方法文章

小鼠胚胎干细胞向皮质 Interneuron 前体细胞的分化

DOI：

10.3791/56358

⸱

2017年12月3日

 , 
1Neuroscience Graduate Group, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania, 2Department of Psychiatry, Children's Hospital of Philadelphia, University of Pennsylvania School of Medicine

本文内容

摘要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本议定书描述了一种方法, 产生皮层 interneuron 祖细胞和后有丝分裂 interneuron 前体从小鼠胚胎干细胞使用改良的胚体-单层法。这些祖/前体可用于体外或荧光分类和移植到新生儿大脑皮层研究命运确定, 或用于治疗应用。

摘要

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

gaba 皮质神经元是一种异构的细胞群体, 在调节兴奋性锥体神经元的输出以及同步锥体神经元集合的输出方面起着关键作用。interneuron 功能的缺陷已经牵连到各种神经精神疾病, 包括精神分裂症, 自闭症和癫痫。从胚胎干细胞衍生的皮质神经元不仅允许研究其发展和功能, 但提供了深入的分子机制的基础上, 皮层 interneuron 相关疾病的发病机理。神经元也有非凡的能力, 生存, 迁移, 并集成到宿主皮质电路后移植, 使他们成为理想的候选细胞的治疗方法。在这里, 我们提出了一个可伸缩, 高效, 改良的胚体的单层方法, 以 Nkx2.1 表达 interneuron 祖细胞和他们的后代从小鼠胚胎干细胞 (mESCs)。使用 Nkx2.1:: mCherry: Lhx6:: GFP 双报告制线、Nkx2.1 祖细胞或其 Lhx6-expressing 后有丝分裂后代, 可通过荧光活化单元分类 (资产管制系统) 隔离, 随后用于许多下游应用。我们还为发育 (PV) 或生长抑素 (SST) interneuron 亚群提供了丰富的方法, 这可能有助于研究命运的确定, 或用于治疗应用, 将受益于 interneuron 亚组丰富移植.

引言

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

在两个小鼠和人类中, 大约一半的皮质抑制神经元 (CIns) 起源于一个短暂的皮层下结构, 称为内侧节隆起 (MGE), 上皮祖和其他神经元和神经胶质子组表示转录因子 Nkx2.11,2。通过相交形态学、神经、电生理学和连通性特征3,4来定义这些子类型。MGE 衍生的 CIns 可以分为大多数非重叠子群的基础上, 其表达的 PV 或 SST, 其表达与特定的电生理和连接倾向5。神经元, 特别是 PV 亚群的功能障碍, 已牵连多神经精神疾病和疾病6,7。该方法的总目标是产生干细胞衍生的有丝分裂祖细胞和迁移前体, 丰富的 PV 或 SST 的命运, 研究皮质 interneuron 生物学和用于细胞基础治疗。

我们已经开发了一个可伸缩的, 高效的方法来推导 Nkx2.1 表达 interneuron 祖及其后代从 mESCs。使用 Nkx2.1:: mCherry: Lhx6:: GFP 双报告制线8, Nkx2.1 祖细胞或其 Lhx6-expressing 后有丝分裂后代可通过外地资产管制系统隔离, 随后用于若干下游应用。通过操纵一些信号通路、培养时间和神经再生模式, 我们可以获得数百万个荧光标记的 interneuron 前体, 适合于下游应用的宿主。

虽然存在一些其他方法来生成 MGE 样的祖 mESCs9,10,11,12,13,14, 我们的方法, 这依赖于 Wnt拮抗剂 XAV-939, 是特别有效的产生 Foxg1/Nkx2.1 co 表达 telencephalic 祖细胞。此外, 通过我们的双报告系统选择 interneuron 祖细胞或其后有丝分裂 Lhx6-expressing 后代的能力, 极大地提高了产生不同祖和后代的能力。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

