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固体脂质纳米粒(前哨淋巴结)细胞内定位的应用

DOI:

10.3791/53102

2015年11月17日

本文内容

摘要

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在这项研究中,描述了一种合成超小生物相容性纳米颗粒的方法,以及几种评估其细胞相互作用的体外方法。

摘要

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基于纳米粒子的递送载体在细胞内靶向应用中显示出巨大的前景,提供了一种特异性改变细胞信号传导和基因表达的机制。在以前的研究中,证明了超小固体脂质纳米颗粒 (SLN) 的合成用于局部药物递送和生物标志物检测应用。SLN 是纳米颗粒递送系统的一个经过充分研究的例子,它已成为一种有前途的药物递送载体。在这项研究中,SLN 加载了荧光染料,并用作研究颗粒-细胞相互作用的模型。相反转温度 (PIT) 方法用于合成超小的生物相容性纳米颗粒群。使用 3-(4,5-二甲基噻唑-2-基)-2,5-二苯基苯基四唑溴化物 (MTT) 测定,以便在纳米颗粒-细胞相互作用研究之前确定适当的剂量水平。此外,随着时间的推移,原代人真皮成纤维细胞和小鼠树突状细胞暴露于载有染料的 SLN,并使用荧光显微镜和流式细胞术表征毒性和颗粒摄取方面的相互作用。本研究表明,超小 SLN 作为一种纳米颗粒递送系统,适用于不同细胞类型的细胞内靶向。

引言

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纳米颗粒为基础的运载工具显示细胞内定位的应用具有很大的承诺,提供了一个机制,专门改变细胞信号传导和基因表达。这些车辆可装载药物,蛋白质,并设计成影响的细胞反应,并实现在靶组织中的期望的效果的核酸。许多类型的纳米载体的已探索用于治疗和诊断益处包括脂质,聚合物,硅,和磁性材料。这些系统是有吸引力的,因为它们的潜力用于局部药物递送,增加的治疗浓度在靶组织,并降低全身毒性。

固体脂质纳米颗粒(前哨淋巴结)是已成为一种有希望的药物递送载体,近年来的纳米颗粒递送系统的充分研究的实例。前哨淋巴结可以容易地配制成用于多种应用中,包括生物传感1,化妆品2,和叔herapeutic交付3-7。其效用源于这样一个事实,他们是完全由可再吸收的,无毒的脂质,从而增强了生物相容性。在合成过程中,亲脂性药物可以掺入SLN车辆,从而提高药物的溶解度和适宜用于肠胃外施用。 SLN汽车还有助于稳定封装的治疗,减少其降解和清除,并最大限度地发挥治疗作用。这些车辆特别适合于长效,控制释放制剂由于在体温3,4,8,9其稳定性。重要的是,药物在脂质纳米粒封装改变药物分子的内在药动学曲线。这提供了一个潜在的优点,允许药物具有窄治疗指数的控制释放。的前哨淋巴结-掺入治疗剂的释放速率可以基于所述脂质的降解率或药物扩散速度在调谐脂类基质。

前哨淋巴结通常改造以积聚在特定靶组织。例如,它们的大小(通常大于10nm)potentiates保留在循环中,其中肿瘤组织的泄漏脉管促进沉积。此外,颗粒施用途径已经显示出改变生物分布与潜在的目标特定生理结构如淋巴结10,11。一旦沉积在靶组织,以获得适当的细胞相互作用和纳米颗粒的最终的内化是具有挑战性,因为细胞膜为选择性地控制离子和分子的流入和流出所述单元 12的能力。为了便于细胞吸收,这是可以修改的纳米载体与特定的配体,包括肽,小分子,和单克隆抗体13,14。一些机制,包括被动渗透和纳米粒子的主动运输穿过细胞膜先前已经描述3,12,15。在一般情况下,它已经证明,细胞的纳米粒子相互作用由纳米颗粒的物理化学性质,包括大小,形状,表面电荷和表面化学的影响,除了特定小区参数诸如细胞类型或细胞周期时相12。

