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清醒啮齿类动物肾功能的经皮评估

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DOI：

10.3791/53767

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2016年3月26日

 ,  , 
1Medical Research Center, Medical Faculty Mannheim, University of Heidelberg

本文内容

摘要

肾小球滤过率（GFR）的测定是评估整体肾功能的金标准。然而，传统的检测方法操作繁琐，且需要投入大量时间。本文介绍一种更快捷、微创的经皮测定GFR的方法。

摘要

肾小球滤过率（GFR）是评估整体肾功能的金标准。然而，传统的GFR评估方法繁琐且耗时。此外，需要连续采集血液或尿液样本，给实验动物带来相应的应激反应。一种较新的技术显著减少了时间和资源的投入，在保证与传统方法同等有效性的同时，降低了侵入性并减轻了动物的应激。该方法通过皮肤无创检测肾功能。利用光学设备和外源性肾标记物异硫氰酸荧光素（FITC）-辛酰精氨酸，该技术能够通过皮肤测量标记物的清除动力学。由于无需采集血液或尿液样本，也无需进行相应的实验室检测，经皮测量的结果几乎可即时获得。该方法已在不同物种中得到验证，并成功应用于多种肾脏病理模型。此外，由于其微创特性，适用于在同一动物个体中进行多次连续测量。本文提供了一套详细的经皮评估啮齿类动物肾功能的操作方案。

引言

肾小球滤过率（GFR）是评估整体肾功能的最佳参数。测定GFR的金标准依赖于外源性肾脏标志物的尿液或血浆清除率，例如菊粉1。然而，这些方法耗时且操作复杂，需要连续采集血液和/或尿液样本，并在后续进行实验室分析。此外，这些方法具有侵入性，对动物造成较大应激，限制了测量的次数和频率。尽管已开发出多种替代方法以简化传统的GFR测定流程，但这些方法仍依赖于尿液和血浆采样2-4和/或需要深度麻醉5,6，而深度麻醉已知会影响肾脏的血流动力学和功能7,8。代谢终产物如肌酐也广泛用于评估肾功能。然而，已知这些内源性标志物的准确性并不理想，而且分析时同样必须采集尿液或血液样本。

本文介绍一种经皮评估清醒动物肾功能的方法。该方法比传统方法更简便、快速，且仅具有轻微侵入性。通过使用微型光学装置和外源性肾功能标记物异硫氰酸荧光素-支链淀粉（FITC-支链淀粉），该技术几乎可实时测定肾功能，无需采集血浆或尿液样本，也无需通过手术插管给予试剂。由于具有这些特点，该方法适用于在同一动物体内进行连续多次测量。

FITC-辛丝林是一种可自由通过肾小球滤过的肾脏标志物，不会被肾小管重吸收或分泌。该微型化设备的光学部分由两个发光二极管（LED）组成，用于激发注入体内的标志物，并通过一个光电二极管检测经皮肤发射出的荧光。记录的数据存储在设备内置的内存中，可用于生成FITC-辛丝林的消除动力学曲线。设备由一块小型可充电锂电池供电。有关该设备及其各个组件的更详细信息，请参见Schreiber et al.9。该设备可通过带有透明窗口的双面粘性贴片轻松固定在动物体表，透明窗口用于容纳光学元件。记录周期结束后，结果即可立即获得。

通过本文提供的方法与实验方案，我们介绍了一项极具前景的技术，该技术不仅可在科研领域，也可在临床领域取代当前测定肾小球滤过率（GFR）的金标准方法。

方案

根据国家规定进行了开发本方案所必需的实验，并获得了当地伦理科学委员会（Regierungspräsidium Karlsruhe）的批准。

1. 荧光素标记左旋菊粉注射液的制备

  1. 将FITC-sinistrin溶解于生理盐水中，配制储备液。小鼠推荐剂量为每100克体重7.5 mg FITC-sinistrin，大鼠推荐剂量为每100克体重5 mg FITC-sinistrin。对于小鼠，应配制浓度为15 mg/mL的FITC-sinistrin储备液；对于大鼠，则应配制浓度为40 mg/mL的储备液。
    注意： FITC-sinistrin储备液可预先配制，并于-20 °C避光保存。

