本方案描述了在Fischer 344大鼠中进行土拉弗朗西斯菌（Francisella tularensis）气管内接种的方法。该操作模拟人类对该潜在生物威胁制剂的肺部暴露，可用于评估疫苗和治疗手段对肺型土拉菌病的保护效果和疗效。
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摘要
摘要
土拉弗朗西斯菌（Francisella tularensis）引起的肺部感染可导致人类罹患严重的、甚至可能致命的土拉菌病。由于目前尚无获批用于人类的土拉菌病疫苗，相关研究集中于利用合适的动物模型进行疫苗开发。Fischer 344 大鼠作为一种能反映人类对F. tularensis感染易感性的模型，已成为土拉菌病疫苗研发的理想动物模型。通过气管内接种F. tularensis至 Fischer 344 大鼠体内，可模拟人类的肺部暴露过程。将病原体成功递送至大鼠气管是实现肺部感染的关键步骤。本方法使用带照明的喉镜对麻醉后的大鼠进行气管插管，并通过一个简易的呼吸检测装置确认插管位置是否正确。插管成功后，使用注射器将定量的F. tularensis菌液注入气管。该技术可标准化F. tularensis在大鼠气管内的肺部递送过程，从而用于评估疫苗的有效性。
引言
F. tularensis（Ft）可引起人类土拉菌病。当细菌通过肺部途径进入人体时，会导致肺型土拉菌病，其发病率和死亡率均较高1。F. tularensis 因其气溶胶形式具有潜在危险，被视为一种生物威胁制剂。目前美国尚无批准用于人类的疫苗。当前正在积极开展研究，以开发针对肺型土拉菌病的疫苗和治疗手段，从而保护人群免受这种细菌性生物威胁的非法使用所造成的危害。
由于小鼠对F. tularensis感染极为敏感，且相关试剂广泛可得，因此土拉菌病的大部分研究集中于小鼠模型。然而，由于在此模型中难以证明疫苗的有效性，小鼠在疫苗开发方面已被证明是一个困难的模型2。最近，Fischer 344 大鼠已被开发用于土拉菌病疫苗研发的模型3。Fischer 344 大鼠对不同F. tularensis亚种的敏感性与人类的敏感性相似4，并且通过接种一种已知可保护人类的减毒活疫苗株，可使大鼠免受F. tularensis肺部攻击5,6,7。由于Fischer 344大鼠在某些方面模拟了人类F. tularensis感染的特征，因此它可能是开发针对肺部F. tularensis暴露的疫苗的极为有用的模型。
一种有效的疫苗需要能够保护人类免受肺部暴露于F. tularensis的威胁。F. tularensis作为生物武器时，最可能的肺部暴露途径是吸入含有该细菌的气溶胶8。然而，F. tularensis气溶胶的制备既危险又繁琐，且需要专门的设备和生物安全防护措施。在大鼠模型中，另一种可供选择的肺部暴露途径是经气管接种6，这种方法可能更适合缺乏专用设备的多个实验室采用。该技术使用喉镜引导导管准确插入麻醉大鼠的气管内。通过一个可直观显示肺部气流的简易装置，可确认导管位于气管而非食管内。随后，使用注射器将F. tularensis经导管注入肺部，并再注入空气以确保细菌被输送至肺部。相比之下，Jemski5此前报道，经鼻腔接种至Fischer 344大鼠的F. tularensis，在接种后3天内无法从肺组织中培养出细菌，表明在大鼠中经鼻腔接种并不能实现细菌向肺部的直接递送。
F. tularensis 的选择性病原体形式（F. tularensis subsp. tularensis、F. tularensis subsp. holarctica）需要在生物安全三级（BSL3）条件下进行操作，这会妨碍视频拍摄。然而，F. novicida（Fn）由于在健康人群中不具致病性，不属于选择性病原体，可在生物安全二级（BSL2）条件下安全使用9,10。此外，Fn 可作为减毒活疫苗的基础，在通过气管内接种时能够提供针对 F. tularensis 肺部暴露的保护作用11,12,13。本文所介绍的技术可用于研究通过肺部途径发生的感染，以大鼠作为人类的模型。该技术无需专门的气溶胶发生设备即可实施。本视频拍摄所采用的技术均使用 Fn 进行。
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方案
本工作严格遵循美国国立卫生研究院（National Institutes of Health）《实验动物护理与使用指南》中的建议进行。涉及啮齿类动物的实验方案已获得圣安东尼奥德克萨斯大学机构动物护理与使用委员会（IACUC）的批准，批准编号为MU009(RA)。
1. 准备导管、气管指示剂和F. tularensis接种物
- 准备导管（20 G x 2 英寸）
