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利用活体小鼠连续内窥镜成像无创评估新型肠道疾病治疗药物的疗效

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DOI：

10.3791/52383

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2015年3月10日

 ,  , 
1The Walter and Eliza Hall Institute for Medical Research, 2The Department of Medical Biology, University of Melbourne, 3Olivia Newton-John Cancer Research Institute

本文内容

摘要

我们介绍了利用刚性内窥镜对小鼠结肠疾病治疗疗效进行纵向监测的方法。该方案可直接用于活体小鼠中单个肿瘤治疗反应的表征，也可用于监测潜在的疾病复发。

摘要

炎症性肠病（IBD）和结直肠癌（CRC）的动物模型极大地增进了人们对肠道疾病发生与进展过程中细胞内在及外在机制的理解。新分子的发现促进了这些病理过程的研究，从而引发了一系列致力于开发潜在新疗法以抑制其功能的活动。因此，目前广泛使用具有完整免疫系统和基质微环境的各种临床前小鼠模型。本文描述了三种实验方案，用于检测新疗法在以下临床前模型中的疗效：（1）急性黏膜损伤，（2）慢性结肠炎和/或结肠炎相关结肠癌，（3）散发性结直肠癌。我们还概述了可重复进行的内镜检查程序，可用于记录单个肿瘤对治疗的反应，并监测单只小鼠的健康状况。这些方案提供了互补的实验平台，用于评估在小鼠中显示良好耐受性的治疗化合物的有效性。

引言

结直肠癌（CRC）是第4th 全球最常见的恶性肿瘤病因1尽管在理解该疾病家族遗传基础方面已取得显著进展，但遗传易感性仅占结直肠癌病例的约20%2其余情况归因于多种外在和环境因素，包括慢性炎症。在人类中，慢性炎症与结肠癌之间的关联在溃疡性结肠炎（UC）患者中尤为明显，这些患者发生结肠炎相关性结肠癌（CAC）的风险更高，其风险程度取决于炎症性疾病的持续时间、累及范围和严重程度。3-5因此，目前正在开发新型疗法，以调控免疫反应以及炎症性肿瘤微环境中相关促生长因子的产生6-8对合适的临床前动物模型的需求日益增加，以表征这些药物在疾病发生和发展过程中治疗效果。

小鼠模型已明确证实，炎症微环境会促进结直肠癌（CRC）的进展，即使在没有明显炎症的情况下也是如此9,10。这些模型包括在小鼠饮水中添加多糖类物质硫酸葡聚糖钠（DSS），以模拟上皮损伤以及急性和慢性炎症性肠病（IBD）11,12。尽管DSS诱导黏膜损伤和结肠炎的具体机制尚未完全阐明，但一些研究表明，DSS可能抑制细胞内的逆转录酶和核糖核酸酶活性，或促进形成可与结肠膜融合的纳米脂质复合物，从而导致上皮损伤13,14。对标准DSS模型的多种改良也极大地增进了人们对结肠上皮细胞如何维持组织稳态以及调控黏膜免疫应答机制的理解15。

单独使用偶氮甲烷（Azoxymethane, AOM）或联合使用AOM与DSS进行腹腔注射，可建立一种用于研究上皮黏膜体细胞突变与炎症及间质微环境之间相互作用的模型16,17。AOM是致癌物1,2-二甲基肼（DMH）的代谢产物，其本身不会直接导致DNA突变。相反，AOM在肝脏中由细胞色素同工酶CYP2E1水解为甲基偶氮甲醇（MAM），随后MAM与葡萄糖醛酸结合，并通过胆汁分泌转运至肠道18。目前认为，肠道细菌来源的β-葡萄糖醛酸酶参与了MAM的降解过程，从而引起DNA烷基化，并导致上皮细胞中突变的积累19。大多数由AOM诱导的结肠肿瘤均携带β-连环蛋白（β-catenin）编码基因的错义突变，使该蛋白抵抗蛋白酶体降解，进而导致经典Wnt信号通路异常激活20。当AOM的作用与DSS引起的黏膜损伤相结合时，随之而来的伤口愈合反应会形成有利于突变上皮细胞生长和扩增的微环境。在该模型的一个变体中，连续数周重复给予AOM而不使用DSS，可用于模拟散发性结直肠癌，且不伴随DSS诱导的结肠炎10,17。这两种互补模型分别为研究结肠炎相关性结直肠癌（CAC）和散发性结直肠癌（CRC）提供了实验平台，二者均与促炎性肿瘤微环境相关10。

