需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用

方法文章

合成具有各向异性热响应性及亲油/亲水负载能力的聚(N-异丙基丙烯酰胺) Janus 微凝胶

10K 次观看

DOI:

10.3791/52813

2016年2月27日

本文内容

摘要

我们提出一种制备完全由同一种基础材料——聚(N-异丙基丙烯酰胺)(PNIPAAm)构成的Janus微凝胶的方案,其结构具有明显的区室化特征,基于过饱和NIPAAm单体溶液的相分离形成。所合成的Janus微凝胶表现出独特的性质,如各向异性的热响应性以及亲油/亲水性负载能力。

摘要

Janus 微粒是一种具有分区结构的微粒,其两侧具有不同的分子结构和/或功能特性。由于这一独特性质,Janus 微粒已被视为一类新型材料,因而受到多个研究领域的广泛关注。这些微粒的多功能性已在其作为自组装结构单元、电响应驱动器、涂料和化妆品中的乳化剂以及药物递送载体等方面的应用中得到充分体现。本研究介绍了一种详细的实验方案,明确描述了一种基于单一基础材料——聚(N-异丙基丙烯酰胺)(PNIPAAm)。首先生成Janus微液滴 通过 一种基于过饱和水相NIPAAm单体溶液分离的流体动力学聚焦微流控装置(HFMD),并通过紫外光照射引发聚合。所制备的Janus微凝胶完全由相同的基质材料构成,具有清晰可辨的分隔形态,并表现出各向异性的热响应性以及亲油/亲水性负载能力。我们认为,该方法提出了一种新型水凝胶平台,有望用于多功能Janus微凝胶的先进合成。

引言

水凝胶是由亲水性聚合物链构成的网络结构。1 近年来,水凝胶领域的研究日益增多,推动了该领域的重要进展,并揭示了其与生物组织的相似性;水凝胶的特性使其能够在保持自身结构的同时吸收大量水分。环境响应性水凝胶也因其能够在外界刺激下可逆地发生溶胀或收缩而被广泛研究。2 多种刺激因素,包括温度3-5、pH6,7、光8,9、电场10,11以及特定分子(如葡萄糖)12,13,已被提出用于调控水凝胶的几何形态。在目前已知的多种环境响应性水凝胶中,聚(N-异丙基丙烯酰胺)(PNIPAAm)是一种著名的温敏性水凝胶,当温度超过其低临界溶解温度(LCST)32 °C时,会发生体积收缩。14 Sasaki et al.15最近的一项研究报道了PNIPAAm单体NIPAAm在过饱和状态下的有趣液-液相分离现象。根据该研究,将过饱和NIPAAm以10倍摩尔过量的H2O溶解后,在温度高于25 °C条件下静置,溶液很快分离为两个液相;相比之下,在相同条件下,稀释的NIPAAm则均匀溶解。

由环境响应性水凝胶制成的微粒是药物递送16,17、催化18、传感19,20和光子学21应用中极具吸引力的候选材料。传统合成方法(包括乳液聚合法)常用于制备具有多分散性的水凝胶微粒22,23。然而,某些应用需要粒径分布较窄的微粒,例如以稳定药物递送的药代动力学24。形状不规则或具有多分散性的栓塞微粒会在近端聚集形成簇状结构,导致用于癌症治疗的栓塞颗粒引发慢性炎症反应25,26

微流控技术作为一种能够制备粒径分布窄、形状复杂的微米级颗粒的方法,目前处于研究前沿27-31。在微流控装置中制备微粒的优势源于其微小的特征长度,从而导致较低的雷诺数。与传统体相乳化法中液滴并行生成不同,微流控装置中的微液滴是逐个串联生成的,随后在紫外光照射下聚合形成微粒。利用微流控装置形成液滴的基本原理在于界面张力与鞘液对芯液施加的剪切力之间的平衡。

尽管微流控技术在制备液滴/颗粒方面具有明显优势,但由相同基质材料组成的Janus液滴/颗粒却鲜有报道,因为这些液滴/颗粒内部的形貌通常会受到核心流体扩散和扰动的影响。为了克服这一固有局限,近期有两个研究团队分别报道了利用胶体纳米粒子的热致相分离和紫外光引导相分离来制备Janus微粒的方法。32,33

