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方法文章

用于水文、地球化学与微生物学耦合研究的土壤溶滤器采样

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DOI:

10.3791/54536

2016年9月11日

本文内容

摘要

本研究介绍了一种用于研究土壤渗漏计中地下水分、地球化学及微生物异质性的挖掘方法。该渗漏计模拟了一个最初处于均质条件的人工坡面,在18个月期间经过八次灌溉,累计接受了约5,000 mm的水量。

摘要

研究自然景观地下环境中水文过程与生物地球化学过程的协同演化,有助于加深对耦合地球系统过程的理解。此类知识对于提升水文-生物地球化学循环预测能力至关重要,尤其是在气候变化情景下。本文介绍一种实验方法,旨在捕捉初始均质土壤系统在演化过程中产生的地下异质性。该方法基于对一个用于模拟小尺度坡地的称重式土壤渗漏仪进行破坏性取样。一个容积为一立方米的称重渗漏仪被划分为若干区段(体素),并逐层挖掘,从每个体素中采集子样品。该挖掘过程旨在通过重点评估土壤的水文、地球化学和微生物特性在空间上的分布,来检测系统初期异质性的形成。对若干理化变量的代表性测试结果表明,异质性已开始发展。后续将进一步开展工作,检验水文、地球化学与微生物特征之间的相互作用,以解释所观察到的模式。本研究还展示了在不同环境条件和尺度下,开展类似挖掘实验以观测和量化土壤发育不同方面的可行性。

引言

土壤和景观的演化受到物理、化学和生物过程之间复杂相互作用的共同影响1。水流、地球化学风化作用以及生物活动共同塑造了景观向稳定生态系统发展的总体过程2,3。尽管地表变化是景观最显著的特征4,但要理解塑造景观的深层驱动力,关键在于认识地下区域中水文、地球化学和微生物过程的累积效应2。未来气候变化扰动情景进一步增加了景观演化可预测性和演化模式的不确定性5。因此,将小尺度过程与其在景观尺度上的宏观表现相联系成为一项挑战6。传统的短期实验室实验,或在初始条件未知且外力随时间变化的自然景观中开展的实验,难以捕捉景观演化的内在异质性。此外,由于系统中存在强烈的非线性耦合作用,难以通过水文模型预测异质系统中的生物地球化学变化7。本文介绍一种新颖的实验方法,用于挖掘具有已知初始条件、完全受控并可实时监测的土壤坡面。我们的挖掘与采样程序旨在捕捉坡面沿长度和深度方向发育过程中的异质性变化,目标是提供一套综合数据集,用以研究水-生-地-化学相互作用及其对土壤形成过程的影响。

自然界中的水文系统在时间上远非静态,其水文响应的变化发生在广泛的时空尺度上3。景观中水流路径的空间结构决定了驱动风化作用的地球化学反应和生物定殖的速率、范围和分布,同时也影响溶质和沉积物的迁移与沉淀,以及土壤结构的进一步发育。因此,有研究建议将土壤学、地球物理学和生态学的知识融入水文过程的理论与实验设计中,以提升水文预测的准确性8,9。景观演化还受到地下生物地球化学过程与水动力、土壤发育过程中的元素迁移,以及矿物表面与空气、水和微生物反应所引发的矿物学转化的共同影响10。因此,研究在不断演化的景观中地球化学热点区域的形成具有重要意义。此外,为了理解复杂景观演化的动态过程,必须将初始土壤形成过程中的地球化学风化模式与水文过程及微生物特征联系起来。土壤发生的具体过程受气候、生物输入、地形和时间对特定母质的综合作用所支配。本实验旨在研究在母质、气候和时间保持恒定的条件下,由地形(包括坡度和深度)相关的水文和地球化学变异所主导的母质风化异质性,以及由环境梯度(氧化还原电位)驱动的微生物活性相应变化。就微生物活性而言,土壤微生物是关键组分,对景观稳定性具有深远影响11。它们在土壤结构、养分的生物地球化学循环以及植物生长中发挥着至关重要的作用。因此,有必要理解这些生物作为风化、土壤发生和景观形成过程驱动因子的重要性,同时识别水文流动路径和地球化学风化对微生物群落结构和多样性的反向影响。这可以通过研究一个正在演化的景观中微生物群落多样性的空间异质性来实现,该景观的水文和地球化学特征也正被同步研究。