小鼠连续内窥镜检查技术由Becker及其同事首次建立21，可实现对结肠炎及肿瘤进展的纵向监测。本文提供了三种基于葡聚糖硫酸钠（DSS）诱导的黏膜损伤和/或偶氮甲烷（AOM）介导的肿瘤诱导的临床前实验方案，可重复地诱导特定的结肠病理改变。第一种方案描述了通过给予DSS诱导急性黏膜损伤，以模拟炎症性肠病（IBD）相关的多种组织病理学特征。第二种方案采用三轮连续的DSS处理，以模拟IBD患者中常见的炎症反复发作过程，并可与AOM诱导的突变联合使用。最后一种方案基于AOM诱导的散在性上皮细胞突变。针对上述每种方案，我们在标准操作流程基础上进一步扩展，纳入了我们开发的预防性和治疗性干预方法，用于评估新药的疗效。

方案

沃尔特与伊丽莎·霍尔医学研究所动物伦理委员会已批准本方案中所述的每一项操作程序。

1. 实验小鼠的准备

  1. 组建至少4只性别匹配、6-8周龄的C57BL/6小鼠（M. musculus）实验队列，这些小鼠应在同一特定无病原体（SPF）动物设施/房间内繁殖和饲养，并提供经高压灭菌的饲料和饮水。使用雌性小鼠可允许不同品系的小鼠共笼饲养，减少笼盒数量，并降低笼间差异。
  2. 确保小鼠至少6周龄，以便使用直径为3.0 mm的内窥镜套管进行内窥镜操作。
  3. 使用相同遗传背景的小鼠，条件允许时应选自同一饲养架上的笼盒，以减少与肠道微生物群相关的变异。在确定每项实验的适当对照小鼠和基因型时，应考虑不同动物设施之间微生物群的差异22。
  4. 通过耳标、脚趾剪标、纹身或其他类似方法标记小鼠，以便于识别。
  5. 在第0天称量小鼠体重，以确定实验基线体重。
  6. 在第0天对小鼠进行内窥镜检查（见第5节），记录结肠表型基线情况。

2. 上皮损伤与急性结肠炎模型中的临床前试验

  1. 制备待测试的治疗剂溶液。对于通过口服灌胃（p.o.）给药的治疗剂，溶液最大体积为 100 µl。对于通过腹腔注射（i.p.）给药的治疗剂，溶液最大体积为 200 µl。
    注意：长期反复进行腹腔注射或口服给药可能导致小鼠行为改变。应交替更换腹腔注射部位，以避免持续不适。对于口服给药，可给予小鼠高压灭菌的葵花籽作为“奖励”，以减少其对灌胃操作的负面关联。
  2. 在第 1 天，给予目标治疗剂（按步骤 2.1 制备）及相应的溶剂对照。在提供的示例中（图 6A），将 5 µg 重组人（rh）白细胞介素（IL）-11 蛋白溶解于 200 µl 磷酸盐缓冲液（PBS）中，并通过腹腔注射给予。
  3. 确定给药的时间点和频率，具体方案应根据所测试治疗剂已建立的药代动力学特征而定。图 1 展示了在实验期间每天两次腹腔注射的预防性治疗方案。
  4. 每日监测小鼠状况，包括粪便性状及是否出现血便，并对每只小鼠称重。在给药日，称重应与药物给予同时进行，以尽量减少因频繁抓取小鼠而造成的应激。
  5. 在第 3 天，将 2.5%（2.5 g/100 ml）的 DSS 溶液加入动物设施常规提供的饮水中。实验期间每只小鼠每天约需 5 ml DSS 溶液。若动物房环境温度波动，小鼠对 DSS 饮水的摄入量可能发生变化。
    注意：DSS 具有刺激性，应按照材料安全数据表（MSDS）的说明进行操作。
  6. 连续 5 天通过清洁饮水瓶自由供应（ad libitum）新鲜的 DSS 溶液。在第 5 天傍晚，除 DSS 水外，还需提供正常饮用水，并在小型培养皿中提供压碎的饲料颗粒及蛋白补充剂（100 g 饲料颗粒/10 g 蛋白粉/10 ml 水）。此举可防止脱水，并有助于减轻严重体重下降。
  7. 在第 8 天早晨，或当小鼠连续三天以上体重下降 ≥15% 时（以先发生者为准），采用 CO2 中毒法处死小鼠，并采集组织用于后续组织学分析。
    注意：根据动物房的微生物群落状况及 DSS 批次的不同，DSS 剂量可在 1–4%（w/v）之间调整。应进行常规批次测试，以确定合适的 DSS 剂量并避免不同批次间的差异。合适的剂量应基于体重下降程度（不超过初始体重的 15%）以及经证实的结肠炎组织病理学结果。