方案

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

注: 本协议中描述的双记者制线可根据要求提供 (sande@mail.med.upenn.edu sande@mail 大学)。

1. 媒体准备

注意: 在细胞培养使用前, 请将所有介质预热到37° c。

  1. 小鼠胚胎成纤维细胞 (MEF) 培养基 (准备500毫升)
    1. 添加50毫升胎牛血清 (FBS) 到449毫升 Dulbecco 氏改良鹰的培养基 (DMEM), 并通过500毫升0.22 µm 孔过滤器过滤器。
    2. 在过滤后加入1毫升抗菌剂 (50 毫克/毫升)。存储在4° c 1 月或分的媒体和存储在≤-20 ° c。
  2. N2 介质 (用于准备500毫升)
    1. 添加5毫升 l-丙氨酸-l-谷氨酰胺 (100x) 和500µL 2-基 (55 mM) 至489.5 毫升 DMEM: 营养混合物 F-12 (DMEM/F-12), 并通过500毫升0.22 µm 孔过滤器过滤器。
    2. 在过滤后加入1毫升抗菌剂 (50 毫克/毫升) 和5毫升 N2 补充物。将介质存储在4° c 的黑暗中长达1月。
  3. 无血清生长培养基 (KSR) (用于制备500毫升)
    1. 添加75毫升无血清培养基补充剂, 5 毫升 l-谷氨酰胺 (100x), 5 毫升记忆非必需氨基酸 (NEAA) (100x), 和500µL 2-基 (55 毫米) 到413.5 毫升非谷氨酰胺含有 DMEM, 并通过500毫升0.22 µm 孔过滤器单位过滤。
    2. 在过滤后加入1毫升抗菌剂 (50 毫克/毫升)。将介质存储在4° c, 最多可达1月。
  4. 小鼠胚胎干细胞培养基 (用于制备500毫升)
    1. 添加75毫升干细胞级 FBS, 5 毫升记忆 NEAA (100x), 5 毫升 l-谷氨酰胺 (100x), 500 µL 2-基 (55 毫米) 至413.5 毫升非谷氨酰胺含有 DMEM, 并通过500毫升0.22 µm 孔过滤器单位过滤。
    2. 在过滤后加入1毫升抗菌剂 (50 毫克/毫升)。存储在4° c 在黑暗中的媒体长达1月或分和存储在≤-20 ° c。

2. 培养 mESCs

  1. 分裂将 mef 介质中的不活泼的 mef 馈电单元放到组织培养处理的板上 3-4 x 104单元格/cm2。允许至少12小时, 让他们在37° c 与≥95% 相对湿度和 5% CO2前的细胞培养孵化器中沉淀 mESCs。如果不立即使用, 请每3天更换一次 MEF 介质。在电镀后7天内不使用 MEFs 处理。
  2. 在含有小鼠白血病抑制因子 (mLIF) (1000 U/毫升) 的制介质中添加 mESCs (密度范围从 1-4 x 104单元格/cm2) 到 MEF 板。孵育的细胞在37° c 与≥95% 相对湿度和 5% CO2。
  3. mESCs 使用胰蛋白酶-EDTA (0.05% 胰蛋白酶) (1:5-1:10) 一旦菜变成 ~ 70-80% 汇合或如果殖民地开始接触。这通常发生每2天, 但可能需要多达4或5天取决于初始电镀密度。
  4. 保持 mESCs 在制介质中的 MEF 馈线层上保持多。
  5. 在开始分化前, 将细胞至少一次涂在明胶涂层板上, 而不 MEFs 稀释 MEFs。
    1. 在磷酸盐缓冲盐水 (PBS) 中加入0.1% 明胶, 用钙2 +/毫克2 +对组织培养处理皿, 在37° c 下至少1小时, 制备明胶涂层板. 板 1.5-2 x 106 cells/10 cm 板 (2.7-3.6 x 104单元格/cm2), 并允许单元格在开始分化前2天展开。

