方法文章

多显微镜下的血管生成术在基因修饰的 3 d-PLGA/nHAp 支架上进行颅骨临界骨缺损修复

DOI：

10.3791/55381

⸱

2017年9月7日

 ,  ,  , 
1Center for Translational Medicine Research and Development, Shenzhen Institutes of Advanced Technology, Chinese Academy of Sciences, 2Department of Orthopedic Surgery, Maastricht UMC+, 3Department of Orthopaedic Surgery, University Hospital RWTH, 4Research Laboratory for Biomedical Optics and Molecular Imaging, Shenzhen Institutes of Advanced Technology, Chinese Academy of Sciences

本文内容

摘要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

在这里, 我们提出了一个协议, 以可视化血管形成在体内和在 real-time 的3D 支架的多显微镜。在小鼠颅骨临界骨缺损模型中研究了基因修饰支架的血管生成。治疗组发现更多的新血管。

摘要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

重度骨缺损的重建仍然是一个严重的临床问题, 因为在修复过程中组织工程支架内血管生成不良, 导致缺乏足够的血液供应, 造成新组织坏死。快速血管化是新的组织生存和与现有宿主组织融合的重要先决条件。在脚手架上的从头到脚生成是使骨骼再生更有效的最重要步骤之一, 允许修复组织成长为支架。为了解决这个问题, 生物材料支架的基因修饰用于加速血管生成和成骨。然而, 在 real-time 和三维 (3D) 支架或新骨组织中, 可视化和追踪体内血管形成仍然是骨组织工程的障碍。多显微镜 (MPM) 是一种新的生物成像模式, 可以获得高分辨率和微创的方式从生物结构的体积数据。本研究的目的是在一个基因修饰的 3 d-PLGA/nHAp 支架中多显微镜下观察血管生成, 用于颅骨临界骨缺损修复. PLGA/nHAp 支架功能化, 以持续交付一个生长因子血小板增殖素 b基因携带慢载体 (LV-pdgfb), 以促进血管生成和促进骨骼再生。在支架植入的颅骨临界骨缺损小鼠模型中, PHp 支架内的血管区 (BVAs) 明显高于 PH 支架。此外, 血小板生长因子-b和血管生成相关基因的表达, vWF和VEGFR2也相应增加。MicroCT 分析表明, 与其他组相比, PHp 组的新骨形成明显改善。据我们所知, 这是第一次用多显微镜进行骨组织工程, 以研究3D 生物降解支架内的血管生成,在体内和 real-time。

引言

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

骨骼是一种高度带血管的组织, 在单个1的生存期内继续进行重塑。由于外伤、骨不连、肿瘤切除或颅面畸形而导致的大骨缺损的快速有效的骨再生是一个复杂的生理过程。传统的治疗方法用于骨缺损修复包括自体移植和同种异体植入, 但其使用涉及几个问题和限制, 如有限的可用性, 严重的供者部位的发病率, 高的感染风险, 和主机免疫排斥2,3。然而, 人工骨移植提供了一种有效的替代方法来缓解这些局限性。它们可以由可生物降解的材料制成, 很容易制造出合适的孔径, 并可进行基因改造4,5。

目前, 在组织工程骨的开发中, 使用了各种组织工程学支架6,7。为了更有效地诱导骨修复和再生, 与生长因子结合的工程生物材料已经出现并取得了良好的效果8,9。不幸的是, 短暂的半衰期, easy-to-lose 活性, 和 supraphysiological 剂量的生长因子的治疗效果限制他们的临床应用10。为了克服这些问题, 将生长因子基因的传递, 而不是生长因子作为一种有效的方法来维持生物活性的治疗骨缺损和疾病11,12。病毒载体是有前途的传递工具, 组织再生由于其高表达效率13。