为此,我们报道了一种微流控方法,可完全由单一基础材料合成具有明显区室化形貌的Janus微凝胶。该方法基于过饱和NIPAAm单体的液-液相分离这一核心概念。所得Janus微凝胶表现出独特的性质,包括各向异性的热响应性以及亲油/亲水性负载能力。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

1. 通过光刻技术制备用于流体动力聚焦微流控装置(HFMD)的主模具

  1. 根据制造商的说明,使用计算机辅助设计(CAD)软件为 HFMD 设计光刻掩模(图 1a)。
  2. 用丙酮、异丙醇(IPA)和去离子水(DI 水)冲洗一片 4 英寸的硅片,以去除硅片表面的有机和无机灰尘。
  3. 在 100 W 功率下使用 O2 等离子体对硅片清洗 5 分钟,以增强硅片与 SU-8 之间的键合强度。
  4. 在硅片上以 3,000 rpm 的转速旋涂 4 ml 负性光刻胶 SU-8 2150,持续 30 秒,以获得 150 μm 的厚度(图 1b 中的 b1)。
  5. 将涂有 SU-8 的硅片置于热板上,在 65 °C 下放置 5 分钟,随后将温度设定为 95 °C,并继续加热 30 分钟以完成软烘。
  6. 将设计好的光刻掩模覆盖在硅片上,并在掩模对准仪中用紫外光照射(260 mJ cm-2,在 10 mW cm-2 下照射 26 秒)(图 1b 中的 b2)。
  7. 在热板上进行曝光后烘烤(65 °C 烘烤 5 分钟,然后 95 °C 烘烤 12 分钟)。
  8. 将硅片浸入 SU-8 显影液中显影 10 分钟,然后转移至新鲜显影液中 5 秒,以获得清洁的表面。
  9. 用 DI 水冲洗硅片 20 秒,并用 N2 气体吹干 10 秒(图 1b 中的 b3)。将制备好的硅片作为母模用于第 2 节中的聚二甲基硅氧烷(PDMS)复制。

2. 通过PDMS浇铸制备手足口病模型

  1. 使用第1节中获得的图案化晶圆作为PDMS浇铸的主模具。
  2. 将PDMS预聚物与固化剂按10:1的质量比均匀混合;例如,每10 g PDMS预聚物使用1 g固化剂。
  3. 将PDMS预聚物倒入主模具中,并在真空腔室中脱气1小时(b4) 图1b).
  4. 将带有PDMS预聚物的主模具放入烘箱中 65 °C 3 小时。
  5. 使用锋利的手术刀将固化的PDMS切割成单个芯片的大小。用手小心地将固化的PDMS复制品从母模上剥离下来。
  6. 重复步骤 2.2 至 2.5,以获得相同的 PDMS 复制品。
  7. 使用直径略小于连接管外径的打孔器,在其中一个复制品上打出进液口和出液口。
  8. 使用电晕处理机对每个复制品的粘合区域进行空气等离子体处理。34
    注意: 在通风良好的区域使用电晕处理机,以避免臭氧积聚。
  9. 滴加 5 μl 将甲醇滴加到经空气等离子体处理的区域。通过手动操作精确对齐两个相同的PDMS复制品以制备HFMD,并检查对齐情况 通过 显微镜(b5 在 图1b).
    注意:经空气等离子体处理的PDMS复制品具有较强的粘性,操作较为困难。因此, 5 μl 加入甲醇以作为空气等离子体处理表面的润滑剂。
  10. 将HFMD放入设定为 65 °C 过夜以增强两个PDMS复制品之间的结合力(b6在 图1b)将两个相同的PDMS复制品键合,以增加HFMD微通道的高度,并防止操作过程中微液滴在微流控通道中发生堵塞。

光刻微通道制备示意图,PDMS模具制备,紫外光曝光,硅片。
图1:HFMD制备流程概览。a)HFMD光掩模的设计参数。(b)HFMD制备流程示意图。请点击此处查看该图的放大版本。