- 将 20 G x 2 英寸的针头剪断，并使用旋转工具将针头尖端打磨成钝头且光滑的表面。
注意：钝化后的针头长度应确保当导管完全套入钝化针头时，金属尖端在导管套管内回缩约 3 mm。钝化针头为导管提供结构刚性，以便将导管置入气管；同时，导管套管内不突出钝化针头尖端，可防止对气管造成损伤。 - 使用 70% 乙醇清洁钝化针头和导管，并在紫外线下灭菌 15 分钟。
- 将 20 G x 2 英寸的针头剪断，并使用旋转工具将针头尖端打磨成钝头且光滑的表面。
- 准备气管指示器
- 修剪一个 1,000 µL 移液器吸头，使其能够插入导管开口并形成气密性密封。
- 从 200 µL 气溶胶屏障移液器吸头中取出滤芯，并将其放入先前修剪好的 1,000 µL 移液器吸头中。
- 确保当 1,000 µL 移液器吸头朝下时，滤芯可在其内部自由移动。
- F. tularensis 接种物
- 将 F. tularensis 菌株在适当的琼脂平板上于 37 °C 过夜培养。使用无菌接种环从琼脂平板上刮取约 100 µL 的细菌菌苔，接种至含有 250 mL 适当液体培养基的 500 mL 锥形瓶中（对于 Fn：添加 0.1% L-盐酸半胱氨酸一水合物的胰蛋白胨大豆肉汤（TSB）），并在 37 °C 摇床中过夜培养。
注意：视频中使用的 F. novicida 是在添加 0.1% L-盐酸半胱氨酸一水合物的胰蛋白胨大豆琼脂（TSA）平板上培养的。 - 将过夜培养的液体菌液在室温下以 4,221 × g 离心 10 分钟，小心去除上清液，避免扰动细菌沉淀。
注意：请遵循所在机构的生物安全规范处理上清液。 - 使用 25 mL 移液管，将细菌沉淀轻轻重悬于 25 mL 含 10% 甘油的适当液体培养基中（Fn：添加 0.1% L-盐酸半胱氨酸一水合物的 TSB）。
- 使用 1 mL 移液器将重悬的菌液分装至小瓶中，每份 500 µL，置于干冰/乙醇浴中速冻，随后于 -80 °C 保存。
- 为测定冷冻菌液小瓶的滴度，取出两个存于 -80 °C 的冷冻小瓶，在冰上解冻，用磷酸盐缓冲液（PBS）进行系列稀释，随后涂布于适当的培养基平板上（Fn：含 0.1% L-盐酸半胱氨酸一水合物的 TSA）。平板在 37 °C 培养 24–48 小时，计数菌落形成单位（CFU），以计算冷冻菌液小瓶中的细菌数量（取两个小瓶的平均值）。
- 通过在冰上解冻一个冷冻小瓶来制备细菌接种物，然后用 PBS 稀释菌液至终浓度为 107 CFU/100 µL。接种物的浓度应确保 100 µL 中含有目标 CFU 数量（接种物中甘油的终浓度不得超过 3%，以避免大鼠窒息）。存于 -80 °C 的冷冻菌液小瓶在制备后六个月内均可使用。
- 将 F. tularensis 菌株在适当的琼脂平板上于 37 °C 过夜培养。使用无菌接种环从琼脂平板上刮取约 100 µL 的细菌菌苔，接种至含有 250 mL 适当液体培养基的 500 mL 锥形瓶中（对于 Fn：添加 0.1% L-盐酸半胱氨酸一水合物的胰蛋白胨大豆肉汤（TSB）），并在 37 °C 摇床中过夜培养。
2. 大鼠麻醉
- 将麻醉室连接至功能正常的麻醉机异氟烷挥发罐。
- 将麻醉室上的废气清除管连接至废气清除系统。
- 打开麻醉机的氧气流量至 4 L/min。
- 将异氟烷挥发罐浓度设定为 5%。
- 将大鼠放入麻醉室。
注意：我们通常使用 8–10 周龄（130–180 g）的大鼠；由于幼龄大鼠口腔腔隙较小，采用此技术接种较为困难。 - 当麻醉诱导完成后，以 5% 异氟烷、2 L/min 氧气维持麻醉效果。此过程约需 3–10 分钟。
- 通过呼吸和心率的质量与频率，以及对反射刺激（如足趾夹捏试验）的反应来判断麻醉深度。理想的麻醉深度表现为每次呼吸间隔 1–1.5 秒。
3. 气管内接种
- 将大鼠从麻醉室中取出，仰卧位放置于啮齿类动物插管架上。将大鼠的门齿固定在固定夹上，以保持其位置稳定。
注意：如果大鼠在操作过程中开始苏醒，可将导管取出，并将大鼠放回麻醉室，以达到更深的麻醉状态。 - 使用惯用手，用宽头敷料镊子将舌头移向与支撑手相同的一侧。
- 用支撑手固定舌头，并使用喉镜将其压向大鼠下颌，以观察动物的气管和食管。气管会随着大鼠呼吸而开合。
- 将步骤1.1中准备好的带有20号钝头针的导管插入气管。由于导管与气管软骨摩擦，插入时可能会有轻微阻力，且进入气管的过程可能呈"颠簸"状。由于湿润或呼吸较浅，会厌可能覆盖气管，从而阻碍气管的观察。轻轻触碰会厌软骨边缘可使软骨瓣打开，暴露气管。
- 在确保导管仍保留在气管内的前提下，将钝头针从导管中取出。
- 等待数秒，使大鼠能够通过插入气管的导管进行呼吸。