3. 慢性结肠炎或结肠炎相关癌症模型中的临床前试验

  1. 对于慢性结肠炎模型，从步骤 3.7 开始。
  2. 对于结肠炎相关性癌症（CAC）模型，在第 1 天，每只小鼠腹腔注射（i.p.）10 mg/kg（w/w）的偶氮甲烷（AOM，250 µl）。
    注意：AOM 为致癌物，应按照材料安全数据表（MSDS）的说明进行操作。
  3. AOM 的储存液配制成 10 mg/ml 的分装液，保存于 -20 °C。注射当天将 AOM 储存液解冻，并用 PBS 稀释至 1 mg/ml。应避免反复冻融 AOM 储存液。
  4. AOM 的剂量可在 8–12 mg/kg 范围内调整。由于不同批次间存在差异，为避免对小鼠产生毒性，需通过常规批次测试确定合适的 AOM 剂量。
  5. 在给予 AOM 后的第 1–7 天，小鼠体重将保持稳定，因此在此期间可省略体重监测，以减少对排泄细胞毒性代谢产物的小鼠进行不必要的操作。
  6. 第 7 天需在完成细胞毒性操作后更换全部垫料。垫料更换完成后，动物不再需要按细胞毒性操作规程处理，因其不再排泄细胞毒性代谢产物。
  7. 第 8 天，配制 2.5%（2.5 g/100 ml）的 DSS 溶液（如步骤 2.5 所述），并自由供给小鼠饮用（ad libitum）。
  8. 在整个实验期间每天称量小鼠体重，并监测疾病症状，包括毛发竖立、蜷缩姿势、血便和活动减少。
  9. 第 13 天，移除 DSS 溶液，改为提供正常饮用水直至第 28 天。第 8–28 天构成慢性结肠炎/CAC 协议的一个“周期”。
  10. 在第 13–28 天给予小鼠正常饮用水期间，应提供碾碎的饲料颗粒和蛋白补充剂（置于小培养皿中，每份含 100 g 饲料颗粒、10 g 蛋白粉和 10 ml 水），以防止脱水并有助于减轻严重体重下降。
    注意：当小鼠饮用含 DSS 的水时，不应提供含蛋白补充剂的糊状食物，以确保 DSS 摄入量的一致性。
  11. 第 20 天进行第二次内镜检查，以监测每只小鼠的健康状况（见第 5 节）。
  12. 第 29 天重复 DSS 周期（第二周期：第 29–33 天提供 2.5%（w/v）DSS，第 34–50 天提供正常饮用水）。
  13. 第 40 天进行第三次内镜检查，以评估每只小鼠的健康状况并确定肿瘤负荷（见第 5 节）。
  14. 若在第 40 天内镜检查未见明显肿瘤，则从第 50 天开始进行第三个 DSS 周期（第三周期：第 50–55 天提供 2.5%（w/v）DSS，第 56–72 天提供正常饮用水）。通常在第 40 天即可观察到肿瘤，因此第三个 DSS 周期通常可省略。
  15. 一旦通过内镜检查观察到肿瘤，应对每只小鼠进行内镜肿瘤评分（见第 5 节），并根据基线肿瘤负荷将小鼠分配至相应队列。
  16. 第 42 天（或当肿瘤可见时），给予治疗性化合物或相应的溶剂对照（见第 2.2 节）。给药时间取决于该治疗药物的药代动力学特征。文中提供了一个示例：对已形成肿瘤的小鼠每周腹腔注射三次治疗药物（见图 2）。
  17. 在治疗期间每周进行一次内镜检查，以监测肿瘤负荷。通常，持续 4 周的治疗足以观察到明确的治疗反应。治疗结束后，也可通过内镜对部分小鼠队列进行随访，以监测肿瘤复发情况。
  18. 在第 72 天早晨，或当小鼠连续三天以上体重下降 ≥15% 时（以先发生者为准），采用 CO2 中毒法处死小鼠，并采集组织用于生化和/或组织学分析。