3. 区分 mESCs 向 MGE 样 Telencephalic 祖

  1. 分化日 (DD) 0 = "浮细胞"
    1. mESCs 在明胶涂层板上生长2天后, 在没有 Ca2 +/Mg2 +的情况下, 用 PBS 吸吸介质并冲洗一次细胞。添加足够的胰蛋白酶-edta (0.05% 胰蛋白酶) 覆盖板的表面 (通常4毫升胰蛋白酶-edta 为一个 10 cm 组织培养皿), 并把细胞回到孵化器在37° c 与≥相对湿度和 5% CO2 4 分钟。
    2. 4分钟后, 用2倍于制介质的体积来淬火胰蛋白酶-EDTA。将电池转移到适当大小的离心管上, 并将细胞在 200 x g 处离心5分钟。5分钟后, 取出导管, 吸出介质而不干扰颗粒。重1毫升 KSR:N2 介质 (1:1) 中含有 BMP 抑制剂 LDN-193189 (250 nM) 和 Wnt 抑制剂 XAV-939 (10 µM) 的颗粒。
    3. 使用例或自动电池计数器测量细胞浓度。在非附着的组织培养皿中, 在含有 LDN-193189 (250 nM) 和 XAV-939 (10 µM) 的 KSR:N2 培养基 (1:1) 中加入7.5万细胞/毫升, 以作为胚状体 (EBs) 开始生长细胞。孵育的细胞在37° c 与≥95% 相对湿度和 5% CO2。
  2. 在 DD1, 用多聚 l-赖氨酸 (10 µg/毫升) 在 PBS 中处理的细胞 "着陆", 在37° c (2 +/毫克2 +) 上过夜 (O/N), 以≥95% 相对湿度或至少 1 h。
  3. 在 DD2 上, 吸出多聚 l-赖氨酸, 并在 PBS 中涂上层粘连蛋白 (10 µg/毫升, Ca2 +/毫克2 +) O/N 在37° c 时具有≥95% 相对湿度。
    注意: 虽然 O/N 是最优的, 但仅有2小时就足够了。如果第二天没有使用板, 抽吸层粘连蛋白, 在没有 Ca2 +/Mg2 +的情况下更换 PBS, 并在4° c 存储2周。
  4. DD3 ("土地细胞")
    1. 在开始 EB 离解之前, 吸取层粘连蛋白, 并让板块完全干燥在一个组织培养罩。不要使用看起来有光泽或明显潮湿的盘子。将 ebs 与介质传输到15毫升的管中, 并将其离心3-4 分钟, 在 15 x g 或 ebs 有颗粒状。
  5. 吸气培养基, 并加入3毫升的细胞剥离液含有 dnasei (2 U/毫升) 和孵化在37° c 与≥95% 相对湿度和 5% CO2为15分钟. 轻轻地弹管每3分钟, 以协助 EB 离解。
  6. 一旦 EBs 不再可见或15分钟已经过去了, 添加6毫升 KSR:N2 (1:1) 包含 dnasei (1 U/毫升) 和离心机为5分钟 200 x g。
  7. 将 KSR:N2 (1:1) 中含有 LDN-193189 (250 nM)、XAV-939 (10 µM) 和岩石抑制剂 Y-27632 (10 µM) 的细胞在 4.5-5 x 104单元格/cm2中板化。

4. SST 丰富的议定书: "DD12 GFP 高声波刺猬 (嘘)" (继续从步骤 3.7)

  1. 在 DD5 上, 改变媒体与 KSR:N2 (1:1) 包含 FGF-2 (10 ng/毫升), IGF-1 (20 ng/毫升), 和 SSH (50 ng/毫升)。
  2. 使用步骤 3.2-3.3 中概述的说明, 准备8天 (步骤 4.4) 重新电镀组织培养皿。
  3. 在 DD7 上, 改变媒体与 KSR:N2 (1:1) 含有 FGF-2 (10 ng/毫升), IGF-1 (20 ng/毫升), 和嘘 (50 ng/毫升)。
  4. 在 DD8 上, 重新板细胞。
    注意: 虽然这一步是不必要的, 重新电镀的细胞可以减少早期区分, 不需要的细胞类型。再电镀也会分解细胞的球, 使得下游的免疫组化分析变得困难, 并在以后的时间点提高了外地资产管制中心的效率。
    1. 重新板细胞, 分离细胞从板与胰蛋白酶-EDTA (0.05% 胰蛋白酶) 为 5 min 在37° c 以≥相对湿度和 5% CO2。用2倍于 KSR:N2 的体积将胰蛋白酶-EDTA 淬火, 并在 200 x g 上离心5分钟. 通过40µm 滤筒过滤细胞, 去除任何块状。在含有 FGF-2 (10 ng/毫升)、IGF-1 (20 ng/毫升) 和 Y-27632 (10 µM) 和嘘 (50 ng/毫升) 的 N2/KSR (1:1) 中重新将细胞在25万细胞/cm2 。
      注意: 如果相反, 决定不重新板块的细胞在 DD8, 改变媒体与 KSR:N2 包含嘘 (50 ng/毫升) 每2天从 DD7 到 DD12, 并继续添加 IGF-1 (20 ng/毫升) 和 FGF-2 (10 ng/毫升), 直到 DD9。
  5. 在 DD10 上, 改变媒体与 KSR:N2 包含嘘 (50 ng/毫升)。
  6. 在 DD12 上, 要获得富含 SST 亚型的细胞, 请使用外地资产管制室来隔离 Lhx6::GFP-only 表达细胞。
    1. 要分离细胞, 使用非胰蛋白酶含有细胞离解试剂, 而不是胰蛋白酶-EDTA。使用 PBS 清洗细胞一次, 不需要 Ca2 +/Mg2 +。在细胞中加入含有 dnasei (2 U/毫升) 的前温热的非胰蛋白酶含有细胞离解试剂。将它们放在37° c 的恒温箱中, ≥相对湿度和 5% CO2用于10-30 分钟或直到细胞分离。每隔5分钟轻轻拍打盘子, 以助解离。
      注: 对于 DD11-12 文化, 只有10-15 分钟可能是必要的。对于 DD15-16 文化, 30 分钟或以上可能需要完全离解。
    2. 一旦细胞完全解除了板块, 继续使用标准的协议或使用其他下游分析中的单元格隔离。

