100 至 200 mg/dl。相同的方法也可用于调控其他营养物质和代谢废物（如乳酸）的水平。

在实验研究中，通常采用小体积（1 - 30 ml）静态培养方式来维持和诱导细胞系的分化。细胞传代时需定期更换完全培养基。大多数“常规”培养基含有高浓度葡萄糖（本研究所用DMEM的葡萄糖浓度为450 mg/dl），以减少换液频率，避免营养限制。然而，这种批次补液方法仍需频繁操作，易引入细胞环境的变异性，并增加污染风险5–9。搅拌式悬浮生物反应器（SSB）可实现更均匀的混合并减少操作次数3,10–20，但与静态培养类似，仍需人工更换培养基，导致营养物质和代谢废物水平出现潜在有害的波动。对SSB培养采用灌注式补液可通过持续添加和移除培养基来缓解上述问题，但细胞生长引起的营养水平大幅变化仍是一个挑战。通过基于细胞需求估算的营养消耗计算，调整补液速率，可提供稳定细胞环境，从而优化细胞活力与功能21–24。

已有大量文献描述了用于哺乳动物细胞可扩展的单层培养（SSB）方法，特别是用于多能细胞的培养与扩增25–32，其他研究则集中于胰岛（β）细胞17,33,34，或生物产品的生产24,35–38许多被研究的细胞类型均可在球状体培养物中生长，在实施连续灌注培养系统前，应针对所用的特定细胞类型优化相应的培养条件。在本实验中，采用灌注培养法在搅拌式生物反应器中扩增了以球状体形式生长的β细胞系。39–43本文所述方法通过基于离线葡萄糖测量结果调整补料速率，以实现目标培养条件，操作简便。采用该方法调节补料速率以维持生理葡萄糖水平，可提高细胞产量。哺乳动物细胞依赖葡萄糖这一关键营养物质进行能量生成，因此该细胞系可作为多种培养哺乳动物细胞的代表性模型。44此外，该细胞系体现了β细胞的进一步复杂性，这类细胞对长期高水平的葡萄糖具有敏感性。45在本研究中，β-TC6细胞在培养中形成类球体，以模拟朗格汉斯胰岛的平均大小 体内灌注式生物反应器系统17–19,21,46 以葡萄糖消耗速率调节补料速率，可在不改变细胞活力的情况下维持生理条件并获得更高的细胞产量。