4. 散发性结直肠癌模型中的临床前试验

  1. 第1天，每只小鼠腹腔注射10 mg/kg的AOM（参见步骤3.2）。AOM剂量可在8–12 mg/kg范围内调整。由于不同批次间存在差异，为避免对小鼠产生毒性，需进行常规批次测试，以确定合适的AOM剂量。
  2. 在接下来的5周内，每周的第一天重复注射一次（图3）。在整个6周期间，应按照细胞毒性安全操作规程处理小鼠。
  3. 在AOM注射当天称量每只小鼠的体重，以尽量减少因反复操作给小鼠带来的应激。
    注意：AOM为致癌物，操作时应遵循材料安全数据表（MSDS）中的指导。
  4. 所有动物在接受本方案所需的为期6周的腹腔注射AOM期间，均应按照细胞毒性安全操作规程进行处理。
  5. 第8周时进行内窥镜检查，以监测肿瘤的发生情况（参见第5节）。此后每两周进行一次内窥镜检查，直至观察到可见肿瘤。通常情况下，野生型C57Bl/6小鼠在首次给予AOM后约40周开始出现肿瘤。
  6. 一旦通过内窥镜检查观察到肿瘤，应对每只小鼠进行内窥镜肿瘤评分（参见第5节），并在开始治疗前根据相似的肿瘤负荷将小鼠分配至相应队列。
  7. 第40周（或首次观察到肿瘤时）给予治疗性化合物或相应的溶剂对照。
  8. 给药时间取决于治疗药物的药代动力学特征（参见步骤2.1）。示例方案为：对已形成肿瘤的小鼠，每周腹腔注射3次干预药物（图3）。
  9. 在治疗期间，每周进行一次内窥镜检查，以监测肿瘤负荷。通常，持续4周的治疗足以评估客观治疗反应。治疗结束后，还可继续通过内窥镜监测部分小鼠队列的肿瘤复发情况。
  10. 第45周时（或完成4周治疗后），采用CO2吸入法处死小鼠，并采集组织，用于结肠及肿瘤的生化和/或组织学分析。