3. 通过过饱和NIPAAm的相分离制备富NIPAAm(N-rich)和贫NIPAAm(N-poor)相

  1. 使用涡旋混合器将NIPAAm单体以1:1的重量/重量比溶解于去离子水中;例如,将10 g NIPAAm溶解于10 ml去离子水中(图2a的第一个图像)。
    注意:当NIPAAm单体在室温下完全溶解后,溶液呈现浑浊状态(图2a的第二个图像)。这一现象是过饱和NIPAAm单体发生溶解度诱导相分离成功的首个迹象。
  2. 将单体溶液在室温下静置至少15分钟,保持垂直状态。上层为富氮相(N-rich phase),密度较大的下层为贫氮相(N-poor phase)(图2a的第三个图像)。富氮相与贫氮相的密度分别为0.93 ± 0.01和0.99 ± 0.01 g cm-315
  3. 当两相之间的界面变得清晰时,使用移液器小心地从富氮相和贫氮相中各吸取2 ml单体溶液,注意不要扰动该界面。
  4. 向所提取的富氮相和贫氮相单体溶液中分别加入4 mg N,N'-亚甲基双丙烯酰胺(MBAAm)作为交联剂,以及4 mg 4-(2-羟乙氧基)苯基-(2-羟基-2-丙基)酮作为光引发剂,以制备低交联剂浓度(2 mg ml-1)样品的芯流体1和芯流体2(图2b中的b1和b2)。
  5. 重复前述步骤3.3,向所提取的富氮相和贫氮相单体溶液中分别加入80 mg MBAAm和4 mg 4-(2-羟乙氧基)苯基-(2-羟基-2-丙基)酮,以制备高交联剂浓度(40 mg ml-1)样品的芯流体1和芯流体2(图2b中的b3和b4)。
  6. 将10 wt%的油性表面活性剂溶解于矿物油中,以制备鞘流体(图2b中的b5)。

NIPAAm在微流控系统中的相分离图;交联剂浓度变化。
图2:Janus微凝胶合成的材料制备。a)通过过饱和NIPAAm的相分离制备富N和贫N单体溶液。(b)本实验方案中所用材料与实验装置的详细说明。请点击此处查看该图的放大版本。

4. 使用HFMD合成Janus微凝胶

  1. 加载2 ml的芯液1和芯液2(Fi中的b1、b2或b3、b4)图 2b)以及鞘液(b5 中的 图2b) 分别注入三个独立的 3 ml 注射器中。
  2. 将注射器安装到注射泵中,并使用管路将每个注射器连接至HFMD相应的流体入口(图 (b)。使用管路将 HFMD 的流体出口连接至收集储液器。
  3. 设置注射泵,以2、2和 10 μl 分钟-1分别。
  4. (可选)调节核心流体1和2的流速,以调整Janus微液滴两侧的相对体积比。
  5. 将紫外光源垂直置于收集储液槽上方约 1 cm 处。打开紫外光源,目视监测 Janus 微凝胶的连续生成过程。
    注意: 监测微水凝胶制备时应佩戴防紫外线护目镜。
  6. 将制备的Janus微凝胶收集至锥形管中,并用异丙醇(IPA)洗涤。随后,以780 g离心5分钟,使微凝胶沉淀。
  7. 重复步骤 4.6 数次,以彻底去除 Janus 微凝胶周围的石蜡油。
  8. 重复步骤 4.6,但使用含 0.005% (v/v) 水性表面活性剂的去离子水代替异丙醇,以去除 Janus 微凝胶周围的残留异丙醇。
  9. 将完全洗涤后的Janus微凝胶储存于含有去离子水的10 ml样品瓶中。

5. 各向异性温敏性Janus微凝胶的分析

  1. 使用移液器将第4节中合成的Janus微凝胶放入24孔板中。静置15秒,使微凝胶沉降并在孔底形成单层。
  2. 使用配备5倍物镜的直立光学显微镜,在24 °C下拍摄Janus微凝胶的图像。
  3. 在孔板下方放置一个热电模块,并调节该模块的电压,使含有Janus微凝胶的溶液温度升至32 °C。
  4. 再次使用配备5倍物镜的直立光学显微镜,在32 °C下拍摄Janus微凝胶的图像。
  5. 重复步骤5.2–5.4共24次,每次选择不同的Janus微凝胶用于统计分析。
  6. 根据制造商的说明,利用图像分析软件对25个不同Janus微凝胶在24 °C和32 °C下的图像,测量其富PN和贫PN部分的半径。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

