酶法微电极生物传感器能够实时检测生物相关浓度下的细胞外信号分子。以下方案将生物传感器的应用扩展到肾脏中三磷酸腺苷（ATP）和过氧化氢（H2O2）的离体（ex vivo）和在体（in vivo）检测。
需要JoVE订阅才能观看此内容。 请登录或开始免费试用
本文内容
摘要
摘要
酶促微电极生物传感器已被广泛用于实时测量细胞外信号。其应用大多局限于脑切片和神经元细胞培养。最近，该技术已拓展至完整器官。传感器设计方面的进步使得 尽可能地进行测量 血液灌流中的细胞信号传导 体内 肾脏。本方案列出了测量ATP和H2O2 大鼠肾间质中的信号传导。采用两种不同的传感器设计用于 离体 和 体内 方案。两种类型的传感器 涂覆有 在选择性渗透层上方构建一层薄薄的酶促生物层，以实现快速响应、高灵敏度和高选择性的生物传感器。选择性渗透游戏副本层可保护信号免受生物组织中干扰物质的影响，而酶促层则利用 在ATP存在下，甘油激酶与甘油-3-磷酸氧化酶依次催化的反应生成H2O2. 用于该实验的一组传感器 离体 研究进一步通过氧化 H 检测分析物2O2 在铂/铱（Pt-Ir）丝电极上。用于 体内 研究则基于H的还原反应2O2 在专为血液灌注组织设计的介质包被金电极上。终浓度 变化 通过实时安培法检测，并通过已知分析物浓度进行校准。此外，可通过添加分解H₂O₂的酶（如过氧化氢酶）和分解ATP的酶（如apyrase）来验证安培信号的特异性。2O2 以及相应的ATP。这些传感器在每次实验前后都高度依赖精确的校准。以下两个方案建立了实时检测ATP和H2O2 在肾脏组织中，并可进一步改进以将所述方法扩展应用于其他生物样本或完整器官。
引言
酶促微电极生物传感器（本文中也简称为传感器）已成为研究活细胞和组织中动态信号过程的有力工具。这些传感器能够以生物学相关的浓度水平，提高对细胞信号分子在时间和空间上的分辨率。与在较长时间内分时段采集并分析细胞外液样本的传统方法不同，这些传感器的响应速度与其酶对分析物的反应速度相当，从而实现对目标物质的实时检测1,2。快速检测自分泌和旁分泌因子（如嘌呤或过氧化氢）在组织间隙中的浓度及其释放动力学，可用于建立药物在正常和病理条件下作用效应的特征谱型3。目前，传感器的应用主要集中在脑组织切片和细胞培养体系中4-10。本文详述的实验方案旨在建立在完整肾脏中准确测定分析物实时浓度的方法。
以下方案旨在研究间质ATP和H2O2 肾脏中的信号传导。在肾脏的天然环境中，细胞外ATP会通过内源性外核苷酸酶迅速降解为其衍生产物（ADP、AMP和腺苷）。此处使用的传感器对ATP具有高度选择性，可区分其他嘌呤类物质或ATP的降解产物。11这具有显著优势，因为它能够准确监测ATP释放的恒定和动态浓度及其信号功能。通过结合使用两种微电极——ATP传感器和零位传感器（Null sensor）——来测定间质ATP浓度。其中，零位传感器用于 与……联用 过氧化氢酶应用能够检测间质H2O2 浓度12以下方案使用两种不同设计的传感器，其特性分别对以下方面达到最优 离体 或 体内 应用。
两种设计均基于传感器酶层中甘油激酶和甘油-3-磷酸氧化酶的顺序催化反应，且 由ATP的存在驱动。在所使用的传感器组中 离体 研究，H2O2，通过检测最终的酶促反应产物 铂/铱（Pt-Ir）丝电极上的氧化反应。用于 体内 研究则基于 H2O2 在专为血液灌注组织设计的介体涂层金电极上的还原反应。如图所示 图1 是本手稿中所述两种方案的示意图。Null传感器与其对应的ATP传感器完全相同，唯独缺少结合的酶。因此，除了可检测H2O2 通过过氧化氢酶，Null传感器可检测非特异性干扰。ATP浓度通过减去Null传感器检测到的非特异性干扰和背景H2O2 来自ATP传感器信号。目前市面上还可提供多种商用传感器，用于检测其他分析物，包括腺苷、肌苷、次黄嘌呤、乙酰胆碱、胆碱、谷氨酸、葡萄糖、乳酸和D-丝氨酸。 离体 腺苷、肌苷和次黄嘌呤的应用 体内 与相应的Null传感器配对时。