2. 动物准备

  1. 实验前至少对动物进行一周的适应性饲养。
  2. 使用5%异氟烷（5 L/min氧气）对动物进行麻醉2 流速持续2分钟。
  3. 通过观察动物呼吸是否变得缓慢而深沉，并通过检查脚趾无反应来确认动物已充分麻醉。
  4. 动物入睡后，将麻醉剂调整为2.5%异氟烷，氧气流速保持2 L/min2 递送速率并测量体重。
  5. 使用电动剃毛器去除动物背部 flank 部位的毛发。剃毛范围应略大于双面 adhesive patch 所覆盖的区域，该贴片尺寸为 3 cm × 6 cm。
  6. 随后涂抹脱毛膏，作用短时间（2-3 分钟），以去除残留的毛发。
  7. 彻底清洗该区域，直至完全去除乳膏，因为乳膏本身可能具有荧光性。
    注意： 避免刮伤动物皮肤，以免引起刺激或水肿。如果脱毛区域皮肤出现色素沉着，应扩大剃毛范围，直至找到适合设备光学部分接触的无色素沉着区域。建议提前24小时剃毛，以尽量减少麻醉暴露时间。

3. 设备准备

  1. 将用于测量肾功能的光学装置放置在双面 adhesive 贴片的一侧，使光学部分位于透明窗口上方（图1），另一侧保留保护膜。
    注意： 在操作小鼠等小型啮齿类动物时，应将贴片尺寸减小，如 图2 所示。
  2. 按照 图3 所示，将一块尺寸匹配的双面 adhesive 贴片粘附在电池上。

4. 将装置固定在动物身上

  1. 根据动物体重计算合适的注射体积。
  2. 按照之前第2.1-2.3节所述方法，使用异氟烷对动物进行麻醉。
  3. 剪取一段管状弹性纱布绷带，其长度比即将使用的双面粘性贴片的宽度长约1 cm。
  4. 将弹性纱布绷带从动物头部套入，并将其置于动物背部，使已剃毛的区域暴露在外。
    注意：也可仅使用胶带固定装置，但需注意避免对装置施加过度压力。
  5. 通过将电池连接器插入装置上的对应接口，将电池连接至装置。随后，撕下贴片上的保护膜，并将电池安装在装置的上表面（图4A）。通过检查装置是否开始闪烁，确认电池已正确连接。
    注意：在大鼠中，电池也可直接贴附在粘性贴片上，紧邻装置放置（图4B）。
  6. 移除带有工作装置的贴片上的保护盖，将其放置于动物背部已剃毛的区域，并用手固定边缘，直至其完全牢固贴合。
  7. 用管状弹性纱布绷带覆盖装置，并将其粘贴至贴片的粘性表面（图5）。
  8. 将管状绷带在动物腹部适度拉伸，确保四肢可自由活动。
  9. 为更好地固定和保护装置，可沿装置外形贴上一条胶带，并覆盖电池的导线部分。
  10. 测量背景信号1至3分钟，期间避免对装置施加压力。

5. FITC-辛丝汀给药与检测步骤

  1. 如有必要，在注射前使用温水或在整个操作过程中使用温控 加热板对动物尾部进行预热。
  2. 通过尾静脉注射适量体积的 FITC-sinistrin 储存液。注射体积取决于动物体重，因此必须根据第 1.1 节中所述的所需剂量和储存液浓度，为每只动物单独计算。
  3. 确保所有 FITC-sinistrin 溶液均静脉内注射，而非皮下注射。
    注意： 也可通过预先植入并在颈背部穿出的静脉导管对啮齿类动物给药，或通过小鼠的眼后静脉注射给药。
  4. 小心将动物放回其饲养笼，避免剧烈移动或对设备施加压力，以防引入运动伪影。
  5. 将饲养笼置于安静处，避免干扰动物。
  6. 若使用小鼠，测量时间应至少持续 1 小时；若使用大鼠，则应持续 2 小时。在此期间，光学设备将透过皮肤检测 FITC-sinistrin 发出的荧光。
    注意： 记录期间，动物必须单独饲养。此外，需移除供水装置以及金属网盖等突出结构，以防止电子设备受损及因碰撞物体而产生运动伪影。