5. 内窥镜检查

  1. 应根据标准操作程序组装内窥镜设备16。
  2. 使用70%乙醇或抗菌润滑剂对内窥镜探头进行消毒和清洁。
  3. 可使用笔记本电脑或台式计算机及标准媒体软件（如iMovie）录制视频。在内窥镜检查过程中，使用普通计算机显示器即可清晰观察结肠，无需医用级显示器（图4）。
  4. 将5-6只小鼠同时置于麻醉室中，以100% O2为载气、流速0.2-0.4 L/min、3%异氟烷进行诱导麻醉。当通过脚趾夹捏反应确认小鼠已进入麻醉状态后，应将异氟烷浓度调整至0.5-2%以维持麻醉。
  5. 将单只小鼠从麻醉室中取出，仰卧放置，并将其头部固定于鼻罩中。应持续监测深度麻醉状态，并调整后肢位置，使其自然向后伸展。
  6. 在小鼠眼部涂抹兽用眼膏，以防角膜干燥。
  7. 握住小鼠尾部与下脊柱连接处，以充分暴露肛门。将刚性内窥镜鞘插入盛水烧杯中，并调节气流，使每次仅释放一个微小气泡。
  8. 气流可使结肠膨胀。若气流过强，气体可能进入小鼠胃部。此过程无需额外润滑。
  9. 小心将刚性内窥镜鞘插入直肠。通常可插入至约3 cm深度，此后小鼠结肠发生弯曲，刚性内窥镜无法继续深入。
  10. 内窥镜操作过程中常见困难为粪便阻塞导致结肠管腔无法进入。可在操作前轻柔按摩小鼠腹部以促进排便，从而避免该问题；或在操作过程中小心绕过粪便区域。此外，肠蠕动也可能发生，此时应保持内窥镜位置不动，直至结肠肌肉松弛。
  11. 可在内窥镜检查任意阶段启动视频录制。疾病评分可由经验丰富的助手在检查过程中记录，或在后续通过视频文件进行评估。
  12. 内窥镜检查结束后，将小鼠放回笼中，并在麻醉恢复期间密切观察。通常在移除异氟烷鼻罩后2分钟内，小鼠即可苏醒并恢复活动能力。
  13. 确保上述操作由经验丰富的科研人员执行。每只小鼠的内窥镜检查过程约需2分钟。

6. 疾病评分

  1. 为监测结肠炎，对小鼠结肠炎严重程度内镜评分（MEICS）16 的视频进行评分，该评分记录以下变化：(i) 由透明度反映的结肠壁厚度，(ii) 粪便性状，(iii) 血管完整性及可见性，(iv) 呈颗粒状表现的溃疡及再生区域，(v) 由纤维蛋白沉积指示的出血（图5a）。
  2. 为监测肿瘤负荷，对视频中的肿瘤发生率和大小进行评分。肿瘤大小由肿瘤所占据的结肠管腔直径确定16（图5b）。通常对同一只小鼠同时使用结肠炎和肿瘤评分参数。通过内镜检查，可对单个肿瘤及结肠黏膜健康状况进行长期监测，从而为评估单个动物中新疗法的效果提供读数。
  3. （可选）可从视频中提取静态图像以生成代表性图示（图6）。

结果

体重减轻被用作监测结肠炎相关疾病的常规指标，通常用于评估小鼠的整体健康状况。动物在饮用含DSS的水期间通常能维持体重，只有在恢复饮用正常饮水后才开始出现体重下降。可接受的体重减轻范围应根据机构动物伦理委员会的规定来确定。为防止因长期腹泻导致脱水，除正常饮水外，还应常规提供添加蛋白饮料的糊状饲料（将饲料颗粒捣碎并与饮水混合）。

作为异氟烷设备不可用时的替代麻醉方案，可使用氯胺酮/赛拉嗪或类似药剂。由于内窥镜的刚性结构，这些操作仅能观察到小鼠结肠最远端的3 cm区域。根据实验需求，也可选用具有额外功能（包括柔性与荧光成像）的新型内窥镜。然而，由于葡聚糖硫酸钠（DSS）的有害作用主要局限于小鼠远端结肠，而中段结肠的病理变化较轻，因此刚性内窥镜并不影响对个体小鼠黏膜健康状况的监测。尽管本文描述的是预防性治疗急性DSS诱导结肠炎的方案，但该方案可轻松修改以用于测试干预性治疗策略。针对旨在减轻上皮损伤和结肠炎的药物，其疗效可在个体小鼠中进行纵向监测，并依据所述评分参数进行量化（图5）。此方法相较于传统实验设计具有优势，传统方法需在实验过程中特定时间点处死小鼠，因而无法对疾病对治疗的反应进行随时间推移的动态表征。