传感器准确检测分析物的能力 取决于正确的使用前和使用后校准13。这可确保分析过程中考虑到传感器在生物组织中使用时灵敏度发生的漂移。传感器内部含有甘油储存库，该储存库作为传感器酶促反应中的试剂使用。如果传感器未在含有甘油的浴液中使用，甘油会随时间逐渐流失，因此需要缩短记录时间以尽量减少传感器的漂移。此外，内源性蛋白酶和蛋白质片段对传感器的污染会显著降低其灵敏度14。
本论文建立了使用酶促微电极生物传感器的方法 离体 和 体内 肾脏样本制备。实时分析物定量可提供前所未有的细胞信号传导细节，有助于揭示肾脏疾病机制及药理学药物作用的新见解。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
方案
以下动物 实验操作 遵循美国国立卫生研究院（NIH）《实验动物的护理和使用指南》。实验前已获得机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。
注意：在实验设计阶段以及使用传感器之前，应仔细查阅传感器制造商的使用说明 。遵循这些说明可确保传感器使用时获得最佳结果 。
1. 传感器校准
- 在实验开始前配制新鲜的储备液。
- 配制含10 mM NaPi缓冲液、100 mM NaCl和1 mM MgCl的缓冲液A2，以及 2 mM 甘油。使用 NaOH 将 pH 调至 7.4。于 2–8 °C 保存。
- 使用储存于 -20 °C 的 100 mM ATP 储存液，取 10 µl 加入 90 µl 缓冲液 A 中，配制新鲜的 10 mM ATP 校准溶液。
- 通过将ATP传感器的尖端放入溶液中使其复水图2) 置于含有缓冲液A的复性室中，在2-8 °C下孵育至少10分钟。
注意：之后 复水过程中，传感器暴露在空气中的时间不应超过20秒 或传感器灵敏度可能降低。若预计传感器将长时间暴露于空气中，可将其短暂浸入甘油溶液中。传感器可用于多次实验，但必须在传感器重新水化当天完成。传感器可在含有缓冲液A的水化室中储存最多24小时。 - 打开双通道恒电位仪（图3并启动记录系统软件。
- 用3 ml缓冲液A配制校准室。将参比电极放入校准室中。从复水室中取出每个传感器，将其连接至操纵器，并插入校准室溶液中。
注意：使用标准硅胶涂层培养皿作为校准室。所有校准和实验均应在法拉第笼内、高性能实验室气浮台上进行，以减少安培法记录过程中的信号噪声。图4校准最好在数据采集开始前尽快进行。对于 体内 应用方面，校准的最佳时间是在动物术后恢复期间。 - 离体 校准
- 在标定室中进行循环伏安法，以100 mV/s的扫描速率在-500 mV至+500 mV范围内对传感器进行10次循环扫描。此步骤可显著提高传感器的灵敏度。参见 图5 10个循环中观察到的痕迹。
- 在最后一次循环后将传感器极化至 +600 mV。传感器电流将衰减至渐近线。至少等待 5 分钟后获得稳定读数。记录零点读数。
- 在体 传感器校准
- 不要对循环伏安法进行 体内 传感器。相反，应在校准室中将传感器在+500 mV下极化30秒。然后将恒电位仪设为0 mV，使传感器电流上升至稳定值。传感器电流至少需要2分钟才能达到稳定。记录零点读数。
- 依次向反应室中加入定量的ATP溶液，以产生 一条涵盖所需检测范围的校准曲线。ATP 溶液最初会在传感器信号中产生一个明显的峰，随后随着 ATP 在腔室内均匀扩散，信号逐渐衰减。每次加入 ATP 后，待信号水平稳定时记录信号值。 图6A和图7 显示两种情况下的痕迹及建议的ATP浓度 离体 和 体内 研究，分别。
注意：使用分析物清除剂验证电极的选择性非常重要。本方案采用apyrase检测ATP传感器的特异性，采用catalase检测H2O2 信号图6B如果需要给药，应在研究开始前测定药物与传感器之间的反应活性。 - 加入3 µl浓度为2 mg/ml（89 UN/mg）的apyrase，以检测ATP传感器的特异性（ATP作用产生的电流应降至零水平）图7).