本文介绍一种土壤渗漏计的挖掘方法,该渗漏计在操作上命名为miniLEO,旨在模拟位于亚利桑那大学生物圈2号(Biosphere 2)内的景观演化观测台(Landscape Evolution Observatory, LEO)所使用的大型零级流域模型。miniLEO的设计目的是识别由累积性异质水文-生物-地球化学过程引起的小尺度景观演化模式。该渗漏计长2米、宽0.5米、高1米,坡度为10°(图1)。此外,渗漏计的壁面经过隔热处理,并涂覆了不可生物降解的双组分环氧底漆以及填充集料的脂肪族聚氨酯涂层,以避免渗漏计框架中的金属成分对土壤造成潜在污染或浸出。渗漏计中填充的材料为破碎的玄武岩,采自美国亚利桑那州北部梅里亚姆火山口(Merriam Crater)相关的晚更新世火山碎屑沉积物。所用玄武岩材料与大型LEO实验中使用的材料完全相同。其矿物组成、颗粒粒径分布及水力特性由Pangle 12进行了描述。渗漏计的坡下渗水面衬有带孔塑料筛网(孔径0.002米,孔隙率14%)。该系统配备了多种传感器,包括土壤含水量传感器和温度传感器、两种类型的水势传感器、土壤水样采集器、液压称重平衡装置、电导率探头以及压力传感器,用于测定地下水位高度。在挖掘前,该渗漏计已持续进行灌溉18个月。

挖掘工作采用精细的方法,旨在回答两个广泛的问题:(1)在模拟降雨条件下,沿坡面长度和深度方向上可观察到哪些水文、地球化学和微生物特征;(2)是否能够从这些独立的特征中推断出坡面发生的不同水-生物-地球化学过程之间的关系与反馈机制。本文在介绍实验装置和挖掘流程的同时,提供了代表性数据,并为有兴趣研究耦合地球系统动力学和/或土壤发育过程的研究人员提出了如何应用类似挖掘方案的建议。

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方案

1. 设计取样矩阵以确保对溶滤器进行系统且全面的取样

  1. 将蒸渗仪划分为固定长度、宽度和深度的体素。
    1. 使用欧几里得空间坐标系,并将每个方向(X、Y 和 Z)上的总距离划分为适当数量的等间距区间。考虑舍弃渗滤仪壁附近的土壤,以避免边界效应。
      注意:本实验在四周墙壁处采用5 cm的缓冲区,以避免边界效应,同时确保采集的土壤体积充足。
    2. 为每个样本分配唯一的 XYZ 坐标位置,并将其标识为体素。
      注:在此挖掘过程中,X 表示沿坡面宽度方向的位置,Y 表示沿坡面长度方向的位置,Z 表示沿坡面深度方向的位置。各维度内区间大小决定了体素的宽度、长度和深度。 图2 显示在确定间距间隔以及选定XYZ坐标系原点后,裂解仪的划分情况。当前挖掘方案中,Y和Z方向各有9个间隔,X方向有4个间隔,共生成324个体素,每个体素尺寸为10 cm × 20 cm × 10 cm(图3).
      注意:所选的采样策略可确保对整个系统进行均匀采样,同时将对传感器的损伤降至最低。每个体素(1–2 cm)的边界区域均被舍弃,以避免邻近体素间的交叉污染。此外,体素的尺寸设计可保证每个体素内有足够的土壤样品,用于微生物学、地球化学和水文学分析所需的样本采集。