先前的调查显示亚10纳米前哨淋巴结的合成使用相转化温度(PIT)17的方法,局部16和生物标志物检测的应用1。这是一个温和的合成方法,其中2的组合物保持不变,同时使温度逐渐变化。加热的溶液连续搅拌下,在冷却至RT的结果中的纳米乳剂。这个过程的结果在前哨淋巴结的合成与较小粒度的1比以前报道使用各种方法对脂质楠的合成oparticles 17-22。所得大小比例,小于20纳米,提供的优点为胞内靶向应用,由于增加的表面积和用于增强细胞相互作用的潜力。

示意图前哨淋巴结,旨在提供一种荧光染料或治疗, 显示在图1的前哨淋巴结组成的脂质内部例如,线性烷)使亲脂性化合物例如,染料或治疗剂)的掺入和表面活性剂外的( 线性离子表面活性剂),四面环水。在这项研究中,前哨淋巴结装载用荧光染料和用作模型来研究粒子 - 细胞相互作用。原代人真皮成纤维细胞和小鼠的树突细胞暴露于染料加载SLN随时间以表征相对于毒性和颗粒摄取的相互作用。甲3-(4,5-二甲基吡啶-2-基)-2,5- diphenylphenyltetrazolium溴化物(MTT)法是utili捷思,以确定合适的剂量水平。荧光显微镜,流式细胞术用来检查颗粒吸收体外两种方法。

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图1.原理SLN的展示的主要成分。 请点击此处查看该图的放大版本。

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方案

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1.处理前哨淋巴结

  1. 前哨淋巴结的合成
    注意:使用PIT方法1,17,20制备亚20纳米前哨淋巴结1。
    1. 使用无菌技术,生物试剂或细胞培养级试剂和消毒材料即,吸液管,刮铲,小瓶 )。
    2. 使用生物安全柜前哨淋巴结的合成( 图2)。
    3. 结合荧光染料的0.6毫克(尼罗红(NIR),NIR浓度约为0.3毫克/毫升)和0.10克Heneicosane(脂质,5重量/重量%的脂质浓度)到小瓶(15ml)中,共熔体在90℃,搅拌。
    4. 添加0.11克聚氧乙烯(10)油基醚(表面活性剂,5.5重量/重量%的表面活性剂浓度)。在90℃和搅拌共熔化所得混合物。
    5. 添加1.79克无菌水到混合物中,加热至90℃,并搅拌直至得到透明纳米乳剂形成。
      注意:在继续搅拌和控制冷却,SLNS创建。这些条件使水包油乳液的反转成油在水中的乳液。亲脂性分子,例如NIR分区到脂质小滴。
    6. 准备在平行的纳米乳剂不添加荧光染料,以充当对照样品。结合0.10克Heneicosane和0.11g聚氧乙烯(10)油基醚到小瓶(15毫升)共熔在90℃,并搅拌。
      1. 添加1.79克无菌水到混合物中,加热至90℃,并搅拌直至得到透明纳米乳剂形成。
    7. 进一步用消毒无菌0.2微米的过滤器每一个纳米乳液。
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    图2.合成前哨淋巴结的。 请点击此处查看该图的放大版本。
  2. 粒度和Polydispersity
    1. 使用动态光散射(DLS)来测量粒径用玻璃试管的前哨淋巴结1和多分散性,并设计用于测量粒度的仪器。
    2. 在此之前的样品的测量结果,测量两个已知标准粒径根据制造商的协议为标准制备和测量。
    3. 填充玻璃试管用1.5ml标准溶液,并使用相同的测量条件样品测量的标准溶液。
      注:上一步重复每个标准。
    4. 测量样品的制备。对于每一个,使用下列实验参数:100秒,水(1.33)的折射率,水粘度的运行时间,在20℃(1.002毫帕·秒)。
      注意:这种技术使用频移的光来测量纳米粒子的尺寸。
    5. 报告的平均粒径杂色的和多分散第一百粒径分布。
  3. 熔点,熔化潜热
    1. 使用差示扫描热量计(DSC)配备有自动取样器和液氮冷却源来调查前哨淋巴结1的热行为。
    2. 吸取所制备的前哨淋巴结成40μl的铝盘的质量为约25毫克,并使用通用的卷曲机压榨,以减少在DSC扫描时水分流失气密地密封盘。
    3. 测量从5至80℃的每个纳米乳剂。
    4. 报告的熔点,并从DSC图,其中,谷表示熔点和区,在DSC图由材料的量除以曲线下的积分熔化的潜热表示熔化的潜热。