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方案

1. 细胞系及培养维持

  1. 获取 β-TC6 细胞（或其他所需的贴壁哺乳动物细胞系）。在研究准备阶段，根据供应商的说明对细胞进行培养、传代和冷冻保存。

2. 组装连续进料系统

注意：下述方法中的连续喂养系统设计基于文献中描述的类似系统17–19,21,47–49。该系统的组装细节已在先前发表的研究中进行了详细描述3。

  1. 收集进料系统所需的组件，该系统由五个主要部分组成：培养基储液瓶、蠕动泵、搅拌式生物反应器、废液储液瓶以及定制设计的管路/取样装置。
    1. 使用一个1 L玻璃瓶作为培养基储液瓶，一个2 L玻璃瓶作为废液储液瓶，以及一个250 ml容积的玻璃反应器（市售型号）作为搅拌式生物反应器。
    2. 使用数字式蠕动泵或具有8通道泵头的类似泵来控制培养基的更换。
    3. 使用坚硬且可高压灭菌的塑料材料制造储液瓶和改造后的生物反应器盖，并配备不锈钢穿壁管接口，以通过无菌过滤器实现通风，并允许培养基在储液瓶与生物反应器之间转移。或者，也可从不同供应商处购买带有流路接口的专用盖子。
      注意：生物反应器盖上可包含额外的穿壁接口，用于安装可选仪器和监测探头（例如，氧气监测器）。
    4. 将一根由多孔玻璃曝气管制成的出流管（OT）连接至改造后的SSB盖上，其平均孔径范围为40 µm至60 µm，孔隙密度为40%。或者，可根据培养的具体需求选择其他类型的出流管。
      注意：应选择合适的OT孔径，仅允许培养基和细胞碎片通过，而将细胞聚集体保留在培养体系中（详见第6节及文献3中的详细说明）。
  2. 使用聚偏二氟乙烯（PVDF）管路接头和耐用型蠕动泵管组装可高压灭菌的灌注管路组件。管段长度应根据各组件之间的距离确定。
    注意：在选择管路类型时需特别谨慎，以确保其在长期实验中的耐用性和可靠性。
  3. 将管路组件分为三部分进行组装：进料管路、废液管路和取样管路。
    1. 使用两种不同管径（L/S 14 和 L/S 13）组装进料管路。主段管路采用L/S 14管径，连接生物反应器与培养基储液瓶；在管路中间泵段位置，使用合适的PVDF接头插入一段较短的L/S 13管。
    2. 使用标准PVDF带卡箍管接头，在较短的泵段（L/S 13）两侧分别连接两段L/S 14管路。
      注意：或者，整个管路可全部使用较小直径的L/S 13管，当泵段完整性存疑时，可整体更换整条管路。
  4. 使用较大直径（L/S 16）管路组装用于废液移除的第二段管路，并在中间泵段插入一段较短的L/S 14管路。组装方式与进料管路相同，使用PVDF带卡箍接头连接；或者也可使用一段连续的所需泵用管径管路，并根据需要进行更换。
    注意：若进料回路和废液回路使用相同的泵及泵头，则废液移除管路的泵段直径必须大于进料管路的泵段直径。这可确保废液泵送速率快于进料速率，避免培养液体积发生大幅波动，并降低溢出风险。
  5. 组装管路组件的最后一个部分：取样收集装置。
    1. 本步骤描述一种定制组装的取样口系统；或者，也可从不同供应商处购买无菌取样口。
    2. 使用三个短段（约6 cm）的L/S 14管路，通过T型PVDF连接器连接，并在其中两段管路上安装小型软管夹，构成该装置。
    3. 在其中一个带夹的管段上连接无菌气体过滤器用于排气，另一端则用于连接无菌取样注射器（由于许多无菌过滤器不可高压灭菌，无菌气体过滤器可能需在灭菌后于生物安全柜中添加）。
    4. 将第三端连接至安装在生物反应器盖上的不锈钢取样接口。
    5. 在实验开始前，将取样装置连接至生物反应器后一同进行高压灭菌（参见下文步骤3）。
    6. 使用该装置可在不干扰连续进料过程的前提下，按需从生物反应器中采集无菌样品。

3. 对所有材料进行高压灭菌

  1. 准备所有生物反应器组件以进行高压灭菌。
  2. 收集各个组件以进行灭菌。包括培养基和废液储液瓶（按步骤2.1.1组装）、250 ml旋转烧瓶（按步骤2.1.1组装）、必要的改装瓶盖（按步骤2.1.3组装）、流出管（见步骤2.1.4描述）、三套管路系统（分别在2.2至2.5节中组装），以及连续灌流所需的流出管（按需准备）。
    1. 将旋转烧瓶与所有组件组装好，确保出流管牢固地连接在旋转烧瓶内部（见第2.1.4节），并将定制组装的取样口（第2.5节）或其他取样口连接至瓶盖顶部。
    2. 用灭菌包裹材料和灭菌指示胶带将整个旋转烧瓶组件完全包裹。确保包裹严密，达到气密状态。注：可使用铝箔或类似材料分别覆盖生物反应器盖上各个接入端口的开口端，以在拆包时以及在培养箱内未与管路组件连接时保持接头/端口的无菌状态。
    3. 组装培养基和废液储液罐的改装瓶盖，然后分别连接至相应的玻璃瓶上。用铝箔覆盖，并贴上高压灭菌指示胶带。
    4. 将管路组件（第2.2–2.5节）分别用灭菌包裹纸包裹，并用胶带固定，以方便最终组装。可使用铝箔或类似材料分别包裹每组管路的末端，以在拆包时保持接头/末端的无菌状态。
    5. 使用标准干热高压灭菌循环对所有包裹物品进行高压灭菌（例如，“重力”模式，121 °C 下约 15 psi，持续 30 分钟或更长时间）。
      注意：除非确认可耐受高压灭菌，否则不要在高压灭菌前安装无菌滤器。