在生长因子中, 血小板源性生长因子在本研究中被选择, 因为它不仅是间充质和成骨细胞的丝裂原和趋化蛋白, 而且还是一种刺激血管生成的14,15.前期临床研究表明, 血小板生长因子-BB 能安全有效地促进牙周骨缺损的修复,16,17。最近的研究表明, 血小板生长因子-BB 刺激血管内皮细胞迁移和增殖在体内18,19。此外, 血小板生长因子 BB 还能使骨髓间充质干细胞 (mscs) 分化为内皮细胞20, 这进一步凸显了 mscs 在新生血管中的潜在作用。因此, 在骨组织工程支架中, 诱导血管的从头开始形成是修复组织的重要步骤。

骨缺损愈合是一种动态组织形态发生过程, 需要协调成骨和血管生成在修复位置21。血管植入组织工程支架是一个必要的先决条件, 为细胞提供养分和氧气的生长和生存和消除代谢废物。常用的成像方法, 包括 X 射线显微计算机断层扫描 (microCT), 磁共振成像 (MRI), 扫描电子显微镜 (SEM), 光学相干断层扫描 (OCT), 和共焦激光扫描显微镜, 而不是使用组织学检查获取血管生成信息22,23。然而, 这些方法在骨组织工程3D 支架的可视化和测量新生中面临各种障碍。多显微镜 (MPM) 是一种比较新颖的生物成像技术, 具有明显的优势, 同时可视化细胞, 细胞外基质, 和周围的血管网络在体内.它具有一个固有的三维成像能力, 深层组织穿透和导致低光。因此, 在过去的十年中, MPM 在生物医学研究24中得到了很大的关注, 包括神经科学、免疫学和干细胞动力学。然而, 它几乎没有用于骨科研究。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

动物保育符合广东省实验动物保育和使用指南。所有程序都是在中国科学院深圳高等技术研究院动物研究伦理委员会的监督和批准下进行的.

1. 慢 (LV) 生产

  1. 在自定义多克隆站点的慢表达式向量 (pLenti6/5-eGFP 或 lv-eGFP) 中克隆出一个, 使用 Spe I 和萨尔的巨细胞病毒启动子的下游我限制网站构造 pLenti6/5-PDGFB-eGFP 质粒 (LV- PDGFB ) 25 .
  2. 慢粒子 (LV- pdgfb ) 从 HEK-293FT 细胞中 co-transfecting 与病毒包装质粒 (pLP1, pLP2, pVSV-G) 使用的标准磷酸钙方法与氯喹 (最终浓度:25 和 #181; M) 25 .
  3. 经过48小时的转染、收获和过滤器500毫升的含有病毒的上清液 (0.45 和 #181; m)。随后, 在200和 #181 中, 以 8.9万 x g 为离心, 将病毒颗粒浓缩为2重; 在-80 和 #176, 分和贮存; C.
  4. 要确定慢的效价, 以连续稀释的慢溶液为24小时孵育 HEK293T 细胞, 并计算慢的效价, 如前面所描述的 25 .

2。制备3维印制的 plga/nHAp 支架和 LV 固定化

  1. 在20毫升 14-二中溶解20克 plga (聚 D, l-丙交酯-co-glycolide) 材料, 形成均匀的溶液。在溶液中加入2克纳米羟基磷灰石 (hydroxyapatide) 粉末 (nHAp);PLGA: nHAp 比应为 10:1 (w/w).
  2. 用磁力搅拌器将混合溶液强力搅拌 (搅拌速度: 1500 rpm), 室温为 16 h, 形成均匀的糊状。根据预先设计好的模型 26 , 将它制成多孔的 PLGA/nHAp 支架, 使用3D 低温打印机和计算机喷嘴, 将糊层按层、底部沉积到顶部;支架的孔径范围从200到 400 #181; m.
  3. 真空 freeze-dry 48 h 的支架以尽可能彻底地去除溶剂。将75% 乙醇溶液中的支架浸泡1小时, 进行灭菌和 lyophilize, 以获得中性的无菌支架.
    注: 真空 freeze-drying 的主要参数包括冷凝温度 (和 #176; C) 和真空度 (Pa)。在真空度为 45 Pa, PLGA/nHAp 支架是真空 freeze-dried 在-78 和 #176; C 为48小时, 以彻底消除溶剂.
  4. 将10和 #181; L 的 LV 粒子 (4.5 x 10 5 ) 添加到每个 PLGA/nHAp 支架 (4 mm x 4 mm x 2 mm), 并在2和 #176 中孵育 37 h 的支架; C 在湿化孵化器中允许吸附.
  5. 固定后, 用 PBS 冲洗两次支架以去除未绑定的 LV 颗粒。将 LV 颗粒涂层的支架在液氮中 lyophilize, 再将其储存在-80 和 #176; C, 以备将来使用.