与成纤维细胞和树突状细胞2.前哨淋巴结相互作用

  1. 人类纤维原细胞培养
    1. 培养初级人网络成纤维细胞根据制造商的在液体介质中对人真皮成纤维细胞(介质106),补充有低血清生长补充(LSGS)试剂盒的培养说明书。当达到80%汇合维持细胞在湿润气氛中,在37℃,5%的CO 2和传代培养。
    2. 对于这两种MTT法和图像分析,种子细胞在96孔板中,每孔2×10 4个细胞的密度,并允许以平衡在37℃CO / N之前SLN曝光。
    3. 在零时间,稀释在完全培养基前哨淋巴结所指示图4),相对于脂质浓度,并添加每孔10微升的每个复制井在96孔板中。
    4. 维持细胞在37℃,5%的CO 2,在潜伏期。
  2. MTT毒力测定
    1. 后孵育前哨淋巴结的24小时,确定细胞活力使用MTT测定法,根据制造商的协议。
    2. 一旦洗涤细胞并添加新鲜培养基到每个孔中(100μl/孔)。通过在10分钟为70%的甲醇溶液孵育用新鲜培养基更换之前杀死对照孔。
    3. 添加的MTT试剂(每孔10微升)到微孔板的每个孔中,并培育O / N在37℃。
    4. O / N培养后,溶解与所提供的洗涤剂溶液内福尔马肼晶体(每孔100μl)根据制造商的协议。
    5. 3小时温育的在RT后,获得的吸光度值以使用酶标仪570nm处测定波长。
      注意:用于应小于1%(重量/体积)3-(4,5- dimethylthiazolyl-2)-2,5-二苯基四唑鎓溴化物的MTT试剂。
  3. 荧光显微镜
    1. 在以下的成纤维细胞与SLN给药特定的时间点,用无菌磷酸盐缓冲盐水(PBS)洗两次的成纤维细胞和固定10分钟用冷的70%甲醇中。
    2. 10分钟后,使用倒置显微镜替换用PBS,采集图像甲醇,使用带通(BP)五十〇分之六百九十零纳米滤波器集合。
  4. 小鼠骨髓树突状细胞的培养
    1. 诱导小鼠骨髓来源的树突细胞(BMDC)先前所描述的23,24。简言之,将C57BL / 10骨髓100毫米培养皿以2×10 6个/板用重组鼠粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子(GM-CSF,300U / ml)和重组鼠IL-4板单细胞悬浮液(B细胞刺激因子,200U / ml)中。更换介质每3天。
    2. 第7天,以0.5和5.0微克/毫升脂质的终浓度在37℃添加NIR加载前哨淋巴结的菜肴和维持细胞,5%的CO 2培养箱中暴露的希望的长度。
    3. 收集从餐具细胞通过吸所有媒体中的板,它收集在一50ml管中,随后在板的彻底清洗(撞出松散广告海伦特细胞)用5ml磷酸盐缓冲盐水(PBS)中含有4mM乙二胺四乙酸(EDTA)。收集所得到的细胞悬液以相同的50ml管中。
  5. 通过流式细胞仪前哨淋巴结公司注册评估
    1. 确定在点2.4.3中获得的细胞悬浮液的浓度和分布3×10 5细胞成12毫米×75毫米的圆底FACS管。
    2. 通过加入1ml的PBS中,然后离心管5分钟,在400×g离心,在4℃的温度下洗细胞。
    3. 弃去上清,重悬用含有抗CD11c-FITC单克隆抗体(0.25微克/毫升终浓度)加入100μl的PBS / 2mM EDTA的/ 0.1%牛血清白蛋白(BSA)(染色缓冲液)中沉淀。孵育在冰上30分钟,在黑暗中。
    4. 用1毫升的PBS洗涤细胞,然后离心管5分钟,在400×g离心,在4℃的温度下进行。
    5. 弃上清,重悬每个沉淀用400μl的染色缓冲液中。这些细胞现在已经准备好收购用流式细胞仪(可能配有蓝色和红色激光)样品。
    6. 使用流式细胞仪分析软件,通过门控上的CD11c +细胞(FITC阳性)的人口和比较前哨淋巴结相关的荧光强度(在PerCP-经Cy5.5或APC通道上测得)评估前哨淋巴结注册成立由DC的水平。