在人体中开展的临床研究凸显了同一患者体内不同肿瘤对治疗反应的显著差异。本文所述方法可用于监测整体肿瘤负荷，以及在实验过程中各个肿瘤对治疗的反应情况。需要注意的是，文中概述的癌症模型干预方案并未考虑治疗对肿瘤起始阶段的影响。若要获得此类信息，需采用预防性方案，即在内镜下尚不可见肿瘤时即开始给予治疗。本文所述方案提供了有关治疗对单个肿瘤进展（以肿瘤大小衡量）影响的信息。肿瘤数量的减少也可能提示肿瘤发生退缩。

Therapy and induction timeline diagram with DSS treatment course, endoscopy, and disease burden trend.
图1：在急性结肠损伤模型中监测预防性治疗方案的有效性 实验方案 (a) 从开始到完成需要8天。治疗药物的给药 (b) 从第1天开始进行预防性治疗。DSS通过饮水提供 (c) 从实验方案的第3天开始。进行内窥镜检查 （d） 用于监测动物疾病进展。建议的时间点包括第0天（未处理）和第2天（健康监测），第5天和第8天（确定疾病负荷）。实验至此终止。 (e) 第8天早晨。在野生型小鼠（f）中，疾病进展随时间推移而加重。

疾病进展时间线；治疗、诱导、内窥镜检查；实验计划示意图；DSS、AOM 方案。
图 2：在结肠炎相关癌症模型中监测干预治疗的疗效。该实验方案 (a) 从开始到完成共需 72 天。治疗药物 (b) 从第 46 天起给予已形成肿瘤的小鼠，用于干预治疗。AOM (c) 在第 1 天注射，DSS 则在实验方案的三个周期中通过饮水提供，起始时间为第 8 天。通过内窥镜检查 (d) 监测动物疾病进展。建议的观察时间点包括第 0 天（未治疗）、第 20 天（健康监测）和第 40 天（根据肿瘤负荷对动物进行分组）。在治疗期间每周进行一次内窥镜检查，以监测疾病结局。实验 (e) 在第 72 天早晨终止。在野生型小鼠 (f) 中，肿瘤负荷从第 40 天起持续增加。

Timeline diagram for AOM disease induction therapy, endoscopy schedule, and expected disease burden.
图3：在自发性结直肠癌模型中监测干预治疗的效果。 实验方案 (a) 需要 >从开始到完成共50周。治疗学 (b) 给予已形成肿瘤的小鼠以进行干预治疗。AOM (c) 第1天注射一次，之后每周注射一次，共连续注射6次。内窥镜检查 （d） 用于监测动物疾病进展。建议的时间点包括第0天（未治疗）、第8周（肿瘤监测），之后每两周一次（以确定肿瘤负荷）。在治疗期间，每周进行一次内窥镜检查以监测治疗效果。该实验 (e) 在第50周终止。在野生型小鼠中 (f) 肿瘤负荷从第40周开始增加。

内窥镜工作站设置，包括显示器、计算机、光源和内窥镜鞘。
图 4：设备设置。 内窥镜单元的实验装置 (a)，图中标识了各个设备组件。刚性内窥镜 (b)，图中标识了各个组成部分。比例尺 = 2.5 cm。 请点击此处查看该图的放大版本。

结肠炎和肿瘤评分表；用于研究分类的严重程度评级和评分标准。
图 5：通过内镜评估疾病参数评分。 小鼠结肠炎严重程度内镜指数（MEICS）的概要 (a)。单个肿瘤评分参数的概要 (b)。请点击此处查看该图的放大版本。

DSS 治疗对体重、内窥镜表现及结肠炎/肿瘤评分的影响；图示图表与结果。
图 6：代表性治疗效果。 代表性体重变化、内窥镜图像及评分结果如下：(a) 急性 DSS 诱导的黏膜损伤。(b) 采用 AOM/DSS 方案后形成的肿瘤。(c) 采用序贯 AOM 方案后形成的肿瘤。每组 n = 3 只小鼠。*P <0.05，***P <0.001（Student's T 检验）。请点击此处查看该图的高清版本。

