通过向视神经微注射溶血卵磷脂诱导局灶性脱髓鞘。通过植入视觉皮层颅骨电极记录视觉诱发电位，以检测视觉通路中的信号传导 体内本方案详细介绍了电极植入和视神经微注射的手术操作步骤。
需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用
本文内容
摘要
摘要
视觉诱发电位（VEP）记录在临床实践中被广泛用于评估视神经炎急性期的严重程度，并在随访期间监测疾病进展。VEP参数的变化与视神经的病理损伤密切相关。本方案详细描述了一种视神经微量注射的啮齿类动物模型，该模型可在视神经中产生部分脱髓鞘病灶。同时讨论了VEP记录技术。通过植入颅骨的电极，我们能够获得在单次记录内及多次记录间均具有可重复性的VEP波形。可在一段时间内对单个动物进行多次VEP记录，以纵向评估视神经功能的变化。视神经脱髓鞘模型结合VEP记录方案，为研究与脱髓鞘及再髓鞘化相关的疾病过程提供了有效工具，并有望用于评估新型促再髓鞘化药物或神经保护疗法的效果。
引言
视神经炎是视神经病变最常见的形式之一，可导致完全或部分视力丧失1。组织学上，其特征为视神经的炎症性脱髓鞘、视网膜神经节细胞轴突丢失以及不同程度的再髓鞘化2。视神经炎通常是多发性硬化症的首发表现。视觉诱发电位（VEP）是一种用于研究视觉系统功能的无创性工具，可反映从视网膜到初级视皮层的视网膜后功能，在多种视神经疾病状态下均会受到影响3。VEP 主要用于视神经炎患者，以评估视觉通路的完整性4。
视觉诱发电位（VEP）的潜伏期反映了视觉通路中信号传导的速度，被认为是评估视神经髓鞘相关变化程度的准确指标5；而VEP的振幅则被认为与视网膜神经节细胞（RGC）的轴突损伤密切相关6。该假说已在溶血卵磷脂诱导的视神经脱髓鞘大鼠模型中得到了较为充分的验证5。
在此，我们详细阐述一种在啮齿类动物中实施视神经微注射的全面方案，该技术可最大限度地减少与手术操作相关的神经损伤 本身 以及邻近组织，如眼外肌和血管。此外，已有针对动物视觉诱发电位记录的颅骨电极植入手术的描述。7VEP记录可在一段时间内对动物进行重复实施，以评估视神经中与脱髓鞘/再髓鞘化相关的变化以及对轴突完整性的影
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
方案
伦理声明：所有涉及动物的实验操作均遵循《澳大利亚科学研究动物护理与使用实践规范》以及《ARVO 眼科与视觉研究中动物使用声明》的指导原则，并已获得麦考瑞大学动物伦理委员会的批准。
1. VEP 电极植入
- 通过腹腔注射氯胺酮（75 mg/kg）和美托咪啶（0.5 mg/kg）对动物进行麻醉。
注意：麻醉诱导后，观察动物的退缩反射（如夹趾测试、角膜反射和眼睑反射等），当这些反射消失时可作为开始手术的指征。手术过程中持续监测动物状态，若反射重新出现，则追加麻醉药物（每次追加剂量为初始氯胺酮剂量的10%）。实验中使用成年大鼠（>12周龄）。 - 剃除手术区域的皮肤毛发。将动物置于加热垫（37 °C）上以维持术中体温。使用聚维酮碘对皮肤进行局部消毒。铺置手术巾。涂抹眼科用软膏以防止全身麻醉期间角膜干燥。使用无菌器械以维持无菌操作。
- 沿头部正中线做纵向皮肤切口。清除结缔组织，充分暴露颅骨。
- 使用微型手钻在冠状缝后方7 mm、中线旁3 mm处小心手动钻出小的环钻孔。
- 将螺钉电极穿过颅骨植入皮层（17区），穿透皮层深度约0.5 mm。在冠状缝前方3 mm的中线位置植入参考螺钉电极。使用牙科水泥包埋并固定螺钉（并非总是必需）。
- 缝合头部皮肤，涂抹抗生素软膏，并将动物置于加热垫上使其从麻醉中恢复。
注意：也可选择不缝合皮肤而使电极外露，以便记录时无需重新切开皮肤。手术结束但尚未从麻醉中恢复前，立即给予非甾体类抗炎药（NSAID）（如术前未使用）或阿片类镇痛药。持续监测动物直至其完全从麻醉中恢复并能自由活动。 - 在进行视觉诱发电位（VEP）记录前，至少让动物术后恢复1周。
2. 视神经注射
- 麻醉动物，按上述步骤准备皮肤并进行铺巾（1.1 和 1.2）。
- 在随机选择的一只眼睛眶部上方的皮肤做一长度为 1 至 1.5 cm 的切口。使用精细虹膜剪分离皮下组织，暴露眶腔。在手术显微镜下切开结膜和前部腱鞘囊。
- 牵开眼外肌和眶内泪腺，暴露约 3 mm 长的视神经。使用眼科刀纵向切开视神经周围的硬膜和蛛网膜层。
- 将玻璃移液管插入视神经，位置位于眼球后方 2 mm 处。玻璃微移液管连接至 Hamilton 注射器。
- 缓慢向神经内注射 1% 溶血卵磷脂（0.4–1.0 µl，含 0.02% 伊文思蓝，该成分对髓鞘化无影响），注射时间约为 30 秒。
- 缝合皮肤切口，涂抹抗生素软膏以预防感染。对侧眼可作为电生理记录的内部对照。
- 将动物置于加热垫上，使其从麻醉中恢复。
3. 视觉诱发电位（VEP）记录
- 麻醉动物，并按照1.1和1.2节的方法准备皮肤。
注意：电生理记录时可使用较低剂量的麻醉剂（氯胺酮 40 mg/kg 和美托咪定 0.25 mg/kg）。 - 将大鼠置于暗室中，使其适应黑暗环境 5 至 30 分钟。在某些情况下，大鼠可分别进行过夜暗适应以记录暗视条件下的视觉诱发电位（VEP），或进行明适应以记录明视条件下的视觉诱发电位（VEP）。8.