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结果

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PIT中方法用于合成前哨淋巴结和相转化温度测定利用水浴中。将样品缓慢加热,轻轻搅拌直至溶液呈清晰。相转化温度使用heneicosane脂质所作的前哨淋巴结是45℃。 表1总结了粒径,多分散性,熔点和熔化的前哨淋巴结的潜热。使用上述的加工条件中合成的前哨淋巴结导致控制前哨淋巴结和NIR加载前哨淋巴结用18.59和16.87毫微米的平均粒径并用5.83和4.47,多分散性分别( 见图3)。该前哨淋巴结分散体的稳定性通过粒度超过6天测量在两个不同的存储的温度(4和23℃)进行监测。粒径没有6天以上改变(数据未显示)。

在前哨淋巴结的热行为investig使用差示扫描量ated。合成前哨淋巴结具有的38.0(±0.4)和36.8(±0.2)的熔点℃下的控制前哨淋巴结和NIR加载前哨淋巴结,分别。相反,对于大部分脂质的熔点为40.0℃,表明前哨淋巴结相对于所述本体的脂质的熔点的抑制。正如所料,该限制到小的尺寸和高表面积与体积比压下纳米颗粒熔点1。而且,熔化的控制前哨淋巴结和NIR加载前哨淋巴结的潜热是...

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讨论

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在这项研究中,前哨淋巴结的合成和它们的适用性的细胞内靶向应用进行了探索。这些生物相容性纳米粒子希望作为运载工具多种应用,包括药物输送,基因沉默,和疫苗技术25-30。合成超小型前哨淋巴结用一种简便方法,以及它们与初级皮肤细胞和初级免疫细胞相互作用进行了探讨。前哨淋巴结被设计为包括荧光染料(NIR),其中担任一个模型治疗货物的封装。

PIT中方法来合成SLN,将所得粒子性质(熔点的粒径,多分散性,熔点,和潜热)使用动态光散射和差示扫描量热法进行了评价。粒度和多分散性分析显示窄分子量分布的超小型前哨淋巴结的合成,非常适用于细胞内的目标ing应用。如先前报道,粒度可以发挥上的细胞相互作用12中起重要作用。纳米粒子的尺寸已被证明具有显着的效果,影响吸收效率,内在途径的选择,细胞内定位,和细胞毒性12。一些相对于文献中记载的细胞的纳米粒子的相互作用的总趋势包括:临界尺寸可与纳米粒子的细胞类型和表面特性而变化,并且小纳米颗粒具有较高的概率,以通过被内被动向上取比大12 。在这项研究中的颗粒的热分析显示一个...