4. 类球体形成

注意：该技术与文献中描述的其他哺乳动物细胞培养方法17–19,21,50–52相似。所有灭菌后的操作均应在超净工作台中进行，并使用无菌手套，以维持细胞培养的无菌条件。

  1. 对于所有条件，均在标准贴壁培养条件下培养并扩增 β-TC6 细胞（按供应商说明进行），直至获得足够数量的细胞以接种所需数量的生物反应器。
    1. 按照 图1 所示及第2节所述，组装带有出流管的连续灌流生物反应器，并将取样口连接至取样盖。注意：出流管和取样口组件应在类球体形成前安装至生物反应器，用于实现连续灌流；在开始连续灌流前，应将其从培养液中提起。
    2. 通过高压灭菌法对改良后的 SSB 装置进行灭菌（见第3节说明）。
    3. 在搅拌烧瓶以及培养基和废液容器的盖子上适当位置安装无菌通气口（0.22 µm 或更小孔径的无菌滤器）。
      注意：此步骤至关重要，可防止蒸汽锁形成，并允许培养箱环境（5% CO2）与生物反应器之间进行气体交换。当使用碳酸氢盐缓冲培养基时，气体交换对于维持正确的 pH 值是必需的。
  2. 使用 0.25%（w/v）胰蛋白酶-0.53 mM EDTA 溶液在室温下轻柔消化 2–3 分钟（辅以机械振荡），收集细胞，并以约 1.3 × 106 个细胞/ml 的密度将细胞接种至 200 ml 培养基中的生物反应器内。
    1. 将指定的培养瓶从培养箱中取出，转移至生物安全柜中。
      注意：所有细胞培养操作均应在生物安全柜中进行，并采用规范的无菌技术。
    2. 通过抽吸方式移除培养瓶中的培养基。
    3. 用移液器加入 5 ml 磷酸盐缓冲液（不含 Ca++ 或 Mg++），冲洗培养瓶表面的细胞，然后抽吸去除 PBS。
    4. 向每个需收集细胞的培养瓶中加入 3 ml 胰蛋白酶-EDTA 溶液（通常约为 10 个 175 cm2 的 T 型培养瓶）。
    5. 将收获的细胞在生物安全柜中室温孵育 2–3 分钟。
    6. 手动轻轻振荡以使细胞从瓶壁脱落，然后向瓶中加入 6 ml 含血清的培养基收集细胞，并将细胞转移至 50 ml 离心管中。当一个 50 ml 管装满后，继续使用下一个 50 ml 管，直至所有所需细胞均被收集（每收集 5 个 T-175 培养瓶约需一个 50 ml 管）。
    7. 将收集的细胞悬液轻柔离心（约 50 × g），使细胞沉淀。
    8. 抽吸去除上清液，保留细胞沉淀。
    9. 使用移液器将所有沉淀重悬于含血清的培养基中，并转移至同一个离心管内，完成细胞合并。
    10. 按照文献所述方法53，使用血细胞计数板结合台盼蓝染色法测定细胞密度。
    11. 根据各实验条件，将所需总数的细胞加入无菌 SSB 中（本实验示例的目标起始细胞密度为 1.3 × 106 个细胞/ml）。
    12. 使用移液器向 SSB 中添加培养基（含目标葡萄糖浓度；本实验中采用生理范围内的中等葡萄糖水平），以达到目标总体积（本研究使用 200 ml 培养体积）。
      注意：在本系列连续灌流 SSB 实验中，接种时使用的是改良的“低葡萄糖”培养基版本（100 mg/dl），以便使培养体系起始即处于目标葡萄糖浓度，而非使用“高葡萄糖”培养基后等待细胞消耗葡萄糖使其降至生理范围才开始灌流。后续所有用于灌流的培养基均使用标准“高葡萄糖”培养基（500 mg/dl）。
    13. 将含有细胞的 SSB 转移至细胞培养箱内的搅拌平台上。
  3. 在 37 °C、5% CO2、100% 相对湿度及 70 rpm 搅拌速率条件下，在生物反应器中静置培养细胞 3 天，不进行换液，以促进类球体形成。
    注意：在为期三天的类球体形成期间，不应观察到明显的细胞增殖。
  4. 类球体形成后，将类球体分配至不同培养条件的生物反应器中。