- 向体系中加入 3 µl 过氧化氢酶（浓度为 2 mg/ml，100 UN/mg 的储备液），以检测零传感器的特异性（由 H 产生的电流）2O2 应用应归零读数。
2. 用于传感器研究的动物手术
- 外科手术 离体
- 使用异氟烷（5%诱导，1.5%至2.5%维持）与医用级氧气对实验动物进行麻醉2 或另一种经批准的方法。 15’ 12 需持续监测动物以确保麻醉水平适当。通过呼吸频率稳定和脚趾夹捏反应来确认麻醉效果是否合适。
注意：根据批准的IACUC规程对动物实施安乐死。在完成所有非存活性操作后，通过对深度麻醉的动物进行开胸术以诱发气胸，确保动物人道死亡。12. - 将大鼠仰卧位置于温控手术台上。在维持适当麻醉深度的同时，沿左肾位置做一条长约5 cm的正中切口，暴露腹主动脉远端。
- 在腹腔干动脉和肠系膜上动脉以及这些动脉上方的腹主动脉周围环绕结扎线，但不进行结扎。在肾动脉下方的腹主动脉周围环绕两根结扎线。
- 夹闭腹主动脉位于结扎线以上的部分。结扎下方的结扎线。使用聚乙烯导管（PE50）插管腹主动脉。用第二条主动脉结扎线固定导管。
- 移除夹子，结扎肠系膜动脉和腹腔动脉。以室温的Hanks平衡盐溶液以6 ml/min的速度灌注肾脏2-3分钟，直至肾脏完全变白。
- 切除肾脏及带有导管的主动脉连接部分，将肾脏置于盛有3 ml灌流液的培养皿中。
注意：实验方案可在室温下进行。灌流液（浴液）包含（单位：mM）：145 NaCl，4.5 KCl，2 MgCl₂2，1 CaCl2，10 HEPES，用 NaOH 调节 pH 至 7.35。
- 使用异氟烷（5%诱导，1.5%至2.5%维持）与医用级氧气对实验动物进行麻醉2 或另一种经批准的方法。 15’ 12 需持续监测动物以确保麻醉水平适当。通过呼吸频率稳定和脚趾夹捏反应来确认麻醉效果是否合适。
- 外科手术 体内
- 使用经IACUC批准的方案对大鼠进行麻醉。对于 体内 分析 使用氯胺酮（20 mg/kg）麻醉大鼠 i.m.）和放线菌素（50 mg/kg） i.p.). 必须持续监测动物以确保麻醉水平适当。通过稳定的呼吸频率和脚趾夹捏反应来确认麻醉效果。
- 在达到适当的麻醉深度后，将大鼠仰卧置于气浮台上的温控接地表面。该表面应预先加热并维持在36 °C。
- 在维持适当麻醉深度的同时，沿肾脏位置做一条长约5 cm的正中切口。
- 使用缝线牵拉并固定皮肤和皮下组织，以充分暴露整个肾脏。将肾脏置于肾杯中，以尽量减少任何运动伪影。
- 通过颈静脉以每100克体重每小时1毫升的速度输注2% BSA: 0.9% NaCl溶液，以维持血容量。插管双侧输尿管以收集尿液。在肠系膜上动脉、腹腔动脉及远端主动脉周围放置结扎线，用于调节肾灌注压。图10A).
- 如果在实验过程中需要使用药理学试剂 体内 实验建议插入间质导管（图10B).
3. 数据采集设置
- 打开数据采集程序，并将两个通道的极性设置为 离体 和 体内 将实验设置为阳极正极。将程序设为以ASCII码格式保存数据。
- 将显微操作仪定位，以便快速将传感器插入肾脏。
注意：也可使用连接至显微操作仪的假探针，以帮助将传感器放置到理想位置。 - 离体 数据采集
- 通过插管的主动脉以650 µl/min的恒定流速用灌流液（来自2.1.6）灌注肾脏。使用手术剪小心去除肾包膜，这是插入传感器所必需的步骤。
- 用橡皮筋将肾脏固定，橡皮筋需跨过肾脏并用图钉固定在硅胶包被的培养皿上。
- 将参考电极置于培养皿中靠近肾脏的位置，电极尖端浸入缓冲液中。
- 体内 数据采集
- 将肾脏放入肾杯中。根据动物的品系和年龄，选择大小合适、能使肾脏松散放置的肾杯。 图8 显示两种不同尺寸的肾杯。类似的肾杯用于多种生理学研究方法，旨在分析肾功能，例如微穿刺等。16.