静态平衡,载荷测试装置,实验设备,结构稳定性评估
图1. 裂解仪侧视图。 从渗流面观察的渗漏计视图。沿坡面可见三个传感器区域(白色PVC管),以及四个角落的喷灌系统。

具有边界和碎石渗流面的渗流模拟示意图;x-y 和 z-y 网格布局。
图2. 取样方案。 沿XYZ方向的渗漏计采样方案 A. X 维度将宽度分为 4 个部分,每部分 10 cm,而 Y 维度将长度分为 20 cm。 B. Z 维度表示深度,被划分为 9 层,每层深度为 10 cm。在渗滤仪边缘周围划定 5 cm 的边界区域,以避免采集可能受边界效应影响的样品。 请点击此处下载该文件。

土壤样品示意图;展示地球化学研究中的饱和导水率(Ksat)、容重及微生物学样品核心
图3. 体素的三维表示。 沿称重式蒸渗仪XYZ平面的一个体素可视化示意图。整个坡面被划分为324个体素,每个体素代表一个独立的采样单元。 请点击此处下载该文件。

2. 添加诱惑红FCF染料以追踪斜坡中的水分渗透

  1. 在土壤表面施加亮蓝染料,覆盖沿Y方向表面顶部105 cm的区域。用塑料薄膜覆盖其余土壤。
    1. 选择一个浓度(此处为10 g/L),以确保与黑色玄武岩土壤形成明显对比。将染料加入灌溉系统储罐中,并用水稀释至所需浓度。
    2. 根据灌溉系统提供的速率以及期望的入渗锋深度来确定灌溉持续时间。
      注意:本研究中,采用 30 mm/hr 的灌溉速率为 20 分钟(图4在挖掘前进行检测被认为足以识别最初几厘米深度内水分渗透的非均质模式。
    3. 染料施加后,需等待足够时间,直至渗入停止且溶质渗漏仪内部的水分状态达到平衡。本研究中,染料施加后与挖掘前间隔10小时(过夜)是适宜的。

3. 体素的划分

  1. 沿斜坡长度方向固定卷尺,以提供测量参考 原位 用于在划定体素时提供引导的参考系统。
  2. 借助卷尺标记每个土壤体素的尺寸。使用铝刃挡板和塑料刮刀为每一层绘制网格线。图4)。弃去边界材料(距每侧壁 5 cm 处,以避免边界效应)。

用于泥沙输运研究的水力模型设置;配备传感器与水流的实验室实验。
图4. 裂解仪的顶视图。 此图显示了第2层染色后的表面(深度10 cm)。土壤表面绘制的采样辅助网格清晰可见,微生物样品采集后每个体素位置的钻孔区域也可观察到。

4. 微生物学样本采集

  1. 在进行水文和地球化学分析之前,须无菌采集每个体素的微生物样品,以防止样品间的交叉污染。所有参与挖掘的人员均需佩戴新的手套,以减少人体皮肤带来的污染。
  2. 使用直径1 cm、高20 cm的土壤取样器和一把薄 spatula 进行微生物样品采集。用蒸馏水清洗取样器和 spatula,以干净擦拭纸擦干,并用喷雾瓶喷洒75%乙醇进行冲洗。让取样器和 spatula 自然风干。
  3. 记录每个样品的采集时间。使用取样器在每个体素位置垂直钻取10 cm深度的土壤,并用刮铲将土壤样品转移至预先灭菌的塑料袋中图5)。注意在放置样品前再打开袋子。用手充分混匀样品袋中的内容物。
  4. 采样期间将样本袋存放在冰盒中,并尽快转移至 -80 °C 冷冻机

土壤采样过程;沉积物岩心提取;实验;岩土分析准备
图5. 微生物学样本采集。 此处展示的是微生物采样过程中使用的小型手持式采样钻(20 cm × 1 cm)、无菌袋和刮铲。 请点击此处下载此文件。