图3a 展示了用于合成Janus微凝胶的实验装置示意图 通过 手足口病。富含氮相和贫氮相被精确地注入HFMD中作为核心流体1和2,随后在鞘流矿物油的作用下,由于瑞利毛细不稳定性,在孔口处合并并断裂形成Janus微液滴。因此,成功生成了由富含氮相和贫氮相组成的Janus微液滴,如图所示 图 3b微滴的直径为 190 μm 变异系数(CV)小于2%。由于两相稳定分离,可观察到Janus微液滴内部清晰的区室化形态。需要注意的是,两相彼此不混溶,且相间扩散几乎可忽略不计。通过调节注射泵对每种单体溶液的流速,可控制微液滴内富氮相与贫氮相的体积比,如图所示。 图3c随后通过紫外光照射引发富含氮和贫氮单体溶液中添加的光引发剂,从而分别诱导富含氮相和贫氮相聚合形成PN-富含氮和PN-贫氮。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

通常使用两种互不相溶的基础材料来合成 Janus 微凝胶。直到最近,由相同基础材料组成的 Janus 微凝胶鲜有报道,且已报道的 Janus 微凝胶由于组分材料之间的混溶性干扰,未能形成清晰的内部形貌35, 36。在本实验方案中,我们展示了一种完全由单一基础材料 PNIPAAm 构成的 Janus 微凝胶的合成方法,其具有明确分隔的结构。

作为合成Janus微凝胶的关键步骤,我们引入了过饱和NIPAAm单体溶液的相分离现象。从相分离现象中收集到的富N相和贫N相溶液互不相溶,且富N相与贫N相之间的扰动几乎可以忽略不计。在HFMD中,Janus微液滴内富N相与贫N相的这种不相溶性得以保持,即使在聚合反应后,Janus微凝胶的形貌仍然得以保留。

我们采用高频微滴(HFMD)方法来合成 Janus 微凝胶,因为该方案能够以每小时 105 个 Janus 微凝胶的速率简便地制备单分散的 Janus 微凝胶。本研究中新设计的 HFMD 已被合理构建,可用于制备尺寸在数百微米量级的 Janus 微...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

致谢

本工作由韩国国家研究基金会(NRF)资助,资助资金来自韩国政府(MSIP(编号:2014R1A2A1A01006527 和 2011-0030075))。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
硅片LG Siltron4",测试等级用于母模制作的晶圆
丙酮Samchun Pure ChemicalA0097清洗硅片
异丙醇(IPA)大贞化学 &和金属5035-4404清洗硅片
水纯化系统默克密理博EMD Millipore RIOs Essential 5准备  去离子水
O2 等离子体机器飞秒科学VITA-A清洗硅片
SU-8 2150 负性光刻胶MicroChemY111077 0500L1GL用于母模制作的光刻胶
加热板Misung ScientificHP330D,HP150D烘烤 SU-8
SU-8 显影液MicrochemY020100 4000L1PE制备 SU-8
用于光刻的掩模对准系统Shinu Mst Co.CA-6M光刻技术
Sylgard 184 硅酮弹性体试剂盒道康宁1064891PDMS 铸造
实验室等离子表面处理仪Electro-technic Products Inc.Model BD-20ACPDMS 空气等离子体处理 
NN-异丙基丙烯酰胺(NIPAAm)Sigma-Aldrich415324-50G单体
N,N'-甲叉双丙烯酰胺(MBAAm)Sigma-Aldrich146072-100GNIPAAm交联剂
4-(2-羟基乙氧基)苯基-(2-羟基-2-丙基)酮,Irgacure 2959BASF55047962NIPAAm的光引发剂
ABIL EM 90赢创工业集团201109用于油的表面活性剂
涡旋混合器Scientific Industries Inc.Vortex-Genie 2混合
Tygon 管Saint-GobainI.D. 1/32",O.D. 3/32",壁 1/32"连接注射器与HFMD的管路
紫外光源滨松点光源 LC8NIPAAm 到 PNIPAAm 的聚合反应
注射器,NORM-JECT(3 ml)Henke-Sass Wolf GmbH22767材料的装载
注射泵KD ScientificKDS 型号 200材料灌注
Tegitol Type NP-10Sigma-AldrichNP10-500ML用于水的表面活性剂
油红OSigma-AldrichO0625-25G富氮相染料
油蓝NSigma-Aldrich391557-5G富氮相染料
黄色食用色素埃登镇 F&BNA贫氮相染料
绿色食用色素埃登镇 F&& BNA贫氮相染料
电源安捷伦E3649A热电模块电源
热电模块帕尔帖FALC1-12710T125温度控制
离心机Labogene1248R微水凝胶的沉降
24孔板SPL Life Sciences32024用于观察的储液池
光学显微镜尼康ECLIPSE 80i光学观察
图像分析软件IMT i-Solution Inc.iSolutions DT半径测量