讨论

文中所述的三种方案概述了在小鼠中可靠且可重复地诱导结肠疾病病理的方法。结合常规内镜监测及此处所述的干预策略，这些方案将为治疗药物的有效性提供有力的临床前见解。我们的实验室 routinely 使用所有这些方案来监测新型治疗药物的效果10,23,24。

在选择用于测试新疗法的临床前动物模型时，需要考虑多个因素。这些因素包括模型与人类疾病的关联性，以及肿瘤微环境对治疗靶点作用机制的贡献。本文提供了三种在已建立的肠道疾病模型中进行治疗干预的实验方案。这些模型具有良好的可重复性，且诱导疾病所用试剂的给药方式易于操作。尤为重要的是，这些模型高度契合结肠炎发生以及肿瘤起始与进展的多个方面和不同阶段。研究人员在设计实验时应考虑所用小鼠品系的遗传背景，因为不同品系对DSS和/或AOM诱导疾病的易感性可能存在显著差异25。此外，在AOM由细菌代谢的背景下，不同的微生物群落可能具有不同的代谢能力。我们不建议在同一个实验中使用来自不同动物饲养设施（包括商业供应商）出生的小鼠队列。同样，来自不同设施的小鼠其微 flora 可能对DSS诱导的上皮屏障损伤引发不同的宿主反应11。此外，还应考虑组织的适当处理方法（例如RNA纯化），因为DSS具有抑制逆转录酶的能力，将会影响后续的分子分析结果26,27。

小鼠内窥镜技术是一种前沿方法，可用于对单只小鼠的疾病发生和进展进行重复监测。该技术能够录制视频并提取静态图像，便于对多种疾病参数和肿瘤进行便捷观察。除了改善动物福利外，内窥镜监测还减少了传统实验中为追踪疾病结局而在不同时间点处死多个实验组小鼠的需求。MEICS评分系统不能替代组织病理学分析，但为活体小鼠的健康状况和黏膜损伤监测提供了一种替代手段。小鼠内窥镜是一项专业化的实验技术，所有操作均应由经过培训的人员执行，以确保对小鼠进行恰当的操作与处理，并保证用于疾病评分的图像具有一致的质量。在合格人员操作下，我们发现内窥镜几乎不会对肿瘤造成损伤，亦不会引起瘤内出血。对于所概述的治疗方案，我们认为内窥镜具有显著优势，因为它能够确定初始肿瘤负荷，并允许我们在给予治疗药物前，将肿瘤负荷相似的动物分入同一组。对小鼠进行连续监测，使研究人员能够早期评估新型疗法的有效性，并可及时终止无效实验。

随着对炎症性肠病和结直肠癌的认识不断深入，将会有更多新的治疗靶点被发现。合适的动物模型对于推动最有前景的新疗法进入临床试验至关重要。

披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

我们感谢 CSL 有限公司对内窥镜设备采购的支持。ME 实验室的研究工作得到了路德维希癌症研究所、维多利亚州政府运营基础设施支持以及澳大利亚国家卫生与医学研究委员会的资助。TP 和 ME 的实验室还获得了上述机构的支持。ME 是澳大利亚国家卫生与医学研究委员会（NHMRC）高级研究学者。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
葡聚糖硫酸钠（分子量 36,000-50,000）MP Biochemicals160110需进行批次测试。
氧化偶氮甲烷SigmaA5486-100MG需进行批次测试。
香草味蛋白饮料N/AN/A可从医院药房获取。
异氟烷PPCM60303属于管制试剂，应上锁保存。
70% 乙醇N/AN/A标准实验室试剂。
Coloview 小型内镜系统
Endovision Tricam 内镜摄像系统Karl Storz20212001-020
带防雾泵的 175 瓦氙灯光源Karl Storz20134001
HOPKINS 直视前视望远镜Karl Storz64301AA
内镜鞘管（总直径 3 mm）Kalr Stroz61029C
光纤导光束Kalr Stroz69495ND
计算机及媒体播放软件AppleiMovie
电子天平Any任何适用于小鼠称重的天平。

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