5. 连续补料培养与调整补料速率

  1. 将所有组件进行高压灭菌或气体灭菌，并在生物安全柜中使用无菌技术进行组装（步骤 2 - 4）。
  2. 在类球体形成后，将 SSB 从培养箱中取出，并在生物安全柜中组装连续供液系统的各组件。
    1. 首先将所需培养基加入新鲜培养基储液罐中，然后将其连接至供液管的一端。同时确保新鲜培养基储液罐通过无菌滤膜正确通气。
    2. 以无菌方式将供液管的一端连接至生物反应器的进液口。应在供液管与生物反应器进液口之间安装一个无菌滤膜，以在培养基进入生物反应器前对其进行过滤。
    3. 将废液管连接至生物反应器的出流管和废液储液罐，并确保废液储液罐通过无菌滤膜正确通气。
  3. 将组装好的系统移出生物安全柜（此过程可能需要两人共同搬运所有容器和管路），并将所有组件放置妥当以进行长期培养。
    1. 将 SSB 放置在培养箱内的搅拌台上，使用与类球体形成相同的培养参数（37 °C、5% CO2、100% 湿度和 70 rpm）。注意：如果管路需要穿过培养箱侧壁的孔洞而非通过门封胶条引出，则可能需要暂时将管路从生物反应器上断开。此操作可通过在灭菌前用铝箔包裹管路接头（步骤 3）实现，并在生物反应器放入培养箱后再连接供液和废液管路至生物反应器端。管路线可预先布置好，在培养箱内移除铝箔后迅速连接至生物反应器。
    2. 将管路组未连接至生物反应器盖的剩余端通过培养箱的接入端口（传递口）或门封胶条上的缺口引出。
    3. 在培养箱外（如条件允许，可在附近的生物安全柜内）迅速将供液管连接至新鲜培养基储液罐，将废液管连接至废液储液罐，并确保废液储液罐通过无菌滤膜正确通气。注意：为保证无菌操作，应尽快移除管路和容器接口上的铝箔，并迅速连接至相应容器（特别是当该连接需在生物安全柜外进行时）。
    4. 将装有所需喂养培养基的新鲜培养基储液罐放入附近的小型冰箱中。检查确认供液和废液管能够顺利从培养箱引出并进入冰箱，且不阻碍两者的门关闭。同时必须确保供液管不会被冰箱或培养箱的门夹住而阻断液流。
      注意：本研究中使用的培养基为供应商推荐用于该细胞类型的高葡萄糖标准培养基（500 mg/dl）。可根据所培养细胞类型的特定需求选择任何高葡萄糖培养基。供液培养基中的葡萄糖浓度应明显高于（2 倍或更高）培养体系中期望维持的浓度，因为该供液系统依赖于提高高葡萄糖培养基的流速来在合理供液速率下维持培养物中足够的葡萄糖水平。
    5. 随后，可将废液储液罐放置在培养箱外的实验台面上便于操作的位置。
    6. 接着，将供液和废液管路的“泵段”正确装入泵头中，确保方向正确，使供液管能将新鲜培养基从储液罐泵入 SSB，而废液管能将培养基从 SSB 泵出至废液储液罐。
  4. 开启泵至所需的供液速率。
    1. 根据文献3及下文提供的代表性结果部分所述的修正供液速率方程计算供液速率。
    2. 结合最近的细胞计数信息（步骤 5 中描述的操作）、生长预测以及培养基葡萄糖浓度测定结果，估算维持培养体系中目标葡萄糖浓度所需的供液速率。
      注意：在执行这些操作前，需预先获得细胞生长速率和葡萄糖消耗速率数据。
    3. 根据计算所得的供液速率设定泵速。
  5. 在每个取样时间点（按所述方法每三天一次），重复计算供液速率并调整泵速。