5. 地球化学与水文样品采集

  1. 在挖掘过程中,对观察到染料的深度处,于X和Y平面拍摄染色区域的照片。使用色卡为所观察到的颜色提供参照。图6)。确保有适当的自然光照,以准确记录颜色强度。
  2. 每日开始测量前校准便携式X射线荧光光谱仪(pXRF)。校准与测量的具体操作详见仪器制造商说明书13 (图7)。简言之,将仪器放置于支架上,并使光束窗口正对出厂时的金属珠。选择“Cal”并等待30秒,以完成校准。
    1. 每次测量前清洁光束窗口。在每个体素表面的不同位置测量三次。将pXRF仪器放置在土壤表面,等待90秒以完成测量。
      注意:X射线可在光束方向上穿透较长距离。因此,必须确保仅由经过培训的人员操作设备,并严格遵守适当的安全规程。

沉积物沉积分析装置;带有颜色校准卡的实验流动通道
图6. 用于观察染料渗透的比色卡 使用色卡作为参照,对每个可见染料渗透的位置进行拍照记录。 请点击此处下载该文件。

便携式XRF分析仪用于土壤分析;用于材料成分研究的光谱学工具。
图7. 便携式X射线荧光光谱仪 手持式pXRF置于体素表面。在每个体素表面的三个不同位置进行测量,然后取平均值。

  1. 清洁的金属环刀(高 = 3 cm,直径 = 5.7 cm)和聚碳酸酯环刀(高 = 6 cm,直径 = 5.7 cm),分别用于目标像元的容重(BD)和饱和水力传导度(Ksat)测定图8).
  2. 将金属探针和聚碳酸酯探针(垂直Ksat)垂直插入目标体素中,注意避免损坏传感器或传感器导线。操作时应使用锤子轻轻将探针敲入土壤,并在探针与锤子之间垫上木块等平整表面,以尽量减少对土壤的扰动。此外,当探针插入至一半深度时,在第一根探针上方放置第二根探针,并在第二根探针上方放置木块,继续轻敲木块,直至第一根探针完全嵌入土壤,且探针边缘仍保持可见。
  3. 随着逐层开挖暴露土体的侧表面,插入水平Ksat测定用土芯。使用步骤5.4中提到的木块和第二个土芯,以尽量减少压实。
  4. 注意确保在采集地球化学样品前,所取样体素与边界及邻近体素相互隔离。为此应使用塑料刮刀,随后用手持镘刀在金属或聚丙烯取芯管周围采集土壤样品,装入标记好的地球化学(GC)样品袋中,直至取芯管可轻松取出(例如, 图9a,b).

土壤压实试验装置;包括放置在碎石上、靠近标尺的金属和塑料圆筒。
图8. 容重与水力传导率测定用土样。 聚丙烯取样管(左)用于采集垂向和水平向水力传导系数样品,而金属取样管(右)用于采集容重样品。

土壤压实试验装置;使用金属圆筒中的土壤样品。
图9. 体素划分。 塑料刮刀用于(A) 在 ( 之前分离体素边界B地球化学、体密度和水力传导性岩心采集。 请点击此处下载该文件。

  1. 取出金属芯,刷去两端多余的材料,将样品从芯中转移至已标记的BD样品袋中。称量每个装有样品的样品袋,并记录总重量。
  2. 移除聚丙烯芯。用红色塑料帽盖住两端,并在垂直聚丙烯芯上标记为“V”,水平聚丙烯芯上标记为“H”,后跟样本编号。
  3. 将体素中的剩余材料收集到GC样品袋中,四周各留出几厘米土壤,以防止与下一个体素发生交叉污染。
  4. 对同一层中的其余体素重复执行步骤 5.1 至 5.9。
  5. 完成一层的所有体素后,对下一层重复步骤3.2至5.10。
    注意:第5.1步仅需对可见染料的体素执行。参见 图10 可视化体素的代表性示意图,突出显示从每个体素采集的所有样本。