5. 光伏富集协议: "DD11/DD17 mCherry + aPKCi" (从步骤3.7 延续)

  1. 在 DD5 上, 改变 KSR:N2 (1:1) 含有 FGF-2 (10 ng/毫升) 和 IGF-1 (20 ng/毫升) 的介质。
  2. 使用步骤 3.2-3.3 中概述的说明, 准备 DD8 (步骤 4.4) 的组织培养板进行重新电镀。
  3. 在 DD7 上, 改变 KSR:N2 (1:1) 含有 FGF-2 (10 ng/毫升) 和 IGF-1 (20 ng/毫升) 的介质。
  4. 在 DD8 上, 将步骤4.4 中所述的单元格重新装入, 但有以下例外情况: 当重新电镀细胞时, 用快速激动剂 (凹陷; 30 nM) 和添加不典型 PKC 抑制剂 (aPKCi; 2 µM) 来代替嘘。两者合计, 再电镀介质现在 N2/KSR (1:1) 含有 FGF-2 (10 ng/毫升), IGF-1 (20 ng/毫升), Y-27632 (10 µM), 凹陷 (30 nM), 和 aPKCi (2 µM)。
  5. 在 DD10 上, 用含有 aPKCi (2 µM) 的 KSR:N2 改变介质。
  6. DD11
    注: 在这一点上, Nkx2.1:: mCherry + 细胞富集成为光伏 CIns。
    1. 使用步骤4.6 中概述的相同协议将单元格从盘中分离出来。如果作出决定收集 Nkx2.1:: mCherry + 细胞在以后的分化日, 无视这一步。
  7. 在 DD12 上, 用含有 aPKCi (2 µM) 的 KSR:N2 改变介质。在 DD14 上, 用含有 aPKCi (2 µM) 的 KSR:N2 改变介质。在 DD16 上, 用含有 aPKCi (2 µM) 的 KSR:N2 改变介质。在 DD17 上, 收集 Nkx2.1:: mCherry + 使用步骤4.6 中概述的相同协议的单元格。

6. 光伏富集协议: "DD17 mCherry 低嘘" (从步骤3.7 延续)

  1. 在 DD5 上, 改变 KSR:N2 (1:1) 含有 FGF-2 (10 ng/毫升) 和 IGF-1 (20 ng/毫升) 的介质。在 DD7 上, 改变 KSR:N2 (1:1) 含有 FGF-2 (10 ng/毫升) 和 IGF-1 (20 ng/毫升) 的介质。
  2. 在 DD9 上, 使用 KSR:N2 (1:1) 更改介质。从这一点开始, 不需要额外的增长因素。
    1. 继续每2天更改一次媒体, 直到在 DD17 上捕获细胞。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

结果

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

本文所描述的协议是我们已发布协议的修改版本15,16,17 , 并已针对我们的 Nkx2.1 进行了优化:: mCherry: Lhx6:: GFP 双报告制线。通过添加 Wnt 抑制剂 XAV-939 从 DD0-5, 结合重新电镀在 DD8, 我们实现了鲁棒 Nkx2.1 诱导, 其中50% 以上的 DAPI + 核在文化中也 Nkx2.1 表达 (图 1A, B)。免疫组化为 mCherry 和 GFP 的记者显示清晰的表达在区域内的 Nkx2.1 阳性反应 (图 1A)。使用本机记者的活细胞的资产管制署表明, 四的细胞群可以清楚地隔离: (1) gfp/mCherry 双阴性细胞, (2) mCherry 只表达细胞, (3) ...