3。 体外 从支架和低压转导活性测定的 lv 颗粒释放动力学研究

  1. 孵育3D 支架 (4 mm x 4 mm x 2 mm) 携带 lv 绿色荧光蛋白 (lv-eGFP, 4.5 x 10 5 LV 粒子) 1 毫升的完全 DMEM 在2.0 毫升低温37和 #176 的小瓶, C, 摇晃5天.
  2. 每12小时取1毫升样本, 从 12 h 到 120 h post-incubation, 并更换介质。在每个时间点, 增加1毫升的新鲜培养基, 而不是1毫升的孵化培养基.
  3. 使用收集的介质通过 co-incubating 48 h 来传感器 HEK293T 单元格. 通过流式细胞仪测定荧光蛋白阳性 HEK293T 细胞的数量来测量活性 LV 颗粒的数量 27 .
    1. 在换 HEK293T 单元格之前, 移除培养基, 然后用 PBS 冲洗两次 HEK293T 细胞。添加收集的媒体, 其中含有慢从脚手架释放到井 (1 毫升/井) 和文化与 HEK293T 细胞为48小时, 在37和 #176; C 在湿恒温孵化器.

4。 体外 骨髓源性 MSC (骨髓) 迁移的评估

  1. 迁移前, 准备表达番茄荧光蛋白 (骨髓基质细胞 t) 和血小板生长因子 BB 蛋白 (骨髓基质细胞 p) 28 。
  2. 使用具有8和 #181 孔径的24孔板和聚碳酸酯过滤器对博伊登室执行骨髓迁移试验; m.
    1. 将0.5 毫升的骨髓基质干细胞 (5 x 10 4 ) 转染在上部腔室中, 用 LV 表达番茄荧光蛋白 (骨髓基质细胞 t)。将0.5 毫升骨髓基质干细胞 (2 x 10 5 ) 转染于 LV, 在下部腔内表达血小板生长因子-BB 蛋白 (骨髓基质细胞 P).
  3. 在本实验中包含六组, 并添加500和 #181; L 到每个井的下部隔间.
    a. 空白控制, 无血清培养基只有
    B. FBS 控制, 培养基辅以 10% FBS
    C. 血小板生长因子-bb 控制, 4 ng/毫升-bb 在无血清培养基中
    D. 血小板释放-bb (4 ng/毫升) 和抗血小板-bb (4 ng/毫升) 多克隆抗体无血清培养基
    E. 骨髓组, 2 x 10 5 无血清培养基中的骨髓基质细胞, 2 x 10 5 骨髓基质细胞-p 在血清自由培养基中。
  4. 在加湿的恒温箱中孵育48小时, 在 5% CO 2 和37和 #176; C。然后, 移除下腔侧的迁移细胞, 并通过流式细胞术对骨髓基质 t 的数量进行采集.
    1. 使用单元刮板移除下部腔室侧的迁移细胞, 并重2毫升 PBS 的迁移细胞。通过流式细胞术对移植的骨髓基质干细胞数量进行量化 29 .

5。小鼠颅骨临界骨缺损模型及支架移植的建立

注意: 从广东省医学实验动物中心购买了 balb/c (7 周大) 的雄性鼠.