参考文献

  1. Hoffman, A. S. Hydrogels for biomedical applications. Adv. Drug Delivery Rev. 54 (1), 3-12 (2002).
  2. Qiu, Y., Park, K. Environment-sensitive hydrogels for drug delivery. Adv. Drug Delivery Rev. 53 (3), 321-339 (2001).
  3. Hirokawa, Y., Tanaka, T. Volume phase transition in a nonionic gel. J. Chem. Phys. 81 (12), 6379-6380 (1984).
  4. Bae, Y. H., Okano, T., Hsu, R., Kim, S. W. Thermo-sensitive polymers as on-off switches for drug release. Macromol. Rapid Commun. 8 (10), 481-485 (1987).
  5. Yoshida, R., et al. Comb-type grafted hydrogels with rapid deswelling response to temperature changes. Nature. 374 (6519), 240-242 (1995).
  6. Tanaka, T. Collapse of gels and the critical endpoint. Phys. Rev. Lett. 40 (12), 820-823 (1978).
  7. Tanaka, T., et al. Phase transitions in ionic gels. Phys. Rev. Lett. 45 (20), 1636-1639 (1980).
  8. Zhao, Y. L., Stoddart, J. F. Azobenzene-based light-responsive hydrogel system. Langmuir. 25 (15), 8442-8446 (2009).
  9. Alvarez-Lorenzo, C., Bromberg, L., Concheiro, A. Light-sensitive intelligent drug delivery systems. Photochem. Photobiol. 85 (4), 848-860 (2009).
  10. Tanaka, T., Nishio, I., Sun, S. T., Ueno-Nishio, S. Collapse of gels in an electric field. Science. 218 (4571), 467-469 (1982).
  11. Kwon, I. C., Bae, Y. H., Kim, S. W. Electrically credible polymer gel for controlled release of drugs. Nature. 354 (6351), 291-293 (1991).
  12. Obaidat, A. A., Park, K. Characterization of protein release through glucose-sensitive hydrogel membranes. Biomaterials. 18 (11), 801-806 (1997).
  13. Kataoka, K., Miyazaki, H., Bunya, M., Okano, T., Sakurai, Y. Totally synthetic polymer gels responding to external glucose concentration: their preparation and application to on-off regulation of insulin release. J. Am. Chem. Soc. 120 (48), 12694-12695 (1998).
  14. Heskins, M., Guillet, J. E. Solution properties of poly(N-isopropylacrylamide). J. Macromol. Sci. Part A Pure Appl. Chem. 2 (8), 1441-1455 (1968).
  15. Sasaki, S., Okabe, S., Miyahara, Y. Thermodynamic properties of N-isopropylacrylamide in water: solubility transition, phase separation of supersaturated solution, and glass formation. J. Phys. Chem. B. 114 (46), 14995-15002 (2010).
  16. Bromberg, L., Alakhov, V. Effects of polyether-modified poly(acrylic acid) microgels on doxorubicin transport in human intestinal epithelial Caco-2 cell layers. J. Controlled Release. 88 (1), 11-22 (2003).
  17. Coughlan, D. C., Quilty, F. P., Corrigan, O. I. Effect of drug physicochemical properties on swelling/deswelling kinetics and pulsatile drug release from thermoresponsive poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels. J. Controll. Release. 98 (1), 97-114 (2004).
  18. Bergbreiter, D. E., Case, B. L., Liu, Y. S., Caraway, J. W. Poly(N-isopropylacrylamide) soluble polymer supports in catalysis and synthesis. Macromolecules. 31 (18), 6053-6062 (1998).
  19. Lapeyre, V., Gosse, I., Chevreux, S., Ravaine, V. Monodispersed glucose-responsive microgels operating at physiological salinity. Biomacromolecules. 7 (12), 3356-3363 (2006).
  20. Hoare, T., Pelton, R. Engineering glucose swelling responses in poly(N-isopropylacrylamide)-based microgels. Macromolecules. 40 (3), 670-678 (2007).