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

讨论

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

虽然这种方法是非常有效的模式 J1-derived mESCs (SCRC-1010), 我们已经经历了可变的成功与其他制线和克隆分离株。例如, Foxg1::venus mESCs (EB3-derived;Danjo et al.13) 对此协议的响应很差, DD12 的 Foxg1 归纳通常按1-2% 的顺序进行。出于我们不完全理解的原因, 另一个 Nkx2.1:: mCherry: Lhx6:: GFP 双报告克隆 (称为 JQ59), 同时被隔离为该协议中描述的线 (称为 JQ27), 生长时产生少于 1% Nkx2.1 表达的细胞在相同的条件下。父行 (J1;但是, ATCC SCRC-1010) 对该协议的响应很好, 并且在 DD12 上生成的 Nkx2.1 表达式单元格的百分比与图 1B中显示的相同。如有必要, 可对 XAV-939 和嘘/凹陷的浓度进行调整, 以逐行地优化差异条件。然而, 我们的经验使用这个协议来区分其他制线到 MGE 象祖是有限的。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

披露

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

作者没有什么可透露的。

致谢

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

我们感谢 Nkx2.1 的发展:: mCherry: Lhx6: GFP 双重记者制线以及詹妮弗. 泰森、Maroof 和蒂姆. 彼得罗斯米为帮助开发这一协议而进行的早期工作。我们还感谢印章流式细胞仪的核心技术援助。这项工作得到了 NIH R01 MH066912 (SA) 和 F30 MH105045-02 (DT) 的支持。

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
瓶口真空过滤系统康宁CLS430769
带细胞过滤器卡口盖的试管ThermoFisher康宁 352235
小鼠胚胎成纤维细胞 （CF-1 MEF， IRR 7M）MTI-GlobalstemGSC-6101G1 小瓶 7M MEF 足以用于四个 10 cm TC 板。参考资料： 29，35
>FBS亚特兰大生物制剂S11150H
PrimocinInvivogenAnt-pm-2也称为抗菌剂。不要使用基础介质过滤 - 过滤后添加。参考资料： 9，11，36，37
N2 supplement-BStemcell Technologies7156不要使用基础介质过滤 -- add过滤后
谷氨酰胺 （100x）ThermoFisher35050061也称为 L-丙氨酸-L-谷氨酰胺。参考资料： 9，11，38，39
KnockOut 血清替代物 （KSR）ThermoFisher10828028也称为无血清培养基补充剂。参考资料： 9，11
L-谷氨酰胺 （100x）ThermoFisher25030081
MEM-NEAA （100x）ThermoFisher11140050
2-巯基乙醇ThermoFisher21985023
KnockOut DMEMThermoFisher10829018也称为不含谷氨酰胺的 DMEM。参考资料：9，11
Hyclone FBSVWR82013-578也称为干细胞级 FBS。参考资料： 9，11
组织培养处理皿 （10cm）BD Falcon353003
非粘附无菌培养皿 （10cm）VWR25384-342
白血病抑制因子 （mLIF）ChemiconESG1107参考资料：9，11
DMEM/F12ThermoFisher11330032
0.1%明胶溶液ATCCATCC PCS-999-027
层粘连蛋白SigmaL2020
聚-L-赖氨酸SigmaP6282
胰蛋白酶-EDTA （0.05%）ThermoFisher25300054
AccutaseThermoFisherA1110501也称为不含胰蛋白酶的细胞解离试剂。参考资料： 9，11
RQ1 不含 RNase 的 DNasePromegaM610A
LDN-193189Stemgent04-0074重悬于 DMSO 中并在 -80'C 下以一次性等分试样储存
XAV939Stemgent04-0046重悬于 DMSO 中，并在 -80'C 下以一次性等分试样储存
rhFGF-2R&D Systems233-FB重悬于含 0.1% BSA 的 PBS 中，并在 -80'C 下以一次性使用等分试样
rhIGF-2R& 储存D Systems291-G1重悬于含 0.1% BSA 的 PBS 中，并在 -80'C 下以一次性等分试样储存
ROCK 抑制剂 （Y-27632）Tocris1254重悬于 DMSO 中，并在 -80'C 下以一次性等分试样储存
平滑激动剂 （SAG）Millipore566660-1MG重悬于 H20 中，并在 -80'C 下以一次性等分试样储存
rm Sonic Hedgehog/SHHR&D 系统464-SH-025重悬于含 0.1% BSA 的 PBS 中，并在 -80'C 下以一次性使用等分试样
PKC&zeta 储存;假底物抑制剂、肉豆蔻酰化EMD Millipore539624重悬于 H20 中，并在 -80'C 下以一次性等分试样储存