- 使用恒温毯系统配合直肠温度探头，将体温维持在 37 ± 0.5 °C。
- 用1.0%托吡卡胺滴眼液散瞳。切开颅骨上方皮肤以暴露预先放置的 原位 螺钉电极
- 将螺钉连接至刺激眼对侧的视觉皮层，参考螺钉连接至放大器。将针状电极插入尾部作为接地电极。测量并维持电极阻抗低于5 kΩ。
- 将微型全视野刺激器直接置于眼睑周围的皮肤上，以实现更佳的眼部隔离7刺激器的光照强度需在使用前通过光度计进行校准。
- 通过光刺激闪光100次，频率为1 Hz，高通和低通滤波器设置分别为1 Hz和100 Hz。信号采样率为5 kHz。
注意：信号的采样频率应至少达到约 250 - 300 Hz，以确保每个周期内采集到两个以上的样本。 - 将皮肤缝合，并将动物置于加热垫上以恢复麻醉。可在同一只动物上重复进行记录，以监测一段时间内的功能变化。
- 实验终点时，通过腹腔注射过量戊巴比妥钠（100 mg/kg）实施安乐死。通过心脏停搏、呼吸停止及体温下降确认动物死亡。
4. 组织制备与组织学
- 在显微镜下取出安乐死动物的视神经，并将组织在1%多聚甲醛中固定过夜（O/N）。
- 用生理盐水充分洗涤组织。使用自动组织处理机对组织进行处理，并包埋于石蜡中。使用旋转式切片机切取5–10 µm的切片。
注意：若进行免疫组织化学研究，应将组织在1%多聚甲醛中固定，生理盐水洗涤后，在30%蔗糖溶液中过夜（O/N）孵育。将组织包埋于OCT包埋剂中，并使用恒冷切片机制备冰冻切片。 - 将切片在0.1%快蓝溶液（如Luxol，溶于95%乙醇）中56 °C过夜（O/N）孵育。用0.05%碳酸锂分化30秒，再用70%乙醇处理30秒。最后，在0.1%焦油紫溶液中复染30秒，然后封片。使用快蓝染色法鉴定视神经中的髓鞘5。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
结果
在图1中显示了可重复的单次会话内视觉诱发电位（VEP）波形，视神经注射后可观察到N1潜伏期显著延迟。通过Luxol快蓝染色的组织学切片可观察到部分视神经脱髓鞘病变5。图2展示了一张代表性切片，显示视神经中心存在一个小的局灶性脱髓鞘病灶。请注意，单个横截面并不能代表病变的总体积。可通过连续横截面测量脱髓鞘区域，并利用三维重建方法推算出病变体积。在之前的研究中，我们已证实使用该模型时潜伏期延迟与病变体积之间存在强相关性，而生理盐水注射对照组未出现VEP潜伏期延迟5。
人们认为，闪光刺激后早期视觉诱发电位（VEP）成分更为稳定7，主要受视网膜-外侧膝状体纤维通路对初级视皮层兴奋的影响。我们的研究表明，N1潜伏期延迟与视神经脱髓鞘之间具有最强的线性关系5。因此，我们建议在分析数据以及纵向监测VEP以评估再髓鞘化治疗效果时，应采用N1潜伏期作为指标。尽管VEP的波幅相比潜伏期变异较大，但其更能反映视神经轴突的功能状态6
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
讨论
视神经极易受到机械性损伤。持续1秒的视神经挤压损伤可在2周内导致约75%的视网膜神经节细胞（RGC）丢失10。因此，进行手术操作时必须格外小心。根据作者的经验，相较于垂直于视神经方向穿刺，采用钝性分离方法沿视神经走行方向分离并暴露其周围组织更为安全可靠。此外，应纵向打开硬脑膜和蛛网膜，以避免对RGC轴突造成类似轴切的损伤。通常使用伊文思蓝（Evan’s blue）以辅助显微注射，因为染料的存在会使注射部位的神经呈现淡蓝色，便于观察。
视觉诱发电位（VEP）记录的可重复性对本实验至关重要。不同类型的麻醉剂及麻醉深度均可能影响VEP波形11。我们不建议在VEP研究中使用吸入式异氟烷麻醉，因为异氟烷可能导致脑电图反应出现爆发抑制现象12，这可能与其GABA能活性有关，从而导致VEP波形更加不稳定13。氯胺酮与美托咪定联合麻醉可提供稳定的麻醉状态，并可通过给予α受体拮抗剂（如阿替帕唑，2.5 mg/kg，腹腔注射）快速逆转。体温也会显著影响神经传导速度，尤其是在脱髓鞘神经中。在大鼠VEP研究中已观察到视...