  21. Xu, S., Zhang, J., Paquet, C., Lin, Y., Kumacheva, E. From hybrid microgels to photonic crystals. Adv. Funct. Mater. 13 (6), 468-472 (2003).
  22. Clarke, J., Vincent, B. Stability of non-aqueous microgel dispersions in the presence of free polymer. J. Chem. Soc., Faraday Trans. 1. 77 (8), 1831-1843 (1981).
  23. Mears, S. J., Deng, Y., Cosgrove, T., Pelton, R. Structure of sodium dodecyl sulfate bound to a poly (NIPAM) microgel particle. Langmuir. 13 (7), 1901-1906 (1997).
  24. Shah, R. K., Kim, J. W., Agresti, J. J., Weitz, D. A., Chu, L. Y. Fabrication of monodisperse thermosensitive microgels and gel capsules in microfluidic devices. Soft Matter. 4 (12), 2303-2309 (2008).
  25. Jack, C. R., Forbes, G., Dewanjee, M. K., Brown, M. L., Earnest, F. Polyvinyl alcohol sponge for embolotherapy: particle size and morphology. Am. J. Neuroradiol. 6 (4), 595-597 (1985).
  26. Derdeyn, C. P., Moran, C. J., Cross, D. T., Dietrich, H. H., Dacey, R. G. Polyvinyl alcohol particle size and suspension characteristics. Am. J. Neuroradiol. 16 (6), 1335-1343 (1995).
  27. Han, K., et al. Effect of flow rates on generation of monodisperse clay-poly(N-isopropylacrylamide) embolic microspheres using hydrodynamic focusing microfluidic device. Jpn. J. Appl. Phys. 50 (6), 06-12 (2011).
  28. Seo, K. D., Doh, J., Kim, D. S. One-step microfluidic synthesis of Janus microhydrogels with anisotropic thermo-responsive behavior and organophilic/hydrophilic loading capability. Langmuir. 29 (49), 15137-15141 (2013).
  29. Seo, K. D., Kim, D. S. Microfluidic synthesis of thermo-responsive poly(N-isopropylacrylamide)-poly(ethylene glycol) diacrylate microhydrogels as chemo-embolic microspheres. J. Micromech. Microeng. 24 (8), 085001(2014).
  30. Seo, K. D., Kwak, B. K., Kim, D. S., Sánchez, S. Microfluidic-assisted fabrication of flexible and location traceable organo-motor. IEEE Trans. Nanobiosci. 14 (3), 298-304 (2015).
  31. Seo, K. D., Kim, D. S., Sánchez, S. Fabrication and application of complex-shaped microparticles via microfluidics. Lab Chip. , (2015).
  32. Shah, R. K., Kim, J. W., Weitz, D. A. Janus supraparticles by induced phase separation of nanoparticles in droplets. Adv. Mater. 21 (19), 1949-1953 (2009).
  33. Lone, S., et al. Microfluidic synthesis of Janus particles by UV-directed phase separation. Chem. Commun. 47 (9), 2634-2636 (2011).
  34. Hauber, K., Drier, T., Beebe, D. PDMS bonding by means of a portable, low-cost corona system. Lab chip. 6 (12), 1548-1549 (2006).
  35. Nisisako, T., Torii, T., Takahashi, T., Takizawa, Y. Synthesis of monodisperse bicolored Janus particles with electrical anisotropy using a microfluidic co-flow system. Adv. Mater. 18 (9), 1152-1156 (2006).
  36. Seiffert, S., Romanowsky, M. B., Weitz, D. A. Janus microgels produced from functional precursor polymers. Langmuir. 26 (18), 14842-14847 (2010).
  37. Peppas, N. A., Hilt, J. Z., Khademhosseini, A., Langer, R. Hydrogels in biology and medicine: from molecular principles to bionanotechnology. Adv. Mater. 18 (11), 1345-1360 (2006).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

标签

PNIPAAm 合成流体动力聚焦紫外光聚合微流控装置相分离交联剂 MBAAm光引发剂添加