6. 设备移除

  1. 记录期结束后，在无麻醉状态下移除设备；但如有需要，可在5 L/min氧气流速下使用低于5%的异氟烷对动物进行短暂麻醉2 2分钟内的给药速率
  2. 先小心地取下胶带，再取下管状绷带。
  3. 轻轻将双面胶贴从皮肤上剥离，并将动物放回其正常的饲养笼中。

7. 数据读取

  1. 断开设备上的电池并移除粘性贴片。
    注意： 数据将保存在设备中，直到开始新的测量。当电池重新连接时，设备中存储的数据将被新的记录覆盖。因此，在从设备下载数据之前，请勿重新连接电池。系统设有10秒的宽限期，以应对电池的意外重新连接。
  2. 使用 micro USB 线缆将设备连接至计算机，并使用配套软件下载数据。输出文件为 .csv 格式，可用电子表格程序打开和编辑。
  3. 使用光学设备专用软件打开数据文件，并根据软件操作流程生成清除动力学曲线。
  4. 按照光学设备提供的说明分析曲线。简要而言，在数据分析时，需设定给予 FITC-sinistrin 前测得的背景信号，并标记示踪剂指数排泄相的起始点，该时间点在小鼠和大鼠中通常分别出现在推注给药后15分钟和45分钟。
    注意： 软件将根据单室模型自动显示 FITC-sinistrin 的半衰期（t1/2）及相应的 R2 值。可通过转换系数利用 t1/2 计算肾小球滤过率（GFR）9,10。

结果

经皮测量装置的设置非常简单快捷：将设备放置于双面粘性贴片上（图1）并在必要时调整大小（图2），电池被制备（图3）并连接（图4).

该评估肾功能的方法已通过与传统血浆清除率方法的比较，在不同物种中得到验证9,11,12。Schreiber et al. 依据本文所述方案，在多种小鼠模型中验证了该技术的有效性，结果显示经皮测量与血浆清除率在所有研究组别中均具有高度可比性（表1）9。本研究中，所获得的 t1/2 通过小鼠特异性的半经验转换系数转换为肾小球滤过率（GFR）。

使用不同品系的小鼠也已证实经皮评估肾功能的一致性。在同一动物中3天内进行的连续测量显示变异系数为3.0-6.2%13。本研究中未转换为肾小球滤过率（GFR），结果直接以t1/2表示并进行解读。

几乎能够实时获得结果是该方法的一大优势。记录期结束后，结果可立即用于分析，配套软件会即时显示荧光素标记辛斯特林（FITC-sinistrin）的排泄曲线（图6）。在同一软件中可获得FITC-sinistrin的半衰期（t1/2），该参数可直接用于评估肾功能，或进一步换算为肾小球滤过率（GFR）。图7展示了肾功能受损动物经皮测得的FITC-sinistrin排泄曲线的典型形态。当肾功能受损时，由于该物质排泄减少，FITC-sinistrin的t1/2延长，排泄曲线的形态也随之改变。通常情况下，测得的曲线无法恢复至本底水平，曲线下面积增大。在同一动物中，从损伤前到损伤后的测量过程中，由于标记物因排泄减少而蓄积，最大荧光强度可能升高。在肾功能衰竭的情况下，经皮测得的FITC-sinistrin排泄曲线可能呈现稳态，反映出肾功能严重受损（图7B）。