  1. 为颅骨骨缺损试验, 总共招收42只雄性小鼠。随机将小鼠分成三组, 每组中有十四个接受以下治疗: A 组, 无植入物;B 组, PH 支架植入 (PLGA/nHAp);和 C 组, 植入的 PHp 支架 (PLGA/nHAp/LV- pdgfb ).
  2. 麻醉的动物与戊巴比妥钠腹腔管理 (50 毫克/千克)。在进行第一次切口前, 用脱毛膏去除毛皮, 用75% 乙醇溶液清洁头部皮肤。用立体定向仪固定每只老鼠的头部, 在手术中保持静止.
  3. 用手术刀做一个初始切口, 然后放大它的机智h 剪刀创建一个1厘米的线性皮肤切口。用无菌棉签从颅骨骨中刮出骨膜, 以露出颅骨的骨表面.
  4. 使用环毛刺在颅的左侧创建4毫米直径的 critical-size 缺陷 30 。将支架移植到骨缺损部位.
    注意: 临界尺寸缺陷 (csd) 最初定义为和 #34; 最小尺寸的骨内伤口在特定的骨骼和动物的物种, 不会自发愈合在动物的一生中. #34; 在这个实验中, 4 毫米直径的缺陷是一个关键的大小骨缺损, 根据以前的研究 31 , 32 .
  5. 用眼科钳将骨膜轻轻移回手术部位。缝合切割皮肤三针每厘米.
  6. 执行后护理。管理镇痛药丁丙诺啡 (0.1 毫克/千克), 以减轻疼痛。用加热垫保持体温, 直到动物苏醒。随后, 用食物和水喂养动物, 每天记录他们的活动, 直到测试结束。注: 根据当地动物保育委员会的指导方针, 可以在手术前进行镇痛. 和 #160;

6。 在体内 MPM 骨缺损内血管生成的影像学研究

注意: FITC-共轭 250 kD 葡聚糖 (10 毫克/毫升) 在生理盐水中静脉注射, 以获得高信噪比 (信噪比) 新血管的图像根据先前的研究 33 。#160;P 租约注意, 这是一个生存程序. #160;

  1. 为双光子激发荧光 (TPEF) 和第二次谐波信号 (倍) 成像组装多显微镜 (MPM) 系统.
  2. 麻醉用腹腔注射戊巴比妥钠 (50 毫克/千克) 将动物固定在加热板上, 以保持其体温在37和 #176; C 贯穿整个实验。在100% 氧气中使用3.0% 的异氟醚气体, 在成像过程中保持满意的麻醉和镇痛效果。腹腔注射生理盐水 (200 #181; 动物), 以防止在成像前脱水.
  3. 将飞秒钛蓝宝石激光器调至 860 nm。创建一个 512 x 512 和 #181; m 采样区域通过扫描一对振镜和使用 NA1.0 浸水物镜 focusthe 励磁光束到样品和收集散射 TPEF/倍信号.
    注: 成像是在 home-build 多显微成像系统 (MPM) 上进行的。在成像过程中, 一颗飞秒钛蓝宝石激光器被调谐到 860 nm 作为最佳激励波长。激光光束是光栅扫描, 通过一个样本平面, 使用了一对电流计镜。经过 685 nm 的分色镜, 光束被聚焦在标本上的 20X NA1.0 目标。TPEF 和倍信号是由同一目标收集的。上述信号从激发激光器中分离出来, 由 680 nm 的短路过滤器净化。TPEF 和倍信号由纤维束收集并进行光谱仪。光谱仪上的探测器是光电倍增管 (并联) 的线性阵列。光谱仪和线性阵列并联的组合提供了记录信号的能力, 在16连续的波段, 从 400 nm 到 600 nm, 以 12.5 nm 的间隔。因此, 同时检测 TPEF 和倍信号, 并在谱域中分离。此外, 对于3D 成像, 用轴向马达来控制成像深度。每个图像的面积设置为 512 x 512 和 #181; m, 深度间隔设置为2和 #181; m (控制组, 5 和 #181; m)。值得注意的是, 每个缺陷上的5站点都被成像以收集有统计学意义的数据, 而所选的成像站点则沿缺陷均匀随机分布.
  4. 扫描每个缺陷上的5站点, 以收集具有统计学意义的数据来测量容器的形成.
    1. 将扫描站点均匀地使用, 并沿缺陷随机分布。对于对照组, 有视野 (视) 覆盖原骨区和边缘的缺陷, 但对于 PH 和 PHp 组, 有视在植入支架上.
    2. 做一个1厘米的线性皮肤切口使用手术刀和缝合开放皮肤的固定, 以揭示移植网站。使用注射器在浸渍透镜和移植之间放置一滴水水来形成水玻璃.
  5. 每年十二年代在2小时成像期间获取图像堆栈。使用自定义的 MATLAB 程序显示和分析体积数据, 并用 ImageJ 软件 34 , 35 来量化血管区域.