用于地球化学分析的土壤钻孔取样装置;微生物、饱和导水率(Ksat)、密度测定示意图。
图10. 代表性体素。 红色虚线表示用于微生物样品采集的岩芯,绿色虚线表示水平渗透系数测定用岩芯,黄色虚线表示垂直渗透系数测定用岩芯,紫色虚线表示容重测定用岩芯,蓝色椭圆边界表示用于地球化学分析的体素剩余样品。 请点击此处下载该文件。

6. 样品分析

  1. 用于微生物分析的样品可用于分子分析(土壤微生物DNA提取)14 并进行培养(异养平板计数)15 分析。将提取的DNA用于定量聚合酶链式反应(qPCR)16,以及高通量基因测序实验17,18.
  2. 使用为地球化学分析采集的样品,测定多种地球化学性质,包括pH值(US EPA方法150.2)、电导率(EC)(US EPA方法120.1)、碳和氮含量(US EPA方法415.3)、元素的连续提取19,以及根据斯坦福同步辐射实验室的规范,采用X射线衍射(XRD)和扩展X射线吸收精细结构(EXAFS)光谱技术,以研究矿物转化过程。
  3. 利用为水文分析采集的岩心样品进行实验室实验,例如测定容重20 和水力传导率21.

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结果

体素的尺寸确保了能够采集用于水文、地球化学和微生物学测量的样品。挖掘过程共获得用于微生物分析的324个岩芯、972个pXRF数据点、324份地球化学样品袋、180个Ksat样品(其中128个为垂直方向,52个为水平方向)以及311个容重样品。同时观察到亮蓝染料在地表以下30 cm深度范围内存在优先流现象。从一个裂解器的单个垂直切片中选取了一组具有代表性的81个样品进行初步分析。所选样品位于坡面X=2的位置,Y和Z方向的体素范围均为0–8。本文展示了DNA浓度、容重以及pXRF测得的铁(Fe)和锰(Mn)含量的初步结果,并以二维等值线热图形式呈现(图11)。

容重测定的初步分析(图11a)表明,0–10 cm深度的容重值最低,约为1.2 g cm-3,而最深的三个土层(70–100 cm)的容重值显著更高,为1.4至1.5 g cm-3。容重还...

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讨论

景观演化是水文、地球化学和生物过程共同作用的累积效应12。这些过程控制着不断演化的景观中水和元素的流动与迁移,以及生物地球化学反应。然而,要同时捕捉这些相互作用,需要精确协调的实验设计和采样方案。此外,在自然系统中研究初始阶段的景观演化十分困难,难以准确识别"零时刻"的初始条件。文献中仅有一项破坏性溶滤器研究被报道,用于测量植物根系密度23,而基于田间的灌溉与挖掘方法则由Graham et al.24 和 Anderson et al.25 报道。然而,这些研究均未包含可用于研究模拟景观中水文-地球化学-微生物异质性的方法。本研究的一个关键要素是明确定义实验与采样程序的尺度,以确保能够高效捕捉目标尺度上的异质性。在研究地球系统过程时,尺度问题尤为重要,已在水文学26、地球化学27和微生物学28等领域的研究中被广泛指出。本研究所提出的方法旨在探讨一系列与研究问题相关的水-地球化学-微生物过程,同时具备足够的灵活性,可根据具体的研究问题对...

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披露

作者无任何利益冲突需要披露。

致谢

感谢Ty P.A. Ferré、Till Volkman、Edwin Donker和Mauricio Vera在挖掘过程中提供的帮助,感谢Triffon J. Tatarin、Manpreet Sahnan和Edward Hunt在样品分析中的协助。本工作在亚利桑那大学的Biosphere 2完成,由美国国家科学基金会资助(项目编号EAR_1344552)以及Biosphere 2荣誉研究项目资助。