在多种不同健康状况的啮齿类动物品系中使用该微型化装置的结果表明，该技术足以灵敏地检测到由肾脏疾病和衰老引起的变化。表2总结了迄今为止采用该方法研究的小鼠模型。

DNA测序流程图，包含芯片和微阵列分析通路。
图1. 设备在双面粘性贴片上的放置方式。 设备安装在粘性贴片上，将其光学部分对准透明窗口。

可穿戴传感器的制备，图A显示裁剪材料，图B显示组装好的器件。
图2. 为小型啮齿类动物适配粘贴式传感器贴片。 在小型动物上使用时，建议减小贴片尺寸。A：使用器件作为模板，准确裁剪贴片。B：获得所需尺寸后，可将器件放置于贴片的粘性表面。请点击此处查看该图的放大版本。

电池组装过程，包括切割、叠层和连接步骤；实验准备。
图3. 电池的制备。 为将电池连接至装置，剪下一小块双面 adhesive patch（A 和 B），并将其贴在电池表面（C）。请点击此处查看该图的放大版本。

电池设备原型，可见电路板，显示组装变化，电子设计研究。
图 4. 测量过程中电池的连接与放置方式。（A）在小鼠等小型啮齿类动物中，由于空间有限，电池必须放置在设备顶部。（B）在较大的动物中，电池可放置在设备旁边。请点击此处查看该图的放大版本。

可穿戴式生物传感器原型在大鼠上的应用；生物医学研究、监测、健康数据分析。
图 5. 大鼠身上管状弹性纱布绷带的放置方式。 管状绷带应覆盖双面胶贴片，同时不得妨碍四肢的自由活动，以确保动物的舒适性。请点击此处查看该图的放大版本。

显示光谱学中瞬态吸收数据分析的光谱拟合图。
图 6. FITC-蜗牛糖酐消除曲线的代表性图像。 由 FITC-蜗牛糖酐产生的信号通过皮肤检测，并存储在设备的内部存储器中。当记录的数据被下载到计算机上时，软件会生成一条与图中所示相似的曲线。Y 轴显示注射的 FITC-蜗牛糖酐标记物发出的记录荧光强度 [AU]，X 轴表示测量持续的时间 [min]。请点击此处查看该图的放大版本。

瞬态吸收光谱图；时间、强度数据分析。
图7. 肾功能受损动物中FITC-辛丝林消除曲线的代表性图像。（A）肾功能减退动物中的FITC-辛丝林消除曲线通常表现为曲线下面积增大，并且在正常测量时间内无法回到基线水平。（B）在严重肾功能受损的动物中，经皮测得的曲线可能呈现稳态，提示肾衰竭。请点击此处查看该图的放大版本。

小鼠模型GFR数据；经皮测量与血浆测量对比；对比图表；健康、单侧肾切除（UNX）、pcy模型。
表1. 通过与传统血浆清除法比较验证经皮测量法。 通过与血浆清除法比较，已在不同类型的小鼠模型（健康的、单侧肾切除（UNX）的C57BL/6-129 SV小鼠以及肾单位肾病（pcy）小鼠模型）中验证了经皮测量肾功能的准确性。数据以均值±标准差表示。GFR，肾小球滤过率9。

小鼠和大鼠品系表格；包含健康状况、品系名称、参考文献引用。
表 2. 使用经皮测量方法研究的小鼠模型。 UNX，单侧肾切除；ACE，血管紧张素转换酶；Tgumodwt/wt，转基因尿调节蛋白敲除；SD，Sprague Dawley 大鼠；PKD，多囊肾病。

讨论

本文描述了使用微型化设备和外源性肾脏标志物FITC-肾异构体（FITC-sinistrin）在清醒啮齿类动物中测定肾功能的方法。如前所述，与传统的尿液和血浆清除率方法相比，该方法具有多项优势。其中之一是无需采集血液和尿液样本，从而在耗材、时间以及动物应激方面显著节省。