参考文献

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Jones, E. G. The origins of cortical interneurons: mouse versus monkey and human. Cereb Cortex. 19, 1953-1956 (2009).
  2. Wonders, C. P., Anderson, S. A. The origin and specification of cortical interneurons. Nature reviews. Neuroscience. 7 (6), 687-696 (2006).
  3. Ascoli, G. A., et al. Petilla terminology: nomenclature of features of GABAergic interneurons of the cerebral cortex. Nature reviews. Neuroscience. 9, 557-568 (2008).
  4. DeFelipe, J., et al. New insights into the classification and nomenclature of cortical GABAergic interneurons. Nature reviews. Neuroscience. 14, 202-216 (2013).
  5. Xu, X., Roby, K. D., Callaway, E. M. Immunochemical characterization of inhibitory mouse cortical neurons: three chemically distinct classes of inhibitory cells. J Comp Neurol. 518, 389-404 (2010).
  6. Inan, M., Petros, T. J., Anderson, S. A. Losing your inhibition: Linking cortical GABAergic interneurons to schizophrenia. Neurobiol Dis. 53, 36-48 (2013).
  7. Benes, F. M., Berretta, S. GABAergic interneurons: implications for understanding schizophrenia and bipolar disorder. Neuropsychopharmacology. 25, 1-27 (2001).
  8. Tyson, J. A., Goldberg, E. M., Maroof, A. M., Petros, T. P., Anderson, S. A. Duration of culture and Sonic Hedgehog signaling differentially specify PV versus SST cortical interneuron fates from embryonic stem cells. Development. 142, 1267-1278 (2015).
  9. Au, E., et al. A modular gain-of-function approach to generate cortical interneuron subtypes from ES cells. Neuron. 80, 1145-1158 (2013).
  10. Petros, T. J., Maurer, C. W., Anderson, S. A. Enhanced derivation of mouse ESC-derived cortical interneurons by expression of Nkx2.1. Stem Cell Res. 11, 647-656 (2013).
  11. Cambray, S., et al. Activin induces cortical interneuron identity and differentiation in embryonic stem cell-derived telencephalic neural precursors. Nat Commun. 3, 841(2012).
  12. Chen, Y. J., et al. Use of "MGE Enhancers" for Labeling and Selection of Embryonic Stem Cell-Derived Medial Ganglionic Eminence (MGE) Progenitors and Neurons. PloS one. 8, e61956(2013).
  13. Danjo, T., et al. Subregional specification of embryonic stem cell-derived ventral telencephalic tissues by timed and combinatory treatment with extrinsic signals. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 1919-1933 (2011).
  14. Watanabe, K., et al. Directed differentiation of telencephalic precursors from embryonic stem cells. Nat Neurosci. 8, 288-296 (2005).
  15. Tyson, J. A., et al. Duration of culture and sonic hedgehog signaling differentially specify PV versus SST cortical interneuron fates from embryonic stem cells. Development. 142, 1267-1278 (2015).
  16. Maroof, A. M., et al. Directed differentiation and functional maturation of cortical interneurons from human embryonic stem cells. Cell Stem Cell. 12, 559-572 (2013).
  17. Tischfield, D. J., Kim, J., Anderson, S. A. Atypical PKC and Notch Inhibition Differentially Modulate Cortical Interneuron Subclass Fate from Embryonic Stem Cells. Stem Cell Reports. 8, 1135-1143 (2017).
  18. Liodis, P., et al. Lhx6 activity is required for the normal migration and specification of cortical interneuron subtypes. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 27, 3078-3089 (2007).
  19. Du, T., Xu, Q., Ocbina, P. J., Anderson, S. A. NKX2.1 specifies cortical interneuron fate by activating Lhx6. Development. 135, 1559-1567 (2008).
  20. Marin, O., Anderson, S. A., Rubenstein, J. L. Origin and molecular specification of striatal interneurons. Journal of Neuroscience. 20, 6063-6076 (2000).