注意：肾杯的位置对于消除动物呼吸产生的机械噪音至关重要，但不应干扰或 阻断肾脏灌注或尿液流动。 - 静置45分钟 恢复时间后，再进行数据采集。
- 使用26-30G针头在肾脏中传感器所需的位置和深度处刺出一个穿刺孔。用吸水纸擦拭表面穿刺孔以去除 渗出的血液。将甘油溶液滴加至肾脏表面，以防止实验过程中肾脏表面干燥。
- 从复水室中取出第一个传感器，并将其连接到显微操作器上。迅速地（20秒内）将电极插入肾脏中新制备的孔洞中。对无效传感器重复步骤3.5–3.9。
- 将参考电极插入肾脏，距离传感器约1 cm处。
- 将肾脏放入肾杯中。根据动物的品系和年龄，选择大小合适、能使肾脏松散放置的肾杯。 图8 显示两种不同尺寸的肾杯。类似的肾杯用于多种生理学研究方法，旨在分析肾功能，例如微穿刺等。16.
- 打开恒电位仪，并启动计算机上的记录程序。 图9 显示最终的装置设置 离体 肾脏数据采集 图10 显示最终的设置情况 体内 插入导管后的肾脏数据采集。
4. 数据分析
- 将 ASCII 数据文件导入 Origin 或其他类似软件中。
- 浓度-电流关系
- 使用线性拟合/外推功能，建立 ATP 或 H2O2 校准点的浓度（x轴）与电流（y轴）之间的线性关系（图6和图7）。
线性拟合直线：y = mx + b
- 使用线性拟合/外推功能，建立 ATP 或 H2O2 校准点的浓度（x轴）与电流（y轴）之间的线性关系（图6和图7）。
- 将 电流值换算为浓度
- 将空白传感器测得的信号轨迹从 ATP 传感器的信号轨迹中扣除，以获得由细胞内 ATP 产生的实际电流。
- 利用 4.2.1 节所述的校准方程，将安培法测得的 ATP 电流值（pA）转换为 nM。通过将每个校正后的电流值代入方程中的“x”值，并求解 y（待测物浓度），确定 ATP 传感器扣除后数据轨迹的浓度。
- 如有需要，可类似地根据 H2O2 的校准方程计算其浓度。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
结果
酶促微电极生物传感器的设计可实现对完整肾脏中分析物的实时检测. 任一实验的总体设计 离体 或 体内 研究中的应用如图所示 图1所使用的传感器和手术步骤取决于研究的具体情况 离体 或 体内.
为获得可重复的结果，准确的实验前和实验后校准至关重要。 图6A 显示了从信号中观察到的代表性轨迹 离体 ATP传感器在校准过程中的表现。注意，apyrase迅速消除了ATP信号。过氧化氢酶对ATP信号无影响，表明其对H2O2 它产生（图6B）。校准程序产生一个线性拟合，用于计算ATP的动态变化（图6A，右侧面板). 在体 传感器校准产生的轨迹与……的轨迹相似 离体 传感器。然而，该传感器检测的是还原电流而非氧化电流，因此产生的电流为负值。这些传感器的校准在0.3至 80 µM ...
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
讨论
本方案旨在提高对ATP和H的时空分辨率2O2 信号传导用于 离体 分离、灌注并 体内 灌注血液的肾脏。本研究所采用的不同实验方案与传感器之间的差异，可为药理学或生理学研究提供最佳的数据采集效果。这些方案包括：1）传感器校准，2）手术操作，3）数据采集设置，以及4）数据分析。它们能够实现对多种实验条件下分析物的实时测量，从而有助于深入理解肾脏疾病，并推动更有效的药理治疗策略的开发。本文中，我们使用传感器分析了ATP和H2O2。然而，也可使用针对其他物质的传感器。本文所述方案已用于研究ATP和H2O2 在大鼠肾脏中，但该方法可轻松调整后应用于小鼠。鉴于存在大量遗传学啮齿类动物模型，该方法具有广阔的应用前景。
酶促微电极生物传感器的基本设计由 Clark 和 Lyons 于 20 世纪 60 年代提出2。在生物传感器初步发展之后，其设计17-19和应用20均...