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
披露
所有作者均无竞争利益或利益冲突。
致谢
本研究由澳大利亚眼科研究所（ORIA）资助。我们感谢墨尔本大学的Algis Vingrys教授和Bang Bui博士，他们最初帮助我们建立了视觉诱发电位（VEP）记录技术。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 氯胺酮 100 mg/ml（Ketamil） | Troy Laboratories | AC 116 | |
| 美托咪定 1 mg/ml（Domitor） | Pfizer | sc-204073 | |
| 托吡卡胺 1.0%（Mydriacyl） | Alcon | sc-202371 | |
| 恒温毯系统 | Harvard Apparatus | NC9203819 | |
| 阻抗计 | Grass | F-EZM5 | |
| 螺钉电极 | Micro Fasteners | M1.0×3mm Csk Slot M/T 304 S/S | |
| 皮下针状电极 | Grass | F-E3M-72 | |
| Rapid Repair | DeguDent GmbH | ||
| 发光二极管 | Nichia | NSPG300A | |
| 生物放大器 | CWE, Inc. | BMA-400 | |
| CED 系统 | Cambridge Electronic Design, Ltd. | Power1401 | |
| 哈密尔顿注射器 | Hamilton | 87930 | |
| 溶血磷脂酰胆碱 | Sigma | L4129 | |
| 伊文思蓝’ | Sigma | E2129 |
参考文献
- Balcer, L. J. Clinical practice. Optic neuritis. N Engl J Med. 354 (12), 1273-1280 (2006).
- Lassmann, H. Multiple sclerosis as a neuronal disease. Waxman, S. G. , Elsevier. 153-164 (2005).
- Fahle, M., Bach, M. Principles and practice of clinical electrophysiology of vision. Heckenlively, J., Arden, G. , MIT Press. 207-234 (2006).
- Halliday, A. M., McDonald, W. I., Mushin, J. Delayed visual evoked response in optic neuritis. Lancet. 1, 982-985 (1972).
- You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Latency delay of visual evoked potential is a real measurement of demyelination in a rat model of optic neuritis. Invest Ophthalmol Vis Sci. 52 (9), 6911-6918 (2011).
- You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Gupta, V. K., Graham, S. L. Axonal loss in a rat model of optic neuritis is closely correlated with visual evoked potential amplitudes using electroencephalogram based scaling. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 3662(2012).
- You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Doc Ophthalmol. 123 (2), 109-119 (2011).
- Heiduschka, P., Schraermeyer, U. Comparison of visual function in pigmented and albino rats by electroretinography and visual evoked potentials. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 246 (11), 1559-1573 (2008).
- You, Y., Thie, J., Klistorner, A., Gupta, V. K., Graham, S. L. Normalization of visual evoked potentials using underlying electroencephalogram levels improves amplitude reproducibility in rats. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53 (3), 1473-1478 (2012).
- Levkovitch-Verbin, H. Animal models of optic nerve diseases. Eye (Lond). 18 (11), 1066-1074 (2004).
- Henry, K. R., Rhoades, R. W. Relation of albinism and drugs to the visual evoked potential of the mouse). J Comp Physiol Psychol. 92 (2), 271-279 (1978).
- Murrell, J. C., Waters, D., Johnson, C. B. Comparative effects of halothane, isoflurane, sevoflurane and desflurane on the electroencephalogram of the rat. Lab Anim. 42 (2), 161-170 (2008).
- Makela, K., Hartikainen, K., Rorarius, M., Jantti, V. Suppression of F-VEP during isoflurane-induced EEG suppression. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 100 (3), 269-272 (1996).
- Boyes, W. K., Padilla, S., Dyer, R. S. Body temperature-dependent and independent actions of chlordimeform on visual evoked potentials and axonal transport in optic system of rat. Neuropharmacology. 24 (8), 743-749 (1985).
- Hetzler, B. E., Boyes, W. K., Creason, J. P., Dyer, R. S. Temperature-dependent changes in visual evoked potentials of rats. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 70 (2), 137-154 (1988).
- Mitchell, J. The effects of lysolecithin on non-myelinated axons in vitro. Acta Neuropathol. 58 (4), 243-248 (1982).
- Meyer, R., et al. Acute neuronal apoptosis in a rat model of multiple sclerosis. J Neurosci. 21 (16), 6214-6220 (2001).
- Lachapelle, F., et al. Failure of remyelination in the nonhuman primate optic nerve. Brain Pathol. 15 (3), 198-207 (2005).
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
重印与许可