如表2所示，外源性肾功能标记物FITC-海葱素及其经皮消除动力学的测定可用于研究肾脏病理对肾功能的影响9,10,14-18。为评估血浆清除率或肾脏疾病生物标志物而进行的系列血液样本采集，对动物而言具有应激性，对研究人员而言则繁琐且耗时。因此，由于动物福利和方法学的限制，同一动物体内的连续测量受到制约。经证实，经皮测量在同一只动物体内具有良好的重复性13，使其成为检测因疾病进展或衰老所致肾功能变化的理想方法。基于相同原因，该方法也可用于评估治疗干预措施的有效性。

成功应用该技术的两个关键步骤是将光学设备固定在动物体上以及正确给予标记物。必须适当地固定设备，以避免运动伪影。为此，防止双面粘性贴片的反复粘贴与撕除至关重要，因为这可能导致其失去粘性，最终造成设备在动物体上固定不当。如实验方案中所述，使用胶带覆盖光学设备以实现固定和保护，是确保设备充分固定的高效方法。进行荧光素标记的右旋甘露醇（FITC-sinistrin）团注时，必须确保所有物质均通过静脉注射，而非皮下注射。若标记物误入皮下组织，FITC-sinistrin 自身的颜色会在动物尾部周围形成黄色环状区域，易于识别。皮下注射通常表现为更平缓的曲线以及标记物排泄时间延长。该方法可能存在的局限性更多与所使用的标记物有关，而非技术本身。 本身当动物皮肤存在水肿时，不建议采用经皮评估肾功能的方法，因为水肿会增加一个额外的隔室，从而改变FITC-肾抑素的排泄动力学。同样，由于FITC-肾抑素与黑色素的激发和发射光谱存在重叠，色素沉着的皮肤可能限制该技术的应用。然而，对于皮肤呈斑块状色素沉着的动物，可通过将设备的光学部分置于无色素沉着区域来解决这一问题。

可以通过修改经皮肾功能评估的不同方面，使该方法适用于不同动物物种和/或研究方法。例如，可根据实验目的以及不同物种或动物模型，调整推荐的FITC-肾抑素剂量或测量时长。该方法的适应性已在其成功应用于多种啮齿类动物及具有不同健康状况的多个品系中得到证实。此外，经皮肾功能评估最近在犬和猫中也得到了验证12，结果非常理想。由于这些动物与啮齿类动物之间存在明显差异，该研究确定了适用于犬和猫的合适FITC-肾抑素剂量，并采用了更长的测量时间，即4小时，而非常用于啮齿类动物的1至2小时。

综上所述，该技术的应用有助于我们更准确地了解肾脏病学领域的相关问题，包括更深入地理解肾脏疾病的发展进程以及治疗措施的效果。经皮评估肾功能的特点使其成为未来适用于人类医学和兽医学临床领域的一种合适技术，应被视为一种有望替代传统方法的新兴技术。

披露

NG 拥有 FITC-sinistrin 制备方法的专利。

致谢

ZHP 得到了玛丽·居里项目 NephroTools 的支持。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
NIC-肾脏设备Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH软件、电池和充电器将随设备一并提供。订购请通过 info@mapdiagnostics.com
荧光素标记的辛尼司丁（FITC-sinistrin）Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH订购请通过 info@mapdiagnostics.com
双面粘性贴片Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH订购请通过 info@mapdiagnostics.com
Isis 啮齿类电动剃毛器Braun Aesculap GT420
异氟烷（Isoflurane）Abbott GmbH PZN4831850
Leukosilk 粘性胶带BSN medical102200
管状弹性纱布绷带 MaiMed Medical GmbH73012有多种尺寸可供选择。建议小鼠使用1号尺寸。
Veet 脱毛膏Reckitt BenckiserPZN7768307推荐使用适用于敏感肌肤的配方，对动物皮肤更温和。
Micro USB 数据线SamsungAPCBU10BBE
Deltajonin 生理溶液AlleMan Pharma GmbH3366954也可使用生理盐水或PBS 

参考文献

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