- 将气管指示器牢固地安装在导管开口上。气溶胶屏障的移动表明导管已正确插入气管。
- 确保大鼠平躺在插管架上，其胸部朝向与插管架平面垂直。
- 取下气管指示器，使用200 µL移液器吸头，将100 µL（含107 CFU）的F. tularensis接种物注入导管，吸头应紧贴导管开口。
- 连接一支装有空气的1 mL滑动接头结核菌素注射器，注入300 µL空气，以确保接种物进入大鼠肺部。
- 将导管从气管中取出，并将大鼠从手术平台移开。
- 让大鼠苏醒并放回笼中。确保其呼吸已恢复正常。
- 按照步骤1.3.5所述方法测定F. tularensis接种物中的CFU，以确认实际递送至气管的CFU数量。
- 对未接种疫苗（ naïve ）的动物重复步骤3.1–3.9，用100 µL PBS代替接种物。
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结果
通过酶联免疫吸附试验（ELISA）检测大鼠经气管接种F. tularensis后的体液免疫反应，该方法针对紫外线灭活的细菌，如先前所述11。在气管接种减毒Fn菌株（接种量为107 CFU）后第14天和第28天，评估Fischer 344大鼠对灭活全菌的总免疫球蛋白G（IgG）反应（图1）。对照疫苗组大鼠经气管给予PBS。与未免疫的对照组动物相比，接种后抗Fn血清抗体滴度升高表明气管疫苗接种有效。血清反应性较低可能提示气管给药位置不正确。
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讨论
Fischer 344 大鼠正成为土拉弗朗西斯菌疫苗研发的重要模型3。通过肺部途径接触F. tularensis对于验证疫苗对武器化形式F. tularensis的保护效果至关重要，因为这些形式通常以气溶胶方式传播。对大鼠进行气管内接种可使大鼠肺部直接暴露于F. tularensis，而无需使用大型、昂贵且复杂的气溶胶发生设备。所有使用F. tularensis管制病原体的实验还需在生物安全三级（BSL3）条件下进行，而此类设施通常空间极为受限。因此，该技术可最大限度减少需安置于该工作环境中的额外设备数量。
由于使用的是用于视频拍摄的 F. tularensis Fn 菌株，所有操作均在 BSL2 生物安全条件下进行。将该技术应用于 BSL3 环境时，所有操作必须在生物安全柜内进行，并由穿戴生物安全防护装备（包括全头罩、动力送风过滤式呼吸器（PAPR）、带头罩的防护连体服、双层手套和鞋套）的人员执行；这些防护措施会降低操作者的活动性、灵活性和视野...
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披露
作者无任何利益冲突需要披露
致谢
本研究由国防威胁降低局（DTRA）合同号 HDTRA1-14-C-0116 以及感染基因组学卓越中心（美国国防部编号 W911NF-11-1-0136）资助。
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材料
| 姓名 | 公司 | 目录编号 | 评论 |
|---|---|---|---|
| GreenLine 光纤喉镜片 0 号 | Carefusion | 5-5231-00 | Macintosh 美式轮廓 |
| GreenLight 系统喉镜手柄 | Carefusion | 4559GSP | |
| Exel International Safelet 静脉导管 | EXEL INTERNATIONAL | 26743 | |
| 无菌滑动接头注射器 1 mL | BD | 309659 | |
| 宽头敷料镊（拇指镊） | Thermo Scientific | 76-302 | |
| 200 μL 隔离吸头 | GeneseeScientific | 24-142 | |
| 1,000 μL 移液器吸头 | Olympus Plastics | 24-173 | |
| Dremel 3000-2/28 旋转工具套装 | Dremel | 3000228 | |
| 啮齿类动物插管支架 | Braintree Scientific | RIS 200 | |
| 异氟烷 | Butler Schein | NDC 11695-6776-2 | |
| 啮齿类动物麻醉机 | Surgivet | VTC302 Classic T3 | |
| 啮齿类动物麻醉舱 | Braintree Scientific | AB 1 |
参考文献
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