7。qPCR 的基因表达分析及与血管生成相关基因的研究

注意: pcr 是按照通常的步骤执行的:95 和 #176; c 为三十年代, 40 周期95和 #176; c 为 5 s, 和60和 #176; c 为三十年代. pcr 后的熔化曲线证实了单扩增的特异性, 以及与 #946 相关的兴趣基因的褶皱变化;对每个样品的反应进行了三次测试.

  1. 从实验小鼠处采集植入的支架和组织, 在2、4、8周后进行 36 ; 对照组标本 (n = 4) 同时服用, 应从相邻的骨组织中提取。 注意: 在每一个时间点 (2, 4, 和8周), 安乐死的小鼠与 CO 2 吸入。解剖的颅, 并随后, 删除和收获的植入支架从颅.
  2. 根据制造商和 #39 的协议, 使用商用试剂从每个样品中提取总 RNA。使用反向转录试剂盒, 将 RNA 转录到制造商和 #39 的协议之后.
  3. 使用 SYBR 绿色检测系统执行定量 real-time PCR; 该底漆列在 表 1 中.
入门 (5 和 #39; #8211; 3 和 #39;)
基因 转发 反向
pdgfb CATCCGCTCCTTTGATGATCTT GTGCTCGGGTCATGTTCAAGT
vWF CTCTTTGGGGACGACTTCATC TCCCGAGAATGGAGAAGGAAC
VEGFR2 GAAATGACACTGGAGCCTACA AG TCCATGCTGGTCACTAACAGAA G
和 #946;-肌动蛋白 GTATCCATGAAATAAGTGGTTAC AGG GCAGTACATAATTTACACAGAAG 审计

表 1: Pimer 集.

8. 骨再生的 MicroCT 分析

  1. 安乐在术后8周吸入 CO 2 的小鼠。在通风良好的环境中, 将每只老鼠轻轻地放入一个干净的老鼠笼中, 泵 CO 2 气体进入笼子, 在安乐死前麻醉小鼠.
  2. 解剖颅骨以 microCT 骨缺损区的影像。用户在实验中的以下扫描参数: 9 和 #181; m 分辨率, Al 0.5 mm 滤波器, 50 伏电压, 142 和 #181; 电流.
  3. 侦察使用公司提供的商业软件对所有成像数据进行结构设计。使用 CTAn 软件的校准功能校准扫描.
    注: 在每次扫描中, 在鼠标下放置一个 Hounsfield 单元 (HU).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

用3D 打印机制作了0.6 毫米高和直径4毫米的圆柱形多孔 PLGA/nHAp 支架。通过扫描电镜和 microCT 对支架的形态进行了分析。图 1A显示了植入支架的照片。MicroCT 扫描显示, 超过85% 的毛孔有大小不等, 从200到400µm (图 1B)。SEM 成像表明, 脚手架的表面有一个粗略的形貌, 与微 (直径约 5-10 µm), 在脚手架内互联 (图 1 d-F)。从 PLGA/nHAp 支架中释放出的 eGFP 颗粒 (4.5 x 105) 的总含量中, 大约40% 是在 24 h 内开始的初始爆裂效应。释放的 LV 病毒的生物活性到达了山顶在 24 h 然后连续地被减少, 接近到0在 120 h (图 2)。这些数据表明, 大多数支架固定化的 LV 颗粒的生物活性可维持 96 h。采用细胞分析方法观察了骨髓基质干细胞的迁移能力, 探讨了低压携带血小板生长因...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