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
披露
本手稿视频录制所用传感器由英国考文垂Sarissa Biomedical Limited公司提供。
致谢
感谢Sarissa Biomedical在开发本论文所用传感器方面所做的工作。本研究得到了美国国立心肺血液研究所基金HL108880（A. Staruschenko）、 HL116264（A. Cowley）和HL122662（A. Staruschenko和A. Cowley）、 由威斯康星医学院研究事务委员会资助的项目#9306830（O. Palygin）以及 Advancing a Healthier Wisconsin研究与教育项目 #9520217的支持，同时也获得了美国肾脏基金会青年研究者奖（O. Palygin）的资助。
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| 传感器套件 | Sarissa Biomedical | SBK-ATP-05-125 | 该套件包含储存瓶、再水合室、电极导线和参比电极。 套件还包含用户自选的传感器。 |
| Sarissaprobe ATP 生物传感器 125 μm | Sarissa Biomedical | SBS-ATP-05-125 | 使用前于 2–8 oC 保存 |
| Sarissagold ATP 生物传感器 50 μm | Sarissa Biomedical | SGS-ATP-10-50 | 使用前于 2–8 oC 保存 |
| Sarissaprobe 空白传感器 125 μm | Sarissa Biomedical | SBS-NUL-20-125 | 使用前于 2–8 oC 保存 |
| Sarissagold 空白传感器 50 μm | Sarissa Biomedical | SGS-NUL-10-50 | 使用前于 2–8 oC 保存 |
| Sarissaprobe ATP 使用手册 | Sarissa Biomedical | http://www.sarissa-biomedical.com/media/31563/instructions-atp.pdf | |
| 法拉第屏蔽笼 | TMC | ||
| 双通道恒电位仪 | Digi-Ivy | DY2021 | II 型法拉第屏蔽笼 |
| 数据采集程序 | Digi-Ivy | DY2000 | |
| 灌流泵 | Razel Scientific Instruments | Model R99E | |
| 光纤照明器 | Schott | ACE 1 | |
| 显微操作器 | Narishige | MM-3 | |
| 显微操作器磁性支架 | Narishige | GJ-8 | |
| 防震台 | TMC | 63-500 | |
| 异氟烷呼吸机 | LEI Medical | M2000 | |
| 3 ml 培养皿 | Fisher Scientific | S3358OA | |
| 针头 | Santa Cruz | 26–30 G | |
| 固定针 | 标准解剖固定针 | ||
| 导管 | 聚乙烯管（PE50） | ||
| 导管组织胶 | Vetbond | 1469SB | |
| 缝合线 | Look | SP117 | |
| 橡胶圈 | 任意宽度为 2–4 mm 的橡胶圈 | ||
| 硅胶 | Momentive | RTV-615 Clear 1# | |
| 夹具 | Fine Science Tools | 18052-03 | |
| 标准解剖工具包 | 套件应包含手术刀和解剖剪 | ||
| 肾杯 | 自行设计 | ||
| 标准化学试剂 | Sigma-Aldrich | ||
| ATP | Sigma-Aldrich | A6559-25UMO | 100 mM ATP 溶液 |
| 过氧化氢 | Sigma-Aldrich | 216763 | |
| 甘油 | Sigma-Aldrich | G9012 | |
| 腺苷三磷酸酶（Apyrase） | Sigma-Aldrich | A7646 | |
| 过氧化氢酶（Catalase） | Sigma-Aldrich | C40 | |
| 异氟烷 | Clipper | 10250 | |
| 戊巴比妥（inactin） | Sigma-Aldrich | T133 | |
| 氯胺酮（ketamine） | Clipper | 2010012 | |
| Hanks 平衡盐溶液 | Gibco | 14025092 |
参考文献
- Palygin, O., Staruschenko, A. Detection of endogenous substances with enzymatic microelectrode biosensors in the kidney. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 305, 89-91 (2013).
- Clark, L. C., Lyons, C. Electrode systems for continuous monitoring in cardiovascular surgery. Ann N Y Acad Sci. 102, 29-45 (1962).
- Haruyama, T. Micro- and nanobiotechnology for biosensing cellular responses. Adv Drug Deliv Rev. 55, 393-401 (2003).
- Huckstepp, R. T., et al. Connexin hemichannel-mediated CO2-dependent release of ATP in the medulla oblongata contributes to central respiratory chemosensitivity. J Physiol. 588, 3901-3920 (2010).
- Lopatar, J., Dale, N., Frenguelli, B. G. Minor contribution of ATP P2 receptors to electrically-evoked electrographic seizure activity in hippocampal slices: Evidence from purine biosensors and P2 receptor agonists and antagonists. Neuropharmacology. 61, 25-34 (2011).
- Avshalumov, M. V., Chen, B. T., Marshall, S. P., Pena, D. M., Rice, M. E. Glutamate-dependent inhibition of dopamine release in striatum is mediated by a new diffusible messenger, H2O2. J Neurosci. 23, 2744-2750 (2003).