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
卷尺任意任意防止样本交叉污染至关重要。因此,准备多个刮刀有助于隔离体素边界。
亮蓝染料Waldeck GmBH &Co B0770可使用直尺绘制网格。采样策略可根据具体实验进行调整。
土壤取样器AMS56975任何商业生产的亮蓝染料均可使用。
75% 乙醇任意任意摄影使用了尼康 D90 相机和 50 mm 镜头。任何高分辨率相机和镜头均可用于此目的。
喷雾瓶任意任意染料和比色卡的使用取决于具体实验和/或研究问题。
刮铲任意 任意若操作取样器较为繁琐,可佩戴园艺手套。
手套任意 任意确保微生物样本在采样期间保持在冰上,并尽快冷冻。
KimWipes 擦拭纸KimTech Science任意在使用乙醇消毒前,可先用水清洗土壤取样器。
无菌采样袋Fisher Scientific Whirl-Pak 4 OZ. 24 OZ准备桶和簸箕以便及时清除废弃土壤。
比色卡任意任意miniLEO 的原始设计在溶出仪中嵌入了多种传感器。是否需要这些传感器取决于具体实验设计的范围。
X射线荧光光谱仪XRF, OLYMPUSDS-2000 Delta XRF
聚丙烯取样管任意任意
金属取样管 任意 任意
聚丙烯取样管盖任意任意
锤子任意 任意
塑料刮刀任意 任意
口罩任意 任意