骨是一种高度带血管的组织, 具有独特的能力, 可以在单个1的整个生命周期中持续地进行修复和重塑。血管化水平对成骨和缺损修复具有重要意义。低血管化限制了组织工程骨的广泛临床应用。根据仿生学的理论构建高度血管化的组织工程骨, 已成为修复大段骨缺损的工具。各种支架已成功地用于修复比较小的骨缺损。然而, 对于严重的骨缺损, 应用支架修复仍然面临的障碍, 主要是由于缺乏足够的血液供应缺陷修复。因此, 在修复大骨缺损的过程中, 改善血液供应是组织工程中的主要问题之一。

人们使用生物活性材料涂层支架, 以帮助建立必要的形态发生的领域, 可以刺激, 招募, 并促进细胞的趋化, 分化和增殖所需的新生和骨形成37. 新生在组织工程支架中的作用是细胞接收氧气和养分, 去除废品, 最终实现支架功能的必要条件。本研究的目的是探讨血管生成与体内多显微镜在一个基因修饰, 3 d 印制 PLGA/nHAp 支架颅骨关键骨缺损修复和评价的影响, 骨再生利用microCT

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

作者声明他们没有竞争的金融利益。

致谢

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

这项研究得到了深圳孔雀计划, 中国 (No. 110811003586331), 深圳基础研究项目 (No。JCYJ20150401150223631, No。JCYJ20150401145529020 和 No。JCYJ20160331190714896), 广东省公共研究和能力建设专项计划 (No. 2015A020212030), 国家自然科学基金 (No. 81501893), 中国国家重点基础研究项目 (2013CB945503), 和先进创新计划为优秀青年研究员 (Y5G010)。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
聚（D，L-丙交酯-乙交酯共聚物） （PLGA）SigmaP1941L/G 比率 75：25，MW 66000-107000
羟基磷灰石纳米颗粒Sigma702153平均直径 < 200 nm
喹二磷酸盐SigmaC6628
FITC 偶联的 250-kD 葡聚糖SigmaFD250S
1,4-二恶烷灵峰，上海0.45 微米
Stericup 过滤器默克密利波尔公司SLHV033RB
PDGF-BB CdnaSino Biological， IncMZ50801-G
抗 PDGF-BB 小鼠多克隆抗体 BioVision， Inc5489-30T
PDGF-BB 重组蛋白4489-50
磷酸钙转染溶液Promega CorporationE1200
L-DMEMHycloneSH30021.01
DPBS HycloneSH30028.01
青霉素-链霉素，液体Thermo Fisher Scientific
FBSThermo Fisher Scientific10099-141
Transwell 康宁3422
雄性 BALB/c 小鼠广东省医学实验动物中心 
戊巴比妥钠 默克1063180500
光子显微镜深圳市先进技术研究院自制的 A 用于检测双光子激发荧光 （TPEF） 和二次谐波产生信号 （SHG）。
异氟醚Keyuan，山东401750169
TRIzol 试剂Invitrogen15596018
PrimeScript RT Master Mix （Perfect Real Time）TakaraRR420B
SYBR Premix Ex Taq （Tli RNaseH Plus）TakaraRR036B
苏木精和伊红BeyotimeC0105
石蜡徕卡 RM2235
超速离心机 OPtima L-100XP贝克曼库尔特L-100XP
低温打印机 清华大学A 清华大学自制
的 LightCycler 480 仪器 罗氏5815916001
microCTBruker1176
商业软件Bruker
丁丙诺啡
氯15140122多