- Frenguelli, B. G., Wigmore, G., Llaudet, E., Dale, N. Temporal and mechanistic dissociation of ATP and adenosine release during ischaemia in the mammalian hippocampus. J. Neurochem. 101, 1400-1413 (2007).
- Lalo, U., et al. Exocytosis of ATP from astrocytes modulates phasic and tonic inhibition in the neocortex. PLoS Biol. 12, e1001747(2014).
- Heinrich, A., Ando, R. D., Turi, G., Rozsa, B., Sperlagh, B. K+ depolarization evokes ATP, adenosine and glutamate release from glia in rat hippocampus: a microelectrode biosensor study. Br.J Pharmacol. 167, 1003-1020 (2012).
- Dale, N. Purinergic signaling in hypothalamic tanycytes: potential roles in chemosensing. Semin Cell Dev Biol. 22, 237-244 (2011).
- Gourine, A. V., Llaudet, E., Dale, N., Spyer, K. M. Release of ATP in the ventral medulla during hypoxia in rats: role in hypoxic ventilatory response. J Neurosci. 25, 1211-1218 (2005).
- Palygin, O., et al. Real-time electrochemical detection of ATP and H2O2 release in freshly isolated kidneys. Am J Physiol Renal Physiol. , (2013).
- Thome-Duret, V., Gangnerau, M. N., Zhang, Y., Wilson, G. S., Reach, G. Modification of the sensitivity of glucose sensor implanted into subcutaneous tissue. Diabetes Metab. 22, 174-178 (1996).
- Wilson, G. S., Gifford, R. Biosensors for real-time in vivo measurements. Biosens. Bioelectron. 20, 2388-2403 (2005).
- Ilatovskaya, D., Staruschenko, A. Single-Channel Analysis of TRPC Channels in the Podocytes of Freshly Isolated Glomeruli. Methods Mol Biol. 998, 355-369 (2013).
- Stockand, J. D., Vallon, V., Ortiz, P. In vivo and ex vivo analysis of tubule function. Compr Physiol. 2, 2495-2525 (2012).
- Turner, A. P. Biosensors: Fundamentals and applications - Historic book now open access. Biosens. Bioelectron. 65C, A1(2014).
- Kauffmann, J. M., Guilbault, G. G. Enzyme electrode biosensors: theory and applications. Methods Biochem Anal. 36, 63-113 (1992).
- Barlett, P. N., Cooper, J. M. A review of the immobilization of enzymes in electropolymerized films. J Electroanal Chem. 362, 1-12 (1993).
- Kano, K., Morikage, K., Uno, B., Esaka, Y., Goto, M. Enzyme microelectrodes for choline and acetylcholine and their applications. Anal Chim Acta. 299, 69-74 (1994).
- Llaudet, E., Hatz, S., Droniou, M., Dale, N. Microelectrode biosensor for real-time measurement of ATP in biological tissue. Anal Chem. 77, 3267-3273 (2005).
- Llaudet, E., Botting, N. P., Crayston, J. A., Dale, N. A three-enzyme microelectrode sensor for detecting purine release from central nervous system. Biosens Bioelectron. 18, 43-52 (2003).
- Cosnier, S., Lepellec, A., Guidetti, B., Isabelle, R. -L. Enhancement of biosensor sensitivity in aqueous and organic solvents using a combination of poly(pyrrole-ammonium) and poly(pyrrole-lactobionamide) films as host matrices. J Electroanal Chem. 449, 165-171 (1998).
- Gourine, A. V., et al. Astrocytes control breathing through pH-dependent release of ATP. Science. 329, 571-575 (2010).
- Kluess, H. A., Stone, A. J., Evanson, K. W. ATP overflow in skeletal muscle 1A arterioles. J. Physiol. 588, 3089-3100 (2010).
- Nishiyama, A., Jackson, K. E., Majid, D. S., Rahman, M., Navar, L. G. Renal interstitial fluid ATP responses to arterial pressure and tubuloglomerular feedback activation during calcium channel blockade. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 290, H772-H777 (2006).
- Jin, C., et al. Effects of renal perfusion pressure on renal medullary hydrogen peroxide and nitric oxide production. Hypertension. 53, 1048-1053 (2009).
- Khan, A. S., Michael, A. C. Invasive consequences of using micro-electrodes and microdialysis probes in the brain. Trends Anal. Chem. 22, 503-508 (2003).
访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。
重印与许可
标签