参考文献

  1. Brady, N. C., Weil, R. R. The nature and properties of soils. , Pearson Prentice Hall. (2008).
  2. Chorover, J., Kretzschmar, R., Garica-Pichel, F., Sparks, D. L. Soil biogeochemicial processes within the critical zone. Elements. 3, 321-326 (2007).
  3. Troch, P. A., et al. Catchment coevolution: A useful framework for improving predictions of hydrological change? Water Resour. Res. 6, 1-20 (2015).
  4. Sharp, R. P. Landscape evolution (A Review). Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 79, 4477-4486 (1982).
  5. Temme, A. Predicting the effect of changing climate on landscapes with computer based landscape evolution models. Key Concepts in Geomorphology. Montgomery, D. R., Bierman, P. R. , Macmillan Publishers Limited. http://serc.carleton.edu/vignettes/collection/37800.html (2013).
  6. Troch, P. A., et al. Dealing with Landscape Heterogeneity in Watershed Hydrology: A Review of Recent Progress toward New Hydrological Theory. Geogr. Compass. 3, 375-392 (2009).
  7. Wang, Y., et al. Dissecting the Hydrobiogeochemical Box. in Am. Geophys. Union Fall Meet. , (2015).
  8. Lin, H., et al. Hydropedology: Synergistic integration of pedology and hydrology. Water Resour. Res. 42 (5), W05301(2006).
  9. Band, L. E., et al. Ecohydrological flow networks in the subsurface. Ecohydrology. 7, 1073-1078 (2014).
  10. Churchman, G. j, Lowe, D. Handbook of Soil Science Properties and Process. 1, CRC Press,Taylor & Francis. (2012).
  11. van der Heijden, M. G. A., Bardgett, R. D., van Straalen, N. M. The unseen majority: soil microbes as drivers of plant diversity and productivity in terrestrial ecosystems. Ecol. Lett. 11 (3), 296-310 (2008).
  12. Pangle, L. a, et al. The Landscape Evolution Observatory: A large-scale controllable infrastructure to study coupled Earth-surface processes. Geomorphology. 244, 190-203 (2015).
  13. User Manual: Delta Famiy Handheld XRF Analyzers. , Innov-X-Systems. http://usenvironmental.com/download/manuals/Olympus%20-%20Delta%20User%20Manual.pdf (2013).
  14. Valentìn-Vargas, A., Root, R. A., Neilson, J. W., Chorover, J., Maier, R. M. Environmental factors influencing the structural dynamics of soil microbial communities during assisted phytostabilization of acid-generating mine tailings: A mesocosm experiment. Sci Total Environ. 500-501, 314-324 (2014).
  15. JoVE Science Education Database. Essentials of Environmental Microbiology. Culturing and Enumerating Bacteria from Soil Samples. , JoVE. Cambridge, MA. (2016).
  16. JoVE Science Education Database. Essentials of Environmental Microbiology: Quantifying Environmental Microorganisms and Viruses Using qPCR. , JoVE. Cambridge, MA. (2016).
  17. Sengupta, A., Dick, W. A. Bacterial community diversity in soil under two tillage practices as determined by pyrosequencing. Microb. Ecol. 70, 853-859 (2015).
  18. Caporaso, J. G., et al. Correspondence - QIIME allows analysis of high- throughput community sequencing data. Nat. Publ. Gr. 7, 335-336 (2010).
  19. Hall, G. E. M., Vaive, J. E., Beer, R., Hoashi, M. Selective leaches revisited, with emphasis on the amorphous Fe oxyhydroxide phase extraction. J. Geochemical Explor. 56, 59-78 (1996).
  20. Grossman, R. B., Reinsch, T. G. Bulk density and linear extensibility. Methods of Soil Analysis. Part 4-Physical Methods. Dane, J. H., Topp, G. C. , Soil Science Society of America Book Series No. 5. ASA and SSSA. Madison, WI. 201-228 (2002).
  21. Reynolds, W. D., Elrick, D. E., Youngs, E. G., Amoozegar, A., Bootlink, H. W. G., Bouma, J. Saturated and field-saturated water flow parameters. Methods of Soil Analysis, Part 4-Physical Methods. Dane, J. H., Topp, G. C. , SSSA. Madison, WI. 802-816 (2002).
  22. King, G. M. Contributions of atmospheric CO and hydrogen uptake to microbial dynamics on recent Hawaiian volcanic deposits. Appl. Environ. Microbiol. 69 (7), 4067-4075 (2003).
  23. Meyer, W. S., Barrs, H. D. Roots in irrigated clay soils: Measurement techniques and responses to rootzone conditions. Irrig. Sci. 12 (3), 125-134 (1991).
  24. Graham, C. B., Woods, R. A., McDonnell, J. J. Hillslope threshold response to rainfall: (1) A field based forensic approach. J. Hydrol. 393 (1-2), 65-76 (2010).
  25. Anderson, A. E., Weiler, M., Alila, Y., Hudson, R. O. Dye staining and excavation of a lateral preferential flow network. Hydrol. Earth Syst. Sci. Discuss. 5 (2), 1043-1065 (2008).
  26. Gleeson, T., Paszkowski, D. Perceptions of scale in hydrology: what do you mean by regional scale? Hydrol. Sci. J. 00, 1-9 (2013).
  27. Molins, S., Trebotich, D., Steefel, C. I., Shen, C. An investigation of the effect of pore scale flow on average geochemical reaction rates using direct numerical simulation. Water Resour. Res. 48, W03527(2012).
  28. Fierer, N., Lennon, J. T. The generation and maintenance of diversity in microbial communities. Am. J. Bot. 98 (3), 439-448 (2011).
  29. Niu, G. Y., Pasetto, D., Scudeler, C., Paniconi, C., Putti, M., Troch, P. A. Analysis of an extreme rainfall-runoff event at the Landscape Evolution Observatory by means of a three-dimensional physically-based hydrologic model. Hydrol. Earth Syst. Sci. Discuss. 10, 12615-12641 (2013).
  30. Marteinsson, V., et al. Microbial colonization in diverse surface soil types in Surtsey and diversity analysis of its subsurface microbiota. Biogeosciences. 12, 1191-1203 (2015).
  31. Orcutt, B. N., Sylvan, J. B., Rogers, D. R., Delaney, J., Lee, R. W., Girguis, P. R. Carbon fixation by basalt-hosted microbial communities. Front. Microbiol. 6, 00904(2015).
  32. Wu, L., Jacobson, A. D., Chen, H. C., Hausner, M. Characterization of elemental release during microbe-basalt interactions at T=28°C. Geochim. Cosmochim. Acta. 71, 2224-2239 (2007).

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