参考文献

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hu, X., et al. GPNMB enhances bone regeneration by promoting angiogenesis and osteogenesis: potential role for tissue engineering bone. J Cell Biochem. 114 (12), 2729-2737 (2013).
  2. Schroeder, J. E., Mosheiff, R. Tissue engineering approaches for bone repair: concepts and evidence. Injury. 42 (6), 609-613 (2011).
  3. Chiarello, E., et al. allograft and bone substitutes in reconstructive orthopedic surgery. Aging Clin Exp Res. 25, S101-S103 (2013).
  4. Elangovan, S., et al. The enhancement of bone regeneration by gene activated matrix encoding for platelet derived growth factor. Biomaterials. 35 (2), 737-747 (2014).
  5. Bouyer, M., et al. Surface delivery of tunable doses of BMP-2 from an adaptable polymeric scaffold induces volumetric bone regeneration. Biomaterials. 104, 168-181 (2016).
  6. Rezwan, K., et al. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 27 (18), 3413-3431 (2006).
  7. Burg, K. J., Porter, S., Kellam, J. F. Biomaterial developments for bone tissue engineering. Biomaterials. 21 (23), 2347-2359 (2000).
  8. Xiao, Y., et al. Modifications of collagen-based biomaterials with immobilized growth factors or peptides. Methods. 84, 44-52 (2015).
  9. Chen, G., Lv, Y. Immobilization and Application of Electrospun Nanofiber Scaffold-based Growth Factor in Bone Tissue Engineering. Curr Pharm Des. 21 (15), 1967-1978 (2015).
  10. Kofron, M. D., Li, X., Laurencin, C. T. Protein- and gene-based tissue engineering in bone repair. Curr Opin Biotechnol. 15 (5), 399-405 (2004).
  11. Chen, F. M., et al. New insights into and novel applications of release technology for periodontal reconstructive therapies. J Control Release. 149 (2), 92-110 (2011).
  12. Winn, S. R., et al. Gene therapy approaches for modulating bone regeneration. Adv Drug Deliv Rev. 42 (1-2), 121-138 (2000).
  13. Chang, P. C., et al. Adenovirus Encoding Human Platelet-Derived Growth Factor-B Delivered to Alveolar Bone Defects Exhibits Safety and Biodistribution Profiles Favorable for Clinical Use. Hum Gene Ther. 20 (5), 486-496 (2009).
  14. Phipps, M. C., Xu, Y. Y., Bellis, S. L. Delivery of Platelet-Derived Growth Factor as a Chemotactic Factor for Mesenchymal Stem Cells by Bone-Mimetic Electrospun Scaffolds. Plos One. 7 (7), (2012).
  15. Gehmert, S., et al. Angiogenesis: The role of PDGF-BB on Adiopse-tissue derived Stem Cells (ASCs). Clin Hemorheol and Microcirc. 48 (1-3), 5-13 (2011).
  16. Chang, P. C., et al. PDGF-B gene therapy accelerates bone engineering and oral implant osseointegration. Gene Ther. 17 (1), 95-104 (2010).
  17. Javed, F., et al. Significance of the platelet-derived growth factor in periodontal tissue regeneration. Arch Oral Biol. 56 (12), 1476-1484 (2011).
  18. Murali, R., et al. Biomimetic hybrid porous scaffolds immobilized with platelet derived growth factor-BB promote cellularization and vascularization in tissue engineering. J Biomed Mater Res A. 104 (2), 388-396 (2016).
  19. Andrae, J., Gallini, R., Betsholtz, C. Role of platelet-derived growth factors in physiology and medicine. Genes Dev. 22 (10), 1276-1312 (2008).
  20. Wosnitza, M., et al. Plasticity of human adipose stem cells to perform adipogenic and endothelial differentiation. Differentiation. 75 (1), 12-23 (2007).
  21. Hankenson, K. D., et al. Angiogenesis in bone regeneration. Injury. 42 (6), 556-561 (2011).