6. 细胞计数、活力及葡萄糖浓度测定

  1. 每三天或按需从每个生物反应器中采集样品。
  2. 使用上述专用采样口，从持续补料的SSB培养物中采集培养样品。
    1. 将持续补料的SSB保留在生物反应器内，将无菌注射器（本研究中使用5 ml注射器）连接至采样口的未过滤连接端。
    2. 将采样管向下移动至培养基中。
    3. 松开通向注射器的管路段夹子，抽出所需总体积的样品。
    4. 将采样管向上移动，使其不再浸没于培养基中，并继续抽吸注射器直至空气被抽出。
    5. 夹紧通向注射器的管路，取下含有样品的注射器并暂存备用。
    6. 预先用空气填充第二个新的无菌注射器，并将其连接至采样口的无菌滤膜侧。
    7. 松开采样口通向注射器-滤膜侧的管路，然后通过无菌滤膜轻轻排出注射器中的空气，以冲洗采样口。此步骤可确保采样口内无残留培养基。
    8. 重新夹紧通向滤膜的管路，断开无菌注射器并弃去。
  3. 取含有细胞样品的注射器，将内容物排入一个10 ml离心管中。可从此管中直接取出已知体积的子样品。
  4. 进行细胞计数时，取出已知体积的细胞悬液转移至微量离心管中，轻柔离心1–2分钟（约50 × g）。
  5. 将上清液转移至另一管中用于葡萄糖测定，并用相同体积的胰蛋白酶-EDTA溶液（0.25% (w/v) 胰蛋白酶，0.53 mM EDTA）重悬沉淀，按照文献所述方法使用台盼蓝染色和标准血细胞计数板进行三次重复计数53。
    1. 根据需要，加入含血清的培养基对样品进行稀释。
    2. 计数细胞，并分别记录活细胞（未染色）和死细胞（染色）数量，计算细胞活力（活力百分比 = 活细胞数 / 总细胞数）。
  6. 使用血糖仪和一次性试纸条，对培养基中的葡萄糖水平进行三次重复测定。
    1. 按照血糖仪说明书操作，以培养基替代血液进行葡萄糖测定。
    2. 将试纸条浸入待测培养基（来自上述细胞计数样品的收集液）中，并按所需重复次数重复操作（建议进行三次重复）。
    3. 同时检测新鲜培养基和废培养基中的葡萄糖浓度。
      注意：对于某些血糖仪，当测量值低于20 mg/dl（仪器检测阈值）时，仪器输出可能显示为错误。

7. 类球体沉降速率测量

  1. 为确保连续喂养系统未将细胞簇带走，可通过观察β-TC6球体在大直径塑料移液管中的沉降情况，测量其沉降速率。
  2. 在SSB生物反应器中培养β-TC6细胞，以形成类球体，具体步骤如上所述。
  3. 培养3天后，取30 ml类球体悬浮液样品，置于50 ml离心管中。
  4. 使用大口径25 ml移液管轻轻吹打混匀，使悬浮液分布均匀，然后在移液管中悬浮液达到已知液面高度时停止吹打（例如， 20 ml 刻度线），然后记录所有球状体沉降 5 cm 所需的时间。
  5. 重复此操作足够多次以达到统计学置信度（通常 n > 3).
    注意：在生物学研究中，比较测量值时，p 值小于 0.05 被认为具有统计学显著性。数据以均值的标准误表示误差，采用双尾非配对 t 检验（two-tailed un-paired student-t test）对所展示数据的各实验条件进行比较。