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披露

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作者没有什么可透露的。

致谢

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本出版物中报告的研究得到了约翰霍普金斯大学应用物理实验室研究和探索发展部、技术转让办公室和 Stuart S. Janney 奖学金计划的支持,此外还得到了美国国立卫生研究院国家心肺血液研究所的支持,奖励编号为 R21HL127355。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
尼罗红 (NiR)Sigma19123生物试剂,适用于荧光,≥98.0%
二十烷Aldrich28605298%
Brij O10SigmaP6136Brij 97, C18-1E10, 聚氧乙烯 (10) 油醚
SigmaW3500无菌过滤,生物试剂,适用于细胞培养
针头过滤器 0.2 µm Supor 膜低蛋白结合生命科学PN4612非热原
Nanotrac Ultra Microtrac序列号 U1985IS仪器
差示扫描量热仪Mettlet-Toledo仪器
原代人成纤维细胞 Life TechnologiesC-004-5C新生儿 (HDFn)
培养基 106Life TechnologiesM-106-500一种无菌液体培养基,用于培养人真皮成纤维细胞。
低血清生长补充剂试剂盒(LSGS 试剂盒)Life TechnologiesS-003-K完整 LSGS
MTT 细胞增殖测定试剂盒Trevigen4890-025-K敏感试剂盒,用于基于四唑盐、3-[4,5-二甲基噻唑-2-基] -2,5-二苯基-四唑溴化物 (MTT)
Safire2 酶标仪Tecan----仪器
磷酸盐缓冲盐水 SigmaP5493用于分子生物学
鼠 GM-CSF Peprotech315-03>97%,在还原条件下通过 SDS-PAGE 并通过银染观察。
重组鼠 IL-4 Peprotech214-14>97%,在还原条件下通过 SDS-PAGE 并通过银染观察。
还原的细胞增殖重组