  21. Xu, Q., Wonders, C. P., Anderson, S. A. Sonic hedgehog maintains the identity of cortical interneuron progenitors in the ventral telencephalon. Development. 132, 4987-4998 (2005).
  22. Glickstein, S. B., Alexander, S., Ross, M. E. Differences in cyclin D2 and D1 protein expression distinguish forebrain progenitor subsets. Cereb Cortex. 17, 632-642 (2007).
  23. Petros, T. J., Bultje, R. S., Ross, M. E., Fishell, G., Anderson, S. A. Apical versus Basal Neurogenesis Directs Cortical Interneuron Subclass Fate. Cell Rep. 13, 1090-1095 (2015).
  24. Xu, Q., Tam, M., Anderson, S. A. Fate mapping Nkx2.1-lineage cells in the mouse telencephalon. J Comp Neurol. 506, 16-29 (2008).
  25. Wonders, C. P., et al. A spatial bias for the origins of interneuron subgroups within the medial ganglionic eminence. Dev Biol. 314, 127-136 (2008).
  26. Inan, M., Welagen, J., Anderson, S. A. Spatial and temporal bias in the mitotic origins of somatostatin- and parvalbumin-expressing interneuron subgroups and the chandelier subtype in the medial ganglionic eminence. Cereb Cortex. 22, 820-827 (2012).
  27. Flames, N., et al. Delineation of multiple subpallial progenitor domains by the combinatorial expression of transcriptional codes. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 27, 9682-9695 (2007).
  28. Fogarty, M., et al. Spatial genetic patterning of the embryonic neuroepithelium generates GABAergic interneuron diversity in the adult cortex. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 27, 10935-10946 (2007).
  29. Eiraku, M., et al. Self-organized formation of polarized cortical tissues from ESCs and its active manipulation by extrinsic signals. Cell Stem Cell. 3, 519-532 (2008).
  30. Colasante, G., et al. Rapid Conversion of Fibroblasts into Functional Forebrain GABAergic Interneurons by Direct Genetic Reprogramming. Cell Stem Cell. 17, 719-734 (2015).
  31. Xu, Q., Cobos, I., De La Cruz, E., Rubenstein, J. L., Anderson, S. A. Origins of cortical interneuron subtypes. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 24, 2612-2622 (2004).
  32. Southwell, D. G., et al. Interneurons from embryonic development to cell-based therapy. Science. 344, 1240622(2014).
  33. Tyson, J. A., Anderson, S. A. GABAergic interneuron transplants to study development and treat disease. Trends Neurosci. 37, 169-177 (2014).
  34. Donegan, J. J., et al. Stem cell-derived interneuron transplants as a treatment for schizophrenia: preclinical validation in a rodent model. Mol Psychiatry. , (2016).
  35. Deglincerti, A., et al. Self-organization of human embryonic stem cells on micropatterns. Nat Protoc. 11, 2223-2232 (2016).
  36. Chambers, S. M., et al. Highly efficient neural conversion of human ES and iPS cells by dual inhibition of SMAD signaling. Nat Biotechnol. 27, 275-280 (2009).
  37. Wang, J., et al. Isolation and cultivation of naive-like human pluripotent stem cells based on HERVH expression. Nat Protoc. 11, 327-346 (2016).
  38. Zeltner, N., et al. Capturing the biology of disease severity in a PSC-based model of familial dysautonomia. Nat Med. 22, 1421-1427 (2016).
  39. Blahos, J., et al. A novel site on the Galpha -protein that recognizes heptahelical receptors. J Biol Chem. 276, 3262-3269 (2001).

访问受限。请登录或开始试用以查看此内容。

重印与许可

申请许可以重复使用本 JoVE 文章的文本或图表

申请许可

标签

Mouse Embryonic Stem CellsCortical Interneuron DifferentiationNkx2 1 ProgenitorsFluorescence Activated Cell SortingEmbryoid Body Monolayer MethodParvalbumin Interneuron EnrichmentSomatostatin Interneuron SubgroupsDual Reporter mESC LineCell Transplantation ProtocolNeural Fate Determination

相关文章