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结果

标准 SSB 培养条件下，中等葡萄糖水平及波动限制细胞扩增

在培养期间，静态培养和SSB培养中的葡萄糖水平均会出现波动3。随着21天培养期内细胞数量的增加，这些波动逐渐加剧，在静态培养和SSB培养中几乎完全相同。这些观察结果已在我们之前的出版物中报道3。两种方法在整个培养期间的葡萄糖浓度均可能处于超生理水平。由于这种长期暴露可能抑制细胞生长54，因此开发了一种连续 feeding 系统，以消除葡萄糖波动，并在类球体培养过程中改善营养控制。

用于类球体培养的连续 feeding 系统

在整个培养期间，通过一个简单的培养基补充系统，可实现持续添加新鲜培养基并移除旧培养基。方法2中描述并在图1中展示的系统，采用泵和管路组件持续补充培养基，并通过一条独立的流出管持续移除培养基，同时防止类球体（spheroids）随...

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讨论

为生产生物制剂和细胞治疗产品而制备哺乳动物细胞，需要大规模培养并监测哺乳动物细胞55–58。此外，这些应用要求采用明确且经过验证的培养条件。仅通过研究级技术扩大细胞体积无法满足所有这些要求。人工换液会导致营养物质波动以及代谢废物积累，从而降低细胞质量、存活率和产量。在生物制药应用中，利用生物反应器进行微生物的商业化培养已有成熟经验，类似策略也已应用于哺乳动物细胞培养。哺乳动物细胞与其环境之间存在复杂的相互作用，因此必须进行特定的调控以维持营养水平，从而优化细胞扩增潜能。

为解决这些问题，我们开发了一种简单的方法，可在带可调速率灌注 feeding 机制的搅拌悬浮生物反应器中，将葡萄糖水平维持在特定的目标范围内，接近生理水平。为此，首先在搅拌悬浮生物反应器中生成了胰岛β细胞系的球形聚集体。采用灌注 feeding 系统提供连续 feeding 机制，以替代标准的批次 feeding 方法。通过观察细胞生长速率，并据此预测葡萄糖的大致消耗速率。同时，在培养过程中定期检测实际葡萄糖水平，以根据细胞实际消耗的营养物质及代谢产...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