  22. Schmidt, C., et al. Rapid three-dimensional quantification of VEGF-induced scaffold neovascularisation by microcomputed tomography. Biomaterials. 30 (30), 5959-5968 (2009).
  23. Perng, C. K., et al. In Vivo Angiogenesis Effect of Porous Collagen Scaffold with Hyaluronic Acid Oligosaccharides. J Surg Res. 168 (1), 9-15 (2011).
  24. Sun, Y., et al. Imaging tissue engineering scaffolds using multiphoton microscopy. Microsc Res Tech. 71 (2), 140-145 (2008).
  25. Fan, X., et al. Noninvasive monitoring of placenta-specific transgene expression by bioluminescence imaging. PLoS One. 6 (1), e16348(2011).
  26. Yeo, M. G., Kim, G. H. Preparation and Characterization of 3D Composite Scaffolds Based on Rapid-Prototyped PCL/β-TCP Struts and Electrospun PCL Coated with Collagen and HA for Bone Regeneration. Chem Mater. 24 (5), 903-913 (2012).
  27. Mao, Y., et al. Lentiviral Vectors Mediate Long-Term and High Efficiency Transgene Expression in HEK 293T cells. Int J Med Sci. 12 (5), 407-415 (2015).
  28. Li, J., et al. Investigation of angiogenesis in bioactive 3-dimensional poly (D,L-lactide-co-glycolide)/nano-hydroxyapatite scaffolds by in vivo multiphoton microscopy in murine calvarial critical bone defect. Acta Biomater. 42, 389-399 (2016).
  29. Abbasi, H., et al. Lentiviral vector-mediated transduction of goat undifferentiated spermatogonia. Anim Reprod Sci. 163, 10-17 (2015).
  30. Pigossi, S. C., et al. Bacterial cellulose-hydroxyapatite composites with osteogenic growth peptide (OGP) or pentapeptide OGP on bone regeneration in critical-size calvarial defect model. J Biomed Mater Res A. , (2015).
  31. Bos, G. D., et al. The effect of histocompatibility matching on canine frozen bone allografts. J Bone Joint Surg Am. 65 (1), 89-96 (1983).
  32. Hollinger, J. O., Kleinschmidt, J. C. The critical size defect as an experimental model to test bone repair materials. J Craniofac Surg. 1 (1), 60-68 (1990).
  33. Hollanders, K., et al. Bevacizumab Revisited: Its Use in Different Mouse Models of Ocular Pathologies. Curr Eye Res. 40 (6), 611-621 (2015).
  34. Gao, L. QSIM: quantitative structured illumination microscopy image processing in ImageJ. Biomed Eng Online. 14, 4(2015).
  35. Kobat, D., et al. Deep tissue multiphoton microscopy using longer wavelength excitation. Opt Express. 17 (16), 13354-13364 (2009).
  36. Lohmann, P., et al. Bone regeneration induced by a 3D architectured hydrogel in a rat critical-size calvarial defect. Biomaterials. 113, 158-169 (2016).
  37. Lv, J., et al. Enhanced angiogenesis and osteogenesis in critical bone defects by the controlled release of BMP-2 and VEGF: implantation of electron beam melting-fabricated porous Ti6Al4V scaffolds incorporating growth factor-doped fibrin glue. Biomed Mater. 10 (3), (2015).
  38. Guldberg, R. E., et al. 3D imaging of tissue integration with porous biomaterials. Biomaterials. 29 (28), 3757-3761 (2008).
  39. Boehler, R. M., et al. A PLG/HAp composite scaffold for lentivirus delivery. Biomaterials. 34 (21), 5431-5438 (2013).
  40. Heo, S. J., et al. Fabrication and characterization of novel nano- and micro-HA/PCL composite scaffolds using a modified rapid prototyping process. J Biomed Mater Res A. 89 (1), 108-116 (2009).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

申请许可以重复使用本 JoVE 文章的文本或图表

申请许可

标签

Angiogenesis VisualizationCalvarial Bone DefectLentiviral Vector DeliveryIn Vivo ImagingBlood Vessel AreaFlow Cytometry AnalysisMicroCT Bone FormationGenetic Scaffold Modification

相关文章