参考文献

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  1. Calderon-Colon, X., et al. Synthesis of sub-10 nm solid lipid nanoparticles for topical and biomarker detection applications. J Nanopart Res. 16 (2252), 1-10 (2014).
  2. Patwekar, S., et al. Review on nanoparticles used in cosmetics and dermal products. World Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences. 3 (8), 1407-1421 (2014).
  3. Martins, S., et al. Solid lipid nanoparticles as intracellular drug transporters: An investigation of the uptake mechanism and pathway. International Journal of Pharmaceutics. 430, 216-227 (2012).
  4. Yadav, N., Khatak, S., Sara, U. V. S. Solid Lipid Nanoparticles - A Review. International Journal of Applied Pharmaceuticals. 5 (2), 8-18 (2013).
  5. Weber, S., Zimmer, A., Solid Pardeike, J. Lipid Nanoparticles (SLN) and Nanostructured Lipid Carriers (NLC) for pulmonary application: a review of the state of the art. Eur J Pharm Biopharm. 86 (1), 7-22 (2014).
  6. Mahajan, A., Kaur, S., Grewal, N. K., Kaur, S. Solid Lipd Nanoparticles (SLNs) - As Novel Lipd based Nanocarriers for Drugs. International Journal of Advanced Research. 2 (1), 433-441 (2014).
  7. Buse, J., El-Aneed, A. Properties, engineering and applications of lipid-based nanoparticle drug-delivery systems: current research and advances. Nanomedicine (Lond). 5, 1237-1260 (2010).
  8. Malam, Y., Loizidou, M., Seifalian, A. M. Liposomes and nanoparticles: nanosized vehicles for drug delivery in cancer. Trends Pharmacol Sci. 30 (11), 592-599 (2009).
  9. Lim, S. B., Banerjee, A., Onyuksel, H. Improvement of drug safety by the use of lipid-based nanocarriers. Journal of controlled release : official journal of the Controlled Release Society. 163, 34-45 (2012).
  10. Ali Khan, A., Mudassir, J., Mohtar, N., Darwis, Y. Advanced drug delivery to the lymphatic system: lipid-based nanoformulations. International journal of nanomedicine. 8, 2733-2744 (2013).
  11. Oussoren, C., Storm, G. Liposomes to target the lymphatics by subcutaneous administration. Advanced drug delivery reviews. 50, 143-156 (2001).
  12. Shang, L., Nienhaus, K., Nienhaus, G. U. Engineered nanoparticles interacting with cells: size matters. J Nanobiotechnology. 12, 5(2014).
  13. Joshi, M. D., Muller, R. H. Lipid nanoparticles for parenteral delivery of actives. European journal of pharmaceutics and biopharmaceutics : official journal of Arbeitsgemeinschaft fur Pharmazeutische Verfahrenstechnik e.V. 71, 161-172 (2009).
  14. Torchilin, V. P. Micellar nanocarriers: pharmaceutical perspectives. Pharmaceutical research. 24, 1-16 (2007).
  15. Ashley, C. E., et al. The targeted delivery of multicomponent cargos to cancer cells by nanoporous particle-supported lipid bilayers. Nature materials. 10, 389-397 (2011).
  16. Patchan, M., et al. Nanotech; Nanotechnology 2013: Bio Sensors Instruments, Medical, Environment and Energy; Chapter 3: Materials for Dru., and Gene Delivery. Nanobandage for controlled release of topical therapeutics. 3, 255-258 (2013).
  17. Forgiarini, A., Esquena, J., Gonzalez, C., C, S. Formation and stability of nano-emulsions in mixed nonionic surfactant systems. Trends in colloid and interface science XV. Progress in Colloid and Polymer Science. Koutsoukos, P. 118, Springer Berlin. Heidelberg. 184-189 (2001).
  18. Nantarat, T., Chansakaow, S., Leelapornpisid, P. Optimization, characterization and stability of essential oils blend loaded nanoemulsions by PIC technique for anti-tyrosinase activity. International Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences. 7, 308-312 (2015).
  19. Sevcikova, P., Vltavska, P., Kasparkova, V., Formation Krejci, J. Characterization and Stability of Nanoemulsions Prepared by Phase Inversion. Proceeding MACMESE'11 Proceedings of the 13th WSEAS international conference on Mathematical and computational methods in science and engineering, , 132-137 (2011).
  20. Forgiarini, A., Esquena, J., Gonzalez, C., Solans, C. Studies of the relation between phase behavior and emulsification methods with nanoemulsion formation. Trends in colloid and interface science XIV. Progress in Colloid and Polymer Science. Buckin, V. 115, Springer. Berlin Heidelberg. 36-39 (2000).
  21. Forgiarini, A., Esquena, J., Gonzalez, C., Solans, C. Formation of nano-emulsions by low-energy emulsification methods at constant temperature. Langmuir. 17 (7), 2076-2083 (2001).
  22. Cabone, C., Tomasello, B., Ruozi, B., Renis, M., Puglisi, G. Preparation and optimization of PIT solid lipid nanoparticles via statistical factorial design. Eur J Med Chem. 49, 110-117 (2012).
  23. Raimondi, G., et al. Mammalian Target of Rapamycin Inhibition and Alloantigen-Specific Regulatory T Cells Synergize To Promote Long-Term Graft Survival in Immunocompetent Recipients. J Immunol. 184, 624-636 (2010).
  24. Jhunjhunwala, S., Raimondi, G., Thomson, A. W., Little, S. R. Delivery of rapamycin to dendritic cells using degradable microparticles. J Control Release. 133 (13), 191-197 (2009).
  25. Kapse-Mistry, S., Govender, T., Srivastava, R., Yergeri, M. Nanodrug delivery in reversing multidrug resistance in cancer cells. Front Pharmacol. 5 (159), 1-22 (2014).
  26. Musacchio, T., Torchilin, V. P. Recent developments in lipid-based pharmaceutical nanocarriers. Front Biosci (Landmark Ed). 1 (16), 1388-1412 (2011).
  27. Cerpnjak, K., Zvonar, A., Gašperlin, M., Vrečer, F. Lipid-based systems as a promising approach for enhancing the bioavailability of poorly water-soluble drugs). Acta Pharm. 63 (4), 27-445 (2013).
  28. Rodrìguez-Gascòn, A., Pozo-Rodrìguez, A., Solinìs, M. A. Development of nucleic acid vaccines: use of self-amplifying RNA in lipid nanoparticles. Int J Nanomedicine. 9, 1833-1843 (2014).
  29. Almeida, A. J., Souto, E. Solid lipid nanoparticles as a drug delivery system for peptides and proteins. Adv Drug Deliv Rev. 59, 478-490 (2007).
  30. Pardeshi, C., et al. Solid lipid based nanocarriers: an overview. Acta Pharm. 62, 433-472 (2012).
  31. Attama, A. A., Momoh, M. A., Builders, P. F. Lipid Nanoparticulate Drug Delivery Systems: A Revolution in Dosage Form Design and Development. Recent Advances in Novel Drug Carrier Systems. Sezer, A. D. , 107-140 (2012).

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MTT

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