作者感谢 Michael Garwood 和 Sam Stein 提供的有益评论，以及 Kristen M. Maynard 在手稿准备方面的协助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
β TC-6 细胞ATCC，美国弗吉尼亚州马纳萨斯CRL-11506小鼠胰岛瘤细胞系（贴壁细胞类型）
DPBS，无钙，无镁Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德14190-144https://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/14190144?ICID=search-14190144
杜尔贝科改良伊格尔培养基Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德请参见下方的产品编号 
DMEM高糖（500 mM）Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德11965-092http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/11965092
DMEM低糖（100 mM）Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德11885-084http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/11885084（注意：此培养基已含有丙酮酸盐）
L-谷氨酰胺Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德25030081http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/25030081?ICID=search-product
丙酮酸钠Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德11360070https://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/11360070?ICID=search-product
热灭活猪血清Gibco - Life Technologies10082147http://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/10082147
胰蛋白酶-EDTAInvitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德25200056https://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/25200056?ICID=search-product
T-150 组织培养处理烧瓶康宁，纽约州康宁市430825http://catalog2.corning.com/LifeSciences/en-US/Shopping/ProductDetails.aspx?productid=430825(Lifesciences)<在本实验中，采用β-TC6胰岛瘤细胞系形成的球状体作为哺乳动物胰岛细胞产品生产的模型，以展示调控营养水平如何提高细胞产量。既往研究表明，与静态培养相比，生物反应器可实现更大的培养体积，但并未观察到细胞产量的提升。在分批补料培养过程中，葡萄糖等关键营养物质在补料间隔期间被消耗，可能导致细胞扩增受限。尽管培养基中葡萄糖初始浓度增加，仍观察到葡萄糖水平出现显著波动。采用连续补料系统可消除葡萄糖浓度波动，并与分批补料的静态培养及SSB培养方法相比，显著提高了细胞生长速率。通过根据计算的营养消耗速率调整补料速率，进一步提升了细胞生长速率，实现了在长达三周的培养过程中维持生理水平的葡萄糖浓度。该方法亦可适用于其他细胞类型。&>&&categoryname=
NuAire 细胞培养箱明尼苏达州普林斯顿US Autoflow。任何水套式 CO2 可使用调节式细胞培养孵育箱。
离心Sorvall RT 7（可使用任何类似的台式离心机）
冰箱任何实验室冰箱均可使用（本研究使用了小型台式冰箱）
1 L 玻璃瓶康宁，纽约州康宁市1395-1L任何供应商均可使用。http://catalog2.corning.com/LifeSciences/en-US/Shopping/ProductDetails.aspx?productid=1395-1L(Lifesciences)
&&categoryname=
2 L 玻璃瓶康宁，纽约州康宁市1395-2L任何供应商均可使用
250 ml 搅拌式生物反应器 康宁，纽约州康宁市4500-250http://catalog2.corning.com/LifeSciences/en-US/Shopping/ProductDetails.aspx?productid=4500-250(Lifesciences)<在本实验中，采用β-TC6胰岛瘤细胞系形成的球状体作为哺乳动物胰岛细胞产品生产的模型，以展示调控营养水平如何提高细胞产量。既往研究表明，与静态培养相比，生物反应器可实现更大的培养体积，但并未观察到细胞产量的提升。在分批补料培养过程中，葡萄糖等关键营养物质在补料间隔期间被消耗，可能导致细胞扩增受限。尽管培养基中葡萄糖初始浓度增加，仍观察到葡萄糖水平出现显著波动。采用连续补料系统可消除葡萄糖浓度波动，并与分批补料的静态培养及SSB培养方法相比，显著提高了细胞生长速率。通过根据计算的营养消耗速率调整补料速率，进一步提升了生长速率，实现了在长达三周的培养过程中维持生理水平的葡萄糖浓度。该方法也可适用于其他细胞类型。&>&和分类名称=
搅拌板Fisher Scientific11-496-104A任何适用于培养箱的磁力搅拌器均可使用，品牌不限
组织培养皿，直径100 mmNunc，美国纽约州罗切斯特（Fisher Scientific）1256598 任何供应商均可使用（可通过 Fisher Sci 订购）
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Cartridge_Pump_System_115_230<在本实验中，采用β-TC6胰岛瘤细胞系形成的球状体作为哺乳动物胰岛细胞产品生产的模型，以展示调控营养水平如何提高细胞产量。既往研究表明，与静态培养相比，生物反应器可实现更大的培养体积，但并未观察到细胞产量的提升。在分批补料培养过程中，葡萄糖等关键营养物质在补料间隔期间被消耗，可能导致细胞扩增受限。尽管培养基中葡萄糖初始浓度提高，仍观察到葡萄糖水平出现较大波动。采用连续补料系统可消除葡萄糖浓度波动，并与分批补料静态培养及SSB培养方法相比，显著提高细胞生长速率。通过根据计算所得的营养消耗速率调整补料速率，进一步提升了细胞生长速率，可在长达三周的培养过程中维持生理水平的葡萄糖浓度。该方法亦可适用于其他细胞类型。> _VAC/EW-77919-25
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通过连续补料实现球状体大规模扩增哺乳动物细胞的营养调控
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